Name: Génération d’un modèle de Cancer du sein métastatique orthotopique murin et effectuant une mastectomie radicale Murine (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 5 s
Description: Apprenez à générer un modèle murin orthotopique de cancer du sein métastatique avec imagerie bioluminescente. Cette méthode permet d'étudier la progression tumorale et d'évaluer les traitements.

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Ce travail a été soutenu par subvention NIH R01CA160688 et Susan G. Komen Foundation chercheur initié Research grant (IIR12222224) à des souris K.T. bioluminescence images ont été acquises par la ressource partagée translationnelle Imaging Resource partagée au Roswell Park Comprehensive Cancer Center, qui a été appuyée par le Cancer Center Support (P30CA01656) et Instrumentation partagé subvention (S10OD016450).

L’approbation de la Roswell Park Cancer Center Institutional Animal prise en charge globale et utilisation a été obtenue pour toutes les expériences.
Remarque : Neuf à douze semaines femelles BALB/c souris sont obtenus. Les cellules 4 t 1-luc2, une souris Adénocarcinome mammaire lignée cellulaire provenant de souris BALB/c qui a été conçu à la luciférase express, sont utilisés. Ces cellules sont cultivées dans un milieu 1640 Roswell Park Memorial Institute (RPMI) avec 10 % sérum fœtal (SVF).
1. préparation des Instruments
<ol><li>Décongeler un mélange de protéine gélatineux congelés (p. ex., Matrigel) sur la glace dans une hotte de culture de tissus.</li>
	<li>Nettoyer et stériliser deux ensembles d’instruments chirurgicaux (microdissection ciseaux, pince Adson et un porte-aiguille) avant la chirurgie. Préparer stérilisé 5-0 des sutures en soie et sèche stérilisant (séries chirurgies sont prévues).</li>
	<li>Couper les cheveux de poitrine moyen des souris avec la pince et marquer les souris pour identification par poinçonnage de l’oreille avant l’heure de la chirurgie.</li>
	<li>
Préparer la table de la procédure, qui peut être utilisée immédiatement pour l’opération.
	<ol>
<li>Répandre un tampon absorbant et fixer les coins avec du ruban, fixer les coiffes anesthésie avec du ruban, mettre stérilisant et désinfectant (chlorhexidine, iode et 75 % d’éthanol) à côté de l’espace de manoeuvre et placez les souris dans l’ordre d’opération.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. préparation des cellules (pour 10 souris)
Remarque : Les cellules doivent être utilisés moins de 1 h après détaché de la capsule afin d’éviter une diminution de la viabilité. Plus précisément, la suspension cellulaire doit être jetée dans le mélange de protéines gélatineux dans 15 min après avoir détaché les cellules du plat pour maintenir leur viabilité.
<ol><li>La culture des cellules 4 t 1-luc2, une lignée de cellules d’Adénocarcinome mammaire de souris exprimant la luciférase, en milieu RPMI 1640 avec 10 % FBS dans un incubateur à 37 ° C à 5 % de CO2à humidifié.</li>
	<li>Laver les cellules 4 t 1-luc2 adhérente dans un plat de 10 cm avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) à l’aide d’une pipette sérologique de 10 mL. Ajouter 1 mL de 0,25 % de trypsine à l’aide d’une pipette P1000 et, ensuite, incuber les échantillons à 37 ° C pendant 5 min. Puis, ajouter 4 mL de milieux de culture (RPMI-1640 avec 10 % FBS) à l’aide de 5 mL sérologique Pipeter et transférer la suspension cellulaire dans un tube conique de 15 mL sous une hotte de culture de tissus. Centrifuger la suspension cellulaire à 180 x g pendant 5 min.</li>
	<li>Aspirer le surnageant et remettre en suspension les cellules dans 2 mL de PBS ; Ensuite, compter les cellules à l’aide de l’hémocytomètre.</li>
	<li>Suspension 2 x 106 cellules 4 t 1-luc2 40 μl de PBS froid (pH 7,4, 4 ° C) dans la hotte de la culture de tissus.</li>
	<li>Mélanger la suspension cellulaire 40 μL avec 360 μl du mélange protéique gélatineux dans un tube de microtubes de 1,5 mL sur la glace dans la hotte de la culture de tissus. Remarque : La concentration finale est de 1 x 10520 μL (1:9 PBS : mélange de protéines gélatineux). Pour le modèle orthotopique (sans mastectomie), 1 x 10420 μL de la concentration finale a été utilisé, pour éviter d’atteindre les critères de l’euthanasie (tumeur taille > 2 cm) dans les deux semaines.</li>
</ol>3. Inoculation de cellules de Cancer
<ol><li>Mettre les souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie avec 2 à 4 % isoflurane et 0,2 L/min débit d’oxygène jusqu'à ce que les souris respirent calmement (2 – 3 min).</li>
	<li>Saisissez la souris et injecter 0,05 mg/kg de buprénorphine dans son épaule par voie sous-cutanée.</li>
	<li>Confirmez anesthésie adéquate en l’absence de réaction à une pincée d’orteil. Insérez les nez de la souris dans l’orifice du masque souris, qui permet une anesthésie par inhalation avec 2-4 % isoflurane et 2 L/min débit d’oxygène attaché à une unité de filtre à charbon actif.</li>
	<li>Empêcher les membres de la souris à l’aide de ruban adhésif lab et stériliser sa peau à l’aide de chlorhexidine, iode et 75 % d’éthanol, à l’aide de tampons de coton.</li>
	<li>Faire une incision cutanée de 5 mm au milieu de la paroi thoracique antérieure utilisant des ciseaux stériles microdissection, ascenseur droite à côté de l’incision de la peau et détacher la peau de la paroi thoracique à l’aide des ciseaux et ensuite, inverser la peau afin d’exposer le droit #2 coussinets adipeux mammaire.</li>
	<li>Soigneusement injecter 20 μL de la suspension de cellules de cancer à l’aide d’une seringue à insuline 1 mL avec une aiguille de 28,5 G dans les coussinets adipeux sous vision directe par le biais de la plaie. Remarque : L’aiguille traverse la plaie, pas la peau. Gardez maintenant l’aiguille dans la grosse garniture pour 5 avant de s à tirant, qui permet à temps pour le mélange de protéines gélatineux se solidifier.</li>
	<li>Fermer les incisions cutanées par une couture, à l’aide de sutures non résorbables stériles 5-0.</li>
	<li>Après la chirurgie, retourner les animaux à une cage propre et de les surveiller jusqu'à ce qu’ils ont récupéré et sont déplacent librement (après environ 1-2 min). Si un animal ne semble pas être en bonne santé dans les 24h de la chirurgie, administrer la buprénorphine (0,2 mg/kg).</li>
	<li>Enlever les sutures sous anesthésie (voir étape 3.1) 7D après la chirurgie.</li>
</ol>4. mastectomie
Remarque : Le calendrier de la mastectomie est très important. Si c’est fait trop tôt, les métastases pulmonaires ne se produit pas. Si elle est faite trop tard, la tumeur primitive a envahi des principaux vaisseaux sanguins, rendant difficile une résection oncologique complète. Ainsi, plusieurs points dans le temps ont été testés pour la mastectomie déterminer quel point de temps produit un juste équilibre dans l’attente de métastases avant résection ne devienne trop difficile. Après cela dans plus de 50 expériences de souris, il a été démontré que la mastectomie à 8 jours après l’inoculation de cellules de cancer (ou lorsque la taille de la tumeur atteint 5 mm) était l’idéal temps point pour atteindre qui équilibrent le13.
<ol><li>Anesthésier une souris avec 2 à 4 % par inhalation isoflurane et injecter la buprénorphine (voir étapes 3.1 et 3.2).</li>
	<li>Bloquer la souris et stériliser sa peau (Voir l’étape 3.4).</li>
	<li>Faire une incision cutanée de 5 mm 2 mm à gauche de la cicatrice chirurgicale qui a été faite à l’inoculation de cellules du cancer initial, en utilisant les ciseaux de microdissection. Prolonger l’incision vers la racine de la patte avant pour enlever la tumeur, la peau dont la cicatrice chirurgicale et la lésion au contact de la tumeur, ainsi que le bassin de ganglions axillaires dans laquelle la plupart du temps qu'aucun ganglion visible n’existe au moment de la mastect Omy13. Veillez à ne pas endommager la veine axillaire.</li>
	<li>Fermer les défauts de l’épiderme par une couture, à l’aide de sutures non résorbables stériles 5-0 dans la forme d’un « Y ».</li>
	<li>Les mêmes qu’à l’étape 3.8, retourner la souris à une cage propre et moniteur jusqu'à ce qu’ils ont récupéré.</li>
	<li>Enlever les sutures sous anesthésie (voir étape 3.1) 7 jours après la chirurgie.</li>
</ol>5. bioluminescente Quantification de la tumeur primitive (orthotopique Inoculation sans mastectomie) ou métastases pulmonaires (modèle de mastectomie)
Remarque : Pour la quantification de la tumeur primaire de fardeau, la bioluminescence est mesurée 2 x par semaine à compter du jour suivant l’inoculation orthotopique. Pour la quantification de métastases pulmonaires, la bioluminescence est mesurée 2 x par semaine à compter du lendemain de la mastectomie.
<ol><li>D-luciférine dissoudre tampon phosphate salin de Dulbecco (SPD) à une concentration finale de 15 mg/mL dans une hotte de culture de tissus. Aliquote dans microcentrifugeuse blindé léger 1,5 mL tubes. Stocker la solution diluée à-80 ° C. Remarque : Pour une souris de 20 g, 200 µL de D-luciférine dilué est requise.</li>
	<li>Ouvrez le logiciel d’imagerie, puis cliquez sur initialiser. Remarque : Il faut environ 15 min pour refroidir le dispositif couplage de charge (CCD). Lorsque le CCD atteint la température réglée, la couleur de la barre de température passe du rouge au vert.</li>
	<li>Anesthésier les souris à l’isoflurane 2 à 4 % dans une chambre à induction dédié avant l’imagerie (voir étape 3.1).</li>
	<li>Peser les souris.</li>
	<li>Injection D-luciférine de 150 mg/kg par voie intrapéritonéale au point le milieu de l’abdomen, à l’aide d’une aiguille de 28,5 G.</li>
	<li>Placer chaque souris avec un cône de nez à l’intérieur du système d’imagerie en décubitus dorsal (lieu un maximum de cinq souris en même temps). Maintenir l’anesthésie à l’isoflurane 1 % - 3 % (à 100 % d’oxygène) par le biais de la coiffe en imagerie.</li>
	<li>
Capturer une image toutes les 5 min pour détecter la bioluminescence de crête pendant 50 min (ou jusqu'à la bioluminescence pic confirmés).
	<ol>
<li>Sélectionnez Luminescence Auto, Binning comme médiumet champ de vision comme D.</li>
		<li>Cliquez sur acquérir pour capturer l’image.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Retourner les souris à leurs cages et analysez-les jusqu'à ce qu’ils ont récupérés (voir étape 3,8).</li>
</ol>6. poumon métastase tumorale fardeau Quantification par imagerie Ex Vivo
Remarque : Quantification de métastases pulmonaires est applicable pour l’orthotopic inoculation avec et sans des modèles de mastectomie. Dans le modèle de la mastectomie, ex vivo imagerie ou la survie observation est choisie, selon le but. Dans le modèle de l’inoculation (sans mastectomie) orthotopique, la plupart des cas produisent des critères d’euthanasie taille tumeur primitive (> 2 cm) environ 21 jours après l’inoculation.
<ol><li>Quantifier des lésions métastatiques 21 jours après l’inoculation de cellules de cancer par imagerie ex vivo.</li>
	<li>Anesthésier les souris à l’isoflurane 2 à 4 % dans une chambre à induction dédié (voir étape 3.1).</li>
	<li>Peser les souris.</li>
	<li>Injecter par voie intrapéritonéale de 150 mg/kg D-luciférine (voir point 5.6).</li>
	<li>Euthanasier les souris par dislocation cervicale, 15 min après les injections.</li>
	<li>Ouvrir l’abdomen en coupant la peau et le péritoine dans le milieu de l’abdomen, à l’aide des ciseaux de Mayo courbés. Prolonger l’incision à droite et à gauche. Sortez le foie avec une pince jusqu'à ce que le diaphragme est visualisé ; Ensuite, couper la membrane.</li>
	<li>En utilisant les ciseaux Mayo courbés, couper les côtes bilatéraux de caudale (12 côtes) à céphalique (1ère côtes) pour exposer les poumons par retournement de la paroi du thorax antérieur.</li>
	<li>Identifier le œsophage thoracique, qui ressemble à une corde reliant les poumons à la colonne vertébrale, en soulevant les poumons à l’aide de pinces et, ensuite, couper le œsophage à l’aide des ciseaux de microdissection.</li>
	<li>Soulevez le bilatérales poumons et le coeur avec une pincette (tirant tirant vers le bas, en direction de céphalique à caudale) et, ensuite, couper la trachée et les gros bateaux à l’apex du poumon à la céphalique, à l’aide de ciseaux de microdissection. Remarque : Cela permet d’isoler les poumons et le cœur du corps.</li>
	<li>Retirer le cœur des poumons à l’aide de ciseaux de microdissection.</li>
	<li>Mettre les poumons dans une boîte de Pétri de 10 cm.</li>
	<li>Capturer l’image de la bioluminescence (voir étapes 5.7.1 et 5.7.2) 5 min après l’euthanasie (20 min après l’injection de la luciférine).</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Pour la dernière décennie, nous avons mis en place plusieurs modèles de cancer murine, y compris du sein cancer modèles3,7,13,16,20,21. Auparavant, nous avons démontré que breast cancer cell orthotopique l’inoculation dans le tissu de la glande mammaire sous vision directe produit une tumeur plus grande avec moins de variabil...

Modèles animaux jouent un rôle clé dans la recherche sur le cancer. Quand une hypothèse est démontrée in vitro, il devrait être testé in vivo pour évaluer sa pertinence clinique. La progression du Cancer et des métastases sont souvent mieux captés par des modèles animaux par rapport à des modèles in vitro, et il est essentiel de tester un nouveau médicament chez un modèle animal d’une étude préclinique pour drug development1,2. Toutefois, les détails techniques de l’expérimentation animale ne sont souvent pas bien décrites dans les articles publiés, rendant difficile à reproduire le modèle avec succès. En effet, les auteurs qui ont établi ces modèles orthotopiques de l’inoculation et la mastectomie a traversé un processus long et rigoureux de tâtonnements. Le taux de réussite de tumorigénèse après que inoculation de cellules de cancer est un des facteurs clés pour déterminer le succès et l’efficacité d’un animal étude3. La lignée cellulaire et le nombre de cellules à ensemencer, le site de l’inoculation et la souche des souris sont tous des facteurs importants. Il est bien connu qu’il y a des énormes variations dans les résultats de l’expérimentation animale en raison des différences individuelles, par rapport aux techniques in vitro. À l’aide d’un modèle bien établi avec une technique standard est donc important d’obtenir des résultats constants, pour améliorer l’efficacité de l’expérimentation animale et d’éviter des résultats trompeurs.
Cet article fournit des techniques bien établies4 pour générer des modèles du cancer du sein orthotopique et la mastectomie de souris. Les objectifs de ces méthodes sont 1) pour imiter la progression du cancer du sein humain et cours de traitement et 2) pour mener des expériences in vivo avec une plus grande efficacité et les taux de réussite plus élevés par rapport aux autre inoculation de cancer du sein ou des techniques de mastectomie. Dans inoculation de cellules du cancer orthotopique pour imiter la progression du cancer du sein humain, nous choisissons les coussinets adipeux mammaire #2 comme un site d’inoculation, qui se trouve dans la poitrine. Dans la plupart des études, les cellules cancéreuses du sein sont inoculées par voie sous-cutanée5. Cette technique ne nécessite pas de chirurgie et, par conséquent, il est simple et directe. Toutefois, le microenvironnement sous-cutanée est très différent du microenvironnement de la glande mammaire, qui se traduit par la progression du cancer différentes et des profils moléculaires même6,7. Certaines études utilisent la glande mammaire #4, qui se trouve dans l’abdomen, comme un lieu d’inoculation6. Toutefois, puisque les glandes mammaires #4 sont localisés dans l’abdomen, le patron le plus souvent métastatique est carcinose péritonéale7, qui se produit avec moins de 10 % de cancer du sein métastatique du cancer8. Générée par la technique présentée ici, dans la glande mammaire #2, le cancer du sein métastase dans le poumon, qui est l’un des plus courants sites métastatiques du sein cancer9.
Avec cette technique, le but est aussi de parvenir à un taux plus élevé de la tumorigenèse avec variabilité de taille de tumeur minime par rapport à d’autres techniques d’inoculation du cancer du sein. Pour ce faire, les cellules cancéreuses en suspension dans un mélange de protéines gélatineux sont inoculés sous vision directe par une incision de paroi thoracique antérieur médian. Cette technique produit un taux élevé de tumorigenèse avec moins de variabilité dans la taille de la tumeur et de la forme par rapport à l’injection sous-cutanée ou non chirurgicales, comme indiqué précédemment3,7.
Nous introduisons également une technique de mastectomie radicale de souris dans lequel la tumeur du sein orthotopique est réséquée avec les tissus environnants et les ganglions lymphatiques axillaires. Dans le contexte clinique, la norme de soins pour les patients atteints de cancer du sein sans maladie de métastases à distance est une mastectomie10,11. Avant la mammectomie, métastases ganglionnaires axillaires est recensée par imagerie et sentinelle biopsie ganglionnaire. S’il n’y a aucun signe de métastases aux ganglions axillaires, le patient est ensuite traité avec une mastectomie totale ou partielle, dans laquelle la résection des ganglions axillaires est omise. Mastectomie totale est une technique de résection du cancer avec le tissu mammaire tout en bloc, tandis que Mastectomie partielle est à la résection du cancer avec une marge d’entourant le tissu mammaire normal seulement, conservant ainsi le tissu mammaire normal restant dans le patient. Cependant, les patients qui préservent le tissu mammaire normal qui reste après une mastectomie partielle doivent radiothérapie postopératoire pour éviter une récidive locale10. Les patients ayant des métastases ganglionnaires axillaires procéder à une mastectomie radicale qui supprime le cancer du sein avec la normale tous les ganglions axillaires et de tissus des seins et envahirent les tissus en bloc10,11. Chez la souris, la surveillance des radiations de métastases et/ou post-opératoire des ganglions axillaires n’est pas raisonnable ni réalisable. Ainsi, nous utilisons la technique de la mastectomie radicale pour éviter les métastases ganglionnaires axillaires ou local.
Inoculation de cellules de cancer par l’intermédiaire de la veine caudale est le plus commun poumon métastase souris modèle12, la soi-disant « métastases expérimentale ». Ce modèle est facile à produire et ne nécessite pas de chirurgie ; Cependant, il n’imite pas la progression du cancer du sein humain qui peut entraîner un comportement différent de la maladie métastatique. Pour imiter la cure de cancer du sein humain où les métastases se produit souvent après une mastectomie, la tumeur primitive est retirée après l’inoculation de cellules orthotopique du cancer. Cette technique produit moins récidive locale par rapport à la résection de tumeur simple, comme indiqué précédemment13et est utile pour les nouvelles thérapeutiques, des études précliniques et pour les études de recherche pour le cancer du sein métastatique. Les techniques décrites ici sont appliquent pour la plupart breast cancer orthotopique modèle expériences. Toutefois, il est important de considérer que le mélange gélatineux de protéine peut affecter le microenvironnement et chirurgie peut influer sur la réponse de stress/immunitaire14. Donc, les enquêteurs étudient le microenvironnement et/ou le stress/système immunitaire devraient être conscients du risque, facteurs de confusion.

<table><tbody><tr><td>Ciseaux de micro-dissection</td><td>Roboz</td><td>RS-5983</td><td>Pour l’inoculation des cellules cancéreuses et la masstectomie</td></tr><tr><td>Adson Forceps</td><td>Roboz</td><td>RS-5233</td><td>Pour l’inoculation des cellules cancéreuses et la masstectomie</td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>Roboz</td><td>RS-7830</td><td>Pour l’inoculation des cellules cancéreuses et la masstectomie</td></tr><tr><td>Mayo</td><td>Roboz</td><td>RS-6873</td><td>Pour</td></tr> les <tr><td>sutures</td> <td>en soie ex vivo 5-0Look</td><td>774B</td><td>Pour l’inoculation de cellules cancéreuses et la masstectomie</td></tr><tr><td>Stérilisant sec (Germinator 500)</td><td>Braintree Scientific</td><td>GER 5287-120V</td><td>Pour l’inoculation de cellules cancéreuses et la masstectomie</td></tr><tr><td>Clipper</td><td>Wahl</td><td>9908-717</td><td>Pour l’inoculation de cellules cancéreuses et la masstectomie</td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>Corning</td><td>354234</td><td>Pour l’inoculation de cellules cancéreuses</td></tr><tr><td>D-Luciférine, sel</td> <td>de potassiumGOLD-Bio</td><td>LUCK-1K</td><td>Pour la quantification de la bioluminescence</td></tr><tr><td>Roswell Park Memorial Institute 1640</td><td>Gibco</td><td>11875093</td><td>Pour la culture cellulaire</td></tr><tr><td>Sérub fœtal bovin</td><td>Gibco</td><td>10437028</td><td>Pour la culture cellulaire</td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA (0,25 %)</td><td>Gibco</td><td>25200056</td><td>Pour la culture cellulaire</td></tr></tbody></table>

génération d’un modèle de cancer du sein métastatique orthotopique murin et effectuant une mastectomie radicale murine

Generating a Murine Orthotopic Metastatic Breast Cancer Model and Performing Murine Radical Mastectomy

Modèles de souris in vivo pour évaluer la progression du cancer du sein sont essentiels pour la recherche sur le cancer, y compris les développements précliniques de médicaments. Cependant, la majorité des détails techniques et pratiques est généralement omise dans les manuscrits publiés qui, par conséquent, fait qu’il est difficile de reproduire les modèles, en particulier lorsqu’il s’agit de techniques chirurgicales. Bioluminescence technologie permet l’évaluation de petites quantités de cellules cancéreuses même lorsqu’une tumeur n’est pas palpable. Utilisant les cellules cancéreuses exprimant luciférase, nous établissons une technique d’inoculation d’orthotopique du sein cancer avec un taux élevé de tumorigenèse. Métastases pulmonaires est évaluée en utilisant une technique ex vivo . Nous, ensuite, établir un modèle de mastectomie avec un taux faible de récidive locale pour évaluer la charge de tumeur métastatique. Dans les présentes, nous décrire en détail, les techniques chirurgicales d’implantation orthotopique et mastectomie pour cancer du sein avec un taux élevé de tumorigenèse et les taux de récidive locale faible, respectivement, pour améliorer l’efficacité de modèle pour le cancer du sein.

Le but du modèle orthotopique consiste à mimer la progression du cancer chez l’humain (c'est-à-dire, la croissance de la tumeur primitive, suivie de métastases ganglionnaires et métastases pulmonaires puis lointain)15. Après l’inoculation de cellules de cancer, la bioluminescence est quantifiée régulièrement (deux à trois fois / semaine) (Figure 1 a). La bioluminescence dans les poumons est plus profond et plus petit que la lé...

Nous introduisons un modèle de cancer du sein orthotopique murin et modèle de mastectomie radicale avec la technologie de la bioluminescence pour quantifier le fardeau tumoral pour imiter la progression du cancer du sein humain.

Génération d’un modèle de Cancer du sein métastatique orthotopique murin et effectuant une mastectomie radicale Murine

In vivo mouse models to assess breast cancer progression are essential for cancer research, including preclinical drug developments. However, the majority ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du cancer du sein sur la façon d’imiter la progression du cancer du sein humain et le traitement dans un modèle de souris. Le principal avantage de ce modèle de cancer du sein de souris est qu’il a un taux élevé de tumorigenesis après implantation orthotopique et un taux local bas de répétition après mastectomie. Commencez par confirmer un manque de réponse au pincement des pieds chez une souris femelle anesthésiée et en tapant les membres de l’animal sur un tableau chirurgical.À l’aide d’écouvillons stériles, stériliser la zone chirurgicale avec de la chlorhexidine, de l’iode et 75 % d’éthanol. Et faire une incision cutanée de cinq millimètres au milieu de la paroi thoracique antérieure. Soulevez ensuite le côté droit de la peau adjacente à l’incision et utilisez des ciseaux de microdissection stériles pour détacher la peau de la paroi thoracique.Inverser la peau pour exposer le bon numéro deux tampon de graisse mammaire et utiliser une seringue d’insuline d’un millilitre équipée d’une aiguille de calibre 28,5 pour injecter soigneusement 20 microlitres de suspension cellulaire cancéreuse à travers la plaie dans le tampon de graisse. Maintenez l’aiguille dans la garniture de graisse pendant cinq secondes pour permettre au mélange gélatineux de protéine de cellules cancéreuses de solidifier avant d’enlever l’aiguille, et fermant l’incision avec les sutures nonabsorbables stériles de 5-0. Placez ensuite l’animal dans une cage propre avec surveillance jusqu’à ce qu’il soit pleinement couché.Pour effectuer la mastectomie huit jours après l’inoculation du cancer préparer la souris pour la chirurgie comme vient de le démontrer, et faire une incision de la peau de cinq millimètres deux millimètres à gauche de la cicatrice chirurgicale de l’inoculation des cellules cancéreuses. Étendre l’incision vers la racine du membre antérieur pour enlever la tumeur, et la peau, y compris la cicatrice chirurgicale, et la lésion en contact avec la tumeur, et le bassin axillaire des ganglions lymphatiques dans lequel généralement aucun ganglion lymphatique visible n’est présent au moment de la mastectomie. Puis fermez les défauts de la peau avec des sutures stériles 5-0 nonabsorbables en forme de Y.Et retournez l’animal dans sa cage avec surveillance jusqu’à l’incumbency complète.Pour la quantification des métastases pulmonaires 21 jours après l’inoculation injecter 150 milligrammes par kilogramme de IP D-Luciferin 15 minutes avant l’euthanasie. Et utilisez des ciseaux Mayo incurvés pour ouvrir la peau et le péritoine au milieu de l’abdomen. Appuyez sur le foie jusqu’à ce que le diaphragme puisse être visualisé, et couper le diaphragme et les côtes bilatérales du caudad au céphalad.Retournez la paroi thorax antérieure pour exposer les poumons et soulever les poumons pour identifier l’œsophage thoracique, qui ressemble à un cordon reliant les poumons à la colonne vertébrale. Couper l’œsophage avec des ciseaux de microdissection et utiliser des forceps pour tirer les poumons bilatéraux et le cœur vers le caudad. Ensuite, couper la trachée et les principaux vaisseaux à l’apex pulmonaire à la céphalade et placer les poumons dans une boîte de Petri de 10 centimètres pour l’imagerie bioluminescente.Utilisez les ciseaux pour enlever le cœur du tissu pulmonaire. Commençant à environ huit jours après l’inoculation mammaire de cellules cancéreuses de garniture de graisse la bioluminescence dans les poumons est plus profonde et plus petite que dans la lésion primaire reflétant le fardeau primaire de tumeur chez les souris vivantes. La mesure de la taille de tumeur avec des étriers permet l’estimation du volume de tumeur in situ.Ce modèle de mastectomie permet également la surveillance métastatique en série de charge de tumeur sans devoir euthanasier les animaux. La charge tumorale des métastases pulmonaires peut également être quantifiée par imagerie ex vivo, mais la limitation est que les souris doivent être euthanasiées. La survie de la souris après un traitement chirurgical peut également être surveillée comme un point final clinique traduisible.Après son développement, cette technique a ouvert la voie à des chercheurs dans le domaine du cancer du sein pour explorer non seulement le développement de nouveaux médicaments, mais aussi la recherche sur le cancer du sein en général.

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La vidéo montre la technique d’inoculation orthotopique du cancer du sein dans un modèle murin. Cette technique produit un taux élevé de tumorigenèse avec moins de variabilité dans la taille et la forme de la tumeur par rapport à l’injection sous-cutanée ou non chirurgicale.

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Mastectomie radicale : ablation chirurgicale de toute la glande mammaire d’une souris pour étudier la progression du cancer

Le cancer est une maladie complexe qui est influencé par les tissus entourant la tumeur ainsi que locale pro- et anti-inflammatoires des médiateurs. Par conséquent, les modèles d'injection orthotropes, plutôt que sous-cutanées modèles peuvent être utiles pour étudier la progression du cancer d'une manière qui imite mieux de pathologie humaine.

Injection Orthotopique des cellules du cancer du sein dans le Fat Pad mammaire de souris pour étudier la croissance de la tumeur.

Un modèle de tumeur primaire du cancer du sein orthotopique et l'ablation chirurgicale de la tumeur primitive pour prolonger la vie de la souris pour générer des métastases spontanées sont décrites. La croissance et la progression tumorale sont surveillés et quantifiés par imagerie par fluorescence luciférase.

Un modèle de souris orthotopique du sein spontané Cancer Métastase

Afin de clarifier le processus en plusieurs étapes de la dissémination peritoneale d'un carcinome de l'ovaire, l'étude actuelle présente un modèle expérimental murin du développement de la tumeur d'origine et métastases péritonéales par inoculation orthotopique avec ces cellules tumorales.

Murin modèle expérimental de tumeur de développement original et péritonéale Métastase<em&gt; via</em&gt; Orthotopique Inoculation avec des cellules de l&#39;ovaire Carcinome

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Génération d’un modèle de Cancer du sein métastatique orthotopique murin et effectuant une mastectomie radicale Murine

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