Name: Fabrication évolutive d’étirable, Dual Channel, puces microfluidiques orgue (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 44 s
Description: Découvrez la fabrication de puces microfluidiques organiques extensibles à double canal en PDMS par impression 3D. Ces dispositifs reproduisent les fonctions organiques in vitro avec perfusion et contraintes mécaniques.

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Nous remercions M. Rousseau et S. Kroll pour aide avec photographie et vidéographie et M. Ingram, J. Nguyen, D. Shea, N. Wen pour contribution à l’élaboration de protocoles de fabrication initiale. Cette recherche a été parrainée par l’Institut Wyss pour biologiquement inspiré Engineering à l’Université Harvard et le Defense Advanced Research Projects Agency sous accords de coopération #W911NF-12-2-0036 et #W911NF-16-C-0050, et la FDA accorde le # HHSF223201310079C, NIH accorde #R01-EB020004 et #UG3-HL141797-01, et Bill et Melinda Gates Foundation accorde #OPP1163237 et #OPP1173198 DEI. Les vues et les conclusions contenues dans ce document sont celles des auteurs et ne doit pas être interprétées comme représentant les politiques officielles, soit expresse ou implicite, de la Defense Advanced Research Projects Agency, l’alimentation et l’Administration de médicaments, la National Institutes of Health, ou le gouvernement des États-Unis.

1. préparation générale
<ol><li>Pour éviter les débris, nettoyer la zone de travail à l’aide de ruban adhésif et essuyer avec une lingette de salle blanche et l’alcool isopropylique.</li>
	<li>Pour toutes les étapes nécessitant le PDMS, mélanger PDMS à un ratio de 10:1 (10 g de croix reliant agent, 100 g de base élastomère). Mélanger à la main ou avec un mélangeur disponible dans le commerce. Utilisez un mélangeur centrifuge ici : mélange pendant 2 minutes à 2000 tr/mn, puis dégazage le PDMS pendant 2 minutes à 2200 tr/min.</li>
	<li>Nettoyer toutes les moules avec pistolet à air pour souffler les débris avant de les utiliser. Mise en garde : Ne pas utiliser de pinces métalliques pour enlever les débris car cela endommagera la surface des moules.</li>
</ol>2. top Channel préparation
<ol><li>Essuyer la face brillante de chaque morceau de polyuréthane avec des lingettes éthanol et salle blanche. Assurez-vous que tous les éthanol résiduel est séché de la surface de polyuréthane.</li>
	<li>Placez le côté brillant de la polyuréthane sur le côté ouvert du moule MiP pour créer un joint sur le côté ouvert du moule, laissant seulement une ouverture bien-comme dans la partie supérieure du moule sur le versant de PDMS. Remarque : Vérifiez que chaque moule est couvert solidement par morceau en polyuréthane ou le PDMS provoquera une fuite de moules pendant la coulée.</li>
	<li>Placer les moule et polyuréthane assemblées dans un dispositif de serrage de MiP, avec le côté texturé contre l’extrémité de la gigue de la MiP. Continuez à faire ceci jusqu'à ce que toutes les moules ont été placées dans le gabarit.</li>
	<li>Serrez le gabarit de MiP en tournant la poignée à l’aide d’une clé jusqu'à ce que l’espacement de la sauteuse est de 25 mm de largeur.</li>
	<li>Faire un bateau d’aluminium entourant la gigue de la MiP pour empêcher toute fuite sur les surfaces PDMS excédentaire.</li>
	<li>Versez le PDMS dans chacun des moules bien jusqu'à complète. Remarque : Chaque composante haut puce nécessite environ 3 mL de PDMS.</li>
	<li>Une fois le gabarit de l’ensemble est rempli, placer le gabarit dans le dessiccateur à vide. Tirer à vide à-80 kPa pendant 1 h à dégazer PDMS.</li>
	<li>Après 1 h, retirer le dessiccateur de la gigue de la MiP et placer au four à 60 ° C pendant au moins 4 h guérir PDMS.</li>
	<li>Démonter la gigue de MiP à l’aide d’une clé, desserrer la gigue en tournant la poignée dans le sens inverse. Dès que les moules sont exempts de compression, retirer les moules de jig.</li>
	<li>Retirez les bandes polyuréthane de chaque moule et jetez-le.</li>
	<li>Soigneusement le moule hors pièces PDMS de leurs moules et disposez-les fonctionnalité-vers le haut.</li>
	<li>Alignez la lame du racloir de tuile à encoche onglet fin et couper chaque extrémité aux célibataires les composants haut de la page.</li>
	<li>Vérifier les pièces pour les modes de défaillance suivants et de jeter des pièces insatisfaisants : rayures dans le chenal principal, gros débris au-dessus de la zone du canal, grosses bulles, déforment les canaux sous vide.</li>
	<li>Stocker les pièces finies en Pétri carré dans les armoires positives de pression à température ambiante.</li>
</ol>3. préparation de canal du bas
<ol><li>Verser environ 10,5 g du PDMS dans des moules jusqu'à ce que le PDMS atteint le sommet de la cavité.<ol>
<li>Inspecter le moule bas de canal pour PDMS guéri au fond du moule.</li>
		<li>S’il est sale, gratter vieux PDMS du fond du moule car une surface inégale sur le fond du moule peut provoquer des épaisseurs inégales des parties finales. Remarque : pour les petites < 2 cm2 zones à découvert, le pistolet à air peuvent être utilisés très doucement pour déplacer le PDMS au-dessus de l’espace.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mettre les moules dans le dessiccateur à vide pendant 1 h.</li>
	<li>Après 1 h, déplacer les moules dans un four de niveau 60 ° C pour > 4 h.</li>
	<li>Placer le moule sur table sous hotte à flux laminaire. Desserrer le PDMS d’un bord du moule.</li>
	<li>Attraper un coin et décollez délicatement le PDMS de la surface du moule.</li>
	<li>Lorsque complètement retiré, poser sur la surface de travail, afin que les fonctionnalités de canal sont face vers le haut.</li>
	<li>Parties coupées le long des bords extérieurs avec coupe-carreaux, plaçant la lame de coupe carreau dans cranté PDMS comme à l’étape 2.12.</li>
	<li>Poser pièces côté fonctionnalité vers le haut sur un ruban pour enlever tous les débris.</li>
	<li>Retirez le ruban d’emballage par partie. Faites glisser l’extrémité libre de la partie sur la diapositive. L’extrémité libre sera stratifié avec le verre. Remarque : Il est essentiel d’éviter qui s’étendent de la partie en ce fixant. Si la bulle est coincé entre le cadre et le verre, soulevez la partie avec la pince doucement et re-poser.</li>
	<li>Effectuer l’inspection de contrôle de la qualité des pièces. Vérifier les pièces pour les modes de défaillance et jeter des pièces peu satisfaisantes, y compris celles qui contiennent des rayures dans le chenal principal, gros débris, grosses bulles ou déformés de chaînes vide.</li>
	<li>Couvre les caractéristiques avec du ruban adhésif.</li>
	<li>Stocker les pièces dans une coffret à température ambiante une pression positive.</li>
</ol>4. préparation de Membrane PDMS
<ol><li>Vérifier que les gaufres sont exemptes de PDMS sur le dos.</li>
	<li>Placer chaque plaquette de membrane dans les emplacements désignés dans les plateaux de l’AMF.</li>
	<li>Utilisez la seringue de 1 mL pour placer 0,09 mL du PDMS vers le centre de chaque tableau de post de gaufrette de membrane. Laisser des PDMS pendant au moins 5 min pour permettre de PDMS à se répandre dans les postes de la plaquette de la membrane. Remarque : Ne passez pas à l’étape suivante jusqu'à ce qu’au moins 75 % du tableau post est couverte dans le PDMS. La qualité des membranes s’améliore plus le PDMS est autorisé à mèche dans la région de post donc plus longs temps d’attente dans cette étape sont préférés.</li>
	<li>Plasma traiter la bande en polycarbonate à 20 W pour 45 s, O2 gaz à 0,80 mbar dans une machine de plasma.</li>
	<li>Retirer la feuille de polycarbonate de la machine de plasma et utiliser des ciseaux pour couper les feuilles de polycarbonate en carrés de 45 x 45 mm. NOTE : Minimiser le contact avec le plasma surface traitée pour empêcher la poussière de coller sur le polycarbonate.</li>
	<li>Poser délicatement le côté plasma traité des places sur le PDMS liquide centrée sur la plaquette de la membrane en polycarbonate. Veiller à ce que le polycarbonate et le PDMS sont en contact. Remarque : Éviter les poches d’air entre le polycarbonate et le PDMS.</li>
	<li>Poser le PDMS prédécoupés sur le centre de la place en polycarbonate.</li>
	<li>Placez la feuille de polycarbonate texturé prédécoupés sur le bloc PDMS de tenir l’Assemblée de coller à la plaque de compression.</li>
	<li>Insérez le plateau pour que bac 3 est dans le dos, bac 2 est au milieu et bac 1 est à l’avant. Bac 1 possède une encoche pour l’alignement.</li>
	<li>Ouvrir la soupape de pression de sortie et ouvrir très lentement la vanne de pression d’entrée. Seulement ensuite, fermez la soupape de sortie. NOTE : Ceci est pour que la sortie 4 kg de force est progressivement appliquée à chaque tranche de membrane par opposition à instantanément, qui risque de casser les gaufrettes.</li>
	<li>Appuyer sur l’interrupteur de l’AMF sur ON pour commencer le cycle de polymérisation. Guérir la plaquette moins de 4 kg (16 kPa) de compression et un cycle de température rampe énumérés au tableau 1.</li>
</ol><table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:323px;" width="322"><colgroup>
<col>
<col>
<col>
</colgroup>
<tbody>
<tr height="39">
<td height="39" style="height:39px;width:91px;">Étape</td>
			<td style="width:131px;">Température (° C)</td>
			<td style="width:101px;">Durée (min)</td>
		</tr>
<tr height="20">
<td align="right" height="20" style="height:20px;">1</td>
			<td align="right">20</td>
			<td align="right">20</td>
		</tr>
<tr height="20">
<td align="right" height="20" style="height:20px;">2</td>
			<td align="right">35</td>
			<td align="right">10</td>
		</tr>
<tr height="20">
<td align="right" height="20" style="height:20px;">3</td>
			<td align="right">45</td>
			<td align="right">10</td>
		</tr>
<tr height="20">
<td align="right" height="20" style="height:20px;">4</td>
			<td align="right">50</td>
			<td align="right">60</td>
		</tr>
<tr height="20">
<td align="right" height="20" style="height:20px;">5</td>
			<td align="right">60</td>
			<td align="right">120</td>
		</tr>
<tr height="18">
<td align="right" height="18" style="height:19px;">6</td>
			<td align="right">20</td>
			<td>Maintenez</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 - Membrane, durcissement des conditions
<ol start="12"><li>Fermer la vanne d’entrée la pression et ouvrir la soupape de pression de sortie pour relâcher la pression sur des bouteilles d’air.</li>
	<li>Enlever les plateaux et apportez-les à la hotte à flux laminaire.</li>
	<li>Décoller soigneusement le polycarbonate texturé et retirer délicatement l’entretoise PDMS. NOTE : Regardez l’entretoise PDMS pour assurer qu'il ne pas aussi décoller le transporteur en polycarbonate, dans ce cas démarrer peeling depuis un angle différent.<ol>
<li>Inspectez la membrane PDMS par le transporteur en polycarbonate pour zones avec trous et utilisez un marqueur pour tracer le contour de la zone d’à travers-trou et marquer des trous ou des défauts dans les membranes.</li>
		<li>À l’aide de pinces de manipulation de wafer, desserrez gaufrettes du plateau.</li>
		<li>Retirer la plaquette de chaque membrane et placer dans la boîte de Pétri. Remarque : La membrane PDMS sera le moule de la plaquette de la membrane et le polycarbonate sauvegarde est respectée. Si PDMS commence à détacher le transporteur en polycarbonate, éplucher d’une autre région.</li>
		<li>Stocker les membranes et les gaufrettes en boîtes de Pétri dans une armoire à température ambiante une pression positive.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. classement assemblage et préparation
<ol><li>À l’aide de ruban adhésif mat, nettoyer les membranes PDMS ainsi que l’intérieur de la boîte de Pétri pour enlever les débris.</li>
	<li>Du ruban soigneusement le côté caractéristique de chaque composant haut pour enlever les débris.</li>
	<li>Placez le canal du haut partie (« top ») fonctionnalité côté vers le haut en boîte de Pétri avec membrane PDMS. Remarque : N’oubliez pas que certaines membranes peuvent être utilisées pour une ou deux parties supérieures selon la taille de la zone utilisable. Les principaux canaux de chaque partie supérieure doivent s’insérer dans la zone de la membrane.</li>
	<li>Charger les boîtes de Pétri dans la machine à plasma.</li>
	<li>Plasma traiter la membrane et haut à 20 W pour 45 s, O2 gaz à 0,80 mbar.</li>
	<li>Lorsque les cycles de collage est terminée, retirer les plats et fixer les éléments activés côté fonctionnalité sur le dessus de la membrane et assurent la partie est entièrement stratifié avec membrane avec pas de bulles.</li>
	<li>Placer les pièces dans le four à 60 ° C pendant au moins 2 h de recuire.</li>
	<li>À l’aide d’un scalpel, trace autour du périmètre du collé dessus pour séparer par le transporteur en polycarbonate à haut-membrane. Remarque : Ne pas couper le transporteur.</li>
	<li>Une fois que la partie qui est tracée, éplucher l’ensemble entre le polycarbonate. La membrane PDMS qui est collée sur la partie supérieure doit peler auprès du transporteur.</li>
	<li>À l’aide de pinces à pointe pointu, retirer la membrane des orifices qui accèdent le canal du bas et enlever tout débris ou poussière avec une pince dans un stéréoscope. Remarque : Ne pas laisser n’importe quelle partie de la membrane qui recouvre le port d’accès.</li>
</ol>6. puce Assemblée
<ol><li>Fonction face vers le haut, assemblages délice plasma avec des composants de fond avec les conditions à l’étape 5.5.</li>
	<li>Sous un microscope inversé, aligner l’assemblage supérieur avec lame de microscope à fond moitié.</li>
	<li>Placez au four à 60 ° C pendant au moins 2 h.</li>
	<li>Inspection de contrôle de la qualité de puce NOTE : Payer une attention particulière aux principaux ports et canaux de puce. Rechercher des modes de défaillance de l’oeil et aussi au microscope.<ol>
<li>Pour vérifier que la puce est entièrement collée, tirer légèrement sur chaque coin de la puce pour vérifier les pièces de délamination.</li>
		<li>Regardez le canal de la puce pour vérifier une membrane plissée ou tombantes, qui apparaîtra comme un zig-zag ou une légère déviation dans le chenal.</li>
		<li>Effectuer une inspection de microscope pour vérifier si des débris dans le chenal principal. Remarque : Les débris dans les zones non critiques, tels que les canaux sous vide sont acceptable.</li>
		<li>Avec la puce toujours sur le microscope inversé, inspecter le chenal principal et des canaux sous vide pour la délamination. Remarque : La délamination dans des zones non critiques (par exemple, le bord de la puce) est acceptable.</li>
		<li>Vérifier que les principaux canaux sont alignés à dans 50 à 60 µm (pores de membrane de 1-2). Remarque : Il est crucial que les canaux ne sont pas superposés avec canaux sous vide.</li>
		<li>Vérifier que la membrane entre les canaux principaux et les canaux d’entrée et de sortie est intacte sans aucun trou apparent. Remarque : N’importe quel trou dans la membrane peut conduire à une puce qui fuit ou la croissance des cellules hors des circuits.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Magasin de puces dans les boîtes de Pétri dans une armoire à température ambiante une pression positive.</li>
</ol>

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</ol>

Dei est des fondateurs et détient des actions en émuler, Inc. et préside son Comité consultatif scientifique. J.P. est actuellement un employé d’émuler, Inc. R.N., Y.C., J.P., et dei sont inventeurs sur la propriété intellectuelle qui a été autorisé à émuler, Inc.

Le procédé de fabrication s’appuie sur les moules imprimés 3D haute résolution au motif que les éléments de carrosserie de puce orgue à haut et en bas PDMS couplés avec micromolded membranes poreuses de PDMS. Cette approche critique a été sélectionnée due à la facilité de prototypage combiné avec transition rapide à plus grande échelle de fabrication et remplacement de l’outillage. Les moules de composant haut de la page sont conçus aux ports de motif dans des endroits précis avec des profils verticaux définis lors de l’...

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/58151/scalable-fabrication-stretchable-dual-channel-microfluidic-organ">Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips</a>.  The Representative Results, Discussion, and References sections have been updated.
In the Representative Results section, the legend for Figure 5 has been updated from:
Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µL/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. Error bars indicate standard error of the mean.
to:
Figure 5: Permeability of inert tracer Cascade Blue through the microporous PDMS membrane. Cascade Blue hydrazide dye in medium was loaded into the top channel of the Organ Chip and perfused at 60 µl/h to measure the flux of the dye across the membrane into the bottom channel containing medium. Empty chips were compared to Gut Chips with Caco2-BBe1 cells in the apical channel and human vascular endothelial cells (HUVEC) in the basal channel cultured for 6 days. The apparent permeability (Papp, cm/s) of the microporous PDMS membrane was determined using the dye concentration in the outlet channels. The gut chip cell layers provide a significantly increased barrier to permeability. Error bars indicate standard error of the mean.
In the Discussion section, the fourth paragraph has been updated from:
Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 4). The following equation can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel and is derived from equations used primarily for Transwell studies19,20 and corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by comparing the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.
<img alt="Papp formula for permeation rate analysis in a scientific study, featuring equation variables." src="/files/ftp_upload/58151/58151eq1.jpg" data-altupdatedat="1761830439000" data-alt="Equation 1">
to:
Troubleshooting the resulting Organ Chips takes place at two levels: during the fabrication process and during Organ Chip culture. We have developed a visual method for quality assurance (QA) of through-hole formation in the cast membranes that greatly accelerates the production process while improving the quality and reliability of assembled Organ Chips. This QA method allows for process troubleshooting, and we recommend keeping a record of process conditions to enable tracking fabrication problems that may occur during cell culture. During Organ Chip culture, inert tracer dyes are the simplest method of measuring barrier function to troubleshoot the fabrication process and cell culture steps. Lucifer Yellow has been used historically due to its small molecular mass and innate fluorescence, but Cascade Blue offers similar properties with a narrower emission spectrum that is less likely to interfere with downstream assays. Larger molecules, such as poly-ethyleneglycol (PEG)- or dextran-conjugated fluorophores are larger and consequently result in lower permeability overall and lower sensitivity. The apparent permeability (Papp, cm/s) of tracer dyes can be used to determine barrier function properties of organs or tissues (Figure 5). The following equation derived by Tran, et al.19 can be used to calculate Papp between the dosing channel and receiving channel, which partially corrects for tracer dye loss caused by absorption into PDMS by averaging the two output flows and not relying on mass balance assumptions at the outflow.
<img alt="Permeability coefficient equation, Papp, showing variables for diffusion analysis." src="/files/ftp_upload/58151/58151eq1v2.jpg" data-altupdatedat="1761830439000" data-alt="Equation 1">
The References section has been updated from:
<ol start="19">
	<li>Blaser, D.W. Determination of drug absorption parameters in Caco-2 cell monolayers with a mathematical model encompassing passive diffusion, carrier-mediated efflux, non-specific binding and phase II metabolism. at &lt;http://edoc.unibas.ch/655/1/DissB_7998.pdf&gt; (2007).</li>
	<li>Hubatsch, I., Ragnarsson, E.G.E., Artursson, P. Determination of drug permeability and prediction of drug absorption in Caco-2 monolayers. Nature Protocols. 2 (9), 2111-2119 (2007).</li>
	<li>Henry, O.Y.F. et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).</li>
	<li>Maoz, B.M. et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).</li>
	<li>Benam, K.H. et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466.e4 (2016).</li>
</ol>
to:
<ol start="19">
	<li>Tran, T.T. et al. Exact kinetic analysis of passive transport across a polarized confluent MDCK cell monolayer modeled as a single barrier. Journal of Pharmaceutical Sciences. 93 (8), 2108–2123 (2004).</li>
	<li>Henry, O.Y.F. et al. Organs-on-chips with integrated electrodes for trans-epithelial electrical resistance (TEER) measurements of human epithelial barrier function. Lab on a Chip. 17 (13), 2264-2271 (2017).</li>
	<li>Maoz, B.M. et al. Organs-on-Chips with combined multi-electrode array and transepithelial electrical resistance measurement capabilities. Lab on a Chip. 17 (13), 2294-2302 (2017).</li>
	<li>Benam, K.H. et al. Matched-Comparative Modeling of Normal and Diseased Human Airway Responses Using a Microengineered Breathing Lung Chip. Cell Systems. 3 (5), 456-466.e4 (2016).</li>
</ol>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/58151/scalable-fabrication-stretchable-dual-channel-microfluidic-organ">Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips</a>.&#160; The Representative Results, Discussion, and References sections have been updated.

Erratum: Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

Nous décrivons ici la fabrication de double canal, vascularisée orgue-on-a-Chip (puce de l’orgue) culture des dispositifs microfluidiques utilisant un protocole évolutif se prêtent à l’usage des groupes de recherche manque d’accès aux salles propres et aux outils de la lithographie douce traditionnelle. Ces appareils ont été développés pour récapituler les fonctions organe humaines pour compréhension normale et physiologie de la maladie, comme drogue responses in vitro1,2. Critique de génie cette fonctionnalité sont deux canaux microfluidiques perfusé, séparés par une membrane semi-perméable (Figure 1). Cette conception permet aux loisirs des interfaces un tissu entre au moins deux types de tissus, typiquement les cellules parenchymateuses orgue sur un côté de la membrane poreuse et l’endothélium vasculaire, d’autre part, ainsi que leur exposition à l’écoulement du fluide. En outre, parce que le polymère élastomère, poly (siloxane diméthylique) (PDMS), sont utilisées pour fabriquer le corps de la puce de l’orgue et constituants membranaires, des sollicitations mécaniques cycliques peuvent être appliqués à l’ensemble d’ingénierie-un tissu d’interface via l’élastique membrane pour imiter le microenvironnement physique naturel de la vie, tels que respiration des requêtes dans le poumon et le péristaltisme de l’intestin.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58151/58151fig1.jpg"> Figure 1 : orgue puce cross section. Orgue Chips sont constitués de deux chaînes, séparées par une membrane poreuse et élastique qui peut être ensemencée avec des cellules des deux côtés. Canal du haut sont des sections droites 1 mm de large x 1 mm en bas hauteur, canal cross sections sont de 1 mm de large x canaux 0,2 mm de haut et sous vide dans les deux et les parties inférieures sont de 0,3 mm de large, 0,5 mm de hauteur et espacés de 0,3 mm à partir des canaux fluidiques. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58151/58151fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
Ces extensible, double canal, orgue Chips ont été utilisés pour démontrer l’impact de la respiration motion sur l’absorption des nanoparticules dans le poumon et l’oedème pulmonaire induite par le médicament3,4; effets de mouvement péristaltique sur5 de la différenciation et la prolifération bactérienne dans l’intestin5,6,7; et l’influence des déformations cycliques en raison de la pulsation du cœur sur la différenciation et la maturation des podocytes glomérulaire du rein8. En outre, ces dispositifs de deux-lumen qui contiennent un canal vasculaire endothélium bordé, séparé par une matrice extracellulaire (ECM)-membrane enduite de cellules parenchymateuses dans un canal accessible séparément sont bien adaptés pour la caractérisation des drogues PK paramètres et nouvelle découverte de cible, qui a été limitée en perfusion unique canal systèmes. En outre, plusieurs organes Chips peuvent être reliés entre eux via leurs canaux vasculaires de créer efficacement un humain corps-on-Chip, qui pourrait offrir une plate-forme attractive humaine in vitro pour thérapeutique développement9, 10. Contrairement aux systèmes (MPS) plus micro-physiologiques11,12,13, les puces d’orgue contiennent deux canaux microfluidiques, séparés par une membrane poreuse qui facilite les interactions vasculaire parenchymateux à récapituler dans vivo fonction des organes. Cela simplifie non seulement lier ensemble différents organes en perfusant un moyen commun à travers les canaux vasculaires, mais le cloisonnement des tissus et les fluides imite en vivo fonctions et prend en charge l’expérimentation pharmacocinétique et la modélisation ainsi que in vitro-in vivo extrapolation9,10 qui est difficile, voire impossible à canal unique MPS14,15,16. La popularité du PDMS dans Dispositifs microfluidiques a conduit à l’élaboration d’outils pour surmonter la capacité intrinsèque du matériau à absorber les petites molécules10,17. Cependant, le grand nombre de jetons nécessaires pour appuyer les études biologiques où l’utilisation d’agents microbiens et composés absorbant les PDMS faire réutiliser des puces orgue difficile nécessite un procédé de fabrication évolutive même pour les petits groupes. Le protocole décrit ici présente une méthode pour la fabrication de dispositifs appropriée pour l’usage dans des laboratoires universitaires, y compris ceux qui manquent d’accès aux salles propres et doux lithographie. Ce protocole vise à élargir l’accès aux puces de l’orgue par un large éventail de chercheurs qui cherchent à utiliser les appareils extensibles, double canal pour explorer les processus biologiques fondamentaux ainsi que le développement de thérapeutique translationnelle.
S’appuyant sur les meilleures pratiques des champs micromanufacturing couplés avec la conception à la fabrication, de façon robuste a été développé pour la fabrication de dispositifs de puce de l’orgue en grande quantité avec un rendement et une reproductibilité élevée. Le protocole de fabrication décrit ici fournit une méthode évolutive pour la production de copeaux de l’orgue. Les auteurs décrivent l’utilisation d’une option moule en Place Jig (MiP ; détails de conception en Matériaux supplémentaires) couplé avec des bandes de joint polyuréthane pour permettre l’intensification de la coulée des composants PDMS. Le côté brillant des bandes en polyuréthane de produire des pièces PDMS optiquement lisses tandis que le côté texturé facilite le démoulage. Nous décrivons également l’utilisation d’un facultatif automatisé Membrane manufacturier (AMF) qui fournit une compression uniforme de moules de gaufrette de membrane durant le mûrissement de fabrication jusqu'à 24 membranes par lot. Le design est largement applicable pour l’étude des organes qui sont composés de tissus qui connaissent les sollicitations mécaniques et la perfusion, et ces puces peuvent être produites avec une faible variabilité puce-à-puce dans les quantités requises pour répondre aux besoins des petites et grandes groupes de recherche aussi bien. Le flux de travail est favorable à un format de lot ou de la chaîne de montage et difficilement compatibles avec les protocoles d’évaluation de qualité pour le contrôle des procédés de production, formation du personnel et le dépannage réactif. Nous espérons que ce protocole étendra l’accès aux possibilités de double canal, extensible, copeaux de l’orgue pour la recherche fondamentale et translationnelle.

<table><tbody><tr><td>Equipement de protection individuelle</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hairnet</td><td>VWR</td><td>89107-770</td><td></td></tr><tr><td>Blouse de laboratoire Tyvek</td><td>VWR</td><td>13450-506</td><td></td></tr><tr><td>Gants à manchette allongée</td><td>VWR</td><td>89521-898</td><td></td></tr><tr><td>Equipment</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tapis de découpe</td><td>VWR</td><td>102096-430</td><td></td></tr><tr><td>Coupe-carreaux</td><td>McMaster-Carr</td><td>26765A31</td><td></td></tr><tr><td>Moules supérieurs moulés en place (MIP)</td><td>Protolabs, Inc.</td><td>imprimé sur mesure</td><td>dans Prototherm 12120</td></tr><tr><td>Moules inférieurs moulés en place (MIP)</td><td>Protolabs, Inc.</td><td>imprimé sur mesure</td><td>en Prototherm 12121</td></tr><tr><td>Pince à bec de canard</td><td>VWR</td><td>63041-864</td><td></td></tr><tr><td>Pince à pointe pointue</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72700-D</td><td></td></tr><tr><td>Spatule en métal</td><td>VWR</td><td>&nbsp ; 82027-528</td><td></td></tr><tr><td>Gravure ionique réactive profonde (DRIE)&nbsp ; plaquettes à réseau de piliers</td><td>Sensera, Inc.</td><td>personnalisé</td><td>Quatre rangées de piliers de 50 x 50 mm par plaquette ; piliers de 7 um de large, 50 um de hauteur, espacés hexagonalement de 40 um</td></tr><tr><td>Polycarbonate texturé de 0,01 po d’épaisseur</td><td>McMaster-Carr</td><td>85585K33</td><td>coupé en blocs PDMS carrés de 45 mm</td></tr><tr><td>(40 x 40 x 5 mm)</td><td>n/a</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Personnalisé Capot à flux laminaire</td><td>Germfree</td><td>BVBI</td><td>moulé en interne</td></tr><tr><td>Pistolet</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>à air comprimé interne60&deg ; Four</td><td></td><td></td><td></td>de niveau C</tr><tr><td>Dessiccateur</td><td></td><td></td><td></td>sous vide</tr><tr><td>Précision du bilan</td><td></td><td></td> massique <td>jusqu’à 0,1 g</td></tr><tr><td>Machine à plasma</td> La <td>capacité de plasma nano-oxygène de</td> <td>Diener</td><td></td> est essentielle</tr><tr><td>Fournitures</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 poly (diméthylsiloxane) (PDMS) base/agent de durcissement</td><td>kit Ellsworth Adhesives& nbsp ;</td><td></td><td></td>4019862</tr><tr><td>Gobelet</td><td></td><td></td> mélangeur <td>Assurer une ventilation adéquate lors de la manipulation du prépolymère en raison des faibles niveaux d’éthylbenzène</td></tr><tr><td>Seringue de 1 ml</td><td>VWR</td><td>10099-395</td><td></td></tr><tr><td>Lingettes pour salles blanches Lames</td> de microscope <td>en verre VWR</td><td>TWTX1080</td><td></td></tr><tr><td>25 x 75 mm</td><td>VWR</td><td>48311-703</td><td></td></tr><tr><td>Ruban d’emballage</td><td>VWR</td><td>500043-724</td><td></td></tr><tr><td>Ruban adhésif</td><td>VWR</td><td>500026-873</td><td></td></tr><tr><td>Bandes de polyuréthane (PU) découpées à l’emporte-pièce</td><td>Atlantic Gasket, Inc.</td><td>Personnalisé : AGWI2X3</td><td> 1/8 po épais; 60 duromètre noir polyuréthane ; 2 pouces x 3 po</td></tr><tr><td>Film polycarbonate .005" d’épaisseur</td><td>McMaster-Carr</td><td>85585K102</td><td></td></tr><tr><td>100 x 100 x 15 mm carrés quadrillés boîtes de Pétri</td><td>VWR</td><td>60872-480</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; Feuille</td><td></td><td></td><td></td> d’aluminium</tr><tr><td>Équipement en option</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Thinky PDMS Mélangeur</td><td>Thinky</td><td>ARE-310</td><td></td></tr><tr><td>Gabarit de compression à vis en place (MIP) Gabarit</td><td>de</td><td></td><td>compression</td>interne</tr><tr><td>Fabricant de membranes automatisé (AMF)</td><td>Réseau de pistons de compression pneumatique</td> <td>interne</td><td></td> avec chauffage programmable</tr></tbody></table>

fabrication évolutive d’étirable, dual channel, puces microfluidiques orgue

Scalable Fabrication of Stretchable, Dual Channel, Microfluidic Organ Chips

Un nombre important de composés de plomb échoue dans le pipeline pharmaceutique parce que les études chez l’animal omettent souvent de prévoir les réactions cliniques chez des patients humains. Humaine orgue-on-a-Chip (puce de l’orgue) cell culture Dispositifs microfluidiques, qui fournissent une plate-forme expérimentale in vitro pour évaluer l’efficacité, la toxicité et profils pharmacocinétiques de (PK) chez les humains, peut-être meilleurs prédicteurs de l’efficacité thérapeutique et sécurité dans la clinique par rapport aux études chez l’animal. Ces dispositifs peuvent être utilisés pour modéliser la fonction de n’importe quel type d’orgue et peuvent être assistés connectés en commun microcanaux bordées d’endothélium pour effectuer des études in vitro sur la physiologie humaine ensemble corps-niveau et orgue sans avoir à réaliser des expériences sur les personnes. Ces puces d’orgue se composent de deux canaux microfluidiques perfusé séparés par une membrane élastomère perméable avec organe-spécifiques des cellules parenchymateuses sur un côté et endothélium microvasculaire sur l’autre, qui peut être étiré de façon cyclique à fournir certains organes mécaniques cues (p. ex., respiration des requêtes dans les poumons). Ce protocole détaille la fabrication de canal flexible double, orgue puces par moulage de pièces en 3D imprimé de moules, de combiner plusieurs casting et étapes de post-traitement. Poly poreux (siloxane diméthylique) membranes (PDMS) sont coulés avec micromètre de taille à travers-trous à l’aide de tableaux de pilier de silicium sous compression. Fabrication et assemblage de puces orgue consiste à équipement et des mesures pouvant être mises en œuvre à l’extérieur de la salle blanche traditionnelle. Le présent protocole aux chercheurs accès à la technologie de la puce de l’orgue pour in vitro études niveau des organes et des corps dans la découverte de médicaments, de sécurité et de tests d’efficacité, ainsi que des études mécanistes de processus biologiques fondamentaux.

Le protocole présenté ici décrit la fabrication évolutive de PDMS orgue jetons. Ces dispositifs permettent la culture de deux types distincts de tissus perfusés sur une membrane poreuse élastique (Figure 1). Les canaux PDMS sont converties à l’aide de moules imprimés 3D, qui accélère le prototypage de nouveaux designs (Figure 2 a et 2 b). Canaux haut de la page est coulés dans des moules sous compression contre u...

Nous présentons ici un protocole qui décrit la fabrication de canal extensible, double, orgue puce cell culture microfluidiques pour récapitulant les organes au niveau fonctionnalité in vitro.

Fabrication évolutive d’étirable, Dual Channel, puces microfluidiques orgue

A significant number of lead compounds fail in the pharmaceutical pipeline because animal studies often fail to predict clinical responses in human ...

L’objectif global de ce protocole est de décrire la fabrication de dispositifs microfluidiques ébréchés pour récapituler in vitro la fonctionnalité au niveau des organes. Ce protocole décrit une façon de fabriquer des dispositifs ébréchés d’organe récapitulant la fonction de niveau d’organe in vitro. Le func, les dispositifs, tels que ceux-ci, sont en fait fabriqués à l’aide de moules imprimés 3D à partir d’un caoutchouc de silicium souple.Ce caoutchouc nous permet d’imprégner réellement ces dispositifs de repères mécaniques qui nous permettent d’étirer le tissu comme vous l’entrez, disons un poumon ou un intestin. Nous ajoutons également la profusion, qui imite le flux sanguin et le flux d’autres fluides corporels dans les systèmes organiques. Maintenant pris ensemble, ces dispositifs nous permettent de recréer et d’essayer de comprendre la physiologie complexe qui se produit in vivo.Mais faites-le in vitro. Donc, essentiellement, nous expérimentons sur les humains, mais pas sur les gens. C’est donc un moyen très efficace de combler le fossé entre les études sur les animaux, qui se font toujours dans le développement précliniques de la thérapeutique, puis avant les études humaines, qu’on appelle les essais cliniques, où il y a un risque beaucoup plus grand pour l’homme, pour la sécurité humaine.Et donc ces dispositifs aident à combler la fracture et nous permettent effectivement de développer de nouvelles thérapeutiques et de comprendre la biologie de base qui se produit réellement dans des systèmes complexes tels que l’homme. Préparation du canal supérieur. Essuyez le côté brillant de chaque pièce en polyuréthane avec de l’éthanol et des lingettes de chambre propres.Placez le côté brillant du polyuréthane sur le côté ouvert du moule en place moule. Placer le moule et les assemblages de polyuréthane dans le gabarit, côté texturé contre l’extrémité du gabarit. Continuez à le faire jusqu’à ce que tous les moules ont été placés dans le gabarit.Serrez le gabarit en tournant sa poignée à l’aide d’une clé, jusqu’à ce que l’espacement du gabarit soit de 25 millimètres de largeur. Faire un bateau de papier d’aluminium entourant le moule en place gabarit. Verser le PDMS dans le puits de chaque moule jusqu’à ce qu’il soit plein.Une fois que le gabarit entier est rempli, placez le gabarit dans le dessiccateur sous vide. Après une heure, retirer du dessiccateur. Et placer dans le four Centigrade à 60 degrés pendant au moins quatre heures.Démonter le gabarit à l’aide d’une clé. Retirer les bandes de polyuréthane de chaque moule. Et jeter.Démouler soigneusement les pièces PDMS de leurs moules et les poser côté dispositif vers le haut. Alignez la lame du grattoir à l’extrémité de l’encoche de l’onglet. Et couper chaque extrémité pour cinguler les composants du haut.Conserver les pièces finies dans des boîtes carrées de Petri. Conservez les pièces dans des armoires à pression positive à température ambiante. Préparation du canal inférieur.Verser 10,5 grammes de PDMS dans le moule. Le pistolet à air comprimé peut être utilisé très doucement pour déplacer le PDMS sur l’espace. Placer les moules dans le dessiccateur sous vide.Après une heure, déplacer les moules à un niveau 60 degrés Centigrade four. Placez le moule sur la table dans un capot d’écoulement laminaire. Desserrer le PDMS du bord du moule.Saisir un coin et peler doucement le PDMS de la surface du moule. Une fois complètement enlevé, inverser et poser sur la surface de travail de sorte que les caractéristiques du canal sont face vers le haut. Couper le long des bords extérieurs à l’aide d’un coupeur de tuiles.À l’aide de forceps plats à pagaie, mentez les pièces latérales sur du ruban adhésif pour enlever les débris. Retirez une partie du ruban d’emballage. Faites glisser l’extrémité lâche de la pièce à travers la glissière.L’extrémité lâche stratifié avec le verre. Couvrir les caractéristiques de scotch. Conservez les pièces dans des armoires à pression positive à température ambiante.Préparation de la membrane PDMS. Vérifiez que les gaufrettes sont exemptes de PDMS à l’arrière. Placez chaque gaufrette membranaire dans les fentes désignées.Utilisez la seringue d’un mL pour placer 09 mL de PDMS sur le centre de chaque tableau de poteau de gaufrettes membranaires. Laissez le PDMS reposer pendant au moins cinq minutes. Permettre au PDMS de se propager dans tout le poteau de la plaquette membranaire.Ne passez pas à l’étape suivante tant qu’au moins 75 % du tableau de poste n’est pas couvert par pdms. Plasma traiter la bande de polycarbonate en utilisant les conditions décrites dans le protocole. Retirez la feuille de polycarbonate de la machine à plasma et utilisez des ciseaux pour couper les feuilles de polycarbonate en carrés de 45 millimètres par 45 millimètres.Déposer le côté plasmatique traité des carrés de polycarbonate sur le PDMS, centré sur la gaufrette membranaire. Placez l’espaceur PDMS au centre de la place en polycarbonate. Ensuite, placez le polycarbonate texturé précoupé.Insérer des plateaux de sorte que le plateau trois est à l’arrière, plateau deux est au milieu, et plateau un est à l’avant. Plateau un a un cran pour l’alignement. Ouvrez la soupape de pression de sortie et ouvrez très lentement la soupape de pression d’entrée.C’est ainsi que les quatre kilogrammes de force sont progressivement appliqués sur chaque gaufrette membranaire, par opposition à instantanément ce qui peut briser les gaufrettes. Retournez le commutateur de l’AMF pour commencer le cycle de séchage. Fermez ensuite la vanne de pression d’entrée et ouvrez les soupapes de pression de sortie pour libérer la pression des cylindres d’air.Retirez les plateaux et amenez-les au capot d’écoulement laminaire. Peler délicatement le polycarbonate texturé. Retirez soigneusement l’espaceur PDMS.Inspecter la membrane PDMS pour les zones avec à travers les trous. Utilisez un marqueur pour tracer le contour de la zone du trou à travers. Marquez également les trous ou les défauts sur les membranes.Il s’agit d’un exemple d’une membrane non marquée et marquée. À l’aide d’une pince à épiler de gaufrette, desserrer les gaufrettes du plateau. Retirer chaque membrane de la gaufrette et la placer sur la boîte de Pétri.La membrane PDMS sera démodée de la gaufrette et sera collée au support en polycarbonate. Conservez les pièces dans des armoires à pression positive à température ambiante. Assemblage et préparation.À l’aide de scotch fini mat, nettoyez les membranes PDMS ainsi que l’intérieur de la boîte de Pétri pour enlever les débris. Collez soigneusement le côté caractéristique de chaque haut de canal grand pour enlever les débris. Placer les dessus dans la boîte de Pétri avec la membrane PDMS.Sachez que certaines membranes peuvent prendre une ou deux parties supérieures. Les principaux canaux de chaque partie supérieure doivent s’insérer dans la zone marquée à l’intérieur de la membrane. Charger les boîtes de Pétri dans le plasma.Membrane de traitement de plasma et dessus selon le protocole écrit. Une fois le cycle de collage terminé, retirer la vaisselle et déposer les parties supérieures activées sur la membrane. Placer au four Centigrade à 60 degrés pendant au moins deux heures.À l’aide d’un scalpel, tracer autour du périmètre du dessus collé pour le séparer du porte-polycarbonate. Une fois la pièce tracée, peler le dessus du polycarbonate. La membrane PDMS qui s’est collée au haut doit également peler du transporteur.À l’aide d’une pince à épiler, retirer la membrane des ports qui accèdent au canal inférieur. Ne laissez aucune partie de la membrane couvrant le port d’accès. En outre, enlever les débris ou la poussière avec des pincettes.Assemblage de puces. Côté caractéristique vers le haut, plasma traiter les assemblages haut avec des fonds. Sous un microscope inversé, aligner l’assemblage supérieur avec la moitié inférieure.Placer au four Centigrade à 60 degrés pendant au moins deux heures. Résultats. Le protocole présenté ici décrit la fabrication évolutive de puces d’organes PDMS. Ces dispositifs permettent la culture de deux types distincts de tissus abondants sur une membrane poreuse élastique.Les canaux PDMS sont coulés à l’aide de moules imprimés 3D, ce qui accélère le prototypage de nouvelles conceptions. Les canaux supérieur sont coulés dans des moules sous compression contre un joint en polyuréthane conforme pour produire des composants avec des ports moulés. Tandis que les composants du canal inférieur sont coulés dans des plateaux et manipulés sur le support de glissière de microscope.Cette approche de fabrication combine le modelage à plusieurs échelles des pièces en une seule étape, ce qui permet de gagner du temps, d’améliorer la reproductibilité et la traçabilité, et de réduire les débris générés par le poinçonnage du port et plusieurs étapes de coupe. Les membranes poreuses sont essentielles à la fonction de la puce d’organe, et l’approche de fabrication basée sur la coulée contre les plaquettes de silicium à motifs entraîne des membranes d’épaisseur constante et de finition de surface. La manipulation par l’intermédiaire des supports de polycarbonate permet la production et le stockage plus grands de lot.La puce d’organe assemblée se compose de deux canaux de profusion dans un paquet optiquement transparent. Dans la région qui se chevauche, une membrane poreuse pdms permet l’interaction tissulaire-tissulaire des métabolites, protéines, thérapeutiques, pathogènes et cellules pour récapituler la fonction des puces d’organes tandis que deux canaux parallèles de chaque côté sont utilisés pour fournir une tension mécanique, en utilisant l’actionnement cyclique sous vide. La porosité de la membrane PDMS soutient biomédicalement le flux des métabolites, des facteurs de croissance, et même des cellules entre la vasculature et le parenchyme d’organe.La perméabilité apparente de la membrane a été déterminée à l’aide de la di-concentration dans les canaux de sortie avec et sans cellules intestinales Caco-2. Les couches de cellules de puce intestinale fournissent une barrière sensiblement accrue à la perméabilité. La puce d’organe peut être actionnée en utilisant les canaux parallèles de vide pour appliquer quantitativement et reproductiblement la charge cyclique de contrainte à la membrane, et donc aux tissus cultivés.Cette souche cyclique combinée à la profusion des médias soutient la différenciation cellulaire pour mieux imiter la physiologie in vivo des organes, comme la formation de villosités dans la puce intestinale. En utilisant le protocole décrit ici, vous devriez maintenant être en mesure de fabriquer une puce d’organe PDMS extensible.

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Bioingénierie

Nous démontrons protocoles pour la fabrication et l'automatisation des élastomères polydiméthylsiloxane (PDMS) des tableaux basés sur microvanne qui n'ont pas besoin d'énergie supplémentaire de fermer et de fonctionnalité de photolithographie définie volumes précis. Un parallèle subnanoliter-volume du mélangeur et d'un système de perfusion intégré microfluidique sont présentés.

Puces microfluidiques contrôlée avec les tableaux microvanne élastomère

Nous présentons deux procédés pour la microfabrication de puces polymère poreux pour la culture cellulaire en trois dimensions. Le premier est gaufrage à chaud combiné avec un processus de soudage à la vapeur de solvant. Le second utilise un procédé développé récemment microthermoforming combinée à la technologie d'ions piste menant à une simplification significative de la fabrication.

La microfabrication de Chip entreprises Échafaudages pour la culture cellulaire en trois dimensions

Nous présentons une méthode simple pour produire des dispositifs microfluidiques capables d'appliquer les mêmes conditions dynamiques à plusieurs souches distinctes, sans avoir besoin d'une salle blanche ou lithographie douce.

Un dispositif microfluidique pour l&#39;étude de plusieurs souches distinctes

Dans cet article, nous présentons une puce microfluidique pour l'analyse d'une seule cellule. Il permet la quantification des protéines intracellulaires, des enzymes, des cofacteurs, et des seconds messagers à l'aide de dosages ou des dosages immunologiques par fluorescence.

Une puce microfluidique pour l&#39;analyse chimique polyvalente de cellules isolées

Une plate-forme microcanaux-on-a-chip a été développé par la combinaison de la technique de photolithographie reflowable de résine photosensible, lithographie douce, et la microfluidique. La plate-forme de micro-canaux endothélialisée imite la géométrie en trois dimensions (3D) des microvaisseaux in vivo, fonctionne sous débit de perfusion continue contrôlée, permet l'imagerie de haute qualité et en temps réel et peut être appliqué pour la recherche microvasculaire.

Procédure à suivre pour le développement de la multi-profondeur circulaire transversale endothélialisées microcanaux-on-a-chip

Ici, nous présentons un protocole de coculture de cellules primaires, de modèles de tissus et de biopsies à l’emporte-pièce dans une puce microfluidique multi-organes pendant une période allant jusqu’à 28 jours. Des cellules endothéliales microvasculaires dermiques humaines, des agrégats hépatiques et des biopsies cutanées ont été combinés avec succès dans une circulation de milieu commune.

Le Multi-Chip organes - Une plate-forme microfluidique à long terme Coculture multi-tissus

Cette publication décrit la fabrication d’un dispositif d’orgue-on-chip avec électrodes intégrées pour la quantification directe de résistance électrique transendothéliale (TEER). Pour la validation, la barrière hémato - encéphalique a été imitée à l’intérieur de ce dispositif microfluidique et sa fonction de barrière a été suivie. Les méthodes présentées pour l’intégration de l’électrode et quantification directe de TEER sont généralement applicables.

Fabrication et Validation d’un système d’orgue-on-chip avec électrodes intégrées à quantifier directement transendothéliale résistance électrique

La barrière hémato-encéphalique (BBB) est une unité neurovasculaire multicellulaire régulant étroitement l’homéostasie cérébrale. En combinant les iPSC humains et les technologies d’organes sur puce, nous avons généré une puce BBB personnalisée, adaptée à la modélisation des maladies et aux prédictions de pénétrabilité des médicaments du SNC. Un protocole détaillé est décrit pour la génération et l’exploitation de la puce BBB.

Génération d’une puce de barrière de sang-brain basée sur iPSC

Nous présentons un système microfluidique pour les études à haut débit sur les machines de vie complexes, qui se compose de 1500 unités de culture, une gamme de pompes périsaltiques améliorées et un module de mélange sur place. La puce microfluidique permet d’analyser in vivo les conditions micro-environnementales très complexes et dynamiques.

Génération de conditions environnementales dynamiques à l’aide d’un dispositif microfluidique à haut débit

Le présent protocole décrit les capacités et les modalités de culture essentielles de l’Open-Top Organ-Chip pour l’établissement et la maturation réussis de cultures d’organes sur puce de pleine épaisseur de tissus primaires (peau, alvéole, voies respiratoires et intestin), offrant la possibilité d’étudier différents aspects fonctionnels de l’interface épithéliale/mésenchymateuse et vasculaire humaine in vitro.

Reconstitution de la cytoarchitecture et de la fonction des tissus épithéliaux humains sur une puce organique à sommet ouvert

Découvrez la fabrication de puces microfluidiques organiques extensibles à double canal en PDMS par impression 3D. Ces dispositifs reproduisent les fonctions organiques in vitro avec perfusion et contraintes mécaniques.

Fabrication évolutive d’étirable, Dual Channel, puces microfluidiques orgue

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