Name: Porcine comme un Module de formation pour la tête et du cou Reconstruction microvasculaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Apprenez la reconstruction microvasculaire tête et cou avec le lambeau perforant de l'artère épigastrique supérieure chez le porc. Cette méthode permet aux chirurgiens débutants de développer leurs compétences en chirurgie reconstructive microvasculaire.

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Ce travail a été financé et soutenu par le programme de recherche de sciences fondamentales grâce à la Fondation de la recherche nationale de Corée (NRF) financé par le ministère de la Science, les TIC et les futur Planning (2015R1C1A1A01051907). Ce travail a été également soutenu par le programme de recherche de sciences fondamentales grâce à la Fondation de la recherche nationale de Corée (NRF) financé par le ministère de la Science, TIC & avenir planification (FRO-2016M3A9E9941746).

Cette étude a été guidée et approuvé par le ministère de laboratoire Animal Resources, Yonsei Biomedical Research Institute, Yonsei University College of Medicine, accrédité par l’Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International. Cette étude a suivi les lignes directrices pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire de l’Institut de laboratoire Animal ressources Conseil sur le Conseil National de recherches Sciences de la vie. Tous les porcs ont été acclimatés pendant une semaine avant l’opération.
1. préparation
<ol><li>Garder les porcs sans nourriture pendant plus de 12 h avant l’anesthésie générale avec un accès gratuit à l’eau. Remarque : Six cochons Yorkshire femelles servaient pesant de 25 à 30 kg chacun.</li>
	<li>Utiliser une aiguille de calibre 16 de 1 cm de longueur pour injecter par voie intramusculaire alfaxan (1 mg/kg), xylazine (2 mg/kg) et azapérone (2 mg/kg) derrière et en dessous de l’oreille pour initier l’anesthésie.</li>
	<li>Raser la médiane antérieure du cou et la paroi abdominale du porc à l’aide d’un rasoir d’enlèvement de cheveux chirurgicale.</li>
	<li>Sécuriser une route (IV) par voie intraveineuse par veine centrale ou marginale l’oreille sur la partie postérieure de l’oreillette avec une aiguille de 22 G. Injecter le kétorolac (1 mg/kg) via une ligne de IV.</li>
	<li>Puis injecter de l’atropine (0,04 mg/kg) par voie intramusculaire, tel que décrit dans 1.2. Injecter par voie intramusculaire, tel que décrit dans 1.2 céfazoline (30 mg/kg).</li>
	<li>Mettre le cochon couché dans une position en décubitus dorsal sur la table de la salle d’opération.</li>
	<li>Permettre le cochon de respirer 2 L d’oxygène avec 5 % d’isoflurane par anesthésie porcine masque spontanément.</li>
	<li>Exposer les cordes vocales par la bouche à l’aide d’un laryngoscope et pulvériser avec deux bouffées de solution topique lidocaïne à 2 % pour empêcher laryngospasme induite par l’intubation.</li>
	<li>Intuber le malade avec un tube de 6,5 mm, gonfler le brassard de tube avec 3 à 5 mL d’air à l’aide d’une seringue sans aiguille attachée à elle. Remarque : Effectuez capnometry pour s’assurer que le tube trachéal, qui fait partie de la machine d’anesthésie, est en bonne position et il y a CO2 retour à la machine comme une indication de bonne oxygénation.</li>
	<li>Maintenir l’anesthésie après l’intubation à l’isoflurane 2 %.</li>
	<li>Utiliser la pommade vétérinaire sur les yeux de cochon et fermez-le avec un cache-oeil de la couverture.</li>
</ol>2. procédure : Accueil Site
<ol><li>Désinfecter le col et la paroi abdominale avec le gommage à base d’iode solution 1 %.</li>
	<li>Démarrer une incision médiane verticale dans le cou antérieur à l’aide de la lame n° 23 jusqu’au sternum.</li>
	<li>Disséquer les muscles de la sangle et rétracter latéralement à l’aide de ciseaux tissu Kelly et rétracteur Lahey.</li>
	<li>Exposer la trachée du premier anneau à l’entrée thoracique.</li>
	<li>Ensuite, exposer l’artère carotide commune et la veine jugulaire interne pour l’anastomose.</li>
	<li>Créer une fenêtre dans le deuxième ou troisième cartilage trachéal, ~ 1 cm de largeur à l’aide de la lame n ° 11.</li>
	<li>Rechercher la sonde endotrachéale à travers l’anomalie trachéale créé et veillez à ce que l’aération par le tube est maintenue à l’aide du ventilateur sans une fuite.</li>
</ol>3. mode opératoire : Rabat Site
Remarque : La récolte de lambeau perforant (SEAP) Artère épigastrique supérieure peut être effectuée, selon la méthode décrite par Frederic Bodin7.
<ol><li>Concevoir un rabat sur le haut de l’abdomen par un marqueur chirurgical (Figure 1 a).</li>
	<li>Créer une incision de la peau elliptique 4 x 3 cm en utilisant un scalpel n23 à la gaine antérieure de la paroi abdominale du côté médial du rabat dessiné (Figure 1 b).</li>
	<li>Élever la gaine (peel) le lambeau du muscle droit de l’abdomen , cherchez les perforateurs va le lambeau de peau tout en maintenant l’aponévrose de l’allis.</li>
	<li>Effectuer la dissection par voie intramusculaire et suivre les veines perforantes pour les vaisseaux épigastriques supérieures (Figure 1 b)</li>
	<li>Maintenant inciser la peau latérale sur le rabat conçu (Figure 1 a) à l’aide d’un scalpel n23 (Figure 1)</li>
	<li>Fixer les vaisseaux épigastriques supérieures et la veine comitantes avec la pince hémostatique supérieurement et Kelly tissus ciseaux permet de couper au-dessous de la pince hémostatique et ligaturer le navire au-dessus de la pince hémostatique par suture de 3-0. Puis enlever la pince hémostatique.</li>
</ol>4. l’anastomose et fermeture
<ol><li>Mettre sur une loupe chirurgicale.</li>
	<li>Bloquer l’artère carotide, à l’aide de deux hémostatique avec 1-2 cm de distance entre eux.</li>
	<li>Utilisation micro-ciseaux pour couper entre l’artère carotide et attacher la partie supérieure par une suture double n’assure aucun suintement.</li>
	<li>Utiliser la pince double sans cadre entre l’artère carotide et artères de Rabat.</li>
	<li>Démarrer une anastomose en utilisant 10-0 suture simple pleine épaisseur interprété.</li>
	<li>Place le premier séjour deux sutures environ 120 degrés sur la circonférence du navire puis entre lieu 2 ou 3 points de suture.</li>
	<li>Relâcher la pince. S’il y a sang suintant do la suture similaire sur le site de suintement.</li>
	<li>Recherchez le reflux veineux de la veine comitantes.</li>
	<li>Réaliser une anastomose comme indiqué au point 4.1 à 4.7 de la veine jugulaire interne et la veine comitantes (Figure 1).</li>
	<li>Utiliser une aiguille de seringue 18 pour piquer la peau afin d’assurer la viabilité de Rabat en voyant une goutte de sang.</li>
	<li>Fermez la fenêtre trachéale et la suture avec le fascia du muscle de la SEAP, Rabat à l’aide de la suture de 3-0.</li>
	<li>Extérioriser et suturer une pagaie de peau du lambeau PSDA à l’incision cutanée de la ligne médiane du col (Figure 2 a).</li>
	<li>Refermer l’incision de la peau abdominale (Figure 2 b).</li>
</ol>5. soins postopératoires
<ol><li>Revenir le porc dans la position couchée.</li>
	<li>Arrêter l’isoflurane et sevrer le porc de la ventilation.</li>
	<li>Laisser le cochon à récupérer dans la cage d’animaux et de surveiller étroitement pour assurer son redressement lisse de la procédure.</li>
	<li>Recherchez le rabat sur le site de reconstruction après la guérison (Figure 2).</li>
	<li>Regardez le site donneur chez l’animal après la guérison (Figure 2D).</li>
	<li>Démarrer soluté lactate de Ringer à raison de 150 mL/h jusqu'à la guérison complète et administrer 0,3 mg buprénorphine pour l’analgésie.</li>
	<li>Après extubation, suivre le porc jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir la position et la respiration et est capable de boire spontanément.</li>
	<li>Garder les porcs après la chirurgie en place séparé de pas d’animaux exploités.</li>
	<li>Commencez par voie intramusculaire amoxicilline-clavulanate (14 mg/kg) pendant 1 semaine.</li>
	<li>Commencez par voie intramusculaire Meloxicam (0,2 mg/kg) pendant 1 semaine.</li>
</ol>6. l’euthanasie
<ol><li>Commencer l’anesthésie pour le porc par l’injection de propofol par i.v. (5 à 10 mL) et l’entretenir à l’isoflurane 5 %.</li>
	<li>Intuber le porc comme décrit à l’étape (1.1, 1.2, 1.6-1.10).</li>
	<li>Induire l’arrêt cardiaque par une injection intraveineuse de 40 mmol de KCl.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+of+double+free+flap+and+free+flap+combined+with+locoregional+flap+in+head+and+neck+reconstruction%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Head+%26+Neck+journal+of+the+Science+and+Specialties+of+the+Head+and+Neck%22%5BJournal%5D)">Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review.</a> Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).</li>
<li>Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+variability+in+the+anterolateral+thigh+free+flap%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+and+Radiologic+Anatomy%22%5BJournal%5D)">Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review.</a> Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).</li>
<li>Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eight+free+flaps+in+24+hours%3A+a+training+concept+for+postgraduate+teaching+of+how+to+raise+microvascular+free+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial%22%5BJournal%5D)">Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).</li>
<li>Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+Anastomosis+Simulation+Using+a+Chicken+Thigh+Model%3A+Interval+Versus+Massed+Training%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training.</a> The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).</li>
<li>Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+model+for+free-flap+breast+reconstruction+training%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Porcine model for free-flap breast reconstruction training.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).</li>
<li>Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgery+Workout%3A+A+Novel+Simulation+Training+Curriculum+Based+on+Nonliving+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).</li>
<li>Carey, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simulation+of+plastic+surgery+and+microvascular+procedures+using+perfused+fresh+human+cadavers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+journal%22%5BJournal%5D)">Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).</li>
<li>Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+assessment+of+microsurgery+skills+in+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).</li>
<li>Matsumura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+designed+training+tool+for+microvascular+anastomosis+techniques%3A+Microvascular+Practice+Card%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology+Journal%22%5BJournal%5D)">A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card.</a> Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).</li>
<li>Kim, W. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+reconstruction+with+a+free+vascularized+myofascial+flap%3A+preclinical+investigation+in+a+porcine+model+to+human+clinical+application%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application.</a> Scientific Reports. 7 (1), 10022(2017).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Défauts et une morbidité importante peuvent se produire dans la tête et cou des patients de cancer au cours de la prise en charge chirurgicale. Transfert de tissus gratuit microvasculaire est devenu essentiel pour la reconstruction dans la plupart des cas. La viabilité du lambeau est un problème sérieux, nécessitant une régularité, précise de manipulation du pédicule, sensation tactile, capacité visuo-spatiales et excellent débit opératoire du chirurgien8. Pour développer ces compétences, il faut ...

Reconstruction après une intervention chirurgicale pour les maladies malignes de la tête et du cou est une procédure difficile associée à une morbidité importante. Microvasculaire lambeau libre-reconstruction a été clairement établi que l’approche habituelle à la reconstruction de plus de 20 ans1,2,3. Transfert gratuit à Rabat joue un rôle important dans l’amélioration de la gestion de tête et du cou chez les patients cancéreux et des blessures post-traumatique ainsi repousser les limites de l’excision chirurgicale de la maladie au-delà des techniques précédentes, ayant pour résultat plu patient qualité de vie et de survie plus longue tarifs1,2,3. Les divers volets de reconstruction comprennent rotationnels, greffer et sans volets.
A élargi le rôle d’un dispositif hypersustentateur libre dans la reconstruction de la tête et du cou. C’est le volet plus difficile à manipuler, nécessitant une manipulation habile et délicate. Défaillance des volets est un événement catastrophique, avec une morbidité importante4,5. Ainsi, le temps d’entraînement considérable est nécessaire pour développer la précision nécessaire pour le succès de résultats chirurgicaux3,4,5,6,7,8, 9. La courbe d’apprentissage abrupte, associée à une telle chirurgie peut influer sur les résultats pour les patients et affecter le traitement gestion3,4,5,6,7, 8,9. Pour réduire le temps de formation et courbe d’apprentissage pour les nouveaux chirurgiens, un modèle de formation est nécessaire qui imite la biologie humaine et fournit8des conditions similaire champ chirurgical.
L’objectif de cette étude est de montrer la visibilité des Porcine comme un module de formation bon pour la tête et du cou reconstruction microvasculaire ressemblant à l’affaire humaine avec l’amélioration des compétences dans le mode actif.
Cette étude examine l’utilisation d’un modèle porcin pour supplément de nouveaux collègues de formation dans la tête et du cou reconstruction microvasculaire transfert gratuit à Rabat fournir un rentables et moins stressant pour la formation sur le terrain clinique avec fiable similaires caractéristiques pour les procédures de lambeau libre. Porcs ont été utilisés pour de nombreuses études et comme enseignement des modèles pour les reconstructions chirurgicales diverses, par exemple, la reconstruction mammaire ; 5 Toutefois, les porcs n’ont jamais été utilisés pour la tête et du cou reconstruction sauf dans notre étude pour reconstruction trachéale due à la sténose trachéale10.
L’idée a été lancée après Frederic Bodin7, qui décrivent le lambeau semblable pour la reconstruction mammaire. Le principal avantage pour l’étude sur l’autre module de formation microvasculaire est le module séjour actif avec un résultat réel immédiat de la procédure.

<table><tbody><tr><td>Pigs XP Bio, Séoul, Corée</td><td></td><td></td><td></td>du Sud</tr><tr><td>Rasoir d’épilation chirurgicale</td><td>3M</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22 cathéter</td><td>B.BRAUN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>seringue avec aiguille taille 18</td><td>Jung Rim Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alfaxan intramusculaire</td><td>Careside</td><td></td><td>10ml/VAL</td></tr><tr><td>Intramusculairexylazine</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Azaperone intramusculaire</td><td>Sigma-aldrich</td><td></td><td>34223</td></tr><tr><td>Atropine intramusculaire</td><td>Daewon</td><td></td><td>0,5 mg/A</td></tr><tr><td>Céfazoline intramusculaire</td><td>Yuhan</td><td></td><td>1g</td></tr><tr><td>Ketorolac intraveineuse</td><td>Hana Pharm</td><td></td><td>30mg</td></tr><tr><td>Masque d’anesthésie porcine</td><td>DRE</td><td></td><td>1392</td></tr><tr><td>Tube de brassard endotrachéal 6,5 mm</td><td>SMITH medical</td><td></td><td>100/150/065</td></tr><tr><td>ansthesia Machine</td><td>Dr&amp;auml ; ger</td><td></td><td>PRIMUS IE</td></tr><tr><td>2 % lidocaïne solution topique</td><td>Taejoon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>vetau pommade Pfizer</td><td></td><td></td><td>terramycine <img alt="Misc » src="></td></tr> <tr><td>patch de couverture oculaire</td><td>Innomed</td><td></td><td>S-universal010S</td></tr><tr><td>solution de bétadine 1 %.</td><td>Korea Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>gaze 4 * 4</td><td>First Medical</td><td></td><td>22 * 30CM 320S</td></tr><tr><td>lame n ° 23</td><td>Paragon</td><td></td><td>23</td></tr><tr><td>lahey retractor</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU3960</td></tr><tr><td>kelly ciseaux à tissus</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1990</td></tr><tr><td>lame n ° 11</td><td>Paragon</td><td></td><td>11</td></tr><tr><td>stylo de marquage chirurgical</td><td>Aspen Surgical</td><td></td><td>Regular #2750</td></tr><tr><td>allis</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU4055</td></tr><tr><td>cravate suture</td><td>Covidein</td><td></td><td>non-aiguille</td></tr><tr><td>3.5&amp;times ; loupe chirurgicale</td><td>zeiss</td><td></td><td>eyemag smart</td></tr><tr><td>double clamp sans cadre</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>CH7155</td></tr><tr><td>microciseaux</td><td>AESCULAP</td><td></td><td>FD038R</td></tr><tr><td>Ringer’s lactate</td><td>Daehan</td><td></td><td>500ml/1sachet</td></tr><tr><td>d’amoxicilline&amp;ndash ; clavulanate</td><td>Ilsung</td><td></td><td>0.6g/V</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Samil</td><td></td><td>7.5mg</td></tr><tr><td>propofol</td><td>Dong Kook</td><td></td><td>120mg/V</td></tr><tr><td>solution KCl intraveineuse</td><td>Daehan</td><td></td><td>20ml/50P</td></tr><tr><td>moustique courbé</td><td>SOLCO</td><td></td><td>013-0111</td></tr><tr><td>moustique droit</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1050</td></tr><tr><td>éthilone 10-0 suture</td><td>éthicone</td><td></td><td>10/0W1756</td></tr><tr><td>Vicryl 3-0.</td><td>éthicone</td><td></td><td>3/0W9890</td></tr><tr><td>buprénorphine</td><td>Hanlim</td><td></td><td>0,3 mg</td></tr></tbody></table>

porcine comme un module de formation pour la tête et du cou reconstruction microvasculaire

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Modèles vivants qui ressemblent à des conditions chirurgicales des humains sont nécessaires pour récolte de formation gratuits à Rabat et l’anastomose. Des modèles animaux à des fins de formation sont disponibles depuis ans dans de nombreux domaines chirurgicaux. Nous avons utilisé la femelle (car ils sont faciles à manipuler pour la procédure) Yorkshire porcs pour la reconstruction de la tête et du cou en récoltant la perforante de l’artère épigastrique profonde inférieure ou le rabat de perforator Artère épigastrique supérieure. Le site de l’anastomose (cou peau vice ou défaut de la paroi trachéal) a été préparé par l’intermédiaire de la dissection de l’artère carotide commune et la veine jugulaire interne, dans lequel 3,5 × grossissement de la loupe utilisé pour anastomose que nous utilisons sur les cas humains dans la vraie vie. Cette procédure illustre une nouvelle méthode de formation à l’aide d’un modèle d’apprentissage fiables et fournit une anatomie détaillée dans un scénario de direct. Nous nous sommes concentrés sur le temps d’ischémie, récolte, anastomose de navire et la conception de la trappe pour adapter le site du défect. Ce modèle améliore la manipulation des tissus et à l’aide d’instruments appropriés peut être répété plusieurs fois, afin que le chirurgien est tout à fait sûr avant de commencer la chirurgie sur les humains.

Nous avons procédé à la six porcs : reconstruction anomalie cervicale peau sur deux cochons, reconstruction trachéale sur deux cochons et lambeau libre pour tester le dispositif d’anastomose vasculaire dans deux cochons. Les porcs ont été suivis pendant 3 mois et il n’y avait aucun signe clinique de déficit neurologique.
Le temps moyen pour ischémie a 50 min (gamme, 35-80 min.) ; le temps diminue lorsque la procédure a été répét...

Nous présentons ici un protocole pour l’utilisation du lambeau perforant cochon Artère épigastrique supérieure comme un module d’apprentissage pour la tête et du cou reconstruction microvasculaire.

Porcine comme un Module de formation pour la tête et du cou Reconstruction microvasculaire

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés sur la façon de mettre en place un module de formation à la vie pour la reconstruction microvasculaire de la tête et du cou. Le principal avantage de cette technique est qu’elle facilite un de froment de compétences en chirurgie reconstructive microvasculaire pour les chirurgiens débutants. Commencez par utiliser un laryngoscope pour exposer les cordes vocales par la bouche d’un cochon femelle yorkshire de 25 à 30 grammes et pulvériser les cordons avec deux bouffées de 2% de solution topique lidocaïne pour prévenir le laryngospasme induit par l’intubation.Intubate avec un tube de 6,5 millimètres. Et utilisez une seringue pour gonfler le brassard du tube avec trois à cinq millilitres d’air. Après s’être assuré que le tube trachéal est dans la bonne position, appliquez de l’onguent sur les yeux de l’animal.Et protéger les yeux avec un patch de couverture. Ensuite, utilisez une solution de gommage à base d’iode de 1 % pour désinfecter le cou et la paroi abdominale. Et utilisez une lame numéro 23 pour faire une incision verticale du cou antérieur de la ligne médiane au sternum.Disséquer les muscles de la sangle. Et utilisez des ciseaux de tissu Kelly et un rétracteur Lahey pour retirer les muscles latéralement pour exposer la trachée du premier anneau à l’entrée thoracique. Exposez l’artère carotide commune dans la veine jugulaire interne pour l’anastomose et utilisez une lame numéro 11 pour créer une fenêtre d’un centimètre dans le deuxième ou le troisième cartilage.Recherchez ensuite le tube enchrachéal par le défaut trachéal et confirmez la présence de l’aération continue par le tube. Pour effectuer une récolte supérieure de volets de perforateur d’artère épigastrique, utilisez un stylo de marquage chirurgical pour concevoir un aileron sur l’abdomen supérieur et utilisez un scalpel numéro 23 pour créer une incision elliptique de peau de quatre par trois centimètres par la gaine antérieure de la paroi abdominale sur le côté médial du rabat. Tout en tenant le fascia par l’Allis, élever le rabat de la gaine musculaire rectus abdominis pour localiser les perforateurs allant à l’aileron de la peau.Blunt disséquer le tissu musculaire exposé. Et suivez les perforateurs jusqu’aux vaisseaux épigastriques supérieurs. Utilisez un scalpel numéro 23 pour faire une incision latérale de la peau dans le rabat.Et serrez supérieurement les vaisseaux épigastriques supérieurs et les comitantes de venae avec un hémostat. Ensuite, utilisez les ciseaux de tissu Kelly pour couper au-dessus de l’hémostat, et ligate le navire en dessous de l’hémostat avec une suture de trois oh pour permettre l’enlèvement de l’hémostat. Pour l’anastomose du navire utiliser une loupe chirurgicale pour serrer l’artère carotide avec deux haemostats un à deux centimètres d’intervalle.Utilisez des microscisseurs pour couper entre les hémostats. Et attacher la partie supérieure du navire avec une double suture pour éviter les fuites. À l’aide de la double pince sans cadre entre les artères carotide et rabat, utilisez une suture interprétée de 10 oh simple épaisseur complète pour placer les deux premières sutures de séjour à environ 120 degrés l’une de l’autre autour de la circonférence du navire et deux à trois points de suture entre les sutures de séjour.Relâchez la pince et vérifiez s’il y a une fuite. S’il n’y a pas de backflow des comitantes de venae, créez une autre anastomosis pour la veine jugulaire interne et les comitantes de venae comme juste démontré. À l’aide d’une seringue munie d’une aiguille de calibre 18, piquer la peau pour confirmer la viabilité des volets.Si une goutte de sang apparaît, utilisez une suture de trois oh pour fermer la fenêtre trachéale avec le fascia musculaire de l’aileron supérieur de perforateur d’artère épigastrique. Puis extérioriser et suturer un panneau cutané du rabat à l’incision cervicale de la peau médiane et fermer l’incision abdominale de la peau. À la fin de la procédure, remettre le porc à la position couchée et permettre à l’animal de récupérer sans autres animaux.Livrer le lactate de Ringer à un taux de 150 millilitres par heure jusqu’à ce que l’animal ait complètement récupéré, et administrer 0,3 milligramme de buprénorphine pour l’analgésie. Lorsque l’animal est couché commencer à l’amoxicilline intramusculaire clavulanate et méloxicam pendant une semaine, en vérifiant le site du donneur et le rabat sur le site de reconstruction tous les jours pour la progression de guérison. Dans ces études représentatives, le temps moyen d’ischémie était de 50 minutes, le temps de procédure diminuant au fur et à mesure que le modèle était répété.Le temps moyen de récolte des six porcs était de 55 minutes et aucune morbidité n’a été observée au site donneur dans ce module. La taille moyenne des pedicles des volets était de 10 centimètres, semblable à celle observée dans la tête et le cou humains. Le diamètre moyen de l’artère était de 4,4 millimètres et le diamètre moyen vain était de 5,75 millimètres, tous deux plus grands que la moyenne humaine de deux millimètres pour les deux vaisseaux tout en étant en mesure de simuler l’anatomie humaine.La taille de pagaie de peau s’est étendue de 25 à 40 centimètres carrés sans effet significatif sur la défaillance de battement. Tout en essayant cette procédure, il est important de se rappeler d’approcher les perforateurs avec soin et d’assurer un bon retour veineux. Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la reconstruction de la trachée afin d’explorer l’utilisation du fascia pour les défauts de la trachée, et de déterminer une taille de volet sûre appropriée sans s’effondrer dans les voies respiratoires.N’oubliez pas que l’exécution d’une reconstruction de trachée peut être extrêmement dangereuse et que des précautions telles que s’assurer que les voies respiratoires sont brevetées et intactes doivent toujours être prises lors de l’exécution de cette procédure.

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Nous décrivons ici comment mettre en place un petit poste de pratique microchirurgicale et une méthode simple et peu coûteuse pour l’entraînement de la microchirurgie avec des modèles animaux non vivants.

Étape par étape: méthode de formation Microsurgical combinant deux modèles animaux inanimés

Actuellement aucune sorte d’allotransplantation composite vascularisée dépend de long-terme-immunosuppression, difficile à supporter pour des indications non critiques de la vie. Nous présentons un nouveau porcine tibial VCA modèle qui peut être utilisé pour étudier les os VCA et démontrer l’utilisation de l’angiogenèse chirurgicale pour maintenir la viabilité des os sans avoir besoin de modulation immunitaire à long terme.

Angiogenesis chirurgicale en Porcine Allotransplantation Tibial : un nouveau grand Animal OS vascularisé Allotransplantation Composite modèle

Cette étude vise à développer un protocole standard de surveillance neurale peropératoire de la chirurgie de la thyroïde dans un modèle porcin. Nous présentons ici un protocole visant à démontrer l’anesthésie générale, pour comparer les différents types d’électrodes et d’étudier les caractéristiques électrophysiologiques des nerfs laryngés récurrents normales et blessés.

Une surveillance neurale peropératoire de la chirurgie de la thyroïde dans un modèle porcin

Le présent protocole décrit le modèle du lambeau fascio-cutané porcin et son utilisation potentielle dans la recherche sur les tissus composites vascularisés.

Un modèle fiable de lambeau fascio-cutané porcin pour les études de bio-ingénierie des allogreffes composites vascularisées

Dans ce protocole, un nouveau pontage veineux de porc a été effectué par une petite incision dans la paroi thoracique gauche sans pontage cardiopulmonaire. Une étude de pathologie postopératoire a été réalisée, qui a montré un épaississement intimal.

Établissement et évaluation d’un modèle de maladie du greffon de veine porcine

Ce protocole décrit la réalisation d’une craniectomie à l’aide d’une perceuse pneumatique à grande vitesse sur un porc Landrace danois âgé de 3 mois. L’accès se fait par l’os frontal et révèle la dure-mère ventrale et les hémisphères cérébraux sous-jacents. Cette procédure permet d’accéder à une grande partie du cerveau du porc.

Accès au cerveau porcin par forage pneumatique à grande vitesse

Cette étude présente un modèle porcin pour l’évaluation des greffons de petit diamètre dans les artères fémorales. Le modèle imite la dynamique vasculaire humaine et évalue de manière exhaustive la perméabilité du greffon, l’hémodynamique et le remodelage vasculaire. Il offre une plate-forme précieuse pour tester les greffes vasculaires et les surveiller avec l’échographie Doppler et l’angiographie.

Implantation d’une greffe vasculaire fémorale dans un modèle porcin pour tester des greffes vasculaires de petit diamètre

Nous présentons un modèle murin reproductible d’allotransplantation composite vascularisée hétérotope du membre postérieur au cou. Ce protocole supermicrochirurgical, impliquant des anastomoses de vaisseaux de 0,3 à 0,5 mm, intègre un guidage de filament de nylon et un menottage veineux. Il offre une plateforme fiable pour des études translationnelles sur la tolérance, la lésion ischémie-reperfusion et les mécanismes immunologiques dans l’allotransplantation vascularisée composite.

Transplantation hétérotopique du membre postérieur au cou chez la souris : un modèle supermicrochirurgical d’allotransplantation composite vascularisée

Diverses méthodes existent pour introduire des agents ototoxiques dans les cochlées de modèles animaux. Il s’agit d’un protocole chirurgical pour l’administration d’agents ototoxiques dans la niche de la fenêtre ronde. La procédure est fiable, crée des lésions intra-cochléaires ciblées et évite les dommages mécaniques à la microarchitecture. L’examen de l’auto-réparation/régénération cochléaire est possible.

L&#39;approche de la souris ronde-fenêtre pour ototoxiques Delivery Agent: Un rapide et fiable Technique d&#39;incitation à Cochlear dégénérescence cellulaire

Le but de cet article est de décrire la méthodologie de dissection endoscopique oreille cadavériques, exclusivement. De plus, nous visons à fournir un guide complet sur l’anatomie endoscopique oreille moyenne.

Découvrir l’anatomie oreille moyenne par chirurgie endoscopique oreille Transcanal : un manuel de Dissection

Apprenez la reconstruction microvasculaire tête et cou avec le lambeau perforant de l'artère épigastrique supérieure chez le porc. Cette méthode permet aux chirurgiens débutants de développer leurs compétences en chirurgie reconstructive microvasculaire.

Porcine comme un Module de formation pour la tête et du cou Reconstruction microvasculaire

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