Formation de Biofilm oral sur différents matériaux pour Implants dentaires

Formation de biofilm buccal sur différents matériaux pour les implants dentaires. Les biofilms bactériens sont des communautés microbiennes complexes, organisées fonctionnellement et structurellement, caractérisées par une diversité d’espèces microbiennes qui synthétisent une matrice polymère extracellulaire et biologiquement active. Les implants dentaires et leurs composants prothétiques sont sujets à la colonisation bactérienne et à la formation de biofilms.

L’utilisation de matériaux dont la composition chimique et la topographie de surface offrent une faible adhérence microbienne peut réduire la prévalence et la progression des maladies péri-implantaires. Compte tenu de la complexité globale de l’environnement et de l’hétérogénéité du biofilm buccal, des techniques microscopiques permettant l’analyse structurelle du biofilm à partir des dents et des surfaces des matériaux dentaires sont nécessaires. Cet article décrit une série de protocoles mis en œuvre pour comparer la formation de biofilms buccaux sur différents matériaux pour les implants dentaires.

Les étapes impliquées dans l’utilisation de la formation du biofilm dans cette étude étaient les suivantes :Enregistrer l’arc maxillaire au moyen d’une empreinte d’alginate. Coulez l’empreinte d’alginate avec de la pierre de type IV pour fabriquer un modèle d’arcade maxillaire. Fabriquez des clips de rétention en fil microchrome et localisez-les sur le modèle.

Manipulez la résine acrylique autopolymérisable selon les instructions du fabricant et pressez la résine acrylique entre deux plaques de verre pendant la phase plastique pour obtenir une feuille de trois millimètres d’épaisseur. Posez la feuille acrylique sur la région palatine du modèle, selon la conception de l’appareil, et coupez l’excédent de résine acrylique avant la polymérisation. Fabriquez des disques de cire à l’aide d’une matrice de 10 millimètres de diamètre et de deux millimètres d’épaisseur.

Enfoncez quatre disques de cire dans la résine acrylique, deux d’entre eux entre les prémolaires et les deux autres à côté des deuxièmes molaires. Laissez la résine acrylique polymériser dans un pot sous pression sous 20 livres d’air comprimé pendant 20 minutes. Terminez le dispositif intra-oral à l’aide d’une pièce à main électrique et de points de fraisage et de polissage.

Polissez les surfaces de l’échantillon avec des papiers de verre refroidis à l’eau et dont l’abrasivité diminue. Nettoyez les échantillons avec un détergent liquide et de l’eau du robinet et un bain à ultrasons d’alcool isopropylique pendant 15 minutes. Ensuite, séchez avec du papier absorbant.

Fixez les échantillons dans le dispositif intra-oral avec un adhésif thermofusible non toxique. Installez l’appareil contenant les échantillons dans la cavité buccale. Le dispositif intra-oral contenant les échantillons doit être porté pendant 48 heures.

Préparez une solution de teinture en ajoutant trois microlitres de SYTO 9 et trois microlitres d’iodure de propidium à un millilitre d’eau distillée stérile. Transférez les échantillons dans une plaque à 24 puits et lavez-les soigneusement avec du PBS pour éliminer les cellules non adhérentes. Ajouter le volume approprié de solution de colorant fluorescent pour couvrir l’échantillon contenant le biofilm.

Ajoutez le colorant très soigneusement pour ne pas désorganiser le biofilm. Incuber l’échantillon pendant 20 à 30 minutes à température ambiante à l’abri de la lumière. Lavez délicatement l’échantillon de biofilm avec de l’eau distillée stérile pour éliminer l’excès de colorant.

Placez l’échantillon dans une boîte à fond de verre pour l’analyse du biofilm, à l’aide de la microscopie à balayage laser multiphotonique. La taille des images obtenues était de 5,16 x 5,16 mm, ce qui correspond à 26,64 millimètres carrés de la surface totale de chaque spécimen ou 33,94 % de la surface totale. Les images ont été analysées à l’aide d’un logiciel fidjien.

Chaque cellule a été sélectionnée à l’aide d’un outil de sélection et l’intensité de la fluorescence a été mesurée à travers la densité intégrée des pixels, en soustrayant l’arrière-plan de l’image. Sélectionnez trois échantillons de chaque matériau d’essai et évaluez la composition chimique de chaque échantillon dans deux zones différentes, à l’aide d’un microscope électronique à balayage couplé à un spectromètre à énergie dispersive. Fixer le biofilm en immergeant les échantillons dans 2,5 % de glutaraldéhyde dilué dans un tampon de cacodylate de sodium 0,1 M pendant 24 heures.

Laver dans un tampon PBS. Post-fixer avec du tétroxyde d’osmium à 1 % pendant une heure. Laver dans un tampon PBS.

Déshydratez soigneusement les échantillons de biofilm, en les maintenant immergés dans des concentrations croissantes de solutions d’éthanol. Transférez les échantillons dans le séchoir à point critique et effectuez plusieurs remplacements avec du dioxyde de carbone jusqu’à ce que les échantillons soient secs. Retirez les échantillons séchés de l’appareil et montez-les sur les supports de microscope électronique à balayage.

Dispersez une couche de 20 nanomètres de couche d’or sur les surfaces de l’échantillon pendant 120 secondes. La densité de colonisation du biofilm après 48 heures de croissance in situ a été représentée dans cette étude par la proportion de la zone colonisée par rapport aux disques de titane et de zircone par rapport à la surface totale scannée de l’échantillon à l’aide de la microscopie multiphotonique. La figure montre les bactéries qui ont adhéré aux surfaces des matériaux d’essai.

Une densité de biofilm plus élevée a été observée sur les surfaces des disques en titane coulés et usinés que sur les disques en zircone. Cette figure montre des bactéries vivantes et mortes adhérant à la surface des échantillons. Dans ce protocole, l’iodure de propidium teinté à l’acide nucléique ne pénètre que dans les bactéries dont la membrane est endommagée et émet donc un signal fluorescent rouge lié aux cellules mortes.

SYTO 9 pénètre dans les cellules bactériennes avec une membrane intacte ou compromise et émet un signal fluorescent vert à partir de micro-organismes vivants. La viabilité bactérienne cellulaire était similaire entre les matériaux d’essai, avec une prédominance de micro-organismes vivants dans tous les groupes. Des fissures, des rainures ou des défauts d’abrasion produits lors du processus de polissage et/ou d’usinage étaient présents à la surface des différents matériaux analysés.

Dans les disques de zircone, de grandes zones ont été observées avec l’absence de micro-organismes et la présence de petits agrégats microbiens polymorphes constitués principalement de cocci et de bacilles et de bactéries filamenteuses. La présence de cocci et de bacilles était dispersée sur les surfaces des disques en titane usinés. Des échantillons de titane coulé présentaient des colonies de micro-organismes impliqués dans une matrice ayant l’apparence d’un biofilm à la surface.

Moins de matériau matriciel a été observé à la surface des disques en zircone, par rapport aux disques en titane usinés et en titane coulé. L’analyse EDS a révélé dans les disques de zircone 70,83 % de zircone. Dans les disques en titane coulés, 95,16 % de titane et dans les disques en titane usinés, 89,86 % de titane.

Le protocole décrit dans cette étude a permis une conservation satisfaisante du biofilm de 48 heures, démontrant ainsi l’adéquation méthodologique. L’utilisation d’une source fluorée et le traitement des images par microscopie multiphotonique ont permis d’analyser l’intégrité bactérienne dans une population très hétérogène de micro-organismes provenant d’une zone représentative de cet échantillon avec des dommages cellulaires minimes. La préparation d’échantillons biologiques pour la microscopie électronique a favorisé la préservation structurelle du biofilm, ce qui a permis d’obtenir une image de bonne résolution et sans artefacts.

Cela a permis la visualisation et la caractérisation morphologique des micro-organismes collés.