Name: Formation de Biofilm oral sur différents matériaux pour Implants dentaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 19 s
Description: Découvrez la formation de biofilms oraux sur le titane et la zircone pour implants dentaires. Cette méthode utilise la microscopie avancée pour analyser la viabilité bactérienne et guider le choix des matériaux.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier José Augusto Maulin du laboratoire de microscopie multi-utilisateurs (école de médecine de Ribeirão Preto) pour son aide généreuse avec l’EDS et SEM analyses et Hermano Teixeira Machado pour son assistance technique généreuse dans l’édition vidéo.

Cette étude a été approuvée par la Commission institutionnelle de la faculté d’odontologie de Ribeirão Preto, et le participant volontaire signé le consentement écrit (processus 2011.1.371.583).
1. Biofilm Formation in Situ
<ol><li>
Sélection des participants
	<ol>
<li>Sélectionner les patients selon les critères d’inclusion suivants : un individu sain avec une dentition complète et aucun signe clinique de maladies buccodentaires.</li>
		<li>Exclure les patients selon les critères d’exclusion suivants : grossesse, allaitement, carie dentaire, une maladie parodontale ou antibiothérapie dans les 3 derniers mois, fumeur ou n’importe quelle maladie systémique qui pourrait influer sur l’État parodontal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Préparation du dispositif intra-oral
	<ol>
<li>Enregistrer l’arcade maxillaire au moyen d’une impression d’alginate.</li>
		<li>Préparer, Pierre IV type en ajoutant 19 mL d’eau pour 100 g de poudre de pierre. Versez la pierre dans le moule de l’alginate pour faire un modèle du maxillaire.</li>
		<li>Concevoir et fabriquer un appareil intra-oral acrylique pour prendre en charge les éprouvettes (disques en céramique et titane).<ol>
<li>Fabriquer des fermoirs rétentives du fil NiCr (0,7 mm de diamètre) à l’aide de pinces orthodontiques #139 et positionnez-les sur le modèle. Pour positionner la pince entre les prémolaires supérieures, pliez une extrémité de chaque fil pour qu’ils forment une boucle.<ol>
<li>Adapter la boucle dans la région de la papille interdentaire. Dans l’occlusion, insérez une courbure douce pour ne pas interférer avec les points de contact et l’occlusion. Faire un 90° Pliez à l’extrémité de la pince pour une conservation à l’acrylique.</li>
				<li>Pour fixer la pince dans la deuxième molaire supérieure, adapter la courbure du fil dans le troisième col de l’utérus (vestibulaire) de contour de la dent (distale) et de faire un 90° Pliez à l’extrémité de la pince pour une conservation à l’acrylique. NOTE : Afin d’assurer une rétention/stabilité suffisante à l’appareil intra-oral, les fermoirs de rétention ont été placés entre les prémolaires supérieures et aspect distal de la deuxième molaire des deux côtés de l’arcade dentaire.</li>
			</ol>
</li>
			<li>Manipuler l’acrylique autopolymérisable selon les instructions du fabricant, puis appuyez sur la résine acrylique entre 2 plaques de verre (avec une entretoise épaisse de 3 mm interposé) au cours de la phase plastique, faire une feuille épaisse de 3 mm.</li>
			<li>Posez la feuille d’acrylique sur la région palatine du modèle, selon la conception de l’appareil et couper l’excédent acrylique avec un sculpteur, avant la polymérisation.</li>
			<li>Fabriquer des disques de cire en utilisant une matrice métallique [10 mm de diamètre, 2 mm d’épaisseur (superficie de 78,5 mm2)] en plaçant de cire fondue dans la matrice et attendez que la cire se pour solidifier. Manuellement intégrer 4 disques de cire dans la résine acrylique, 2 d'entre eux entre les prémolaires et les 2 autres à côté les deuxièmes molaires.</li>
			<li>Laissez la résine acrylique se polymérisent dans une cocotte sous pression, moins de 20 lb/po2 d’air comprimé pendant 20 min.</li>
			<li>Terminer l’installation intraorale un laboratoire dentaire électrique pièce à main et coupe- et polir avec des abrasifs en caoutchouc.</li>
			<li>Ajuster l’appareil pour une installation parfaite dans la bouche à l’aide de l’équipement décrit ci-dessus.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Préparation d’échantillons pour le titane et la zircone Remarque : Les échantillons (n = 14) sont de 10 mm de diamètre et 2 mm d’épaisseur et avoir une surface de 78,5 mm2.<ol>
<li>Polir les surfaces des spécimens avec refroidi à l’eau papiers sablés décroissant d’abrasivité (600, 1200 et 2000 grit), pendant environ 20 min. Remarque : Le polissage des spécimens a été réalisé afin de normaliser la rugosité de surface à 0,2 µm.</li>
		<li>Nettoyer et désinfecter les spécimens et dispositif intra-oral avec un détergent liquide et de l’eau du robinet et ensuite utiliser un bain à ultrasons d’alcool isopropylique pour 15 min. sécher avec des serviettes en papier absorbant.</li>
		<li>Difficulté les spécimens dans le dispositif oral intrabuccal environ 0,1 ml d’adhésif thermofusible non toxiques (Figure 1).</li>
		<li>Installer le périphérique contenant les échantillons dans la cavité buccale. Remarque : L’appareil intra-oral contenant les échantillons doit être porté pendant 48 h. L’appareil a été retiré et rangé dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), alors que le patient était manger et effectuer un nettoyage par voie orale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. évaluation de la viabilité bactérienne
Remarque : L’échantillon taille n = 10.
<ol><li>Préparer une solution de teinture en ajoutant 3 µL de SYTO9 (vert colorant fluorescent des acides nucléiques) et 3 µL de l’iodure de propidium (colorant rouge fluorescent d’acide nucléique) à 1 mL de stérile de l’eau distillée. NOTE : Préparer des solutions abrie de la lumière.</li>
	<li>Transférer les échantillons à une plaque 24 puits et laver soigneusement avec du PBS pour enlever toutes les cellules non adhérentes.</li>
	<li>Ajouter le volume approprié (1 mL) de solution de colorant fluorescent pour couvrir l’échantillon contenant du biofilm. Ajouter le colorant très soigneusement pour ne pas désorganiser le biofilm.</li>
	<li>Incuber le spécimen pendant 20-30 min à température ambiante, abrie de la lumière.</li>
	<li>Laver délicatement l’échantillon de biofilm avec de l’eau distillée stérile pour enlever n’importe quel colorant excédentaire.</li>
	<li>Placer l’échantillon dans un plat en verre bas et effectuez laser multiphotonique, microscopie pour l’analyse de biofilm. Remarque : L’analyse de la viabilité de cellules bactériennes a été effectué à l’aide d’un système de microscopie multiphoton. La fluorescence de l’iodure de propidium a été détectée à l’aide d’un filtre avec une longueur d’onde d’excitation/émission de 546/680 nm et 477/600 nm pour SYTO9. La taille des images obtenues a été 5.16188 x 5.16188 mm, ce qui correspond à 26,64 mm2 de la superficie totale de chaque échantillon (78,5 mm2) ou 33,94 % de la superficie totale. Les images étaient confectionnées dans la partie plus centrale de l’échantillon, avec une résolution de 1 024 x 1 024 pixels. Le canal rouge et les images de canal vert ont été analysés séparément à l’aide de logiciels de Fidji31. Chaque cellule a été sélectionnée à l’aide d’un outil de sélection et l’intensité de la fluorescence a été mesurée par la densité intégrée des pixels, soustrayant l’arrière-plan de l’image.</li>
</ol>3. analyse de la Composition chimique des spécimens par spectroscopie Dispersive en énergie (EDS)
Remarque : L’échantillon taille n = 3.
<ol><li>Sélectionnez 3 spécimens de chaque substance d’essai exempt de biofilm et évaluer la composition chimique en 2 zones différentes de chaque échantillon à l’aide d’un microscope électronique à balayage couplé à un spectromètre à dispersion d’énergie, avec une tension de faisceau d’électrons de 10 kV32.</li>
</ol>4. analyse morphologique du Biofilm bactérien par microscopie électronique à balayage
Remarque : L’échantillon taille n = 1.
<ol><li>Difficulté du biofilm en immergeant les spécimens dans le glutaraldéhyde 2,5 % dilué dans du tampon de cacodylate de sodium 0,1 M, pH 7,0 à 7,3, pendant 24 h.</li>
	<li>Laver l’échantillon dans le tampon PBS (pH = 7.6).</li>
	<li>Suffixe du biofilm avec 1 % de tétroxyde d’osmium pendant 1 h.</li>
	<li>Laver l’échantillon dans le tampon PBS (pH = 7.6).</li>
	<li>Déshydrater les échantillons de biofilm soigneusement, en les gardant immergé dans l’augmentation des concentrations des solutions d’éthanol (50 %, 70 %, 90 %, 95 % et 100 %). Remarque : Effectuez 3 échanges d’éthanol à une concentration de 100 %. L’étape de déshydratation totale prend environ 2 h.</li>
	<li>Passer les spécimens au point critique de séchoir et faire plusieurs substitutions avec le dioxyde de carbone (CO2) jusqu'à ce que les spécimens soient secs.</li>
	<li>Retirer les spécimens séchés de l’appareil et les monter sur les détenteurs du microscope électronique à balayage.</li>
	<li>Pulvérisation-manteau, une couche de 20 nm d’or sur surface de l’échantillon pour 120 s.</li>
	<li>Insérer les disques d’or-couché dans la chambre du microscope électronique à balayage. Obtenir des images provenant de 5 régions différentes de chaque spécimen, à 20-30 kV sous pression variable et à 650 X grossissement12.</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole décrit dans la présente étude visait à évaluer la formation de biofilm sur les matériaux titane et la zircone pour piliers prothétiques, y compris l’analyse de la viabilité des cellules bactériennes et des caractéristiques morphologiques. Pour ce faire, un modèle in situ de la formation de biofilm a été conçu, composé d’un appareil intra-oral capable d’accueillir des échantillons du matériel test et gardez-les à l’exposé à l’environnement dynamique par voie orale pendant 48 h. L’appareil était consi...

Biofilms bactériens sont complexes, fonctionnellement et structurellement organisée des communautés microbiennes, caractérisé par une diversité d’espèces microbiennes qui synthétisent un polymère extracellulaire, biologiquement active matrix1,2. L’adhérence bactérienne des surfaces biotiques ou abiotiques est précédée d’une formation de la pellicule acquise, principalement constituée de glycoprotéines salivaires1,3,4. Faibles interactions physico-chimiques entre les micro-organismes et la pellicule sont initialement mis en place et suivies par des rapports plus étroits entre les adhésines bactériennes et les récepteurs de la glycoprotéine de la pellicule acquise. La diversité microbienne augmente progressivement par le biais de la coagrégation des colonisateurs secondaires aux récepteurs des bactéries déjà attachés, formant une communauté multi-espèces1,3,4, 5.
L’homéostasie de la microflore orale et sa relation symbiotique avec l’hôte est important dans le maintien de la santé buccodentaire. La dysbiose au sein de biofilms orale peut accroître le risque pour le développement de la carie et la maladie parodontale2,5. Les études cliniques démontrent une relation de cause à effet entre l’accumulation du biofilm sur les dents ou implants dentaires et l’apparition de gingivite ou péri-implantaire mucosite6,7. La progression du processus inflammatoire entraîne péri-implantites et la perte conséquente de l' implant8.
Implants dentaires et leurs composants prothétiques sont sujettes à une colonisation bactérienne et la formation de biofilm9. L’utilisation de matériaux avec une composition chimique et la topographie de la surface qui offre une adhérence microbienne faible peut réduire la prévalence et la progression du péri-implantaire maladies9,10. Titane est le matériau le plus utilisé pour la fabrication des piliers prothétiques pour les implants ; Cependant, les matériaux céramiques ont été nouvellement introduites et gagnent en popularité comme alternative au titane en raison de leurs propriétés esthétiques et biocompatibilité11,12. Également important, les matériaux céramiques ont été associés à censé réduire les risques d’adhérer aux microorganismes, principalement en raison de leur rugosité, mouillabilité et énergie libre de surface10,13.
Des études in vitro ont contribué à des avancées significatives dans la compréhension de l’adhérence microbienne au pilier prothétique surfaces9,14,15,16,17. Cependant, l’environnement dynamique de la cavité buccale, caractérisée par ses variables de température et de pH et de la disponibilité des nutriments, ainsi que par la présence de forces de cisaillement, n’est pas reproductible dans in vitro des protocoles expérimentaux18, 19. Pour contourner ce problème, une alternative est l’utilisation de modèles de in situ de la formation de biofilm, qui avantageusement conserve sa structure tridimensionnelle pour ex vivo analyse10,20, 21 , 22 , 23 , 24.
L’analyse de la structure complexe du biofilm formé sur des substrats par voie orale nécessite l’utilisation des techniques de microscopie capables d’afficher la matière optiquement dense25. Laser multiphotonique, microscopie à balayage est une option moderne pour l’analyse structurale de biofilm26. Elle est caractérisée par l’utilisation de l’optique non linéaire avec une source d’éclairage proche de la longueur d’onde infrarouge, pulsé à femtosecondes27. Cette méthode est indiquée pour l’acquisition d’images de matières marquées par des fluorophores, en plus des images générées par signaux optiques non linéaires, dérivés d’un phénomène appelé la deuxième génération harmonique ou autofluorescence. Parmi les avantages de la microscopie multiphoton sont la profondeur de la grande image obtenue avec la cellule minimum dommages causés par l’intensité de la lumière d’excitation27.
Pour une analyse de la viabilité du biofilm sur les surfaces abiotiques par microscopie multiphoton, l’utilisation de l’acide nucléique fluorescent colorants présentant des caractéristiques spectrales différentes et une capacité de pénétration dans les cellules bactériennes est requis28. Fluorophores SYTO9 (vert fluorescent) et l’iodure de propidium (rouge-fluorescent) peuvent être utilisés pour une différenciation visuelle entre les bactéries vivantes et mortes28,29,30. L’iodure de propidium pénètre seuls bactéries avec membranes endommagées, tandis que SYTO9 pénètre dans les cellules bactériennes avec une membrane intacte et compromise. Lorsque les deux colorants sont présentes à l’intérieur d’une cellule, l’iodure de propidium a une plus grande affinité pour les acides nucléiques et déplace SYTO9, marquant rouge28,30.
Compte tenu de l’environnement buccal complexité et oral biofilm hétérogénéité, microscopie techniques sont nécessaires et qui peut permettre l’analyse de biofilm de la surface des dents et des matériaux dentaires. Cet article décrit une série de protocoles mis en œuvre pour comparer la formation de biofilm oral sur titane et matériaux céramiques pour des piliers prothétiques, ainsi que les méthodes impliquées dans les analyses de biofilms par voie orale aux niveaux cellulaires et morphologiques.

<table><tbody><tr><td>Hydrogum 5</td><td>Zhermack Dental</td><td>C302070</td><td></td></tr><tr><td>Durone IV</td><td>Dentsply</td><td>17130500002</td><td></td></tr><tr><td>NiCr fil&nbsp ;</td><td>Morelli</td><td>55.01.070</td><td></td></tr><tr><td>JET autopolymérisation acrylique</td><td>Cl&aacute ; ssico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cire dentaire&nbsp ;</td><td>Cl&aacute ; ssico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pot sous pression&nbsp ;</td><td>Essencedental</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Papiers abrasifs grain 600</td><td>NORTON</td><td>T216</td><td></td></tr><tr><td>Papiers abrasifs 1200 Grains NORTON</td><td></td><td>T401</td><td></td></tr><tr><td>Grains 2000</td><td>NORTON</td><td>T402</td><td></td></tr><tr><td>Polisseuse métallographique</td><td>Arotec</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcool isopropylique</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>W292907</td><td></td></tr><tr><td>Adhésif thermofusible</td><td>TECSIL</td><td>PAH M20017</td><td></td></tr><tr><td>Filmtracer LIVE/DEAD Biofilm Viability Kit</td><td>Invitrogen</td><td>L10316</td><td></td></tr><tr><td>Pointes de pipette, 10 &micro ; L</td><td>KASVI</td><td>K8-10&nbsp ; &nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>pointes de pipette, 1 000 et micro ; L</td><td>KASVI</td><td>K8-1000B&nbsp ; &nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Plaque à 24 puits&nbsp ;</td><td>KASVI</td><td>K12-024</td><td></td></tr><tr><td>Plat à fond en verre</td><td>Thermo Scientific</td><td>150680</td><td></td></tr><tr><td>AxioObserver microscope inversé&nbsp ;</td><td>ZEISS</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chameleon vision ii laser</td><td>Objectif cohérent</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EC Plan-Neofluar 40x/1.30 Huile DIC</td><td>ZEISS</td><td>440452-9903-000</td><td></td></tr><tr><td>Capteurs SDD - X-Max 20mm&sup2 ;</td><td>Oxford Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Solution de glutaraldéhyde</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>G5882</td><td></td></tr><tr><td>Tampon de cacodylate de sodium&nbsp ;</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>97068&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Tétroxyde d’osmium</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>201030</td><td></td></tr><tr><td>Na2HPO4</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>S9638 Utilisé</td><td>pour la préparation de solution saline tamponnée au phosphate</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>P9791&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>MERK</td><td>1.06404</td><td></td></tr><tr><td>Kcl</td><td>SIGMA-ALDRICH</td><td>P9333&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Absolu d’éthanol pour l’analyse EMSURE</td><td>MERK</td><td>1.00983</td><td></td></tr><tr><td>CPD 030 Sécheur à point critique</td><td>BAL-TEC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>JSM-6610 Series Microscope électronique à balayage</td><td>JEOL</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SCD 050 Coucheuse par pulvérisation cathodique</td><td>BAL-TEC</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

formation de biofilm oral sur différents matériaux pour implants dentaires

Oral Biofilm Formation on Different Materials for Dental Implants

Implants dentaires et leurs composants prothétiques sont sujettes à une colonisation bactérienne et la formation de biofilm. L’utilisation de matériaux qui fournit la faible adhérence microbienne peut réduire la prévalence et la progression de maladies péri-implantaires. Compte tenu de l’environnement buccal complexité et oral biofilm hétérogénéité, microscopie techniques sont nécessaires et qui peut permettre une analyse de biofilm de la surface des dents et des matériaux dentaires. Cet article décrit une série de protocoles mis en œuvre pour comparer la formation de biofilm oral sur titane et matériaux céramiques pour des piliers prothétiques, ainsi que les méthodes impliquées dans les analyses de biofilms par voie orale aux niveaux cellulaires et morphologiques. Le modèle in situ pour évaluer la formation de biofilm oral sur des matériaux titane et la zircone pour les culées de prothèses dentaires, tel que décrit dans la présente étude fournit une préservation satisfaisante du biofilm 48 h, démontrant ainsi la pertinence méthodologique. La microscopie multiphoton permet l’analyse d’un représentant de la région du biofilm formé sur le matériel de test. En outre, l’utilisation de fluorophores et le traitement des images à l’aide de la microscopie multiphoton permet l’analyse de la viabilité bactérienne dans une population très hétérogène des micro-organismes. La préparation de spécimens biologiques pour la microscopie électronique encourage la protection structurelle du biofilm, des images avec une bonne résolution et sans artefacts.

La densité de la colonisation du biofilm après 48 h d’in situ de la croissance était représentée dans cette étude, la proportion de la zone colonisée sur les disques de titane et la zircone en ce qui concerne la zone balayée totale de l’échantillon à l’aide de la microscopie multiphoton ( 26.64 mm2). La figure 2 représente la densité de la colonisation bactérienne à la surface des 3 matériaux testés. Une densité plus élevée de biofilm a ét...

Nous présentons ici un protocole afin d’évaluer la formation de biofilm oral sur des matériaux titane et la zircone pour les culées de prothèses dentaires, y compris l’analyse de la viabilité de cellules bactériennes et des caractéristiques morphologiques. Un modèle in situ , associé à des techniques de microscopie puissant est utilisé pour l’analyse de biofilm oral.

Formation de Biofilm oral sur différents matériaux pour Implants dentaires

Dental implants and their prosthetic components are prone to bacterial colonization and biofilm formation. The use of materials that provides low ...

Formation de biofilm buccal sur différents matériaux pour les implants dentaires. Les biofilms bactériens sont des communautés microbiennes complexes, organisées fonctionnellement et structurellement, caractérisées par une diversité d’espèces microbiennes qui synthétisent une matrice polymère extracellulaire et biologiquement active. Les implants dentaires et leurs composants prothétiques sont sujets à la colonisation bactérienne et à la formation de biofilms.L’utilisation de matériaux dont la composition chimique et la topographie de surface offrent une faible adhérence microbienne peut réduire la prévalence et la progression des maladies péri-implantaires. Compte tenu de la complexité globale de l’environnement et de l’hétérogénéité du biofilm buccal, des techniques microscopiques permettant l’analyse structurelle du biofilm à partir des dents et des surfaces des matériaux dentaires sont nécessaires. Cet article décrit une série de protocoles mis en œuvre pour comparer la formation de biofilms buccaux sur différents matériaux pour les implants dentaires.Les étapes impliquées dans l’utilisation de la formation du biofilm dans cette étude étaient les suivantes :Enregistrer l’arc maxillaire au moyen d’une empreinte d’alginate. Coulez l’empreinte d’alginate avec de la pierre de type IV pour fabriquer un modèle d’arcade maxillaire. Fabriquez des clips de rétention en fil microchrome et localisez-les sur le modèle.Manipulez la résine acrylique autopolymérisable selon les instructions du fabricant et pressez la résine acrylique entre deux plaques de verre pendant la phase plastique pour obtenir une feuille de trois millimètres d’épaisseur. Posez la feuille acrylique sur la région palatine du modèle, selon la conception de l’appareil, et coupez l’excédent de résine acrylique avant la polymérisation. Fabriquez des disques de cire à l’aide d’une matrice de 10 millimètres de diamètre et de deux millimètres d’épaisseur.Enfoncez quatre disques de cire dans la résine acrylique, deux d’entre eux entre les prémolaires et les deux autres à côté des deuxièmes molaires. Laissez la résine acrylique polymériser dans un pot sous pression sous 20 livres d’air comprimé pendant 20 minutes. Terminez le dispositif intra-oral à l’aide d’une pièce à main électrique et de points de fraisage et de polissage.Polissez les surfaces de l’échantillon avec des papiers de verre refroidis à l’eau et dont l’abrasivité diminue. Nettoyez les échantillons avec un détergent liquide et de l’eau du robinet et un bain à ultrasons d’alcool isopropylique pendant 15 minutes. Ensuite, séchez avec du papier absorbant.Fixez les échantillons dans le dispositif intra-oral avec un adhésif thermofusible non toxique. Installez l’appareil contenant les échantillons dans la cavité buccale. Le dispositif intra-oral contenant les échantillons doit être porté pendant 48 heures.Préparez une solution de teinture en ajoutant trois microlitres de SYTO 9 et trois microlitres d’iodure de propidium à un millilitre d’eau distillée stérile. Transférez les échantillons dans une plaque à 24 puits et lavez-les soigneusement avec du PBS pour éliminer les cellules non adhérentes. Ajouter le volume approprié de solution de colorant fluorescent pour couvrir l’échantillon contenant le biofilm.Ajoutez le colorant très soigneusement pour ne pas désorganiser le biofilm. Incuber l’échantillon pendant 20 à 30 minutes à température ambiante à l’abri de la lumière. Lavez délicatement l’échantillon de biofilm avec de l’eau distillée stérile pour éliminer l’excès de colorant.Placez l’échantillon dans une boîte à fond de verre pour l’analyse du biofilm, à l’aide de la microscopie à balayage laser multiphotonique. La taille des images obtenues était de 5,16 x 5,16 mm, ce qui correspond à 26,64 millimètres carrés de la surface totale de chaque spécimen ou 33,94 % de la surface totale. Les images ont été analysées à l’aide d’un logiciel fidjien.Chaque cellule a été sélectionnée à l’aide d’un outil de sélection et l’intensité de la fluorescence a été mesurée à travers la densité intégrée des pixels, en soustrayant l’arrière-plan de l’image. Sélectionnez trois échantillons de chaque matériau d’essai et évaluez la composition chimique de chaque échantillon dans deux zones différentes, à l’aide d’un microscope électronique à balayage couplé à un spectromètre à énergie dispersive. Fixer le biofilm en immergeant les échantillons dans 2,5 % de glutaraldéhyde dilué dans un tampon de cacodylate de sodium 0,1 M pendant 24 heures.Laver dans un tampon PBS. Post-fixer avec du tétroxyde d’osmium à 1 % pendant une heure. Laver dans un tampon PBS.Déshydratez soigneusement les échantillons de biofilm, en les maintenant immergés dans des concentrations croissantes de solutions d’éthanol. Transférez les échantillons dans le séchoir à point critique et effectuez plusieurs remplacements avec du dioxyde de carbone jusqu’à ce que les échantillons soient secs. Retirez les échantillons séchés de l’appareil et montez-les sur les supports de microscope électronique à balayage.Dispersez une couche de 20 nanomètres de couche d’or sur les surfaces de l’échantillon pendant 120 secondes. La densité de colonisation du biofilm après 48 heures de croissance in situ a été représentée dans cette étude par la proportion de la zone colonisée par rapport aux disques de titane et de zircone par rapport à la surface totale scannée de l’échantillon à l’aide de la microscopie multiphotonique. La figure montre les bactéries qui ont adhéré aux surfaces des matériaux d’essai.Une densité de biofilm plus élevée a été observée sur les surfaces des disques en titane coulés et usinés que sur les disques en zircone. Cette figure montre des bactéries vivantes et mortes adhérant à la surface des échantillons. Dans ce protocole, l’iodure de propidium teinté à l’acide nucléique ne pénètre que dans les bactéries dont la membrane est endommagée et émet donc un signal fluorescent rouge lié aux cellules mortes.SYTO 9 pénètre dans les cellules bactériennes avec une membrane intacte ou compromise et émet un signal fluorescent vert à partir de micro-organismes vivants. La viabilité bactérienne cellulaire était similaire entre les matériaux d’essai, avec une prédominance de micro-organismes vivants dans tous les groupes. Des fissures, des rainures ou des défauts d’abrasion produits lors du processus de polissage et/ou d’usinage étaient présents à la surface des différents matériaux analysés.Dans les disques de zircone, de grandes zones ont été observées avec l’absence de micro-organismes et la présence de petits agrégats microbiens polymorphes constitués principalement de cocci et de bacilles et de bactéries filamenteuses. La présence de cocci et de bacilles était dispersée sur les surfaces des disques en titane usinés. Des échantillons de titane coulé présentaient des colonies de micro-organismes impliqués dans une matrice ayant l’apparence d’un biofilm à la surface.Moins de matériau matriciel a été observé à la surface des disques en zircone, par rapport aux disques en titane usinés et en titane coulé. L’analyse EDS a révélé dans les disques de zircone 70,83 % de zircone. Dans les disques en titane coulés, 95,16 % de titane et dans les disques en titane usinés, 89,86 % de titane.Le protocole décrit dans cette étude a permis une conservation satisfaisante du biofilm de 48 heures, démontrant ainsi l’adéquation méthodologique. L’utilisation d’une source fluorée et le traitement des images par microscopie multiphotonique ont permis d’analyser l’intégrité bactérienne dans une population très hétérogène de micro-organismes provenant d’une zone représentative de cet échantillon avec des dommages cellulaires minimes. La préparation d’échantillons biologiques pour la microscopie électronique a favorisé la préservation structurelle du biofilm, ce qui a permis d’obtenir une image de bonne résolution et sans artefacts.Cela a permis la visualisation et la caractérisation morphologique des micro-organismes collés.

oral-biofilm-formation-on-different-materials-for-dental-implants

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Les biofilms formés sur les surfaces dentaires sont très complexes et constamment exposés à innée et exogènes aux défis environnementaux, qui modulent leur architecture, la physiologie et du transcriptome. Nous avons développé une boîte à outils pour examiner la composition, l'organisation structurelle et l'expression des gènes des biofilms buccaux, qui peut être adapté à d'autres domaines de la recherche biofilm.

Une analyse boîte à outils de l&#39;évaluation biochimique, structurel et transcriptomique globale des biofilms buccaux médiée par Streptococcus mutans

Nous présentons un protocole pour l'analyse structurelle et compositionnelle du biofilm naturel d'administration orale à partir d'appareils...

Analyse orale de biofilm palatine Expandeurs par fluorescence hybridation in situ et la microscopie confocale à balayage laser

Source : Schlafer, S, et Frost Kristensen, M. Surveillance du pH extracellulaire dans des biofilms inter-royaumes à l’aide de la microscopie confocale. J. Vis. Exp. (2020)Cette vidéo montre la culture de biofilms inter-règnes de Streptococcus mutans et Candida albicans dans des conditions de type oral pour modéliser les interactions bactériennes-fongiques, permettant d’étudier la synergie microbienne, l’adhésion médiée par le glucan et la virulence acidogénique dans la pathogenèse orale.

Établissement de biofilms bactérien-fongiques inter-règnes pour l’étude de la pathogenèse orale

Un protocole pour la quantification et la comparaison simultanées de trois composants cellulaires et extracellulaires dans des biofilms est présenté. La méthodologie implique l’utilisation d’une microscopie confocale à balayage laser, d’un logiciel d’analyse structurelle et de visualisation de biofilm et d’un logiciel d’analyse statistique.

Quantification simultanée de cellulaire et extracellulaire Composants des biofilms

Le but de ce document sur les méthodes est de décrire l'utilisation d'un système microfluidique pour le développement de biofilms multi-espèces qui contiennent généralement des espèces identifiées dans la plaque dentaire supra-gingival humain. Méthodes pour décrire l'architecture du biofilm, biofilm viabilité, et une approche de la récolte biofilm pour les analyses de culture-dépendante ou indépendante de la culture sont mis en évidence.

Utilisation d&#39;un haut-débit<em&gt; In Vitro</em&gt; Système microfluidique pour développer orales biofilms multi-espèces

Changements dans le microbiome oral tout au long de l’enfance sont de plus en plus d’intérêt. Comparaison des études différentes microbiome révèle une absence de protocoles d’échantillonnage standardisé. Espace limité fait d’échantillonnage du sulcus sous-gingivale sonore des enfants difficiles. Échantillonnage de papiers point est présentée ici en détail comme la méthode de choix pour ce domaine.

Échantillonnage de Biofilm oral Microbiome analyse chez les enfants en bonne santé

Les produits naturels représentent des points de départ prometteurs pour le développement de nouveaux médicaments et agents thérapeutiques. Cependant, en raison de la grande diversité chimique, trouver de nouveaux composés thérapeutiques à partir des plantes est une tâche difficile et longue. Nous décrivons une approche simplifiée pour identifier les molécules antimicrobiennes et antibiofilms à partir d’extraits de plantes et de fractions.

Approche systématique pour identifier les nouvelles molécules antimicrobiennes et antibiofilms à partir d’extraits et de fractions de plantes pour prévenir les caries dentaires

Le présent protocole décrit un modèle expérimental basé sur la coloration à l’encre qui peut être utilisé pour la décontamination de surface d’implants in vitro et la recherche sur la rugosité afin de contribuer à la prise de décision clinique.

Effets des méthodes mécaniques utilisées dans le traitement de la péri-implantite sur la décontamination et la rugosité de la surface de l’implant

La présente étude pilote in vitro visait à évaluer l’efficacité du nettoyage de trois outils de décontamination différents et les modifications possibles de surface après traitement, en utilisant de l’encre rouge permanente pour imiter la présence de biofilm oral.

Étude pilote in vitro pour évaluer la capacité de nettoyage et les effets de différentes méthodes de décontamination sur les surfaces d’implants

La méthode décrite isolement et la caractérisation de l'homme dentaires cellules souches de pulpe (hDPSCs) en utilisant...

Différenciation isolement, caractérisation et comparative de l&#39;homme dentaires cellules souches de pulpe Dérivé de dents permanentes à l&#39;aide de deux méthodes différentes

Découvrez la formation de biofilms oraux sur le titane et la zircone pour implants dentaires. Cette méthode utilise la microscopie avancée pour analyser la viabilité bactérienne et guider le choix des matériaux.

Formation de Biofilm oral sur différents matériaux pour Implants dentaires

Explorer plus de vidéos