Name: Petits dosages colorimétriques de Lactate intracellulaire et Pyruvate chez le nématode Caenorhabditis elegans (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 35 s
Description: Découvrez un protocole de dosage colorimétrique du lactate et du pyruvate intracellulaires chez Caenorhabditis elegans. Cette méthode améliorée utilise la précipitation protéique pour une quantification précise des métabolites.

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Ce travail a été soutenu financièrement par une subvention spéciale de recherche de l’Université Daito Bunka à Sumino Yanase.

1. synchronisée Culture de c. elegans
<ol><li>Avant de semer, culture l' Escherichia coli (e.coli) souche OP50 pendant une nuit à 37 ° C dans 300 mL de milieu liquide de bouillon Luria-Bertani (LB). Stocker le OP50 cultivées à-4 ° C.<ol>
<li>Pour rendre le milieu liquid du bouillon LB, utiliser 10 g de tryptone, 5 g d’extrait de levure, 10 g de NaCl et 1,5 mL de NaOH N 1 et ajouter à 1 L avec de l’eau désionisée. Autoclave. Remarque : Les souches OP50 et c. elegans sont disponibles depuis le centre de génétique de Caenorhabditis (Université du Minnesota, St. Paul, MN, é.-u.).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Pour rendre la gélose de nématode croissance moyenne (NGM), utiliser 3 g de NaCl, 2,5 g de peptone, 17 g de gélose et 975 mL d’eau désionisée. Autoclave. Refroidir à 55 ° C, puis sterilely ajouter, dans l’ordre, 1 mL de 1 M MgSO4, 1 mL de 1 M CaCl2, 1 mL de cholestérol 5 mg/mL en EtOH et 25 mL de 1 M potassium phosphate pH 6.0 à 90-Pétri mm.<ol>
<li>1 M potassium phosphate pH 6.0, utilisez 108,3 KH2PO4 et 46,6 g K2HPO4et ajouter eau déionisée à 1 L. Autoclave6.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Étaler 1-2 mL de la OP50 cultivé sur la gélose NGM. Pour faire une fine couche de OP50, incuber les boîtes pendant une nuit à température ambiante avant d’ajouter les nématodes. Remarque : Les boîtes de gélose NGM à qu'op50 inoculés peuvent être conservés la température ambiante pendant 2 à 3 semaines.</li>
	<li>Ajouter au moins 100 vers sur une gélose NGM OP50, et la culture à 20 ° C jusqu’au stade adulte. Au moins trois plaques sont nécessaires.</li>
	<li>Pour collecter les oeufs dans l’utérus, transférer des hermaphrodites gravides depuis les trois NGM géloses chaque avec 5 mL de tampon de S dans un tube conique de 15 mL et laver les vers 3 fois avec 15 mL de tampon de S par centrifugation à 300 x g pendant 30 s à température ambiante.<ol>
<li>Pour faire un tampon S utiliser 5,9 g de NaCl et 50 mL de 1 M potassium phosphate pH 6.0, ajouter à 1 L avec de l’eau désionisée. Autoclave6.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dissoudre les vers dans une solution d’hypochlorite alcalin pour axenization et en vrac oeuf isolement (0,5 mL d’eau de Javel fraîche ou équivalent : 5-6 % d’hypochlorite de sodium, 0,1 mL de NaOH de 10 M, environ 4,5 mL de tampon S)6, et reposer la solution pendant 10-15 min à température de la pièce avec le mélange en les retournant. Remarque : Moins de 15 min, les vers adultes devraient se dissolvent, laissant une solution brumeuse d’oeufs libérés de leurs carcasses (les oeufs libérés doivent être confirmés par un microscope stéréoscopique). Au lieu de 0,1 mL de NaOH de N 10, 0,2 mL de NaOH de N 5 peut également être utilisé.</li>
	<li>Après le traitement de l’hypochlorite, laver le culot d’oeuf 3 fois avec 15 mL de tampon de S et remettre en suspension dans 5 à 6 mL de tampon de S. Éclore les oeufs libérés au cours d’une incubation durant la nuit à 20 ° C dans un tampon sans e. coli S pour une culture de l’âge-synchrone des larves de stade L1.</li>
	<li>Pour déterminer le nombre approximatif des larves de stade L1, comptez les vers à l’aide d’un microscope stéréoscopique à 10 µL de tampon de S après resuspendant les larves au moins 3 fois et calculer la moyenne. Ensuite, transférer les larves de stade L1 à cinq boîtes de gélose NGM avec OP50 (1 500-3 000 vers par plaque à l’aide d’une boîte de Pétri 90 mm) et la culture à 20 ° C jusqu'à ce qu’ils ont grandi au stade adulte jeune, quand commence l’autofécondation et quelques oeufs sont pondus (habituellement après 3 d ays).</li>
</ol>2. extraction de la Fraction cellulaire de c. elegans
<ol><li>Recueillir les jeunes stade adulte (animaux âgés de 5 jours) Priapula des cinq boîtes de gélose NGM avec tampon S (Figure 1 a).<ol>
<li>Pour sélectionner seulement vers vivants à l’aide de la méthode de saccharose6 pour la flottaison sur saccharose 30 % (p/v), mélanger les vers suspendu dans 3-4 mL de tampon de S avec un volume égal de saccharose glacée de 60 % (p/v) dans un tube conique de 15 mL. Tourner le tube à 1 500 x g pendant 15 s à 4 ° C et de supprimer le flottement worms dans un nouveau tube en les déplaçant au large de la paroi de la trompe avec une pipette Pasteur.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Laver les vers 3 fois avec le tampon de S par centrifugation à 1 500 g pendant 30 s à 4 ° C. Vérifiez le volume humide de worms lavés après centrifugation en utilisant un embout de micropipette 1 000 µL (Figure 1 b).</li>
	<li>Ajouter les lavés vers à un volume égal de glacé 10 % (p/v) l’acide trichloracétique (TCA ; concentration finale de 5 %) pour la précipitation des protéines (Figure 1). Au lieu de TCA, acide perchlorique (PCA) ou l’acide métaphosphorique peut être utilisé.</li>
	<li>Homogénéiser les vers avec le précipitant à l’aide de 40 coups de pilon dans un homogénéisateur de Teflon (Potter-Elvehjem Meuleuse de tissu) avec une rotation jusqu'à 1 300 tr/min sur la glace.</li>
	<li>Transférer l’homogénat dans une douce microtubes de 1,5 mL avec une pipette Pasteur et laisser agir en utilisant un homogénéisateur à ultrasons pendant 3 min (3 fois de 1 min) et un cycle de fonctionnement de 20 % sur la glace.</li>
	<li>Clarifier l’homogénat par centrifugation à 8 000 x g pendant 10 min à 4 ° C. Neutraliser les surnageants avec 4 M KOH (volume 0,25 à 10 % TCA) pendant 20 min sur la glace et centrifuger à 8 000 x g pendant 10 min à 4 ° C. Le surnageant (comme une prise d’essai) peut être conservé à-80 ° C jusqu'à les épreuves suivantes.</li>
</ol>3. dosage à l’aide d’un Kit de dosage colorimétrique du lactate
<ol><li>Mesurer la concentration de lactate dans les échantillons d’essai à l’aide d’un kit de dosage colorimétrique (Table des matières). Procéder aux examens recto verso pour les échantillons d’essai. Ajouter 5 ou 10 µL des échantillons essayés dans une plaque à 96 puits et régler le volume à 50 µL / puits avec le tampon Lactate fourni avec le kit.</li>
	<li>Pour la courbe d’étalonnage de lactate, diluer 100 mM L (+)-Lactate Standard à 1 mM avec tampon Lactate. Ajouter 0, 2, 4, 6, 8 et 10 µL de la 1 mM L (+)-Lactate Standard, qui est fourni avec le kit, en une série de puits.</li>
	<li>Ajouter 50 µL de réaction (contenant 46:2:2 de tampon Lactate, Lactate de mélange enzymatique et Lactate Probe dans le DMSO, anhydre ; tous les réactifs sont fournis avec le kit) ou combinaison de contrôle de fond (contenant 48 : 2 tampon Lactate et du Lactate Probe) dans chaque puits et laisser incuber à température ambiante pendant 30 à 60 min, tandis que les échantillons sont protégés de la lumière.</li>
	<li>Mesurer l’absorbance de chaque puits à 570 nm en utilisant un lecteur de microplaques et soustraire l’absorbance du mélange fond contrôle de l’absorbance du mélange de la réaction.</li>
	<li>Tracer la courbe standard de lactate. Calculer les concentrations de lactate des échantillons essayés de la courbe standard de lactate.</li>
</ol>4. pyruvate dosage à l’aide d’un Kit de dosage colorimétrique
<ol><li>Mesurer la concentration de pyruvate dans les surnageants (échantillons) à l’aide d’un kit de dosage colorimétrique (Table des matières). Procéder aux examens recto verso pour les échantillons d’essai. Ajouter 10 µL des échantillons essayés et 90 µL de réactif de travail (contenant 94:1 du mélange enzymatique et colorant réactif, qui sont fournis avec le kit) dans une plaque de 96 puits et incuber à température ambiante pendant 30 min, tandis que les échantillons sont protégés de la lumière.</li>
	<li>Mesurer l’absorbance de chaque puits à 570 nm en utilisant un lecteur de microplaques.</li>
	<li>Tracer la courbe standard de pyruvate. Calculer les concentrations des échantillons essayés de la courbe standard de pyruvate pyruvate.</li>
</ol>5. protein Assay pour la normalisation avec la teneur en protéines
<ol><li>Mesurer la concentration de protéines dans les surnageants (échantillons) à l’aide d’un kit de dosage colorimétrique (Table des matières). Toutefois, cette étape n’est pas limitée à un kit de dosage, et autres approches peuvent être utilisées pour mesurer la concentration de protéine.</li>
	<li>Normaliser les valeurs de concentrations de lactate et pyruvate parmi les échantillons d’essai à l’aide de chaque concentration de protéines totales. Remarque : La concentration de protéines dans les échantillons d’essai est détectée suffisamment même après précipitation de protéines et est utilisée pour l’étape de la normalisation entre les échantillons.</li>
</ol>

<ol><li>Warburg, O. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/13298683">On the origin of cancer cells.</a> Science. 123, 309-314 (1956).</li>
<li>Matoba, S., et al. <a target="_blank" href="http://science.sciencemag.org/content/312/5780/1650.full">p53 regulates mitochondrial respiration.</a> Science. 312, 1650-1653 (2006).</li>
<li>Yanase, S., Suda, H., Yasuda, K., Ishii, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+p53%2FCEP-1+is+associated+with+lifespan+extension+through+an+age-related+imbalance+in+the+energy+metabolism+of+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+to+Cells%22%5BJournal%5D)">Impaired p53/CEP-1 is associated with lifespan extension through an age-related imbalance in the energy metabolism of C. elegans.</a> Genes to Cells. 22 (12), 1004-1010 (2017).</li>
<li>Page, A. P., Johnstone, I. L. The C. elegans. Research Community. The cuticle. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPage%2C+AP+%22WormBook%22">WormBook</a>. , (2007).</li>
<li>Hulme, S. E., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemistry+and+the+worm%3A+Caenorhabditis+elegans+as+a+platform+for+integrating+chemical+and+biological+research%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Chemistry and the worm: Caenorhabditis elegans as a platform for integrating chemical and biological research.</a> Angewandte Chemie International Edition. 50, 4774-4807 (2011).</li>
<li>Lewis, J. A., Fleming, J. T. Basic culture methods. <a target="_blank" href="https://www.elsevier.com/books/caenorhibditus-elegans-modern-biological-analysis-of-an-organism/epstein/978-0-12-564149-4">Methods in Cell Biology, Volume 48, Caenorhabditis elegans: Modern Biological Analysis of an Organism</a>. Epstein, H. F., Shakes, D. C. , Academic Press, Inc. 3-29 (1995).</li>
<li>Senoo-Matsuda, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+defect+in+the+cytochrome+b+large+subunit+in+complex+II+causes+both+superoxide+anion+overproduction+and+abnormal+energy+metabolism+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">A defect in the cytochrome b large subunit in complex II causes both superoxide anion overproduction and abnormal energy metabolism in Caenorhabditis elegans.</a> The Journal of Biological Chemistry. 276 (45), 41553-41558 (2001).</li>
<li>Butler, J. A., Mishur, R. J., Bhaskaran, S., Rea, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+metabolic+signature+for+long+life+in+the+Caenorhabditis+elegans+Mit+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">A metabolic signature for long life in the Caenorhabditis elegans Mit mutants.</a> Aging Cell. 12, 130-138 (2013).</li>
<li>Marbach, E. P., Weil, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+enzymatic+measurement+of+blood+lactate+and+pyruvate%3A+Use+and+significance+of+metaphosphoric+acid+as+a+common+precipitant%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Rapid enzymatic measurement of blood lactate and pyruvate: Use and significance of metaphosphoric acid as a common precipitant.</a> Clinical Chemistry. 13 (4), 314-325 (1967).</li>
<li>Mishur, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+metabolites+extend+lifespan%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial metabolites extend lifespan.</a> Aging Cell. 15, 336-348 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Lorsque vous utilisez ces trousses de dosage colorimétrique, l’étape la plus critique dans l’extraction de l’échantillon pour détecter les cellulaire lactate et pyruvate avec précision chez c. elegans sont le processus de précipitation de protéines au cours de l’homogénéisation (Figure 1). Il n’est pas strictement nécessaire d’utiliser un homogénéisateur de téflon, autres homogénéisateurs (e.g., Dounce et coniques broyeurs de tissu, ou usines de perle) sont également adapté...

Les concentrations de lactate et pyruvate sont largement considérées comme intermédiaires du métabolisme énergétique et sont liées aux États de la glycolyse, cycle des acides tricarboxyliques (TCA) et chaîne de transport des électrons dans les cellules des organismes aérobies. Une série de réactions dans la glycolyse oxyder le glucose en pyruvate, qui se trouve à un carrefour métabolique et peut être converti d’hydrates de carbone à travers gluconéogenèse, d’acides gras et le métabolisme énergétique à travers l’acétyl-CoA et de l’acide aminé alanine. Le cycle de Krebs se produit en présence d’oxygène dissous suffisante et est fondamental pour la conversion du glucose en énergie. En particulier, l’altération du métabolisme secondaire est un phénomène intéressant dans lequel la glycolyse est utilisée principalement pour la production d’énergie et la respiration mitochondriale aérobie, qui implique le cycle de Krebs et la chaîne de transport d’électrons, est diminuée dans le cancer chez les mammifères des cellules1,2. Récemment, nous avons montré que les concentrations de lactate et le rapport lactate/pyruvate qui en découle (L/P) diminuent au cours du vieillissement chez l’organisme modèle Caenorhabditis elegans (c. elegans). De même, nous avons constaté que le mammifère tumeur suppresseur p53 orthologues CEP-1 chez c. elegans a un rôle important dans les altérations liées au vieillissement du métabolisme énergétique par le biais de l’activation de ses cibles transcriptionnelle3.
Dans des tests biologiques, comme la mesure des concentrations de lactate et pyruvate dans les cellules, la sensibilité, précision, taille de l’échantillon et les temps d’incubation des trousses de dosage colorimétrique/fluorimétrique ont été considérablement améliorés. En raison des innovations technologiques, nous sommes maintenant en mesure d’analyser les divers métabolites et métabolites intermédiaires sans la culture à grande échelle c. elegans, qui est difficile étant donné sa petite taille. En règle générale, la sensibilité d’un test colorimétrique est un ordre de grandeur inférieur à celui d’un dosage fluorimétrique ; Toutefois, l’approche colorimétrique est plus approprié dans le cadre des laboratoires communs. En outre, une technique d’extraction contenant des précipitations d’homogénéisation et de protéine est cruciale pour la détermination quantitative des concentrations de lactate et pyruvate dans les cellules de c. elegans car ce nématode est enfermé dans un exosquelette appelé la cuticule, contrairement aux cellules de mammifères cultivées lignes4,5. Nous décrivons ici un protocole afin d’analyser les concentrations de lactate et pyruvate à l’aide de kits de dosage colorimétrique commercial notamment des conseils pour l’extraction de l’échantillon de c. elegans.

<table><tbody><tr><td>Kit de dosage colorimétrique/fluorimétrique du lactate&nbsp ;</td><td>BioVision</td><td>#K607-100</td><td>tests colorimétriques/fluorimétriques 100 ; Stocker à -20°C</td></tr><tr><td>EnzyChrom Pyruvate Assay</td><td>Kit BioAssay Systems</td><td>#EPYR-100</td><td>colorimétriques/ fluorométriques 100 dosages ; Stocker à -20oC</td></tr><tr><td>BCA Kit de dosage des protéines</td><td>Thermo Scientific</td><td>#23225</td><td>dosage colorimétrique ; stocker à &nbsp ; température ambiante</td></tr><tr><td>Acide trichloracétique</td><td>Wako Pure Chemical</td><td>#207-04955</td><td>conserver à température ambiante</td></tr><tr><td>Homogénéisateur de téflon&nbsp ;</td><td>Iwaki/Pyrex</td><td>#358034 (Wheaton)</td><td>Au lieu de Iwaki/Pyrex, disponible chez Wheaton</td></tr></tbody></table>

petits dosages colorimétriques de lactate intracellulaire et pyruvate chez le nématode caenorhabditis elegans

Small-Scale Colorimetric Assays of Intracellular Lactate and Pyruvate in the Nematode Caenorhabditis elegans

Lactate et pyruvate sont des intermédiaires clés des voies métaboliques intracellulaires de l’énergie. Le rapport lactate/pyruvate dans les cellules de surveillance permet de déterminer s’il existe un déséquilibre dans le métabolisme de l’énergie liée à l’âge entre la phosphorylation oxydative mitochondriale et de la glycolyse aérobie. Ici, nous montrons l’utilisation des kits de dosage colorimétrique commercial de lactate et pyruvate dans l’organisme modèle c. elegans. Récemment, la sensibilité et la précision des kits de dosage colorimétrique/fluorimétrique ont été améliorées considérablement par la recherche et de développement menées par les fabricants de réactifs. Les réactifs améliorées ont permis l’utilisation des essais à petite échelle avec une plaque à 96 puits chez c. elegans. En général, un dosage fluorimétrique est une sensibilité supérieure à un dosage colorimétrique ; Toutefois, l’approche colorimétrique est plus approprié pour l’usage dans des laboratoires communs. Une autre question importante à ces essais pour la détermination quantitative est la précipitation de protéines de homogénéisé c. elegans échantillons. Dans notre méthode de précipitation de protéines, précipitants communs (e.g., acide trichloracétique, acide perchlorique et acide métaphosphorique) sont utilisés pour la préparation de l’échantillon. Un échantillon de test sans protéine est préparé en ajoutant directement froid précipitant (concentration finale de 5 %) au cours de l’homogénéisation.

Avec les dosages colorimétriques pour la détermination quantitative des concentrations de lactate et pyruvate, nous avons démontré l’exactitude de ces tests par rapport aux précédents rapports dans c. elegans7,8. Ici, le processus de précipitation de protéines au cours de l’extraction de l’échantillon a été l’étape la plus cruciale pour générer des valeurs précises. Pour la précipitation de protéines, précipitants communs...

Nous décrivons une extraction artisanale modifiée et les dosages colorimétriques de lactate et pyruvate chez le nématode elegans de c. Lors de l’utilisation de trousses d’analyse commerciale, le développement technique de leur sensibilité et de précision est important. Précipitation de protéines dans l’extraction est l’étape la plus critique pour le dosage des métabolites intracellulaires.

Petits dosages colorimétriques de Lactate intracellulaire et Pyruvate chez le nématode Caenorhabditis elegans

Lactate and pyruvate are key intermediates of intracellular energy metabolic pathways. Monitoring the lactate/pyruvate ratio in cells helps to determine ...

Cette recherche peut aider à répondre à toutes les questions dans le domaine du nombre de biochimies et de la méthodologie, telles qu’une analyse des droits de développement dans le nématode. Le principal avantage de cette technique est la précipitation protéique dans l’extraduction et la boisson et l’homogénéisation des vers. Commencez cette expérience en cultivant la souche E.coli OP50 dans 300 millilitres de bouillon LB liquide moyen à 37 degrés Celsius pendant la nuit.Magasiner avec succès OP50 à quatre degrés Celsius. Pipette deux millilitres de l’OP50 cultivé sur au moins trois NGM précédemment préparés, ou plaques d’agar nematode growth media et étalées à la main tourbillonnant la plaque. Incuber les plaques à température ambiante pendant la nuit pour créer une fine couche d’OP50.Ensuite, utilisez un cure-dent stérile pour choisir un morceau d’agar dans une assiette avec des vers, pour ajouter au moins 100 vers à chaque plaque OP50 NGM. Culture au moins trois plaques avec les vers à 20 degrés Celsius, jusqu’à ce que les vers atteignent le stade adulte, ce qui est confirmé au microscope stéréoscopique. Localiser les hermaphrodites gravid remplies d’œufs à l’aide d’un microscope stéréoscopique.Après avoir ajouté cinq millilitres de tampon S aux plaques, utilisez la pipette Pasteur pour transférer les vers des trois plaques à un tube conique de 15 millilitres. Lavez les vers trois fois en ajoutant 15 millilitres de tampon S, puis en centrifugant à 300 fois G à température ambiante pendant 30 secondes. Si le volume du tampon S dépasse cinq millilitres, retirez l’excédent de tampon après centrifugage.Pour une exonisation réussie et l’isolement des œufs en vrac, dissoudre les vers en 0,5 millilitres de solution hypo chlorate alcaline. Mélanger en inversant et en incubant à température ambiante pendant 10 à 15 minutes. Centrifugeuse à 1400 RPM pendant 30 secondes pour enlever la solution.Utilisez 15 millilitres de tampon S pour laver la pastille d’œuf. Après l’avoir centrifugé, retirez le supernatant et répétez ce lavage au moins trois fois. Après le dernier lavage, nous suspendons la pastille en cinq à six millilitres de tampon S, sans E.coli et incubons les œufs pendant la nuit à 20 degrés Celsius pour les éclore et atteindre la culture synchrone H des larves de stade L1.Pipette 10 microlitres de S-tampon contenant des vers L1 sur trois feuillets de couverture. Comptez les larves au microscope stéréoscopique et calculez la moyenne pour déterminer le nombre approximatif de larves de stade L1. Enfin, transférez les larves de stade L1 dans cinq plaques d’agar NGM avec OP50 et cultivez-les à 20 degrés Celsius jusqu’au stade du jeune adulte, au cours duquel l’autoftilisation se produit et où quelques œufs sont pondus.Observez les vers tous les jours au microscope, puis recueillez les jeunes adultes, ou les vers de cinq jours. Pour sélectionner uniquement les vers vivants, ajoutez les vers suspendus en trois à quatre millilitres de tampon S à un tube conique de 15 millilitres. Ajouter ensuite un volume égal de saccharose glacé à 60 % et mélanger.Centrifugeuse le tube à 1500 fois G à quatre degrés Celsius pendant 15 secondes. Ensuite, utilisez une pipette Pasteur pour déplacer soigneusement les vers du mur du tube, puis retirez les vers flottants dans un tube frais. Remplissez le tube de S-tampon pour laver les vers, et centrifugeuse à 1500 fois G à quatre degrés Celsius pendant 30 secondes.Retirez le tampon et répétez le lavage deux fois de plus. Après le troisième lavage, retirez soigneusement le supernatant, en vous assurant de ne pas enlever les vers, et utilisez une pointe de pipette de 1000 microlitres pour mesurer le volume humide des vers lavés. Pour les précipitations protéiques, utilisez une pipette Pasteur pour ajouter les vers lavés à un volume égal d’acide trichloroacetic glacé à 10 % dans un homogénéisateur placé sur la glace.Homogénéiser à l’aide de 40 coups de passel avec rotation, jusqu’à 1300 RPM. Utilisez un homogénéiseur ultrasonique avec un cycle de 20% de service pour sonifier l’homogénéité. Utilisez une pipette Pasteur pour transférer l’homogénéate à un tube de 1,5 millilitre placé sur la glace.Après avoir transféré l’homogénéité dans un tube de micro centrifugeuse, centrifugeuse à 8000 g à quatre degrés Celsius pendant 10 minutes pour le clarifier. Transférer le supernatant dans un tube frais et ajouter quatre molaire de chlorure de potassium et l’incuber sur la glace pendant 20 minutes pour le neutraliser. Puis centrifugez-le à 8000 fois G à quatre degrés Celsius pendant 10 minutes.Transférer le surnatant dans un tube frais et conserver à 80 degrés Celsius jusqu’à ce qu’il soit nécessaire pour d’autres analyses. Pour mesurer la concentration de lactate, utilisez une trousse d’analyse colorimétrique pour effectuer des analyses en double pour les échantillons d’essai. Ajouter 10 microlitres des échantillons d’essai à chaque puits d’une plaque de 96 puits, puis ajouter un tampon d’essai de lactate à chaque échantillon pour ajuster le volume à 15 microlitres.Diluer la norme L+Lactate de 100 millimlaires avec tampon d’essai de lactate à un millimolaire. Ensuite, dans une série de puits, ajouter zéro, deux, quatre, six, huit et 10 microlitres de L+Lactate Standard dilué. Ajouter 50 microlitres de mélange de réaction à chaque puits, et incuber à température ambiante à l’abri de la lumière pendant au moins 30 minutes pour que la couleur se développe.Enfin, utilisez un lecteur de microplaque pour mesurer l’absorption de chaque puits à 570 nanomètres. Soustrayez l’absorption du mélange de contrôle de fond de l’absorption du mélange de réaction. Tracez ensuite la courbe standard de lactate et calculez les concentrations de lactate de la courbe en multipliant chaque concentration par 2,25.Utilisez une trousse d’analyse colorimétrique pour mesurer la concentration de pyruvate dans les échantillons d’essai et effectuez des examens en duplex. Ajouter 10 microlitres des échantillons d’essai à différents puits d’une plaque de 96 puits et ajouter 90 microlitres de réaccentrage de travail à chaque échantillon. Incuber couvert pendant 30 minutes à température ambiante.Placez ensuite la plaque dans le lecteur de microplaque pour mesurer l’absorption de chaque puits à 570 nanomètres. Tracez la courbe standard du pyruvate et calculez les concentrations de pyruvate de la courbe standard en multipliant chaque concentration par 2,25. Enfin, pour mesurer la concentration de protéines dans les échantillons d’essai, utilisez un kit d’analyse colorimétrique tel que décrit dans le protocole texte.Après précipitation protéique, des analyses colorimétriques peuvent être utilisées pour la détermination quantitative des concentrations de lactate et de pyruvate. Cette expérience montre l’exactitude des analyses colorimétriques contrairement aux rapports précédents dans C.Elegans. En outre, ces analyses sont suffisamment sensibles pour mesurer les concentrations de lactate et de pyruvate, même dans les échantillons à petite échelle dans un court laps de temps.Pour détecter avec précision le lactate et le pyruvate chez C.elegans, il est crucial d’effectuer des précipitations protéiques lors de l’homogénéisation des vers. La quantité de lactate et de pyruvate détectée est plus élevée lorsque les échantillons sont précipités par protéine pendant l’homogénéisation, comparativement à une fraction cytosolique intacte ou après homogénéisation lorsqu’aucun lactate ou pyruvate n’a été détecté.

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Biochimique et High Throughput évaluation microscopique de la masse grasse dans<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Le muscle squelettique est essentiel pour la locomotion et est le principal magasin de protéine de corps. mesures de santé musculaire dans C. elegans sont décrits. Changements éventuels à la structure et la fonction musculaire sont évalués à l'aide GFP localisée et colorants cationiques.

Méthodes d'évaluation de Subcellular compartiments de muscle en C. elegans

Un protocole est décrit pour la détection in vivo des effets des inhibiteurs mitochondriaux dans l’organisme modèle Caenorhabditis elegans et pour l’identification de composés potentiellement améliorants. Ce protocole peut être utilisé pour cribler les bibliothèques de médicaments à la recherche de composés modulant la fonction mitochondriale.

Un criblables<em&gt; In Vivo</em&gt; Essai de modulateurs mitochondriale utilisant transgénique Bioluminescent<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Nous présentons une configuration et un protocole d'enregistrement du comportement qui permettent une analyse automatisée du nématode, la préférence de Caenorhabditis elegans pour les composés solubles dans un dosage basé sur la population. Cet article décrit la construction d'une chambre de comportement, du protocole d'analyse comportementale et de l'utilisation d'un logiciel d'analyse vidéo.

Analyse automatisée d&#39;un essai de préférence chimiosensible basée sur la population à base de nématodes

Un guide étape par étape pour sonder la perte d’acidité lysosomale dans l’intestin c. elegans en utilisant le colorant vital sensibles au pH 6 - carboxy - 2', 7'-dichlorofluorescéine diacétate...

Évaluer l’alcalinisation Lysosomal dans l' intestin de vivre Caenorhabditis elegans

Ce protocole décrit comment mesurer la perméabilité intestinale de Caenorhabditis elegans. Cette méthode est utile pour la recherche biologique fondamentale sur la santé intestinale liée à l'interaction entre les bactéries intestinales et leur hôte et pour le dépistage pour identifier les agents probiotiques et chimiques pour guérir le syndrome de l'intestin qui fuit et les maladies inflammatoires de l'intestin.

Mesurer les effets des bactéries et des produits chimiques sur la perméabilité intestinale de Caenorhabditis elegans

Cette étude présente des protocoles pour deux approches d’analyse de l’activité locomotrice semi-automatisées chez les vers gas-1de la maladie du complexe I de C. elegans (fc21),à savoir ZebraLab (un test à débit moyen) et WormScan (un test à haut débit) et fournit une analyse comparative parmi un large éventail de méthodes de recherche pour quantifier le comportement des nématodes et la fonction neuromusculaire intégrée.

Analyse comparative de méthodes expérimentales pour quantifier l’activité animale dans les modèles de maladie mitochondriale de Caenorhabditis elegans

L’enseignement des sciences biologiques peut être rendu plus stimulant pour les élèves par l’utilisation de l’expérimentation. Ce manuscrit présente deux protocoles différents mais complémentaires qui peuvent être utilisés en classe pour encourager les élèves à formuler et à tester des hypothèses liées aux régimes riches en calories, à la famine et au vieillissement.

Utilisation de colorants à faible coût pour visualiser l’accumulation de glycogène et l’intégrité intestinale chez Caenorhabditis elegans

Découvrez un protocole de dosage colorimétrique du lactate et du pyruvate intracellulaires chez Caenorhabditis elegans. Cette méthode améliorée utilise la précipitation protéique pour une quantification précise des métabolites.

Petits dosages colorimétriques de Lactate intracellulaire et Pyruvate chez le nématode Caenorhabditis elegans

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