Name: Oxygénation par Membrane extracorporelle veino-veineuse chez une souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-24T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Découvrez l'oxygénation par membrane extracorporelle veino-veineuse chez une souris non intubée. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes moléculaires des maladies pulmonaires aiguës et chroniques.

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Ce projet a été soutenu par KFO 311 subvention du Deutsche Forschungsgemeinschaft.

Des expériences ont été effectuées sur des souris C57BL/6 mâles, âgés de 12 semaines. Cette étude a été réalisée conformément aux directives de la loi allemande de Animal sous protocole TSA 16/2250.
1. matériel préparation
Remarque : Toutes les étapes sont effectuées dans des conditions propres, non stériles. Il faudrait des conditions stériles si l’animal doit être survécu après l’opération.
<ol><li>Introduire 3 fenestrations dans un tube polyuréthane 2-Fr en utilisant une lame chirurgicale sous une loupe avec un grossissement de 16 X. Remarque : Tous les fenestrations doivent se trouver dans le tiers distal de la canule pour assurer un drainage sanguin optimal.</li>
	<li>Préparer la solution d’amorçage (Table des matières). Parmi 30 UI/mL héparine et 2,5 % v/v d’une solution de 8,4 % de NaHCO3. Réfrigérer cette solution à 4 ° C jusqu'à ce qu’il est prêt à l’emploi. Réamorcer le circuit avec 500 uL de solution d’amorçage.</li>
	<li>Placer la canule de sortie dans la solution d’amorçage et remplir la machine en activant la pompe péristaltique. Continuer à faire circuler la solution d’amorçage par le biais de la machine pendant le prochaine 30 min à un débit de 1 mL/min.</li>
	<li>Donne 0,5 L/min d’oxygène de 100 % à l’oxygénateur.</li>
</ol>2. anesthésie
<ol><li>Place l’animal dans une chambre à induction rempli d’un mélange d’isoflurane/oxygène 2.5 % v/v. Fournir 0,5 L/min d’oxygène de 100 % pour le vaporisateur. Avant l’opération, vérifier que l’anesthésie complète est obtenue en testant les réflexes de retrait et de la douleur pédales. Appliquer le gel ophtalmique pour éviter d’endommager de séchage.</li>
	<li>Utiliser un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle à 37 ° C.</li>
	<li>Réaliser l’anesthésie de masque d’inhalation à l’aide d’un vaporisateur isoflurane et injecter le carprofène 5 mg/kg par voie sous-cutanée.</li>
	<li>Observer la respiration spontanée et régulièrement ajuster la concentration d’isoflurane, afin qu’il soit entre 1,3 et 2,5 %.</li>
</ol>3. chirurgie
<ol><li>Exposer la veine jugulaire gauche à l’aide d’une incision de la peau latérale de 4 mm à l’aide de ciseaux fines sur le côté gauche du cou. Avec tranchant et contondant préparation à l’aide de tampons de coton et micro-pinces, utiliser la coagulation bipolaire des petits vaisseaux.</li>
	<li>Une fois la veine jugulaire gauche affleure, ligaturer la partie distale à l’aide d’une suture de soie de 8-0 avec l’aide de micro-pinces.</li>
	<li>Placez un noeud de glissement à l’extrémité proximale de la veine. Inciser la paroi antérieure de la veine à l’aide de micro-ciseaux.</li>
	<li>Pour atteindre la pleine héparinisation, injecter héparine 2,5 UI/g dans la veine jugulaire via un braunula de 26 G.</li>
	<li>Soulever le côté tête du pad animal de 30° pour éviter la perte excessive de sang de la veine lors de l’insertion de la canule.</li>
	<li>Insérer une canule (PU) en polyuréthane de 2-Fr dans la partie proximale de la veine jugulaire, tournant légèrement tout en poussant à une profondeur de 4 cm ; Ce faisant, la bifurcation iliaque de la veine cave inférieure (VCI) sera atteint.</li>
	<li>Fixer la canule avec noeuds de soie 8-0 à l’aide des Micropinces.</li>
	<li>Exposer la veine jugulaire droite en suivant les étapes décrites dans 3.1, 3.2 et 3.3.</li>
	<li>Cathétériser la veine jugulaire droite avec une canule de PU 1-Fr et déplacez-la doucement 5 mm dans la direction de l’oreillette droite.</li>
	<li>Répétez l’étape 3,7.</li>
	<li>Section de l’artère fémorale gauche avec un autre canule de PU 1-Fr et utilisez-le pour invasive de la pression de surveillance ainsi que des prélèvements pour analyse des gaz sanguins (BGA).</li>
	<li>Emmancher électrocardiogramme (ECG) connecté à un périphérique d’acquisition de données par voie sous-cutanée dans les deux pattes avant et dans la paroi thoracique gauche.</li>
	<li>Insérez un thermomètre rectal, connecté à un périphérique d’acquisition de données.</li>
</ol>4. oxygénation extracorporelle veino-veineuse et analyse des gaz sanguins
Remarque : Pour une représentation schématique du circuit ECMO complet, voir la Figure 1.
<ol><li>Initier une ECMO sur l’animal en activant la pompe avec un débit initial de 0,1 mL/min. ajuster le débit de la pompe dans les prochaine 2 min à 3 à 5 mL/min.</li>
	<li>En cas d’aspiration d’air dans la canule de sortie via le site de canulation, réduire la circulation et ajouter 0,1 mL de solution d’amorçage du circuit via un réservoir d’air-piégeage.</li>
	<li>Sous flux stable, continuent de surveiller en temps réel tous les paramètres vitaux via le matériel d’acquisition de données.</li>
	<li>Constamment observer disconnecteur du drainage veineux et de surveiller le niveau du sang dans le réservoir d’air-trapper.</li>
	<li>Recueillir le sang suinte du plaies dans une seringue de 1 cc avec la pointe d’un G 24 branula andreturn il au circuit ECMO par le réservoir d’air-piégeage.</li>
	<li>Pour BGA, utiliser une cartouche de prélèvement d’échantillons de sang pour collecter environ 75 µL de sang artériel aux points suivants de temps et à partir des emplacements suivants :<ol>
<li>10 min après l’ouverture de l’ECMO, recueillir le sang de l’IVC via un tube supplémentaire construit en avant de l’oxygénateur, par l’intermédiaire de tube supplémentaire analogue après oxygénateur (contrôle) et directement de l’artère fémorale.</li>
		<li>30 min après l’ouverture de l’ECMO, recueillir le sang de l’artère fémorale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Donner une supplémentaire 0,1 mL de solution d’amorçage pour compenser la perte liquide intravasal toutes les 45 min via l’air-trappeur ou un cathéter dans l’artère fémorale ou en suçant les bulles d’air dans la canule de drainage sanguin.</li>
	<li>Pour BGA, utiliser une cartouche de prélèvement d’échantillons de sang pour collecter environ 75 µL de sang artériel :<ol>
<li>1 h après l’ouverture d’une ECMO de l’artère fémorale.</li>
		<li>2 h après le début de l’ECMO, recueillir le sang de l’IVC via un tube supplémentaire construit en avant de l’oxygénateur, par l’intermédiaire de tube supplémentaire analogue après oxygénateur (contrôle) et directement de l’artère fémorale.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après 2 h, réduire le débit de la pompe progressivement (au cours de 5 min), donc arrêt ECMO.</li>
	<li>Continuent d’enregistrer des paramètres vitaux pendant 10 min.</li>
	<li>Terminer l’expérience en exsanguinating de l’animal et la récolte du sang et des organes.</li>
</ol>

<ol><li>Hill, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+Extracorporeal+Oxygenation+for+Acute+Post-Traumatic+Respiratory+Failure+%28Shock-Lung+Syndrome%29%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prolonged Extracorporeal Oxygenation for Acute Post-Traumatic Respiratory Failure (Shock-Lung Syndrome).</a> New England Journal of Medicine. 286 (12), 629-634 (1972).</li>
<li>Noah, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Referral+to+an+Extracorporeal+Membrane+Oxygenation+Center+and+Mortality+Among+Patients+With+Severe+2009+Influenza+A%28H1N1%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Medical+Association%22%5BJournal%5D)">Referral to an Extracorporeal Membrane Oxygenation Center and Mortality Among Patients With Severe 2009 Influenza A(H1N1).</a> Journal of the American Medical Association. 306 (15), 1659(2011).</li>
<li>Maslach-Hubbard, A., Bratton, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracorporeal+membrane+oxygenation+for+pediatric+respiratory+failure%3A+History%2C+development+and+current+status%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Critical.+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Extracorporeal membrane oxygenation for pediatric respiratory failure: History, development and current status.</a> World Journal of Critical. Care Medicine. 2 (4), 29-39 (2013).</li>
<li>Langer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%22Awake%22+extracorporeal+membrane+oxygenation+%28ECMO%29%3A+pathophysiology%2C+technical+considerations%2C+and+clinical+pioneering%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">"Awake" extracorporeal membrane oxygenation (ECMO): pathophysiology, technical considerations, and clinical pioneering.</a> Critical Care. 20 (1), 150(2016).</li>
<li>Esper, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracorporeal+Membrane+Oxygenation%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">Extracorporeal Membrane Oxygenation.</a> Advances in Anesthesia. 35 (1), 119-143 (2017).</li>
<li>Millar, J. E., Fanning, J. P., McDonald, C. I., McAuley, D. F., Fraser, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+inflammatory+response+to+extracorporeal+membrane+oxygenation+%28ECMO%29%3A+a+review+of+the+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">The inflammatory response to extracorporeal membrane oxygenation (ECMO): a review of the pathophysiology.</a> Critical Care. 20 (1), 387(2016).</li>
<li>Lubnow, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technical+complications+during+veno-venous+extracorporeal+membrane+oxygenation+and+their+relevance+predicting+a+system-exchange--retrospective+analysis+of+265+cases%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Library+of+Science+One%22%5BJournal%5D)">Technical complications during veno-venous extracorporeal membrane oxygenation and their relevance predicting a system-exchange--retrospective analysis of 265 cases.</a> Public Library of Science One. 9 (12), e112316(2014).</li>
<li>Passmore, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammation+and+lung+injury+in+an+ovine+model+of+extracorporeal+membrane+oxygenation+support%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Inflammation and lung injury in an ovine model of extracorporeal membrane oxygenation support.</a> American Journal of Physiology - Lung Cellular and Molecular Physiology. 311 (6), L1202-L1212 (2016).</li>
<li>Vaquer, S., de Haro, C., Peruga, P., Oliva, J. C., Artigas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+review+and+meta-analysis+of+complications+and+mortality+of+veno-venous+extracorporeal+membrane+oxygenation+for+refractory+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Intensive+Care%22%5BJournal%5D)">Systematic review and meta-analysis of complications and mortality of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation for refractory acute respiratory distress syndrome.</a> Annals of Intensive Care. 7 (1), 51(2017).</li>
<li>Houser, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Heart+Failure+A+Scientific+Statement+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association.</a> Circulation Research. 111 (1), 131-150 (2012).</li>
<li>Russell, J. C., Proctor, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+cardiovascular+disease%3A+tools+for+the+study+of+the+roles+of+metabolic+syndrome%2C+dyslipidemia%2C+and+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</a> Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).</li>
<li>Madrahimov, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+mouse+model+of+cardiopulmonary+bypass%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Cardio-thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Novel mouse model of cardiopulmonary bypass.</a> European Journal of Cardio-thoracic Surgery. 53 (1), 186-193 (2017).</li>
<li>Madrahimov, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiopulmonary+Bypass+in+a+Mouse+Model%3A+A+Novel+Approach%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach.</a> J. Journal of Visualized Experiments. (127), (2017).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous avons décrit précédemment, un modèle réussi de la DGPC dans une souris12,13. Pour mettre en œuvre un tel modèle pour aiguë ou des troubles pulmonaires de terminale nous avons développé un circuit ECMO veino-veineuse de facile à utiliser pour la souris. Différentes du modèle de la DGPC, veino-veineuse ECMO n’exige pas des interventions chirurgicales complexes comme sternotomie et clampage de l’aorte, réduisant ainsi le risque de blessure saignements chez un a...

Oxygénation extracorporelle (ECMO) est un système de support de vie temporaire qui reprend les fonctions des poumons et cœur pour permettre la perfusion et échanges gazeux adéquat. Hill et al.1 décrit la première utilisation de l’ECMO chez les patients en 1972 ; Cependant, il seulement est devenu employé couramment après sa candidature est retenue au cours de la grippe H1N1 en 20092. Aujourd'hui, l’ECMO est régulièrement utilisée comme une procédure de sauvetage dans le coeur de terminale et de maladies pulmonaires3. ECMO veino-veineuse est plus en plus employée comme alternative à une ventilation mécanique invasive dans éveillé, non-intubés, respirant spontanément des patients présentant une insuffisance respiratoire réfractaire4.
Malgré son adoption généralisée, diverses complications ont été signalées pour ECMO5,6,7. Les complications qui peuvent être vécues par les patients sous ECMO incluent hémorragie, thrombose, septicémie, thrombocytopénie, dysfonctionnements liés au dispositif et embolie gazeuse. En outre, un syndrome de réponse inflammatoire systémique (SRIS) dommages multi-organes est bien décrit, tant sur le plan clinique et des études expérimentales8,9. Complications neurologiques tels qu’infarctus du cerveau sont également fréquemment rapportées chez les patients suivant une thérapie à long terme de l’ECMO. Pour compliquer les questions, il est souvent difficile de distinguer si les complications sont provoquées par ECMO lui-même ou surviennent des troubles sous-jacents accompagnant aiguë et maladies de terminale.
Etudier précisément les effets d’une ECMO sur un organisme en bonne santé, un modèle animal expérimental fiable s’impose. Il y a très peu de rapports sur le rendement d’une ECMO sur petits animaux et sont tous limités à des rats. A ce jour, aucun modèle de souris de l’ECMO n’a été décrite dans la littérature. En raison de la disponibilité d’un grand nombre de lignées de souris génétiquement modifiées, mise en place d’un modèle de souris ECMO permettrait davantage investigation des mécanismes moléculaires impliqués dans les complications liées à l’ECMO10,11.
Basés sur notre modèle murin décrite précédemment extra-corporelle (CEC)12, nous avons développé une méthode stable ECMO veino-veineuse dans non-intubés, respirant spontanément des souris. Le circuit ECMO (Figure 1), contenant les flux sortant et canules d’afflux, pompe péristaltique, oxygénateur et réservoir d’air-piégeage, est similaire à notre modèle décrit antérieurement de murin CPB12 , à l’exception d’avoir un amorçage plus petit volume (0,5 mL). Ce protocole montre les techniques détaillées, monitorage physiologique et analyse des gaz sanguins impliqué dans une procédure d’ECMO réussie.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN :8609189</td><td>en 1:1 avec Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6 % Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN : 05565416</td><td>en 1:1 avec Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparine Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN : 3029843</td><td>2,5 UI par ml de solution d’amorçage</td></tr><tr><td>NaHCO3 8,4</td> % B<td>. Braun Melsungen AG</td><td>PZN : 1579775</td><td>3 % dans la solution d’amorçage</td></tr><tr><td>Carprofène</td><td>Zoetis Inc., États-Unis</td><td>PZN :00289615</td><td>5mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr Cathéter PU</td><td>Instechlabs INC., États-Unis</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>artère carotide</td></tr><tr><td>2 Fr Cathéter PU</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>veine jugulaire</td></tr><tr><td>8-0 Suture en soie tressée</td><td>Ashaway Line & Twine Co., USA</td><td>75290</td><td>ligature</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care GmbH</td><td>PZN :9714675</td><td>narcose</td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort - 6mm</td><td>Lames Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort - 2mm Lames</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>Instruments</td></tr><tr><td>Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Porte-Aiguilles - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Dräger 19.1</td><td>Dr&auml ; gerwerk AG & Co. KGaA</td><td></td><td>anesthésie 1,3 -2,5 %</td></tr><tr><td>Dispositif d’acquisition de données multicanaux avec logiciel ISOHEART</td><td>Hugo Sachs Elektronik GmbH, Allemagne</td><td></td><td>pression invasive, ECG, t & deg ; C</td></tr><tr><td>Appareil portable i-STAT</td><td>Abbott Laboratories, Lake Bluff, Illinois, États-Unis</td><td></td><td>Analyse des gaz</td></tr><tr><td>du sang Cartouches i-STAT CG4+ et CG8+</td><td>Abbott Laboratories, Lake Bluff, Illinois, États-Unis</td><td></td><td>Analyse des gaz du sang</td></tr><tr><td>C57Bl/6 souris, mâle, 30 g, 14 semaines</td><td>Charles River Laboratories</td><td></td><td>hébergé 1 semaine avant</td></tr></tbody></table>

oxygénation par membrane extracorporelle veino-veineuse chez une souris

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

L’utilisation d’oxygénation extracorporelle (ECMO) a considérablement augmenté ces dernières années. ECMO est devenu une thérapie efficace et fiable pour les aigus ainsi que les pneumopathies terminale. Avec l’augmentation de la demande clinique et l’utilisation prolongée d’ECMO, optimisation procédurale et prévention des dommages de plusieurs organes sont d’une importance cruciale. Le but du présent protocole est de présenter une technique détaillée d’une ECMO veino-veineuse dans un non-intubés, respirant spontanément des souris. Ce protocole illustre la conception technique de l’ECMO et étapes chirurgicales. Ce modèle murin d’ECMO facilitera l’étude de la physiopathologie associé à ECMO (p. ex., inflammation, événements hémorragiques et thromboemboliques). En raison de l’abondance des souris génétiquement modifiées, les mécanismes moléculaires impliqués dans les complications liées à l’ECMO peuvent également être disséqués.

Ce protocole décrit la méthode de l’ECMO veino-veineuse chez une souris. Ce modèle est fiable et reproductible et par rapport à notre modèle décrit antérieurement de CEC avec arrêt respiratoire et circulatoire12,13, il est moins techniquement difficile à établir.
ECMO débit dans le système veineux a été maintenu entre 1.5 et 5 mL/min. La pression artérielle moyenne a été...

Nous présentons ici un protocole décrivant les technique d’oxygénation par membrane extracorporelle veino-veineuse (ECMO) dans un non-intubés, spontanément les souris de la respiration. Ce modèle murin d’ECMO peut être implémenté efficacement dans des études expérimentales de l’aigu et les pneumopathies terminale.

Oxygénation par Membrane extracorporelle veino-veineuse chez une souris

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la recherche pulmonaire, telles que celles liées à la thérapie des maladies pulmonaires aiguës et chroniques en phase finale. Le principal avantage de cette technique est qu’elle facilite le démarrage des mécanismes moléculaires et pathologiques des dommages multi-organes pendant l’oxygénation prolongée de membrane extracorporeal comme procédure de sauvetage. Dans des conditions propres et non stériles, utilisez une lame chirurgicale et un microscope disséquant pour introduire trois fenestrations dans le tiers distal d’un cathéter en polyuréthane de deux Français sous grossissement de 16 x.Ensuite, placez la canule sortante dans la solution d’amorçage, allumez la pompe périssaltique pour remplir l’oxygénation extracorporelle de la membrane, ou machine ECMO, pour l’amorçage du circuit à un débit d’un millimètre par minute. Après 30 minutes, ajouter 0,5 litres par minute de 100% d’oxygène à l’oxygénateur et confirmer l’absence de réponse au pincement des orteils chez une souris adulte anesthésiée. Après avoir appliqué de l’onguent sur les yeux de l’animal, faire une incision latérale de la peau de quatre millimètres sur le côté gauche du cou pour visualiser la veine jugulaire, et utiliser des micro-forceps et des cotons-tiges pour exposer davantage le navire.Utilisez un 8-0 suture de soie pour ligate l’extrémité distale de la veine exposée, et placer un noeud de glissement à l’extrémité proximale. Incise la paroi antérieure de la veine avec des microscisseurs, et injecter 2,5 unités internationales par gramme d’héparine dans la veine jugulaire via une branula de calibre 26, soulevant l’extrémité de la tête de la garniture chirurgicale de 30 degrés pour éviter une perte de sang excessive pendant l’insertion. Insérez soigneusement la canule en polyuréthane de deux Français fenestrated dans l’extrémité proximale de la veine jugulaire, en tournant légèrement la canule, tout en poussant la canule à une profondeur de quatre centimètres pour atteindre la bifurcation illiac du cava vena inférieur.Il est important de pousser la canule très doucement, mais continuellement sans l’utilisation de la force supplémentaire. En cas de résistance, tirez la canule vers l’arrière et insérez-la à nouveau. Sécurisez la canule avec 8-0 noeuds de soie, et d’exposer la veine jugulaire droite comme vient de le démontrer.Cannulate la veine jugulaire droite avec une canule en polyuréthane d’un Français, déplaçant doucement la canule cinq millimètres vers l’atrium droit, et fixez la canule avec 8-0 nœuds de soie. Cathétériser l’artère fémorale gauche avec une autre canule en polyuréthane Français pour la surveillance invasive de la pression et l’analyse des gaz sanguins, et insérer des aiguilles d’électrocardiogramme reliées à un dispositif d’acquisition de données sous-cutanée dans les deux membres antérieurs, et dans la paroi thoracique gauche. Insérez ensuite un thermomètre rectal connecté à un dispositif d’acquisition de données.Pour amorcer l’oxygénation extracorporelle veineuse de la membrane veineuse, allumez la pompe à un débit initial de 0,1 millilitre par minute. Après deux minutes, réglez le débit à trois à cinq millilitres par minute. Sous un débit stable, surveillez les paramètres vitaux via le dispositif d’acquisition de données en temps réel, vérifiez continuellement le flux arrière du drainage veineux et surveillez le niveau de sang dans le réservoir du trappeur d’air.Utilisez une seringue d’un millilitre munie d’une branula de calibre 24 pour recueillir toute fuite de sang et remettre le sang sur le circuit ECMO par l’intermédiaire du réservoir de piégeage de l’air. Pour l’analyse des gaz sanguins, 10 minutes après l’initiation de l’ECMO, utilisez une cartouche d’échantillonnage sanguin pour recueillir environ 75 microlitres de sang artélial du cava de vena inférieur devant l’oxygénateur, directement après l’oxygénateur, et de l’artère fémorale. 30 et 60 minutes après l’initiation de l’ECMO, recueillir le sang de l’artère fémorale seulement.45 et 90 minutes après l’initiation, administrer 0,1 millilitre de solution d’amorçage pour compenser la perte de liquide intravasal par l’intermédiaire du trappeur d’air. Deux heures après l’initiation, recueillir le sang de l’oxygénateur, vena cava inférieur, et l’artère fémorale. Après la dernière collecte de sang, réduisez le débit de la pompe pendant cinq minutes, arrêtant ainsi l’ECMO, tout en continuant à enregistrer les paramètres vitaux pendant encore 10 minutes.Dans une expérience typique, les paramètres physiologiques de l’animal sont enregistrés toutes les 10 minutes. Dans cette expérience représentative, les paramètres hématologiques ont démontré une hémodilution pertinente pendant ECMO, bien qu’aucune transfusion sanguine n’ait été nécessaire pour compenser l’anémie modérée. Les paramètres d’oxygénation affichaient une bonne performance oxygénatrice à un mélange d’air d’oxygène à une fraction d’oxygène inspiré de 1,0.En outre, les changements métaboliques pendant ECMO ont inclus l’alcalose respiratoire au début et à la fin de l’expérience. Aucune tampon sanguine supplémentaire n’a été effectuée. Il est important d’utiliser la technique de cannulation appropriée pour absorber les flux sanguins à travers le circuit ECMO, pour surveiller les paramètres d’oxygénation par l’analyse des gaz sanguins, et pour remplacer toute perte de sang causée par l’échantillonnage sanguin par une solution d’amorçage supplémentaire.Cette technique ouvre la voie aux chercheurs dans le domaine des maladies pulmonaires afin d’améliorer considérablement les protocoles pour les traitements vitaux grâce à l’utilisation de plus de 80 modèles de souris knock-in et knock-out disponibles.

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Cet article explique comment effectuer la circulation extracorporelle chez la souris. Ce nouveau modèle permettra de faciliter l’étude des mécanismes moléculaires impliqués dans les lésions organiques.

Circulation extracorporelle dans un modèle murin : une nouvelle approche

Une fistule aortocaval a été créée en perforant l'aorte infra-rénale murine à travers les deux murs dans le cava vena inférieur et a été suivie par la création d'une sténose dans son écoulement par l'intermédiaire de la ligature partielle du cava vena inférieur. Ce modèle reproductible peut être utilisé pour étudier la sténose veineuse centrale.

Modèle murine de la sténose veineuse centrale utilisant la fistule d'Aortocaval avec une stenose sortante

Le protocole décrit une méthode simple de résection d’un foie de souris intact pour des études métaboliques par perfusion veineuse porte.

Ex Vivo Perfusion hépatique à travers la veine porte chez la souris

Ce protocole fournit une procédure étape par étape pour l’exécution de l’administration de plusieurs doses de bolus intraveineux et la surveillance hémodynamique invasive chez la souris. Les chercheurs peuvent utiliser ce protocole pour le dépistage futur de composés thérapeutiques pour l’hypertension artérielle pulmonaire.

Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

Un modèle chirurgical murin pour créer une lésion de reperfusion d’ischémie pulmonaire gauche (IR) tout en maintenant la ventilation et en évitant l’hypoxie.

Un modèle murin d’intubation orotrachéale et de chirurgie de reperfusion d’ischémie pulmonaire ventilée

Un système de perfusion hépatique ex vivo normothermique (NEVLP) a été créé pour les foies de souris. Ce système nécessite de l’expérience en microchirurgie mais permet des résultats de perfusion reproductibles. La capacité d’utiliser des foies de souris facilite l’étude des voies moléculaires pour identifier de nouveaux additifs perfusats et permet l’exécution d’expériences axées sur la réparation d’organes.

Perfusion hépatique Ex vivo Ex Vivo Normothermic chez la souris

Un système bi-mode d'imagerie a été développé pour les non-contact avec l'évaluation de l'oxygénation des tissus cutanés et la fonction vasculaire.

Double mode d&#39;imagerie de l&#39;oxygénation des tissus cutanés et la fonction vasculaire

Un aperçu complet des techniques impliquées dans la génération d'un modèle murin de cancer de la bouche et le suivi quantitatif de l'invasion tumorale au sein de la langue grâce à la microscopie multi-photons de cellules marquées est présenté. Ce système peut servir de plate-forme utile pour l'évaluation de l'efficacité des médicaments moléculaires et des composés anti-invasive.

Multi-photon imagerie de l&#39;invasion des cellules tumorales dans un modèle de souris orthotopique du carcinome épidermoïde oral

Découvrez l'oxygénation par membrane extracorporelle veino-veineuse chez une souris non intubée. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes moléculaires des maladies pulmonaires aiguës et chroniques.

Oxygénation par Membrane extracorporelle veino-veineuse chez une souris

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