Name: Acide oléique-Injection chez les porcs comme modèle pour un Syndrome de détresse respiratoire aiguë (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 6 s
Description: Découvrez comment induire une lésion pulmonaire aiguë chez le porc par injection d'acide oléique en veine centrale. Cette technique reproduit la pathologie du SDRA humain pour étudier les mécanismes et évaluer de nouvelles thérapies.

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Les auteurs souhaitaient remercier Dagmar Dirvonskis excellent soutien technique.

Toutes les expériences animales décrites ici ont été approuvés par le Comité de protection des animaux institutionnelle et de l’État (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Allemagne ; numéro d’homologation G14-1-077) et ont été effectuées conformément aux directives de la Société européenne et allemande du laboratoire des Sciences animales. Les expériences ont été réalisées dans des porcs mâles anesthésiés (sus scrofa domestica) âgés de 2 à 3 mois, pesant 27-29 kg.
1. anesthésie, l’Intubation et Ventilation mécanique
<ol><li>Retenir les aliments pendant 6 h avant l’anesthésie pour réduire les risques d’aspiration mais de permettre le libre accès à l’eau pour réduire le stress.</li>
	<li>Pour la sédation, injecter un mélange de kétamine (4 mg kg-1) et azapérone (8 mg kg-1) dans le cou ou le muscle fessier du porc avec une aiguille pour injection intramusculaire (20 G) alors que l’animal est dans la boîte de l’animale. ATTENTION : Porter des gants lorsque vous manipulez de l’animal.</li>
	<li>Insérer le cathéter veineuse périphérique (20 G) dans une veine de l’oreille après désinfection locale avec de l’alcool.</li>
	<li>Injecter l’atracurium (0,5 mg kg-1) par voie intraveineuse pour l’induction de l’anesthésie, de propofol (3 mg kg-1) et de fentanyl (4 µg kg-1).</li>
	<li>Quand le cochon s’arrête de respirer, placez-la en position couchée sur le brancard et immobiliser avec des bandages.</li>
	<li>Démarrer le contrôle de la saturation en oxygène périphériques (SpO2) en agrafant le capteur sur une des oreilles ou la queue de l’animal.</li>
	<li>Ventiler le porc avec un masque de ventilation chiens, taille 2, avec une pression inspiratoire de pointe inférieure à 20 cm H2O, un positif fin pression expiratoire (PEP) de 5 cm H2O, une fréquence respiratoire de 14-16/min et une fraction d’oxygène inspiratoire (FiO2) de 1.0.</li>
	<li>Démarrer une perfusion continue avec une solution équilibrée d’électrolyte (5 mLkg-1 h-1), propofol (8 à 12 mg kg-1 h-1) et le fentanyl (0,1 à 0,2 mg kg-1 h-1) pour maintenir l’anesthésie.</li>
	<li>Pour l’intubation, préparer un tube endotrachéal commun adapté pour l’animal (p. ex.., poids de 25 à 30 kg, diamètre intérieur de tube endotrachéal (ID) 6-7 mm) armé d’introducteur de la sonde endotrachéale et un laryngoscope commun avec un Macintosh lame 4. Remarque : Deux personnes sont nécessaires pour l’intubation.</li>
	<li>Personne 1 : Tirez sur la languette d’une main et appuyez sur le museau sur le dos avec l’autre.</li>
	<li>Personne 2 : Insérer le laryngoscope et le faire avancer comme d’habitude jusqu'à ce que l’épiglotte est en vue.</li>
	<li>Tirez le laryngoscope sur le ventre afin de visualiser les cordes vocales. NOTE : Parfois l’épiglotte « colle » à la palatine douce. Dans ce cas, il mobiliser avec le bout du tube.</li>
	<li>Insérer le tube par les cordes vocales et retirer l’introducteur.</li>
	<li>Bloquer le ballonnet de la sonde avec une seringue 10 ml d’air.</li>
	<li>Brancher le tube au ventilateur.</li>
	<li>Vérifier le bon positionnement du tube par expiration régulière de dioxyde de carbone (CO2) aide Capnographie et ventilation égale des deux poumons à l’auscultation.</li>
	<li>Démarrer la ventilation mécanique (volume respiratoire 6 à 8 mL/kg, positive PEEP 5 cm H20, FiO2 pour maintenir la saturation en oxygène périphériques (SpO2) entre 94 – 98 %17, fréquence respiratoire pour maintenir la pression marée fin de dioxyde de carbone (etCO 2) entre 35 à 45 mmHG).</li>
</ol>2. instrumentation
<ol><li>Rétracter les postérieurs avec des bandages pour étirer la peau au-dessus de la zone fémorale pour cathétérisme navires nécessaires.</li>
	<li>Préparer une seringue de 5 mL, une seringue de 10 mL, aiguille d’un Seldinger 3 gaines introducteur (5 Fr, 6 Fr, 8 Fr) avec les guides, un cathéter veineux central avec 3 ports (7 Fr, 30 cm) avec guide et un cathéter dans l’artère pulmonaire (7,5 Fr, 110 cm).</li>
	<li>Généreusement, désinfecter la zone fémorale avec un désinfectant de la peau appliquer un technique d’essuyez.</li>
	<li>Remplir complètement les cathéters avec du sérum physiologique.</li>
	<li>Placer la sonde d’échographie sur le ligament inguinal droit et balayage pour vaisseaux fémoraux.</li>
	<li>Tourner la sonde, 90° pour bien visualiser l’artère fémorale dans l’axe longitudinal.</li>
	<li>Canule dans l’artère fémorale droite sous visualisation échographique en ligne avec l’aiguille de la Seldinger. Remarque : Il existe différentes façons d’obtenir un accès vasculaire avec ou sans ultrasons. Guidée par échographie vasculaire canulation n’est pas nécessaire pour ce modèle.</li>
	<li>Lorsque palpitante sang vif s’écoule, introduire le fil de guidage et retirer l’aiguille.</li>
	<li>Visualiser la veine fémorale et Cathétériser la veine sous visualisation échographique en ligne et l’aspiration continue avec l’aiguille.</li>
	<li>Quand le sang veineux est aspirable, détacher la seringue et insérez le fil de guidage.</li>
	<li>Retirer l’aiguille.</li>
	<li>Vérifier la position des fils avec des ultrasons.</li>
	<li>Insérer la gaine artérielle (5 Fr) et le cathéter veineux central à l’aide de la méthode de Seldinger (pour plus de détails sur la technique de Seldinger, voir méthode publiée18).</li>
	<li>Répéter la ponction artérielle et veineuse sur l’autre côté et insérer les gaines introducteur en utilisant la technique de Seldinger´s tel que décrit ci-dessus (artère 6 Fr, veine 8 Fr).</li>
	<li>Raccorder la gaine artérielle et le cathéter veineux central à un système de transducteur adapté à l’équipement de surveillance.</li>
	<li>Calibrer le monitoring invasif contre atmosphère (zéro) en ouvrant les robinets à trois voies dans l’atmosphère, puis appuyez sur zéro tous sur le moniteur.</li>
	<li>Tournez les robinets à trois voies pour mesurer l’hémodynamique.</li>
	<li>Démarrer l’analyse hémodynamique.</li>
	<li>Placez tous les transducteurs de pression à la hauteur de l’oreillette droite.</li>
	<li>Passer l’infusion du propofol (8 à 12 mg kg-1 h-1) et le fentanyl (0,1 à 0,2 mg kg-1 h-1) à l’un des ports de la voie veineuse centrale pour maintenir l’anesthésie.</li>
</ol>3. ultrarapide mesure de la pression partielle d’oxygène (pO2)
Remarque : La mesure pO2 avec la sonde pour ultrarapide pO2-mesure n’est pas obligatoire mais permet de visualiser les changements en temps réel de pO2.
<ol><li>Ouvrez le logiciel NeoFox viewer , puis cliquez sur Options.</li>
	<li>Choisissez l’onglet Calibration et cliquez sur le bouton de Calibration ouvert .</li>
	<li>Choisissez fichier de calibrage, puis cliquez sur ouvrir et Télécharger.</li>
	<li>Validez la fenêtre pop-up en cliquant sur Oui.</li>
	<li>Ouvrez le dialogue d’Options .</li>
	<li>Choisissez l’onglet Calibration et cliquez sur point unique de calibrage.</li>
	<li>Entrez 21 % dans le domaine de l’oxygène et la température dans le champ de température.</li>
	<li>Cliquez sur utilisation actuelle Tau et Télécharger. Ensuite, confirmez la fenêtre pop-up en cliquant sur Oui.</li>
	<li>Introduire la sonde pour les mesures ultrarapides de pO2 dans la gaine artérielle gauche.</li>
</ol>4. INSERTION D’UN CATHÉTER DANS L’ARTÈRE PULMONAIRE
<ol><li>Vérifier le ballonnet du cathéter dans l’artère pulmonaire pour les dommages.</li>
	<li>Se connecter au système de transducteur adapté à l’équipement de surveillance.</li>
	<li>Calibrer la pression artérielle pulmonaire suivi contre l’atmosphère (zéro) en ouvrant le robinet à trois voies dans l’atmosphère et la presse zéro sur le moniteur.</li>
	<li>Retournez le robinet à trois voies pour mesurer la pression artérielle pulmonaire.</li>
	<li>Commencer à surveiller la pression artérielle pulmonaire.</li>
	<li>Insérer le cathéter dans l’artère pulmonaire dans la gaine veineuse gauche (ballonnet dégonflé).</li>
	<li>Lorsque le cathéter dans l’artère pulmonaire est passé dans la gaine, gonfler le ballonnet avec 1 mL d’air.</li>
	<li>Faire progresser le cathéter artériel pulmonaire et surveiller les formes d’onde typiques (vaisseaux veineux, oreillette droite, ventricule droit, artère pulmonaire et la pression capillaire pulmonaire). Dégonfler le ballonnet et vérifier, s’il est possible d’aspirer le sang dans tous les ports du cathéter artériel pulmonaire. Remarque : Pour obtenir des instructions détaillées sur la façon d’insérer le cathéter dans l’artère pulmonaire, reportez-vous à la précédente publication19.</li>
</ol>5. l’induction de la lésion pulmonaire
<ol><li>Préparer la solution d’acide oléique : 0,1 mL kg-1 d’acide oléique dans un 20 mL seringue et connectez-le à un robinet à 3 voies.</li>
	<li>Prélever 2 mL de sang dans une autre seringue de 20 mL et ajouter une solution saline pour un volume total de 20 mL dans les deux seringues.</li>
	<li>Raccorder la deuxième seringue également pour le robinet à 3 voies. ATTENTION : Utilisez des gants et des lunettes de protection lorsque vous travaillez avec de l’acide oléique.</li>
	<li>Préparer la norépinéphrine (0,1 mg/mL) pour la perfusion continue et en bolus (10 µg/mL).</li>
	<li>Branchez la pompe seringue de norépinéphrine à l’un des ports du cathéter veineux central sans démarrer il.</li>
	<li>Démarrer l’ultrarapide pO2-mesure.</li>
	<li>Avant l’induction de la lésion pulmonaire, enregistrez les valeurs (de base) de tous les paramètres pertinents.</li>
	<li>La valeur du FiO2 1.0 et effectuer une manœuvre de recrutement pulmonaire (plateau pression 40 cm H2O pendant 10 s).</li>
	<li>Raccordez le robinet à 3 voies à l’orifice proximal du cathéter artériel pulmonaire.</li>
	<li>Bien mélanger l’acide oléique et le mélange de sang/sérum physiologique par injection répétitive d’une seringue dans l’autre via le robinet à 3-voies et garder tout le temps de mélange.</li>
	<li>Quand c’est une émulsion homogène, injecter 2 mL de l’émulsion et continuer à mélanger. Remarque : Si le mélange est arrêté, l’émulsion peut séparer en un lipophile et une partie hydrophile.</li>
	<li>Mieux observer l’hémodynamique après l’injection d’acide oléique et le garder à portée de main, la norépinéphrine. Si nécessaire, donner la norépinéphrine (10 – 100 µg) en bolus ou perfusion continue de maintenir la pression artérielle moyenne supérieure à 60 mmHg.</li>
	<li>Renouveler l’injection de 2 mL de la solution toutes les 3 min jusqu'à ce que la pression partielle artérielle en oxygène (PaO2) / FiO2-ratio est inférieur à 200 mmHg.</li>
	<li>Si la seringue est vide avant de la PaO2/FiO2-ratio est entre 100 et 200 mmHg, préparer 2 seringues plus comme indiqué au point 5.1.</li>
	<li>Attendre 30 min et réévaluer la PaO2/FiO2-ratio. Si c’est encore plus de 200 mmHg, répétez les étapes jusqu'à ce que PaO2/FiO25.5-5.8-ratio se situe entre 100 et 200 mmHg.</li>
	<li>Si PaO2/FiO2-ratio est entre 100 et 200 mmHg, attendre 30 min et vérifier de nouveau.</li>
	<li>Si elle est persistante sous 200 mmHg commencer expérience/traitement, sinon préparer 2 seringues plus comme indiqué au point 5.1 et répétez les étapes 5,5 à 5,9.</li>
	<li>Réglez la ventilation selon les suggestions de l’ARDS network20.</li>
</ol>6. fin de l’expérience et l’euthanasie
<ol><li>Injecter 0,5 mg de fentanyl en plus de l’anesthésie continue et attendre 5 min. injecter 200 mg de propofol et 40 mmol de potassium chlorure d’euthanasier l’animal en une anesthésie profonde.</li>
</ol>

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<li>El-Haddad, H., Jang, H., Chen, W., Soubani, A. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+ARDS+Severity+and+Etiology+on+Short-Term+Outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Respiratory+Care%22%5BJournal%5D)">Effect of ARDS Severity and Etiology on Short-Term Outcomes.</a> Respiratory Care. 62 (9), 1178-1185 (2017).</li>
<li>Wang, H. M., Bodenstein, M., Markstaller, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overview+of+the+pathology+of+three+widely+used+animal+models+of+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22European+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Overview of the pathology of three widely used animal models of acute lung injury.</a> European Surgical Research. 40 (4), 305-316 (2008).</li>
</ol>

Tous les auteurs ne divulguer aucun conflit d’intérêt financier ou autre.

Cet article décrit une méthode de lésion pulmonaire induite par l’acide oléique comme modèle pour étudier divers aspects du SDRA sévère. Il existe également d’autres protocoles avec différentes émulsions, sites d’injection différents et différentes températures de l’émulsion23,24,25,26,27,28 ,,29...

Le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) est un syndrome de soins intensifs qui a été largement étudié depuis sa première description il y a environ 50 ans1. Cet organisme de recherche a conduit à une meilleure compréhension de la physiopathologie et provoque le développement de SDRA aboutissant à améliorer les soins de patients et résultat2,3. Néanmoins, le taux de mortalité chez les patients atteints de SDRA reste très élevé avec environ 35-40 %4,5,6. Le fait qu’environ 10 % des admissions de l’ICU et 23 % des patients ICU qui nécessitent une ventilation mécanique est due à l’ARDS souligne la pertinence de poursuivre les recherches dans ce domaine.
Modèles animaux sont largement utilisés dans la recherche d’examiner les modifications physiopathologiques et des modalités de traitement possibles pour différents types de maladies. En raison de la complexité du SDRA, il n’y a pas de modèle animal unique pour imiter cette maladie, mais différents modèles représentant différents aspects7. Un modèle bien établi est l’injection de l’acide oléique (OAI)-induit des lésions pulmonaires. Ce modèle a été utilisé dans un large éventail d’animaux, y compris la souris8rats9, porcs10, chiens11et moutons12. L’acide oléique est un acide gras non saturé et les acides gras plus courants dans le corps de l’homme sain,13. Elle est présente dans le plasma, les membranes cellulaires et le tissu adipeux humain13. Physiologiquement, il est lié à l’albumine alors qu’il se fait par l’intermédiaire de la circulation sanguine13. Augmentation des niveaux d’acides gras dans le sang sont associées à des pathologies différentes et la gravité de certaines maladies des corrélats avec sérum acide gras niveaux13. L’acide oléique SDRA-modèle a été développé dans le but de reproduire le SDRA causé par embolies lipidiques, comme on le voit dans un traumatisme patients14. Acide oléique a des effets directs sur les récepteurs immunitaires innées dans les poumons13 et déclencheurs neutrophiles accumulation15, médiateur inflammatoire production16et cellule mort13. Physiologiquement, l’acide oléique induit une hypoxémie progresse rapidement, augmentation de la pression artérielle pulmonaire et l’accumulation d’eau pulmonaire extravasculaire. En outre, il induit une hypotension artérielle et une dépression myocardique7. Les inconvénients de ce modèle sont la nécessité d’accès veineux central, la pertinence discutable mécaniste et les progrès létales potentielles causées par une hypoxémie rapide et dépression cardiaque. L’avantage de ce modèle par rapport aux autres modèles est la facilité d’utilisation chez des animaux petits et grands, la reproductibilité valide des mécanismes physiopathologiques dans le SDRA, l’apparition soudaine de SDRA après l’injection d’acide oléique, et la possibilité d’étudier isolé SDRA sans inflammation systémique comme dans de nombreux autre septicémie modèles7. Dans l’article suivant, nous donner une description détaillée de la lésion pulmonaire induite par l’acide oléique chez les porcs et fournir des données représentatives afin de caractériser la stabilité des compromis fonction pulmonaire. Il existe différents protocoles pour lésion pulmonaire induite par l’OAI. Le protocole fourni ici est capable d’induire avec fiabilité la lésion pulmonaire aiguë.

<table><tbody><tr><td>Robinet d’arrêt à 3 voies bleu</td><td>Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Suède</td><td>394602</td><td></td></tr><tr><td>robinet à 3 voies rouge</td><td>Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Suède</td><td>394605</td><td></td></tr><tr><td>Atracurium</td><td>Hikma Pharma GmbH , Martinsried</td><td>4262659</td><td></td></tr><tr><td>Canula 20 G</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne</td><td>301300</td><td></td></tr><tr><td>Datex Ohmeda S5</td><td>GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finlande</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Désinfection</td><td>Sch&uuml ; lke & Mayr GmbH, Allemagne</td><td>104802</td><td></td></tr><tr><td>Sonde endotrachéale</td><td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaisie</td><td>112482</td><td></td></tr><tr><td>Introducteur de sonde endotrachéale</td><td>R&uuml ; sch</td><td>5033062</td><td></td></tr><tr><td>Engstr&ouml ; m Carestation</td><td>GE Heathcare, Madison USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Janssen-Cilag GmbH, Neuss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gloves</td><td>Paul Hartmann, Allemagne</td><td>9422131</td><td></td></tr><tr><td>Incetomat-line 150 cm</td><td>Fresenius, Kabi Germany GmbH</td><td>9004112</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Hameln Pharmaceuticals GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laryngoscope</td><td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaisie</td><td>671067-000020</td><td></td></tr><tr><td>Système logique de surveillance de la pression</td><td>Smith- Medical Germany GmbH</td><td>MX9606</td><td></td></tr><tr><td>Logicath 7 Fr 3-lumen 30cm</td><td>Smith- Medical Germany GmbH</td><td>MXA233x30x70-E</td><td></td></tr><tr><td>Masimo Radical 7</td><td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Masque pour la ventilation des chiens</td><td>Henry Schein, Allemagne</td><td>730-246</td><td></td></tr><tr><td>Neofox Kit</td><td>Ocean optics Largo, FL USA</td><td>NEOFOX-KIT-PROBE</td><td></td></tr><tr><td>Norepinephrine</td><td>Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH</td><td>73016</td><td></td></tr><tr><td>Acide oléique</td><td>Applichem GmbH Darmstadt, Allemagne</td><td>1,426,591,611</td><td></td></tr><tr><td>Original Perfusor seringue 50ml Luer Lock</td><td>B.Braun Melsungen AG, Allemagne</td><td>8728810F</td><td></td></tr><tr><td>PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm</td><td>Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA</td><td>744F75</td><td></td></tr><tr><td>Kit d’introduction de gaine percutanée 8,5 et 9 Fr, 10 cm avec valve d’hémostase intégrée/port latéral</td><td>Arrow international inc. Reading, PA, USA</td><td>AK-07903</td><td></td></tr><tr><td>Perfusor FM Braun</td><td>B.Braun Melsungen AG, Allemagne</td><td>8713820</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Fresenius, Kabi Germany GmbH</td><td>6178549</td><td></td></tr><tr><td>Propofol 2 %</td><td>Fresenius, Kabi Germany GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Saline</td><td>B.Braun Melsungen AG, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sonosite Micromaxx Système d’échographie</td><td>Sonosite Bothell, WA, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stainless Macintosh Taille 4</td><td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaisie</td><td>670000</td><td></td></tr><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Melsungen AG, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stresnil 40mg/ml</td><td>Lilly Germany GmbH, Abteilung Elanco</td> Seringue de santé <td></td><td></td>animale</tr><tr><td>10 mL</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne</td><td>309110</td><td></td></tr><tr><td>Seringue 2 mL</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne</td><td>300928</td><td></td></tr><tr><td>Seringue 20 mL</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne</td><td>300296</td><td></td></tr><tr><td>Seringue 5 mL</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne</td><td>309050</td><td></td></tr><tr><td>cathéter veineux 22G</td><td>B.Braun Melsungen AG, Allemagne</td><td>4269110S-01</td><td></td></tr></tbody></table>

acide oléique-injection chez les porcs comme modèle pour un syndrome de détresse respiratoire aiguë

Oleic Acid-Injection in Pigs As a Model for Acute Respiratory Distress Syndrome

Le syndrome de détresse respiratoire aiguë est une maladie de réanimation pertinentes dont l’incidence est comprise entre 2,2 % et 19 % des patients de l’unité de soins intensifs. Malgré les progrès du traitement durant les dernières décennies, les patients SDRA souffrent encore des taux de mortalité entre 35 et 40 %. Il demeure nécessaire de poursuivre les recherches améliorer les résultats des patients atteints de SDRA. Un problème est qu’aucun modèle animal ne peut imiter le complexe globalement du syndrome de détresse respiratoire aiguë, mais il existe plusieurs modèles pour étudier les différentes parties de celui-ci. Injection d’acide oléique (OAI)-lésion pulmonaire induite est un modèle bien établi pour l’étude des stratégies de ventilation, distribution de mécanique et de la ventilation/perfusion pulmonaire chez les animaux. OAI mène à l’échange de gaz gravement altérée, détérioration de la mécanique pulmonaire et la rupture de la barrière alvéolo-capillaire. L’inconvénient de ce modèle est la pertinence mécaniste controversée de ce modèle et la nécessité d’accès veineux central, ce qui est difficile, surtout dans des modèles animaux plus petits. En résumé, induite par l’OAI poumon blessure aboutit à des résultats reproductibles chez les petits et grands animaux et représente donc un modèle bien adapté pour l’étude de SDRA. Néanmoins, d’autres recherches sont nécessaire de trouver un modèle qui simule toutes les parties du SDRA et n’a pas les problèmes associés avec les différents modèles existant aujourd'hui.

PaO2/FiO2-ratio diminue après une application fractionnée de l’acide oléique (Figure 1). Dans l’étude présentée, 0.185 ± 0,01 ml kg-1 oléique acide était nécessaire pour l’induction de la lésion pulmonaire. Tous les animaux ont montré une oxygénation réduite après l’induction de la lésion pulmonaire, avec des variétés dans la prolongation du délai cours. Chez les animaux, 1 et 3, il est resté à un niveau peu de fluctuations ; ...

Dans cet article, nous présentons un protocole visant à induire la lésion pulmonaire aiguë chez les porcs par injection centrale-veineuse d’acide oléique. Il s’agit d’un modèle animal établi pour l’étude du syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA).

Acide oléique-Injection chez les porcs comme modèle pour un Syndrome de détresse respiratoire aiguë

The acute respiratory distress syndrome is a relevant intensive care disease with an incidence ranging between 2.2% and 19% of intensive care unit ...

Cette méthode peut aider à répondre aux questions clés au sujet des changements pathophysiologiques qui se produisent pendant ARDS pour le développement et l’évaluation de nouvelles options de traitement pour cette maladie. Le principal avantage de cette technique est qu’elle reproduit les changements pathologiques de base observés dans l’ARDS humain. Pour l’instrumentation guidée par ultrasons, placez une sonde à ultrasons sur le ligament inguinal droit du porc expérimental et scannez les vaisseaux fémoraux.Tournez la sonde à 90 degrés pour visualiser entièrement l’artère fémorale dans le long axe et utilisez l’aiguille d’un Seldinger pour cannuler l’artère fémorale droite sous visualisation ultrasonique en ligne. Lors de la pulsation du sang vif s’écoule, introduire le fil de guidage et rétracter l’aiguille. Vérifiez que le positionnement du fil du Seldinger est correct en le visualisant à l’aide d’ultrasons.Visualiser la veine fémorale et cannuler la veine sous échographie en ligne en aspiration continue avec l’aiguille. Lorsque le sang veineux peut être aspiré, insérez le fil de Seldinger et rétractez l’aiguille. Utilisez la technique de Seldinger pour insérer une gaine d’introduction artérielle de 5 Français et un cathéter veineux essentiel et retourner les robinets d’arrêt à trois sens correspondants.Avant d’insérer le cathéter d’artère pulmonaire, vérifiez qu’il fonctionne correctement et insérez-le par la gaine veineuse gauche d’introduction. Lorsque le cathéter de l’artère pulmonaire est passé à travers la gaine de l’introduction, gonflez le ballon avec un millilitre d’air et avancez le cathéter de l’artère pulmonaire tout en surveillant les formes d’onde typiques. Ensuite, dégonflez le ballon et vérifiez si le sang peut être aspiré à travers tous les ports du cathéter de l’artère pulmonaire.Puis insérez la sonde pour la mesure ultrafast de la pression partielle d’oxygène par la gaine artérielle droite d’introduction. Pour induire des lésions pulmonaires, chargez une seringue de 20 millilitres avec 0,1 millilitres par kilogramme d’acide oléique et une deuxième seringue de 20 millilitres avec deux millilitres de sang fraîchement prélevé. Ajouter de la solution saline à la seringue avec du sang, à un volume total de 20 millilitres dans les deux seringues et connecter les deux seringues à un robinet à trois sens.Connectez une pompe à seringues de noradrénaline à un port du cathéter veineux central et commencez une mesure partielle ultrafast de la pression d’oxygène. Enregistrez les valeurs de base de tous les paramètres pertinents et réglez la fraction d’oxygène inspiré à 1,0. Effectuer une manœuvre de recrutement pulmonaire et relier le robinet d’arrêt à trois vers le port proximal du cathéter de l’artère pulmonaire.Injectez ensuite les mélanges oléiques et salins sanguins, à plusieurs reprises d’une seringue dans l’autre, via le robinet d’arrêt à trois, pour bien mélanger les solutions. Lorsqu’une émulsion homogène a été atteinte, injectez deux millilitres de l’émulsion dans le cathéter veineux central et continuez à mélanger. Surveillez de près l’hémodynamique après l’injection, en donnant de la noradrénaline sous forme d’injection de bolus de 10 à 100 microgrammes au besoin pour maintenir la pression artérielle moyenne au-dessus de 60 millimètres de mercure.Répétez l’injection de solution d’acide oléique de deux millilitres toutes les trois minutes, jusqu’à ce que la pression artérielle partielle de la fraction d’oxygène du rapport inspiré soit inférieure à 200 millimètres de mercure. Attendez 30 minutes et réévaluez la pression partielle de la fraction oxygène du rapport inspiré. Si le rapport est encore de plus de 200 millimètres de mercure, répétez les injections jusqu’à ce que la pression partielle de la fraction d’oxygène du rapport inspiré tombe en dessous de 200 millimètres de mercure.Réglez ensuite la ventilation selon les suggestions du réseau du syndrome de détresse respiratoire aiguë. La fraction partielle de pression d’oxygène du rapport inspiré d’oxygène a diminué après l’application fractionnée de l’acide oléique. En dépit d’une affaiblissement typique de l’oxygénation après l’induction des dommages de poumon, des variations fréquentes de l’affaiblissement d’oxygène sont observées entre les animaux à travers le cours du temps d’affaiblissement.Nécessité d’une surveillance étroite de la fraction partielle de pression d’oxygène du rapport d’oxygène inspiré tout en fournissant l’acide oléique. La diminution de la fraction partielle de pression d’oxygène du rapport inspiré d’oxygène est parallèle à une augmentation de la pression artérielle pulmonaire qui reste typiquement élevée pour le reste de l’expérience, avec une certaine fluctuation également observée entre les animaux. Les lésions pulmonaires sont visuellement détectables dans les poumons récoltés six heures après l’induction des lésions pulmonaires, et l’analyse histologique révèle l’oedème alvéolaire et l’hémorragie.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’induire une lésion pulmonaire aiguë chez les porcs par injection veineuse essentielle d’acide oléique. N’oubliez pas que travailler avec de l’acide oléique peut être extrêmement dangereux et prendre des précautions telles que le port de gants, et des cours de sécurité doivent toujours être pris tout en effectuant cette procédure.

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lavements pulmonaires répétées chez les porcs anesthésiés induisent des lésions pulmonaires ressemblant à des aspects importants du syndrome de détresse respiratoire aiguë humaine (SDRA). A cet effet, les poumons sont à plusieurs reprises lavaged avec 0,9% de solution saline à 37 ° C. L'objectif du protocole est une atténuation reproductible d'échange de gaz et hémodynamique pour la recherche dans le SDRA.

induite Lavage-Surfactant Épuisement dans Pigs comme un modèle de syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA)

Nous décrivons un modèle de syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) induit par l’acide chlorhydrique chez des porcelets recevant une sédation avec des agents halogénés, l’isoflurane et le sévoflurane, à l’intermédiaire d’un dispositif utilisé pour la sédation inhalée en soins intensifs. Ce modèle peut être utilisé pour étudier les mécanismes biologiques des agents halogénés sur les lésions pulmonaires et la réparation.

Administration d’agents halogénés dans un modèle porcin de syndrome de détresse respiratoire aiguë via un dispositif de type unité de soins intensifs

Le présent protocole décrit un modèle de lésion pulmonaire chez la souris utilisant de l’acide oléique pour imiter le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA). Ce modèle augmente les médiateurs inflammatoires de l’œdème et diminue la compliance pulmonaire. L’acide oléique est utilisé sous forme de sel (oléate) car cette forme physiologique évite le risque d’embolie.

Modèle murin du syndrome de détresse respiratoire aiguë induit par l’acide oléique

L’injection continue d’acide oléique dans l’artère pulmonaire d’un porc adulte anesthésié induit une insuffisance respiratoire aiguë, permettant une expérimentation contrôlée lors de la décompensation respiratoire aiguë.

Un modèle porcin d’insuffisance respiratoire aiguë avec perfusion continue d’acide oléique

Nous décrivons une technique de recherche pour la fibroscopie bronchique et lavage broncho-alvéolaire en utilisant aspiration basse pression. La technique est utilisée pour récolter des cellules immunitaires à partir des surfaces de broncho-pulmonaire. L'anesthésie locale et sédation consciente légère (midazolam) est utilisé. Sujets tolèrent les effets secondaires minimes procédure ainsi et d'expérience.

Lavage broncho-alvéolaire (LBA) pour la recherche; obtention adéquate rendement de l&#39;échantillon

Continue de 12 dérivation électrocardiographique (ECG) peut identifier ischémie myocardique transitoire, même si asymptomatique, chez les patients ayant une suspicion de syndrome coronarien aigu (SCA). Dans cet article, nous décrivons notre méthode pour initier le suivi des patients en utilisant un dispositif Holter, le téléchargement des données de l'ECG pour l'analyse hors ligne, et comment utiliser le logiciel d'ECG d'identifier une ischémie transitoire.

Une méthode de recherche pour la détection de l&#39;ischémie myocardique transitoire chez les patients présentant une suspicion de syndrome coronarien aigu L&#39;utilisation continue du segment ST analyse

Le présent travail illustre la commodité de l’utilisation de l’immunothérapie sublinguale pour stimuler la réponse immunitaire innée dans les poumons et conférer une protection contre la pneumonie pneumococcique aiguë chez la souris.

L&#39;immunothérapie sublinguale comme une alternative à induire une protection contre les infections respiratoires aiguës

Ce protocole induit une lésion pulmonaire aiguë chez une souris qui est étroitement liée à la pathogenèse de la pneumopathie acide observée chez l’homme. Nous générons une lésion pulmonaire aiguë non létale maximale à faible pH et tenons compte des différences dans la structure respiratoire anatomique entre rongeurs et humains à l’aide d’une trachéotomie ouverte couplée à une libération de la pression circonférentielle.

Ouvrir trachéotomie acide gastrique Aspiration modèle murin de lésion pulmonaire aiguë Résultats dans Maximal aiguë non létaux Lung Injury

Ce travail décrit un protocole qui utilise une approche résolue par les composants pour étudier la sensibilisation aux allergènes de pollen de gazon dans une cohorte de patients du sud de la Chine avec une rhinite allergique et / ou de l'asthme.

Une approche de diagnostic résolue par un composant pour une étude sur les allergènes au pollen dans les ressortissants chinois avec la rhinite allergique et / ou l&#39;asthme

Ce protocole décrit une méthode pour infliger une abrasion de la surface oculaire de la souris et de suivre la processus de cicatrisation par la suite. Le protocole profite d’une bavure oculaire pour éliminer partiellement l’épithélium de surface de le œil chez les souris anesthésiés.

Abrasion épithéliale cornéenne avec oculaire Burr comme modèle pour la cornée, la cicatrisation

Découvrez comment induire une lésion pulmonaire aiguë chez le porc par injection d'acide oléique en veine centrale. Cette technique reproduit la pathologie du SDRA humain pour étudier les mécanismes et évaluer de nouvelles thérapies.

Acide oléique-Injection chez les porcs comme modèle pour un Syndrome de détresse respiratoire aiguë

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