Name: Un modèle polyvalent d’Infestation de tiques dures sur des lapins de laboratoire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 38 s
Description: Découvrez une méthode simple et polyvalente pour nourrir les tiques dures sur des lapins de laboratoire. Ce protocole facilite l'étude de la biologie des tiques et des interactions hôte-vecteur.

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Nous reconnaissons l’assistance technique de Evelyne Le Naour, Français Institut National de recherche agronomique (INRA), Alain Bernier (INRA) et Océane Le Bidel (ANSES). Consuelo Almazán a été soutenu par une bourse de recherche du laboratoire d’Excellence, biologie intégrative des maladies infectieuses émergentes (LabEx IBEID), l’Institut Pasteur. Les lapins et les moutons ont été achetés par l’ANSES. Partie de ce travail a été financé par les instituts nationaux de la subvention RO1AI090062 de santé au parc d’y.. Dr Jeffrey L. Blair est reconnu pour la révision du manuscrit.

Remarque : Dans cette étude, les lapins ont été gardés en cages standards avec de la nourriture et l’eau offert ad libitum à l’Office Français pour la nourriture, de l’environnement et hygiène et sécurité (ANSES) accrédité animaleries à Maisons-Alfort, France. Animaux ont été suivies deux fois par jour par deux techniciens expérimentés réactions cutanées anormales, des problèmes de santé ou des complications. La chambre expérimentale a été assurée en encadrant l’intérieur de la porte avec du ruban double-face pour éviter une fuite accidentelle de tiques. La méthode fonctionne mieux si deux personnes travaillent en équipe, mais il est possible de compléter single handedly par une personne expérimentée. Bien que la plupart des lapins sont dociles et calmes, les signes de stress peuvent se produire pendant la manipulation. Pour s’assurer qu’un lapin ne pas blesser lui-même en luttant, retenue manuelle peut être effectuée par tenant doucement de la peau du cou dans une main tandis que l’autre main il supporte croupe. Les six mois, Rambouillet ovins femelles a été maintenu au Centre pour les installations de recherche biomédicale (CRBM) à l’Ecole nationale vétérinaire d’Alfort (ENVA), où l’eau et nourriture ont été fournis ad libitum, et il a été vérifié deux fois par jour.
NOTE : Notre laboratoire a reçu l’autorisation d’utiliser des lapins et des moutons pour tique d’alimentation par le Comité d’éthique pour des expériences de l’Animal vient Anses/ENVA/UPEC, permis numéros 01741.01 et 11/10/16-5 b, respectivement. Puisque nous avons utilisé uniquement les tiques exempts de micro-organismes pathogènes dans nos expériences, tous les lapins utilisés dans cette étude ont été proposés pour adoption par l’intermédiaire de l’Association du lapin blanc, Paris, France.
1. préparation des gélules
<ol><li>Couper la taille désirée de la capsule de la feuille de mousse EVA (Figure 1A). Autour de l’extérieur dans les coins (Figure 1B) de la capsule afin de minimiser le détachement accidentel lors de coller à la peau de lapin. Remarque : L’épaisseur de la capsule doit être environ 8 mm. utiliser une feuille de mousse épaisse de 5 mm pour les larves, nymphes et petites tiques adultes espèces tels que Ixodes. Une feuille de mousse épaisseur 1 cm est adaptée aux grandes tailles tiques adultes tels que Amblyomma SP., Hyalomma SP., etc. , que la taille de la capsule varie basés sur les conditions expérimentales. Par exemple, pour 20 Ixodes couples adultes, 200 nymphes ou 1 000 larves, nous utilisons une taille capsule intérieure de 5 x 5 cm2, 6 x 7 cm2 ou 7 x 9 cm2, respectivement.</li>
	<li>Couper le 8 mm de large bandes de crochet autocollant l’entrée tape (voir Table des matières) et collez-les à cadre en mousse EVA préparé (Figure 1C).</li>
	<li>Couper les bandes de même taille de boucle autocollante l’entrée tape (voir Table des matières) et lient aux côtés crochet fixé au cadre EVA-mousse (Figure 1D).</li>
	<li>Couper la taille appropriée de la maille fine de moustique (maillage inférieur à 50 µm) à la taille du cadre en mousse EVA et collez-la à la boucle autocollante (Figure 1E et 1F). Si nécessaire, couper les surplombs. Remarque : Ce type de capsule peut servir à nourrir les nymphes et les adultes des espèces de tiques dures, tandis qu’un autre système d’étanchéité des capsules est nécessaire destinés à l’alimentation larvaire (la Figure 1) pour empêcher la fuite accidentelle des larves via l’attaché auto-agrippante côté.</li>
</ol>2. préparation du lapin avant l’Infestation de tiques
<ol><li>Raser la zone du lapin dos et côtés pour être utilisé avec une tondeuse (Figure 2A).</li>
	<li>Enduire de colle au latex non irritant la totalité de la surface de la capsule préparée et attendre 1 min (Figure 2B).</li>
	<li>Coller la capsule en appuyant sur la peau (surtout dans les coins) avec les doigts pendant 3 minutes environ (Figure 2 et 2D). Remarque : Lors du collage de plus d’une capsule, assurez-vous de garder au moins 5 mm d’espace entre eux (Figure 2E et 2F). Nous évitons habituellement la région de la colonne vertébrale, mais elle peut être utilisée si nécessaire.</li>
	<li>Soulevez légèrement les capsules pour vérifier visuellement leur attachement à la peau. Si les régions non inscrits se trouvent, appliquer la colle à l’aide d’une spatule, puis appuyez sur pour 3 autres minutes.</li>
	<li>Appliquer du ruban adhésif protecteur pour les pattes arrière du lapin pour éviter tout dégât veste (Figure 2G). Remarque : Cette étape est facultative et est principalement pour éviter tout dégât de veste, pas de dommages à la capsule de la tique.</li>
	<li>Mettre sur la veste de lapin en plaçant les pattes à travers les ouvertures et en serrant le cou, rendre sûr lapin respiration reste confortable. Ne pas placer les pattes arrière à travers les enceintes élastiques à cette étape et laissez la fermeture éclair ouverte (Figure 2H).</li>
</ol>3. Infestation de tiques
<ol><li>Placez les tiques dans une seringue en plastique (1 ou 5 mL selon le nombre d’individus) avec l’aiguille bout couper et bouchées avec du coton (Figure 1G). Si une petite quantité de tiques est infestés, utiliser des pinces. Remarque : Pour entretien de colonie tique permettent la tique engorgée ou à pondre avec ultérieures d’incubation à l’intérieur de la seringue (5 ou 10 mL) couverte par le maillage de moustique encapsulé par une bande de caoutchouc12 pour éviter la manipulation laborieuse des larves au moment où ils sont appliqué à l’hôte (Figure 1H). En outre, entièrement gorgée de larves peuvent être autorisés à muer dans la seringue (Figure supplémentaire 1I; 5 ou 10 mL) d’infestation directe du lapin par des nymphes.</li>
	<li>Placer la seringue profondément dans la capsule par l’intermédiaire de l’open des décideurs et ensemencer les tiques en poussant le piston de la seringue. Tourner lentement le piston vers la peau de lapin pour enlever les tiques restants attachés au plongeur et tirez simultanément de la capsule (Figure 2j’ai). NOTE : Si certains des individus rampent hors de la capsule, les retourner avec une pincette.</li>
	<li>Fermer la capsule en assujettissant la bande auto-agrippante.</li>
	<li>Placer les pattes arrière du lapin dans l’arrière élastiques enclos de la veste et zip fermés. Remarque : Assurez-vous que l’index peut s’insérer entre le col de la veste et le lapin pour assurer confort et aussi d’éviter la mastication sur la veste.</li>
	<li>Retourner le lapin à la cage (Figure 2J). NOTE : Le temps de l’infestation à la collection de pleine de tiques varient selon les espèces de tiques différentes et les stades de développement. Par exemple, pour Ixodes scapularis et Ixodes ricinus, les durées d’alimentation pour adultes, nymphes et larves sont entre 6 et 9, 3 et 4 et 2 à 3 jours, respectivement. Une liste de références pour 29 cycles de vie différents tiques dures conditions de laboratoire se trouvent dans Levin et Shumacher (2016)9.</li>
</ol>4. la collecte et le suivi des tiques
<ol><li>Prenons le lapin de la cage sur le banc et décompressez la veste.</li>
	<li>Doucement retenir le lapin avec les mains. Ouvrir la capsule en détachant la bande auto-agrippante (Figure 2 K et 2 L) et recueillir les tiques en brossant les larves gorgées (la Figure 1) ou nymphes dans un plat en plastique ou avec une pincette pour les adultes (Figure 2L ). Si partiellement alimenté (non remplie) tiques sont nécessaires, utiliser un twister tique ou une pince à détacher. Remarque : Si maintenant les colonies de tiques s’il vous plaît voir la note à l’étape 3.1. Maintien des conditions de température selon l’espèce de tique particulière et les tiques gorgées dans approprié humides.</li>
	<li>Si nécessaire, fixez de nouveau la bande auto-agrippante pour fermer la capsule.</li>
</ol>5. récupération du lapin
<ol><li>Retirer le filet de moustique complètement de la capsule et laisser le manteau chez le lapin (Figure 2M).</li>
	<li>Attendre 3-4 semaines et essayer d’enlever la capsule en taillant délicatement un des coins (Figure 2N). Si la capsule est encore solidement attachée, répétez cette étape une semaine plus tard.</li>
	<li>Enlever la veste et le laissez que le lapin récupérer dans la cage. Remarque : Une fois que la capsule est éteint, vérifiez la peau du lapin pour des réactions anormales. Bien que normalement, aucun traitement n’est nécessaire, une lotion émolliente peut être utilisée en cas d’irritation.</li>
	<li>Si le protocole et les expériences permettent, le lapin récupéré (Figure 2-O) ou peut être recyclé offerts pour adoption. NOTE : Lapins auraient dû être divulgués en vue d’acquérir la résistance tique une fois exposée à des infestations de tiques répétés13; par conséquent, reinfestations ne sont pas recommandées à moins que l’expérience exige.</li>
</ol>

<ol><li>Sonenshine, D. E., Roe, M. Ticks, People and Animals. <a target="_blank" href="https://www.amazon.com/Biology-Ticks-1-Daniel-Sonenshine/dp/019974405X">Biology of Ticks, Vol I</a>. , Oxford University Press. (2014).</li>
<li>Kröber, T., Guerin, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+feeding+assays+for+hard+ticks%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Parasitology%22%5BJournal%5D)">In vitro feeding assays for hard ticks.</a> Trends in Parasitology. 23 (9), 445-449 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., Jouglin, M., Malandrin, L., Becker, C., Agoulon, A., L'hostis, M., Chauvin, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transstadial+and+transovarial+persistence+of+Babesia+divergens+DNA+in+Ixodes+ricinus.ticks+fed+on+infected+blood+in+a+new+skin-feeding+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitology%22%5BJournal%5D)">Transstadial and transovarial persistence of Babesia divergens DNA in Ixodes ricinus.ticks fed on infected blood in a new skin-feeding technique.</a> Parasitology. 134 (2), 197-207 (2007).</li>
<li>Bonnet, S., Liu, X. <a target="_blank" href="https://hal.archives-ouvertes.fr/hal-01301271">Laboratory artificial infection of hard ticks: A tool for the analysis of tick-borne pathogen transmission.</a> Acarologia. 52 (4), 453-464 (2012).</li>
<li>Khols, G. M. Tick rearing methods with special reference to the Rocky Mountain Wood Tick, Dermacentor andersoni Stiles. Culture methods for invertebrate animals. , Dover Pubs. New York. (1937).</li>
<li>Faccini, J. L. H., Chacon, S. C., Labruna, M. B. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/250044361_Rabbits_Oryctolagus_cuniculus_as_experimental_hosts_for_Amblyomma_dubitatum_Neumann_Acari_Ixodidae">Rabbits (Oryctolagus cuniculus) as experimental hosts for Amblyomma dubitatum Neumann (Acari: Ixodidae) [Coelhos (Oryctolagus cuniculus) como hospedeiros experimentais de Amblyomma dubitatum Neumann (Acari: Ixodidae).</a> Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia. 58 (6), 1236-1239 (2006).</li>
<li>Chacon, S. C., Freitas, L. H. T., Barbieri, F. S. Relationship between weight and number of engorged Amblyomma cooperi. Nuttal (sic) and Warburton, 1908 (Acari: Ixodidae) larvae and nymphs and eggs from experimental infestations on domestic rabbits. Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 13, 6-12 (2004).</li>
<li>Sonenshine, D. E. Maintenance of ticks in the laboratory. <a target="_blank" href="https://www.amazon.com/Maintenance-Human-Animal-Pathogen-Vectors/dp/1578080495">Maintenance of Human, Animal, and Plant Pathogen Vectors</a>. , Science Publishers Inc. Enfield. (1999).</li>
<li>Levin, M. L., Schumacher, L. B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manual+for+maintenance+of+multi-host+ixodid+ticks+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Manual for maintenance of multi-host ixodid ticks in the laboratory.</a> Experimental and Applied Acarology. 70 (3), 343-367 (2016).</li>
<li>Bouchard, K. R., et al. Maintenance and experimental infestation of ticks in the laboratory setting. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBouchard%2C+KR+%22Biology+of+Disease+Vectors%22">Biology of Disease Vectors</a>. , Elsevier. San Diego. (2005).</li>
<li>Jones, L. D., Davies, C. R., Steele, G. M., Nutall, P. A. <a target="_blank" href="https://eurekamag.com/research/001/714/001714602.php">The rearing and maintenance of ixodid and argasid ticks in the laboratory.</a> Animal Technology. 39, 99-106 (1988).</li>
<li>Slovák, M., Labuda, M., Marley, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/285818315_Mass_laboratory_rearing_of_Dermacentor_reticulatus_ticks_Acarina_Ixodidae">Mass laboratory rearing of Dermacentor reticulatus ticks (Acarina, Ixodidae).</a> Biologia, Bratislava. 57 (2), 261-266 (2002).</li>
<li>Rechav, Y., Dauth, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+resistance+in+rabbits+to+immature+stages+of+the+Ixodid+tick+Rhipicephalus+appendiculatus%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+and+Veterinary+Entomology%22%5BJournal%5D)">Development of resistance in rabbits to immature stages of the Ixodid tick Rhipicephalus appendiculatus.</a> Medical and Veterinary Entomology. 1, 177-183 (1987).</li>
<li>Zacarias do Amaral, M. A., Azevedo Prata, M. C., Daemon, E., Furlong, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+parameters+of+cattle+ticks+fed+on+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Biological parameters of cattle ticks fed on rabbits.</a> Brazilian Journal of Veterinary Parasitology. 21 (1), 22-27 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L’étape la plus importante dans cet ensemble du protocole est de coller la capsule fermement sur la peau rasée. Pour cette raison, une pression constante pendant au moins 3 minutes est essentielle, surtout dans les coins. Lorsque inoculer les tiques dans la capsule, il est important de les appliquer dans le coin opposé de celui ouvert afin d’éviter les tiques s’échapper durant l’étanchéité. Lorsque vous planifiez les expériences, s’assurer que toutes les capsules sont couverts par la veste pour éviter tout dommage dû à m...

Les tiques dures (Ixodidae) sont bien connus comme les arthropodes alimentation lentes et peuvent être fixés sur un hôte pendant plusieurs jours ou semaines, selon les espèces et le développement étape1. Ces arthropodes hématophages obligatoires sont des vecteurs d’une grande variété d’agents infectieux, tels que les bactéries, protozoaires et virus et donc présentent un risque important pour l’homme et de la santé animale1. Quand étudie la biologie de la tique ou évaluation de nouvelles méthodes de contrôle, la mise en place d’une tique efficace système d’alimentation est cruciale pour efficacement les expériences de conception et accomplir les objectifs de l’étude. Récemment, plusieurs systèmes d’alimentation artificielle tique (évitant l’utilisation d’animaux vivants) ont été développés2,3,4 , et ils devraient être utilisés chaque fois que possible. Toutefois, ces systèmes n’ont pas été en mesure de remplacer complètement les tiques se nourrissent des animaux vivants, et ils ne sont pas des substituts appropriés pour de nombreuses conditions physiologiques nécessaires à des études scientifiques. Par conséquent, dans certains cas, l’utilisation d’hôtes animaux expérimentaux est cruciale pour garantir la pertinence des résultats expérimentaux.
Lapins néo-zélandais de laboratoire ont montré pour être les hôtes plus appropriées et accessibles pour plusieurs piqûre tique espèces5,6,7,8,9. Deux stratégies communes de tique se nourrissant de lapins ont été fréquemment utilisés : un) se nourrissant des oreilles de lapin recouverts de coton tissu ou chaussettes6,7et b) alimentation en coton sacs9, nylon bouteilles10 ou néoprène chambres11 collée au dos du lapin. L’alimentation sur les oreilles du lapin n’est pas un système élégant, car les tiques (surtout les débuts, larves ou nymphes) peuvent ramper et attacher profondément dans le conduit auditif, ce qui est mal à l’aise pour l’animal et rend le contrôle des tiques alimentation et/ou la récupération des engorgés tiques sont difficiles. Ce système est également limité à seulement deux groupes de tique sur oreilles entièrement couverts par les chaussettes protégés par collier élisabéthain, ce qui représente une gêne importante pour l’animal. Autres systèmes9,10,11 sont certainement plus avancées et bien adapté pour l’entretien de colonie de tiques dures. Cependant, ils sont limités dans le nombre de groupes expérimentaux placés chez le lapin, ainsi que dans les tailles/formes modifiables des chambres alimentation. En outre, ces protocoles exigent souvent clopinant les pattes arrière de lapin afin d’éviter les rayures et l’utilisation de colliers élisabéthains pour empêcher le toilettage.
Dans les présentes, nous proposons une méthode simple, non-laborieux et très efficace pour nourrir plusieurs groupes de tiques dures dans les chambres fermées collés au lapin retour couvert par une veste, éliminant le besoin de colliers élisabéthains ou clopinant pendant l’expérience. Plus précisément, notre système utilise des élastiques gélules composées d’une feuille de mousse d’éthylène-vinyle acétate (EVA) couvertes par le filet de moustique et collés sur le lapin rasé revient avec la solidification de rapide (3 min) de colle latex non irritant. Cette technique permet la fixation de plusieurs capsules de forme ou de taille désirée, et quelques semaines après l’expérience les lapins sont complètement rétablis. Le système est destiné principalement aux stades larvaire et adulte tiques dures, mais avec une petite modification, il peut être utilisé pour les larves aussi bien. Les méthodes de base mousse EVA pour tique dure d’alimentation peuvent être adaptées à d’autres types de vertébrés hôtes, par exemple les moutons (qui apparaît comme l’une des alternatives dans le présent document).

<table><tbody><tr><td>Lapins de Nouvelle-Zélande (2,5-3,5 kg)</td><td>Charles River&nbsp ;</td><td>Code de souche 571</td><td></td></tr><tr><td>Mouton Rambouillet</td><td>Fournisseur local Ferme sans tiques</td><td>Femelle 6 mois</td><td></td></tr><tr><td>Mousse EVA 5 mm d’épaisseur</td><td>Cosplay Shop</td><td>EVA-PE451kg (950mm x 450mm)</td><td>10 mm PE45 kg mousse de la boutique Cosplay peut être utilisée pour la grande espèce de tique adulte</td></tr><tr><td>Feuille de mousse 9 » X 12 » 6 mm-Blanc</td><td>Amazon</td><td>FOAMSHT6-20</td><td>6 mm-EVA mousse peut être commandé via Amazon comme alternative à la mousse de Cosplay Shop</td></tr><tr><td>Vestes de lapin pleine longueur&nbsp ;</td><td>Harvard Apparatus, Inc.&nbsp ;</td><td>620077- moyen, 6270078 - grand&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Colle latex non toxique</td><td>Réparateur de larmes&nbsp ;</td><td>Tissu & Cuir Adhésif</td><td></td></tr><tr><td>Jersey orthopédique en coton tubulaire</td><td>BSN Medical</td><td>9076 (12-15 cm de large)</td><td></td></tr><tr><td>Moustiquaire&nbsp ;</td><td>Loisirs Créatifs</td><td>Tissu en maille de nylon filtre très fin</td><td>Tout matériau de moustiquaire, ou de rideau dont la taille de maille est inférieure à 50 &mu ; m convient.</td></tr><tr><td>Leucoplaste&nbsp ;</td><td>BSN medical S.A.S</td><td>LF 72361-02</td><td></td></tr><tr><td>Ruban adhésif auto-agrippant</td><td>AIEX store</td><td>AIEX 39,37 pieds/12m Crochet et boucle Rouleau de ruban auto-adhésif, largeur 20 mm, couleur blanche</td><td>Fullfiled by Amazon</td></tr><tr><td>Colle à séchage rapide &nbsp ;</td><td>Fixtout&nbsp ;</td><td>Superglue</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle polyvalent d’infestation de tiques dures sur des lapins de laboratoire

A Versatile Model of Hard Tick Infestation on Laboratory Rabbits

L’utilisation d’animaux vivants dans la recherche de tiques est cruciale pour une variété de fins expérimentales, y compris le maintien des colonies de tiques dures en laboratoire. Tiques, tous les stades de développement (à l’exception de le œuf) sont hématophages, en acquérant un repas de sang lorsqu’il est attaché à leurs hôtes vertébrés est essentiel pour la réussite de leur cycle de vie. Nous démontrons ici une méthode simple qui utilise des capsules facilement ouvrables pour l’alimentation des tiques dures sur les lapins. Les avantages de la méthode proposée sont sa simplicité, de courte durée et de surtout polyvalent ajustement aux besoins des conditions expérimentales spécifiques. La méthode rend possible l’utilisation de chambres multiples (de différentes tailles) sur le même animal, permettant l’alimentation de plusieurs étapes ou différents groupes expérimentaux, tout en réduisant la condition animale dans l’ensemble. Les matériaux non irritant et facilement accessibles minimise la gêne pour les animaux, qui peuvent être facilement récupérées à partir d’une expérience et proposés pour adoption ou réutilisées si le protocole éthique lui permet.

Ici, pour la première fois, nous proposons une méthode détaillée étape par étape de tiques dures alimentation en mousse EVA capsules appliqués au dos du lapin rasé, couvert par une gaine (Figure 1 et Figure 2). Ce protocole est adapté aux différents types d’expériences où tique différents groupes sur le même hôte sont nécessaires et peuvent également être utilisés pour l’élevage de masse des tiques dures. La tiqu...

Nous avons mis au point un système simple et versatile pour nourrir les tiques dures sur des lapins de laboratoire. Notre protocole non-laborieux utilise des matériaux facilement accessibles et peut être ajusté selon les besoins des divers paramètres expérimentaux. La méthode permet de surveillance confortable et/ou un échantillonnage des tiques pendant toute la période d’alimentation.

Un modèle polyvalent d’Infestation de tiques dures sur des lapins de laboratoire

The use of live animals in tick research is crucial for a variety of experimental purposes including the maintenance of hard tick colonies in the ...

Cette méthode convient au maintien de colonies dures, à l’étude de la biologie des tiques ou aux interactions hôte-vecteur pathogène ou à l’évaluation de différentes mesures de contrôle de ces attributs médicalement importants. Les principaux avantages de ces techniques sont sa simplicité et sa courte durée. et surtout la capacité d’être modifié, en fonction des besoins expérimentaux de l’étude.Bien que cette méthode peut être utilisée pour nourrir les différents stades de vie des tiques dures sur les lapins de laboratoire. Il peut également être adapté à d’autres systèmes d’accueil tels que les moutons. Commencez par couper un cadre capsule de taille appropriée à partir d’une feuille de mousse EVA arrondissant les coins extérieurs pour minimiser le détachement accidentel pendant le collage.Couper quatre bandes de huit millimètres de large de ruban adhésif et fixer les bandes sur les côtés du cadre. Coupez les bandes de même taille du ruban de boucle auto-adhésif et liez-les à la bande de crochet sur le cadre. Ensuite, coupez un morceau de maille de moustique de pin assez grand pour couvrir le cadre et collez le maillage aux bandes auto-adhésifs de boucle, coupant n’importe quel matériel en surplomb si nécessaire.Lorsque la capsule est prête, retenir manuellement le lapin et raser les régions expérimentales sur le dos et les côtés de l’animal. Appliquer de la colle au latex non irritante à séchage rapide sur toute la surface de la capsule préparée et, après une minute, presser doucement la capsule sur la peau. L’étape la plus critique du protocole est l’attachement sur le terrain de la capsule à la peau.Par conséquent, une pression constante de la capsule sur la peau de lapin en particulier dans les coins pendant au moins trois minutes est nécessaire. Après trois minutes, soulevez légèrement la capsule pour confirmer visuellement son attachement à l’aide d’une spatule pour appliquer de la colle sur les pièces non attachées. Lorsque la capsule est fixée, appliquez du ruban protecteur sur les pattes arrière pour éviter les dommages causés par la veste et placez les pattes avant à travers les ouvertures de la veste avant en serrant le cou de la veste à une largeur de doigt entre l’animal et la veste.Pour déclencher l’infestation de tiques, ajoutez d’abord les tiques dans l’extrémité du piston d’un bouchon de coton en plastique à la seringue avec une pointe de coupure. Ensuite, soulevez le maillage d’un coin de la capsule et placez la seringue profondément dans la capsule par l’ouverture. Insérez le piston jusqu’à la seringue pour infester l’animal avec les tiques.Puis tordez lentement le piston vers la peau pour enlever les tiques restantes tout en tirant le piston hors de la capsule. Lorsque toutes les tiques ont été livrées, refasten le crochet et le ruban adhésif en boucle. Fermez la veste en zippant l’arrière de celui-ci et insérez les pattes arrière du lapin dans les enceintes élastiques arrière.Puis remettre le lapin dans sa cage. Au moment expérimental approprié, transférez le lapin sur le banc et dézumez la veste. Retenir doucement le lapin, ouvrir la capsule et utiliser des forceps pour recueillir les adultes entièrement engorgés et un tordeur à tiques pour recueillir les adultes partiellement nourris.Les larves et les nymphes engorgées peuvent être récoltées en les brossant dans le plat. Puis re-fermer la capsule si expérimentalement approprié. À la fin de l’expérience, retirez complètement le maillage des moustiques de la capsule sans enlever la veste.Trois à quatre semaines plus tard, couper délicatement l’un des coins pour essayer d’enlever la capsule. Une fois la capsule enlevée, retirez la veste et laissez le lapin récupérer dans sa cage. Si le protocole et les expériences le permettent, le lapin récupéré peut être réutilisé ou offert pour adoption.Ce protocole convient à divers types d’expériences, y compris l’élevage en masse de plusieurs groupes de tiques sur le même hôte. Il a été prouvé que le système de capsules EVA Foam a connu beaucoup de succès lorsqu’il s’est nourri de différents stades de développement de diverses espèces de tiques dures. Il peut également être adapté à d’autres types d’hôtes de laboratoire tels que les moutons.En outre, cette méthode polyvalente facilite la création d’une variété de différents paramètres expérimentaux basés sur le nombre modifiable, la forme et la composition des capsules sur l’hôte. La procédure permet également une récupération complète des hôtes lapin après les expériences. Ce protocole n’est pas laborieux et aucune formation intensive n’est nécessaire pour se familiariser avec la technique.En outre, une quantité minimale de matériaux, d’étapes et de stress pour les animaux expérimentaux est nécessaire.

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Un modèle à base de capsules pour l’infestation immature des stades de tiques dures sur des souris de laboratoire

Le présent protocole décrit l’isolement des microARN des glandes salivaires des tiques et des vésicules extracellulaires purifiées. Il s’agit d’une procédure universelle qui combine des réactifs et des fournitures couramment utilisés. La méthode permet également l’utilisation d’un petit nombre de tiques, ce qui donne des microARN de qualité qui peuvent être facilement séquencés.

Isolement de microARN à partir de cultures de glandes salivaires ex vivo et de vésicules extracellulaires

Présenté ici est une méthode pour nourrir les tiques en sang in vitro via un système de membrane artificielle pour permettre l’engorgement partiel ou complet d’une variété de stades de vie des tiques.

Alimentation par membrane artificielle de tiques pour Ixodes scapularis

Cet article présente la méthodologie d’exposition de l’homme à la larve d’Ixodes scapularis pour la recherche clinique. La technique est relativement simple, tolérable par les volontaires de la recherche, et peut être modifiée en fonction des besoins expérimentaux. De telles recherches impliquant des sujets humains doivent être menées selon des protocoles d’étude clinique approuvés par les autorités réglementaires compétentes.

Un modèle d’exposition expérimentale des humains aux tiques larvaires Ixodes scapularis

Des protocoles de dressage impliquant un renforcement positif pour les procédures d’élevage de routine chez les lapins ont été développés et se sont avérés efficaces, car les lapins ont montré de manière fiable les comportements entraînés lors de l’examen général hebdomadaire. Le ramassage des lapins avec la boîte de transport était moins réticent que la technique de manipulation conventionnelle.

Dresser des lapins de laboratoire pour affiner les procédures d’élevage habituelles

Le glaucome est une des principales causes de cécité dans le monde. Une pression intraoculaire élevée est un facteur de risque majeur. La photocoagulation au laser hypertension oculaire induite est l'un des modèles animaux bien établie. Cette vidéo montre comment provoquer une hypertension oculaire par Argon photocoagulation au laser chez le rat.

Laser-Induced modèle chronique hypertension oculaire sur des rats SD

Découvrez une méthode simple et polyvalente pour nourrir les tiques dures sur des lapins de laboratoire. Ce protocole facilite l'étude de la biologie des tiques et des interactions hôte-vecteur.

Un modèle polyvalent d’Infestation de tiques dures sur des lapins de laboratoire

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