Name: Porcine comme un Module de formation pour la tête et du cou Reconstruction microvasculaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: Apprenez la reconstruction microvasculaire tête et cou avec le lambeau perforant de l'artère épigastrique supérieure chez le porc. Cette méthode permet aux chirurgiens débutants de développer leurs compétences en chirurgie reconstructive microvasculaire.

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Ce travail a été financé et soutenu par le programme de recherche de sciences fondamentales grâce à la Fondation de la recherche nationale de Corée (NRF) financé par le ministère de la Science, les TIC et les futur Planning (2015R1C1A1A01051907). Ce travail a été également soutenu par le programme de recherche de sciences fondamentales grâce à la Fondation de la recherche nationale de Corée (NRF) financé par le ministère de la Science, TIC & avenir planification (FRO-2016M3A9E9941746).

Cette étude a été guidée et approuvé par le ministère de laboratoire Animal Resources, Yonsei Biomedical Research Institute, Yonsei University College of Medicine, accrédité par l’Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International. Cette étude a suivi les lignes directrices pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire de l’Institut de laboratoire Animal ressources Conseil sur le Conseil National de recherches Sciences de la vie. Tous les porcs ont été acclimatés pendant une semaine avant l’opération.
1. préparation
<ol><li>Garder les porcs sans nourriture pendant plus de 12 h avant l’anesthésie générale avec un accès gratuit à l’eau. Remarque : Six cochons Yorkshire femelles servaient pesant de 25 à 30 kg chacun.</li>
	<li>Utiliser une aiguille de calibre 16 de 1 cm de longueur pour injecter par voie intramusculaire alfaxan (1 mg/kg), xylazine (2 mg/kg) et azapérone (2 mg/kg) derrière et en dessous de l’oreille pour initier l’anesthésie.</li>
	<li>Raser la médiane antérieure du cou et la paroi abdominale du porc à l’aide d’un rasoir d’enlèvement de cheveux chirurgicale.</li>
	<li>Sécuriser une route (IV) par voie intraveineuse par veine centrale ou marginale l’oreille sur la partie postérieure de l’oreillette avec une aiguille de 22 G. Injecter le kétorolac (1 mg/kg) via une ligne de IV.</li>
	<li>Puis injecter de l’atropine (0,04 mg/kg) par voie intramusculaire, tel que décrit dans 1.2. Injecter par voie intramusculaire, tel que décrit dans 1.2 céfazoline (30 mg/kg).</li>
	<li>Mettre le cochon couché dans une position en décubitus dorsal sur la table de la salle d’opération.</li>
	<li>Permettre le cochon de respirer 2 L d’oxygène avec 5 % d’isoflurane par anesthésie porcine masque spontanément.</li>
	<li>Exposer les cordes vocales par la bouche à l’aide d’un laryngoscope et pulvériser avec deux bouffées de solution topique lidocaïne à 2 % pour empêcher laryngospasme induite par l’intubation.</li>
	<li>Intuber le malade avec un tube de 6,5 mm, gonfler le brassard de tube avec 3 à 5 mL d’air à l’aide d’une seringue sans aiguille attachée à elle. Remarque : Effectuez capnometry pour s’assurer que le tube trachéal, qui fait partie de la machine d’anesthésie, est en bonne position et il y a CO2 retour à la machine comme une indication de bonne oxygénation.</li>
	<li>Maintenir l’anesthésie après l’intubation à l’isoflurane 2 %.</li>
	<li>Utiliser la pommade vétérinaire sur les yeux de cochon et fermez-le avec un cache-oeil de la couverture.</li>
</ol>2. procédure : Accueil Site
<ol><li>Désinfecter le col et la paroi abdominale avec le gommage à base d’iode solution 1 %.</li>
	<li>Démarrer une incision médiane verticale dans le cou antérieur à l’aide de la lame n° 23 jusqu’au sternum.</li>
	<li>Disséquer les muscles de la sangle et rétracter latéralement à l’aide de ciseaux tissu Kelly et rétracteur Lahey.</li>
	<li>Exposer la trachée du premier anneau à l’entrée thoracique.</li>
	<li>Ensuite, exposer l’artère carotide commune et la veine jugulaire interne pour l’anastomose.</li>
	<li>Créer une fenêtre dans le deuxième ou troisième cartilage trachéal, ~ 1 cm de largeur à l’aide de la lame n ° 11.</li>
	<li>Rechercher la sonde endotrachéale à travers l’anomalie trachéale créé et veillez à ce que l’aération par le tube est maintenue à l’aide du ventilateur sans une fuite.</li>
</ol>3. mode opératoire : Rabat Site
Remarque : La récolte de lambeau perforant (SEAP) Artère épigastrique supérieure peut être effectuée, selon la méthode décrite par Frederic Bodin7.
<ol><li>Concevoir un rabat sur le haut de l’abdomen par un marqueur chirurgical (Figure 1 a).</li>
	<li>Créer une incision de la peau elliptique 4 x 3 cm en utilisant un scalpel n23 à la gaine antérieure de la paroi abdominale du côté médial du rabat dessiné (Figure 1 b).</li>
	<li>Élever la gaine (peel) le lambeau du muscle droit de l’abdomen , cherchez les perforateurs va le lambeau de peau tout en maintenant l’aponévrose de l’allis.</li>
	<li>Effectuer la dissection par voie intramusculaire et suivre les veines perforantes pour les vaisseaux épigastriques supérieures (Figure 1 b)</li>
	<li>Maintenant inciser la peau latérale sur le rabat conçu (Figure 1 a) à l’aide d’un scalpel n23 (Figure 1)</li>
	<li>Fixer les vaisseaux épigastriques supérieures et la veine comitantes avec la pince hémostatique supérieurement et Kelly tissus ciseaux permet de couper au-dessous de la pince hémostatique et ligaturer le navire au-dessus de la pince hémostatique par suture de 3-0. Puis enlever la pince hémostatique.</li>
</ol>4. l’anastomose et fermeture
<ol><li>Mettre sur une loupe chirurgicale.</li>
	<li>Bloquer l’artère carotide, à l’aide de deux hémostatique avec 1-2 cm de distance entre eux.</li>
	<li>Utilisation micro-ciseaux pour couper entre l’artère carotide et attacher la partie supérieure par une suture double n’assure aucun suintement.</li>
	<li>Utiliser la pince double sans cadre entre l’artère carotide et artères de Rabat.</li>
	<li>Démarrer une anastomose en utilisant 10-0 suture simple pleine épaisseur interprété.</li>
	<li>Place le premier séjour deux sutures environ 120 degrés sur la circonférence du navire puis entre lieu 2 ou 3 points de suture.</li>
	<li>Relâcher la pince. S’il y a sang suintant do la suture similaire sur le site de suintement.</li>
	<li>Recherchez le reflux veineux de la veine comitantes.</li>
	<li>Réaliser une anastomose comme indiqué au point 4.1 à 4.7 de la veine jugulaire interne et la veine comitantes (Figure 1).</li>
	<li>Utiliser une aiguille de seringue 18 pour piquer la peau afin d’assurer la viabilité de Rabat en voyant une goutte de sang.</li>
	<li>Fermez la fenêtre trachéale et la suture avec le fascia du muscle de la SEAP, Rabat à l’aide de la suture de 3-0.</li>
	<li>Extérioriser et suturer une pagaie de peau du lambeau PSDA à l’incision cutanée de la ligne médiane du col (Figure 2 a).</li>
	<li>Refermer l’incision de la peau abdominale (Figure 2 b).</li>
</ol>5. soins postopératoires
<ol><li>Revenir le porc dans la position couchée.</li>
	<li>Arrêter l’isoflurane et sevrer le porc de la ventilation.</li>
	<li>Laisser le cochon à récupérer dans la cage d’animaux et de surveiller étroitement pour assurer son redressement lisse de la procédure.</li>
	<li>Recherchez le rabat sur le site de reconstruction après la guérison (Figure 2).</li>
	<li>Regardez le site donneur chez l’animal après la guérison (Figure 2D).</li>
	<li>Démarrer soluté lactate de Ringer à raison de 150 mL/h jusqu'à la guérison complète et administrer 0,3 mg buprénorphine pour l’analgésie.</li>
	<li>Après extubation, suivre le porc jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir la position et la respiration et est capable de boire spontanément.</li>
	<li>Garder les porcs après la chirurgie en place séparé de pas d’animaux exploités.</li>
	<li>Commencez par voie intramusculaire amoxicilline-clavulanate (14 mg/kg) pendant 1 semaine.</li>
	<li>Commencez par voie intramusculaire Meloxicam (0,2 mg/kg) pendant 1 semaine.</li>
</ol>6. l’euthanasie
<ol><li>Commencer l’anesthésie pour le porc par l’injection de propofol par i.v. (5 à 10 mL) et l’entretenir à l’isoflurane 5 %.</li>
	<li>Intuber le porc comme décrit à l’étape (1.1, 1.2, 1.6-1.10).</li>
	<li>Induire l’arrêt cardiaque par une injection intraveineuse de 40 mmol de KCl.</li>
</ol>

<ol><li>Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+of+double+free+flap+and+free+flap+combined+with+locoregional+flap+in+head+and+neck+reconstruction%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Head+%26+Neck+journal+of+the+Science+and+Specialties+of+the+Head+and+Neck%22%5BJournal%5D)">Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review.</a> Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).</li>
<li>Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+variability+in+the+anterolateral+thigh+free+flap%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+and+Radiologic+Anatomy%22%5BJournal%5D)">Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review.</a> Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).</li>
<li>Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eight+free+flaps+in+24+hours%3A+a+training+concept+for+postgraduate+teaching+of+how+to+raise+microvascular+free+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial%22%5BJournal%5D)">Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).</li>
<li>Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+Anastomosis+Simulation+Using+a+Chicken+Thigh+Model%3A+Interval+Versus+Massed+Training%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training.</a> The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).</li>
<li>Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+model+for+free-flap+breast+reconstruction+training%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Porcine model for free-flap breast reconstruction training.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).</li>
<li>Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgery+Workout%3A+A+Novel+Simulation+Training+Curriculum+Based+on+Nonliving+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).</li>
<li>Carey, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simulation+of+plastic+surgery+and+microvascular+procedures+using+perfused+fresh+human+cadavers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+journal%22%5BJournal%5D)">Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).</li>
<li>Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+assessment+of+microsurgery+skills+in+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).</li>
<li>Matsumura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+designed+training+tool+for+microvascular+anastomosis+techniques%3A+Microvascular+Practice+Card%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology+Journal%22%5BJournal%5D)">A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card.</a> Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).</li>
<li>Kim, W. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+reconstruction+with+a+free+vascularized+myofascial+flap%3A+preclinical+investigation+in+a+porcine+model+to+human+clinical+application%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application.</a> Scientific Reports. 7 (1), 10022(2017).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Défauts et une morbidité importante peuvent se produire dans la tête et cou des patients de cancer au cours de la prise en charge chirurgicale. Transfert de tissus gratuit microvasculaire est devenu essentiel pour la reconstruction dans la plupart des cas. La viabilité du lambeau est un problème sérieux, nécessitant une régularité, précise de manipulation du pédicule, sensation tactile, capacité visuo-spatiales et excellent débit opératoire du chirurgien8. Pour développer ces compétences, il faut ...

Reconstruction après une intervention chirurgicale pour les maladies malignes de la tête et du cou est une procédure difficile associée à une morbidité importante. Microvasculaire lambeau libre-reconstruction a été clairement établi que l’approche habituelle à la reconstruction de plus de 20 ans1,2,3. Transfert gratuit à Rabat joue un rôle important dans l’amélioration de la gestion de tête et du cou chez les patients cancéreux et des blessures post-traumatique ainsi repousser les limites de l’excision chirurgicale de la maladie au-delà des techniques précédentes, ayant pour résultat plu patient qualité de vie et de survie plus longue tarifs1,2,3. Les divers volets de reconstruction comprennent rotationnels, greffer et sans volets.
A élargi le rôle d’un dispositif hypersustentateur libre dans la reconstruction de la tête et du cou. C’est le volet plus difficile à manipuler, nécessitant une manipulation habile et délicate. Défaillance des volets est un événement catastrophique, avec une morbidité importante4,5. Ainsi, le temps d’entraînement considérable est nécessaire pour développer la précision nécessaire pour le succès de résultats chirurgicaux3,4,5,6,7,8, 9. La courbe d’apprentissage abrupte, associée à une telle chirurgie peut influer sur les résultats pour les patients et affecter le traitement gestion3,4,5,6,7, 8,9. Pour réduire le temps de formation et courbe d’apprentissage pour les nouveaux chirurgiens, un modèle de formation est nécessaire qui imite la biologie humaine et fournit8des conditions similaire champ chirurgical.
L’objectif de cette étude est de montrer la visibilité des Porcine comme un module de formation bon pour la tête et du cou reconstruction microvasculaire ressemblant à l’affaire humaine avec l’amélioration des compétences dans le mode actif.
Cette étude examine l’utilisation d’un modèle porcin pour supplément de nouveaux collègues de formation dans la tête et du cou reconstruction microvasculaire transfert gratuit à Rabat fournir un rentables et moins stressant pour la formation sur le terrain clinique avec fiable similaires caractéristiques pour les procédures de lambeau libre. Porcs ont été utilisés pour de nombreuses études et comme enseignement des modèles pour les reconstructions chirurgicales diverses, par exemple, la reconstruction mammaire ; 5 Toutefois, les porcs n’ont jamais été utilisés pour la tête et du cou reconstruction sauf dans notre étude pour reconstruction trachéale due à la sténose trachéale10.
L’idée a été lancée après Frederic Bodin7, qui décrivent le lambeau semblable pour la reconstruction mammaire. Le principal avantage pour l’étude sur l’autre module de formation microvasculaire est le module séjour actif avec un résultat réel immédiat de la procédure.

<table><tbody><tr><td>Pigs XP Bio, Séoul, Corée</td><td></td><td></td><td></td>du Sud</tr><tr><td>Rasoir d’épilation chirurgicale</td><td>3M</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22 cathéter</td><td>B.BRAUN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>seringue avec aiguille taille 18</td><td>Jung Rim Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alfaxan intramusculaire</td><td>Careside</td><td></td><td>10ml/VAL</td></tr><tr><td>Intramusculairexylazine</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Azaperone intramusculaire</td><td>Sigma-aldrich</td><td></td><td>34223</td></tr><tr><td>Atropine intramusculaire</td><td>Daewon</td><td></td><td>0,5 mg/A</td></tr><tr><td>Céfazoline intramusculaire</td><td>Yuhan</td><td></td><td>1g</td></tr><tr><td>Ketorolac intraveineuse</td><td>Hana Pharm</td><td></td><td>30mg</td></tr><tr><td>Masque d’anesthésie porcine</td><td>DRE</td><td></td><td>1392</td></tr><tr><td>Tube de brassard endotrachéal 6,5 mm</td><td>SMITH medical</td><td></td><td>100/150/065</td></tr><tr><td>ansthesia Machine</td><td>Dr&amp;auml ; ger</td><td></td><td>PRIMUS IE</td></tr><tr><td>2 % lidocaïne solution topique</td><td>Taejoon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>vetau pommade Pfizer</td><td></td><td></td><td>terramycine <img alt="Misc » src="></td></tr> <tr><td>patch de couverture oculaire</td><td>Innomed</td><td></td><td>S-universal010S</td></tr><tr><td>solution de bétadine 1 %.</td><td>Korea Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>gaze 4 * 4</td><td>First Medical</td><td></td><td>22 * 30CM 320S</td></tr><tr><td>lame n ° 23</td><td>Paragon</td><td></td><td>23</td></tr><tr><td>lahey retractor</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU3960</td></tr><tr><td>kelly ciseaux à tissus</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1990</td></tr><tr><td>lame n ° 11</td><td>Paragon</td><td></td><td>11</td></tr><tr><td>stylo de marquage chirurgical</td><td>Aspen Surgical</td><td></td><td>Regular #2750</td></tr><tr><td>allis</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU4055</td></tr><tr><td>cravate suture</td><td>Covidein</td><td></td><td>non-aiguille</td></tr><tr><td>3.5&amp;times ; loupe chirurgicale</td><td>zeiss</td><td></td><td>eyemag smart</td></tr><tr><td>double clamp sans cadre</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>CH7155</td></tr><tr><td>microciseaux</td><td>AESCULAP</td><td></td><td>FD038R</td></tr><tr><td>Ringer’s lactate</td><td>Daehan</td><td></td><td>500ml/1sachet</td></tr><tr><td>d’amoxicilline&amp;ndash ; clavulanate</td><td>Ilsung</td><td></td><td>0.6g/V</td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Samil</td><td></td><td>7.5mg</td></tr><tr><td>propofol</td><td>Dong Kook</td><td></td><td>120mg/V</td></tr><tr><td>solution KCl intraveineuse</td><td>Daehan</td><td></td><td>20ml/50P</td></tr><tr><td>moustique courbé</td><td>SOLCO</td><td></td><td>013-0111</td></tr><tr><td>moustique droit</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1050</td></tr><tr><td>éthilone 10-0 suture</td><td>éthicone</td><td></td><td>10/0W1756</td></tr><tr><td>Vicryl 3-0.</td><td>éthicone</td><td></td><td>3/0W9890</td></tr><tr><td>buprénorphine</td><td>Hanlim</td><td></td><td>0,3 mg</td></tr></tbody></table>

porcine comme un module de formation pour la tête et du cou reconstruction microvasculaire

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Modèles vivants qui ressemblent à des conditions chirurgicales des humains sont nécessaires pour récolte de formation gratuits à Rabat et l’anastomose. Des modèles animaux à des fins de formation sont disponibles depuis ans dans de nombreux domaines chirurgicaux. Nous avons utilisé la femelle (car ils sont faciles à manipuler pour la procédure) Yorkshire porcs pour la reconstruction de la tête et du cou en récoltant la perforante de l’artère épigastrique profonde inférieure ou le rabat de perforator Artère épigastrique supérieure. Le site de l’anastomose (cou peau vice ou défaut de la paroi trachéal) a été préparé par l’intermédiaire de la dissection de l’artère carotide commune et la veine jugulaire interne, dans lequel 3,5 × grossissement de la loupe utilisé pour anastomose que nous utilisons sur les cas humains dans la vraie vie. Cette procédure illustre une nouvelle méthode de formation à l’aide d’un modèle d’apprentissage fiables et fournit une anatomie détaillée dans un scénario de direct. Nous nous sommes concentrés sur le temps d’ischémie, récolte, anastomose de navire et la conception de la trappe pour adapter le site du défect. Ce modèle améliore la manipulation des tissus et à l’aide d’instruments appropriés peut être répété plusieurs fois, afin que le chirurgien est tout à fait sûr avant de commencer la chirurgie sur les humains.

Nous avons procédé à la six porcs : reconstruction anomalie cervicale peau sur deux cochons, reconstruction trachéale sur deux cochons et lambeau libre pour tester le dispositif d’anastomose vasculaire dans deux cochons. Les porcs ont été suivis pendant 3 mois et il n’y avait aucun signe clinique de déficit neurologique.
Le temps moyen pour ischémie a 50 min (gamme, 35-80 min.) ; le temps diminue lorsque la procédure a été répét...

Nous présentons ici un protocole pour l’utilisation du lambeau perforant cochon Artère épigastrique supérieure comme un module d’apprentissage pour la tête et du cou reconstruction microvasculaire.

Porcine comme un Module de formation pour la tête et du cou Reconstruction microvasculaire

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés sur la façon de mettre en place un module de formation à la vie pour la reconstruction microvasculaire de la tête et du cou. Le principal avantage de cette technique est qu’elle facilite un de froment de compétences en chirurgie reconstructive microvasculaire pour les chirurgiens débutants. Commencez par utiliser un laryngoscope pour exposer les cordes vocales par la bouche d’un cochon femelle yorkshire de 25 à 30 grammes et pulvériser les cordons avec deux bouffées de 2% de solution topique lidocaïne pour prévenir le laryngospasme induit par l’intubation.Intubate avec un tube de 6,5 millimètres. Et utilisez une seringue pour gonfler le brassard du tube avec trois à cinq millilitres d’air. Après s’être assuré que le tube trachéal est dans la bonne position, appliquez de l’onguent sur les yeux de l’animal.Et protéger les yeux avec un patch de couverture. Ensuite, utilisez une solution de gommage à base d’iode de 1 % pour désinfecter le cou et la paroi abdominale. Et utilisez une lame numéro 23 pour faire une incision verticale du cou antérieur de la ligne médiane au sternum.Disséquer les muscles de la sangle. Et utilisez des c

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