Comportement des tests pour évaluer les déficits fonctionnels causés par l’Implantation de la microélectrode dans le Cortex de moteur de Rat rongeur

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l’ingénierie neuronale, par exemple si l’implantation d’un dispositif a des implications sur la fonction motrice à long terme. Le principal avantage de cette technique est que, contrairement à l’histologie finale, le comportement continu fournit une mesure globale et en temps réel de la fonction motrice tout au long de l’étude. Pour commencer cette procédure, injectez à l’animal un antibiotique céphalosporine par voie sous-cutanée pour prévenir l’infection et un anti-inflammatoire non stéroïdien pour la gestion de la douleur.

Ensuite, appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux de l’animal pour éviter qu’ils ne se dessèchent. À l’aide d’un coupe-ongles pour petits animaux, coupez les ongles des orteils pour éviter que l’animal ne gratte les sutures pendant la cicatrisation des plaies après la chirurgie. Par la suite, fournissez un analgésique local avec une injection sous-cutanée de bupivacaïne dans la zone de l’incision sur la tête de l’animal.

Montez l’animal sur un cadre stéréotaxique à l’aide de barres d’oreille pour empêcher la tête de bouger pendant la chirurgie. Placez ensuite un coussin chauffant à circulation d’eau sous l’animal pour maintenir sa température interne. Ensuite, frottez la zone chirurgicale à l’aide d’une solution alternée de bétadine et de gommages à l’isopropanol.

Effectuez ensuite un pincement des orteils selon le protocole institutionnel pour s’assurer que l’animal se trouve sous le plan chirurgical. Pour préparer l’animal à l’implantation, faites une incision d’environ un pouce le long de la ligne médiane pour exposer le crâne. Retirez brutalement le périoste à l’aide d’un applicateur à bout de coton et arrêtez tout saignement à l’aide d’un morceau de gaze.

Rétractez ensuite les tissus environnants à l’aide de pinces crocodiles ou d’hémostats. Une fois le crâne nettoyé, appliquez quelques gouttes d’adhésif tissulaire à base de cyanoacrylate sur le crâne exposé pour améliorer le collage du ciment dentaire dans les étapes ultérieures. Dans l’hémisphère choisi, marquez la région du cortex moteur correspondant au mouvement de la patte avant en créant une entaille dans l’os.

Retirez une partie du crâne à l’aide d’une fraise dentaire à bout arrondi de 1,75 millimètre, en prenant soin de ne pas percer trop rapidement ou trop profondément. La perceuse doit être appliquée sur le crâne par intermittence pour éviter la surchauffe. À l’aide d’une solution saline et d’une légère aspiration, retirez tous les débris osseux du crâne.

Attention à ne pas endommager la dure-mère lors du perçage. Ensuite, utilisez des rongeurs fins ou des micro-pinces incurvées pour retirer l’os restant. Ensuite, réfléchissez la dure-mère à l’aide d’un pic à dure-mère à 45 degrés.

Nettoyez tout saignement à l’aide d’un applicateur à embout de coton et d’une solution saline en prenant soin de ne pas toucher directement la surface du cerveau. Pour insérer la microélectrode dans le cortex moteur, montez soigneusement la microélectrode stérilisée dans le support universel sur le cadre stéréotaxique en prenant soin de ne pas heurter la tige de l’électrode. Assurez-vous que le connecteur d’interface de l’étage de tête de l’électrode est fermement maintenu par le support.

À l’aide du micromanipulateur sur le cadre stéréotaxique, positionnez soigneusement l’extrémité de l’électrode sur la craniotomie ouverte. Abaissez doucement l’électrode d’environ deux millimètres dans le cerveau. Prenez soin d’éviter tout système vasculaire visible dans la mesure du possible.

Pour l’insertion manuelle/manuelle, comme démontré ici, des micropinces sont utilisées pour insérer la microélectrode factice en silicium non fonctionnelle. Une fois l’électrode en place, libérez soigneusement le connecteur du support universel et rétractez le bras d’insertion. Nettoyez soigneusement tout saignement autour de l’électrode à l’aide d’un applicateur à embout de coton et d’une solution saline.

Par la suite, scellez la craniotomie autour de l’électrode implantée à l’aide d’un élastomère de silicone. Fixez ensuite l’électrode au crâne à l’aide de ciment dentaire. Une fois que le ciment est complètement sec, rapprochez les bords de l’incision à l’avant et à l’arrière du capuchon de tête en ciment et suturez-les.

Pour les implants non fonctionnels, toute l’incision peut être fermée. Pour commencer l’essai sur la grille en plein champ, placez l’animal au centre de la grille, face à l’appareil d’essai. Laissez l’animal courir librement pendant trois minutes pendant l’enregistrement d’une vidéo.

Lorsque l’animal a terminé les tests, retirez-le de la grille et nettoyez-la soigneusement avec un stérilisant à base de dioxyde de chlore. Analysez le nombre de lignes de grille franchies, la distance totale parcourue et la vitesse maximale de l’animal comme mesures de la fonction motrice globale à l’aide d’un logiciel de suivi vidéo. Pour les tests d’échelle, une semaine de formation est nécessaire avant d’enregistrer les scores de base préopératoires.

Transférez ensuite l’animal dans une cage de détention temporaire propre pour commencer les tests à l’échelle. Installez l’échelle de manière à ce qu’elle fasse le pont entre deux cages. L’extrémité de départ de l’échelle repose sur une cage propre, et l’extrémité d’arrivée repose dans la cage d’accueil de l’animal pour servir de motivation pour terminer la course.

Positionnez la caméra vidéo utilisée pour filmer les tests d’échelle sur un trépied au centre de l’échelle autour de la hauteur de l’échelon. Avec une caméra vidéo en marche, maintenez l’animal sur la ligne de départ de l’échelle, en laissant ses pattes avant toucher le premier échelon. Laissez le rat traverser l’échelle à son propre rythme.

Le temps écoulé entre le moment où la patte de l’animal touche le premier échelon et la ligne d’arrivée de l’avant-dernier échelon déterminera le temps de franchissement de l’animal. Si l’animal se retourne sur l’échelle ou ne bouge pas pendant une période de 20 secondes, considérez que l’animal échoue. Attribuez-lui un score de pénalité pour chaque course ratée et déterminez le temps de pénalité en fonction de la performance la plus lente enregistrée lors des tests préopératoires.

Laissez chaque animal traverser l’échelle cinq fois par jour de test, avec environ une minute de repos entre chaque course. Faites la moyenne des trois courses les plus rapides par jour comme mesure de la motricité fine. De plus, enregistrez le nombre de fois où chacune des pattes avant glisse des barreaux à l’aide d’un logiciel de suivi vidéo.

Pour tester la force de préhension, placez le compteur de force de préhension sur le bord du compteur avec le guidon de la poignée étendu sur le sol. Laissez ensuite l’animal saisir le guidon avec les deux pattes avant tout en tenant l’animal par la base de la queue. Une fois que l’animal a une prise ferme avec chaque patte, éloignez-le du mètre par la base de la queue avec une force lente et régulière.

Noter la force de préhension maximale exercée par l’animal à l’aide de l’appareil de mesure de la force de préhension. Testez chaque animal trois fois par jour d’essai, avec environ deux minutes de repos entre chaque essai. Comme mesure de la motricité fine, notez et calculez la moyenne de la force de préhension maximale de chacun des trois essais.

Une différence significative dans les performances de la grille en plein champ entre les animaux témoins et les animaux implantés n’a été observée qu’au cours de la première semaine d’essai suivant la période de récupération. Il n’y avait pas de différence de performance pour le reste de l’étude, indiquant qu’il n’y avait pas de déficit de la fonction motrice globale à long terme. Mis à part la première semaine de tests post-récupération, les animaux de contrôle franchissent l’échelle beaucoup plus rapidement que les animaux implantés.

Les animaux implantés n’étaient pas en mesure de maintenir les vitesses de franchissement d’échelle avant l’opération, ce qui indique de possibles déficits de la motricité fine. Ceci est encore soutenu par l’augmentation de l’apparition de glissades de la patte droite chez les animaux implantés, en corrélation avec la région du cerveau recevant un implant. Au cours de l’étude, les animaux témoins ont souvent obtenu des résultats de force de préhension nettement supérieurs à ceux des animaux implantés.

De plus, les animaux implantés ont des performances nettement inférieures aux performances de base immédiatement après la guérison, mais se sont améliorés au fil du temps et sont revenus aux performances de base. La corrélation entre les performances de l’échelle et l’intensité de la fluorescence de l’immunoglobuline G est présentée ici, un marqueur de la perméabilité de la barrière hémato-encéphalique. Un coefficient de corrélation de 0,901 a été trouvé, indiquant une très forte corrélation.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en environ 30 minutes par animal et par séance de test. Lors de cette procédure, il est important de réduire les variables environnementales, car elles peuvent distraire les animaux de la tâche à accomplir. À la suite de cette procédure, d’autres méthodes, notamment l’immunohistochimie ou d’autres techniques d’imagerie lumineuse, peuvent être réalisées afin d’étudier la réponse cellulaire ou tissulaire à la microélectronique implantée.

Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’effectuer un test rapide, simple et reproductible pour les déficits de motricité globale et fine qui peuvent résulter de l’implantation d’un dispositif ou d’une lésion dans le cortex moteur primaire.