Name: Quantification des protéines solubles végétales et glucides digestibles contenu, à l’aide de maïs (Zea mays) As an Exemplar (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-06T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 19 s
Description: Apprenez à quantifier les protéines solubles et les glucides digestibles dans les tissus végétaux en utilisant Zea mays comme modèle. Cette méthode précise facilite l'étude de la physiologie végétale et des interactions écologiques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Merci à tous nos collaborateurs qui ont participé avec des collections de champ de maïs sucré, dont Dominic Reisig Dan Mott à North Carolina State University et Pat Porter à Texas A & M University à Lubbock, au Texas. Merci à Fiona Clissold pour aider à optimiser les protocoles et de fournir des modifications à ce manuscrit. Ce travail a été soutenu en partie par la Texas A & M C. STRUILLOU Salyer Fellowship (département d’entomologie) et la biotechnologie risque évaluation Grant programme compétitif Don no 2015-33522-24099 de l’US Department of Agriculture (décerné à gaz et STB).

1. collecte et traitement des plantes
<ol><li>Collecter et traiter les échantillons de végétaux<ol>
<li>Après avoir collecté des échantillons de végétaux, flash gel des échantillons en trempant le matériel végétal dans l’azote liquide avec forceps et conserver à-80 ° C. Si les échantillons de végétaux recueillis sont trop grosses pour flash-gel, refroidir rapidement les échantillons à l’aide de neige carbonique et transfert d’un congélateur à-80 ° C dès que possible. La teneur en macronutriments du matériel végétal peut changer après que les tissus sont séparés de la plante, il est donc important de congeler les échantillons végétaux dès que possible après le prélèvement. Mise en garde : Azote liquide peut provoquer des gelures graves lors du contact avec la peau. S’il vous plaît assurez-vous de transport d’azote liquide dans des contenants approuvés et porter les EPI approprié au cours de sa gestion, y compris la cryo-gants, œil googles, écran facial, tablier et une blouse de laboratoire.</li>
		<li>Lyophiliser matériel végétal à l’aide d’un lyophilisateur pour s’assurer que les tissus sont métaboliquement inactives, tandis que l’eau est enlevé. Sec jusqu'à ce que la masse de l’échantillon se stabilise à s’assurer que toute l’eau a été supprimé.</li>
		<li>Une fois les échantillons sont secs, broyer en une poudre fine à l’aide d’une meuleuse ou une usine. Conserver les échantillons dans une armoire desséchant jusqu'à l’analyse.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. dosage de la protéine soluble
<ol><li>Préparation des échantillons<ol>
<li>Peser les échantillons de chaque tissu, environ 20 mg chacune, en tubes et tubes de polystyrène microtubes de 1,5 mL étiquette. Ces échantillons seront par la suite être appelés échantillons inconnus. Enregistrer la masse exacte de chaque échantillon, ces informations seront nécessaires pour calculer le % de protéines solubles dans chaque échantillon inconnu. Utilisez microtubes à centrifuger avec couvercles de fermeture, comme les couvercles sans blocage peuvent s’ouvrir pendant l’étape de chauffage subséquent, résultant en une perte de solution d’échantillon.</li>
	</ol></li>
	<li>Solubiliser et isoler des protéines de l’échantillon inconnu<ol>
<li>À l’aide d’une micro-pipette, ajouter 500 µL de NaOH 0,1 M à chaque tube. Bien fermer le couvercle et laisser agir pendant 30 minutes. Préchauffer l’eau chaude bain 90 ° C. Mise en garde : Hydroxyde de sodium est une base forte et peut causer des brûlures au contact de la peau. Bien que NaOH 0,1 M représente une faible concentration, porter des gants pour éviter les irritations de la peau.</li>
		<li>Placer les tubes dans un rack dans le bain d’eau chaude pendant 15 minutes.</li>
		<li>Centrifuger les tubes à 15 000 x g pendant 10 minutes. Pipeter le liquide surnageant dans nouveaux tubes de microcentrifuge étiquetées, utilisant un nouvel embout de la pipette pour chaque échantillon. Ajouter 300 µL de NaOH 0,1 M dans le tube contenant le culot et centrifuger à nouveau à 15 000 x g pendant 10 minutes. Encore une fois, recueillir le liquide surnageant et combinez-le avec le surnageant du même échantillon. Il s’agit d’un potentiel point d’arrêt, et les échantillons peuvent être conservés à 4 ° C durant la nuit si nécessaire.</li>
	</ol></li>
	<li>Précipiter les protéines végétales<ol>
<li>Neutraliser le pH de la solution surnageante en ajoutant 11 µL de 5,8 M HCl. confirmer un pH de 7 ~ en plongeant le papier tournesol dans chaque solution d’échantillon. Mise en garde : L’acide chlorhydrique est un acide fort corrosif qui peut provoquer des brûlures au contact de la peau (application de la peau ou par inhalation). Veuillez porter des gants pour éviter les irritations de la peau lors de la manipulation des HCl.</li>
		<li>Ajouter 90 µL de 100 % l’acide trichloracétique (TCA) dans chaque tube et incuber les tubes sur la glace pendant 30 minutes. La précipitation des protéines va passer la solution de transparent à opaque. Si cela ne fonctionne pas après 30 minutes, réfrigérer les tubes pendant 1 heure. Il s’agit d’un potentiel point d’arrêt, et les échantillons peuvent être conservés à 4 ° C durant la nuit si nécessaire. Mise en garde : L’acide trichloroacétique est corrosif. Veuillez porter des gants lors de la manipulation pour éviter tout contact avec la peau et évitez d’inhaler.</li>
		<li>Centrifuger les échantillons à 13 000 x g pendant 10 minutes à 4 ° C. Retirer délicatement le surnageant TCA par elle à aspirer à l’aide d’une ligne vide, attachée à une extrémité de micropipette bon verre (le même embout peut être utilisé dans les trois échantillons). Ne pas déranger le culot de protéines en évitant les dragues lourdes et garder une distance appropriée entre la pointe de pipette et le pellet.
</li>
		<li>Pastille de lavage rapidement avec 100 µL d’acétone de-20 ° C. Cette étape supprime tout TCA restant de la pastille, qui peut interférer avec l’analyse subséquente de Bradford ; Toutefois, l’acétone va commencer à dissoudre le culot de protéines si laissé en contact trop long, donc, devrait figurer l’acétone puis rapidement extraite de l’extrait concentré dans les 5 secondes.</li>
		<li>Laisser l’acétone s’évaporer en plaçant des tubes dans une hotte ou un réfrigérateur. Ensuite, dissoudre le culot de protéines en ajoutant 1 mL de NaOH 0,1 M à chaque tube. Dissoudre complètement le culot peut exiger plusieurs cycles de chauffage dans une eau chaude bain, Vortex et sonification. Remarque : Les tubes de plus s’asseoir dans la hotte ou réfrigérateur et sèche les pastilles obtiennent, ils seront plus difficiles à re-solubiliser. Il est suggéré de sécher le culot pendant 30 minutes, et ensuite vérifier la présence d’acétone toutes les 10-15 minutes jusqu'à ce qu’il soit clair que l’acétone s’est évaporée (aucuns l’acétone de fumées ne sont détectables).</li>
	</ol></li>
	<li>Mélanger les solutions étalons, échantillon inconnu solutions diluées et quantifier la teneur en protéines totales d’échantillons inconnus à l’aide de l’analyse de Bradford.<ol>
<li>Préparer une bovine immunoglobuline G (IgG) standard selon les concentrations énumérés dans le tableau 1 (lyophilisé ou solution d’IgG peut être mélangé avec de l’eau déionisée pour atteindre chaque concentration). Normes de magasin à 4 ° C. Dans une plaque à 96 puits, ajoutez 160 µL de chaque solution titrée d’IgG en trois exemplaires à partir de la position A1 de la plaque bien (0 µg/µL dans A1, A2, A3 positionner, 0,0125 µg/µL en B1, B2, B3 postes, etc.).</li>
		<li>Préparer une solution de NaOH diluée en ajoutant 50 µL de NaOH 0,1 M à 950 µL d’eau distillée. Comme témoin négatif vide, ajouter 60 µL de cette solution sur la plaque bien en trois exemplaires (G1, G2, G3 postes).</li>
		<li>Préparer des dilutions d’échantillons inconnus en ajoutant 50 µL de chaque solution d’échantillon à 950 µL d’eau distillée dans un nouveau tube de microtubes de 1,5 mL. Puis, ajoutez 60 µL de chaque échantillon dilué à la plaque bien en triple exemplaire, en démarrant à la position de H1. Une plaque à 96 puits devrait permettre l’analyse des 6 normes, 1 blanc et 25 échantillons inconnus quand lues en trois exemplaires. Chaque plaque bien analysé doit contenir ses propres échantillons standards et vierges de IgG.</li>
		<li>Ajouter 100 µL d’eau distillée dans tous les puits échantillons à blanc et inconnu. Maintenant chacun doit bien contenir un total de 160 µL. à l’aide d’une pipette multicanaux (8 canaux), ajouter 40 µL de protéine G-250 bleu brillant de Coomassie teindre à chaque bien dans la première colonne de la plaque bien. Mélanger la teinture avec les échantillons en plongeant plusieurs fois. Répétez pour tous les autres colonnes, remplacement de pointes de pipette pour éviter la contamination. Mise en garde : G-250 bleu brillant de Coomassie est un irritant et le contact avec la peau, yeux, ou poumons doivent être évitées. Veuillez porter des gants pour éviter tout contact avec la peau. En cas de contact avec la peau, ce produit se tachera.</li>
		<li>Utiliser une aiguille faire pour éclater les bulles présentes dans les puits, car elles risquent d’interférer avec la lecture du spectrophotomètre microplaques. Nettoyer l’aiguille pour éviter toute contamination entre les puits. Laisser la microplaque incuber à température ambiante pendant 5 minutes.</li>
		<li>À l’aide d’un spectrophotomètre microplaques, enregistrer les valeurs d’absorbance pour chaque puits à 595 nm.</li>
		<li>Mesurer l’absorbance moyenne pour les trois puits vides et soustraire cette valeur de chacune des lectures échantillon standard et inconnu. Ensuite, enregistrez l’absorbance moyenne pour chaque échantillon standard et inconnu. Remarque : Pour calculer la quantité de protéines présente dans chaque échantillon inconnu à l’aide de la courbe d’étalonnage, il est plus facile à régresser l’absorption moyenne de chaque norme contre le microgrammes de protéine présente dans chaque norme, mais on peut tracer la concentration de protéine (µ g/µL) de chaque norme si désirable. Cependant, les calculs suivants, consulter une courbe standard basée sur microgrammes, pas des concentrations (µg/µL).</li>
		<li>Reporter l’absorbance moyenne de chaque norme contre la quantité totale de protéine présente dans chaque norme bien (tableau 1). Monter une ligne de régression linéaire à ces données et l’équation permet de calculer la quantité de protéines (µg) dans chaque échantillon inconnu bien basé sur l’absorption moyenne (Figure 1 a). Remarque : Le coefficient de corrélation (valeurr ) de cette ligne doit être supérieur à 0,98 et régulièrement près de 0,99. La régression standard seront spécifique à chaque assiette, d'où les puits échantillon inconnu dans chaque plaque doivent être analysés séparément.</li>
		<li>Une fois que le montant moyen des protéines est calculé pour chaque puits échantillon inconnu, utilisez l’équation suivante pour calculer la quantité totale de protéines (µg) dans chaque échantillon d’origine : P = (((Wp60) x 1000) / 50) * 1000 P = µg de protéines dans l’échantillon original Wp = µg de protéines dans l’échantillon inconnu bien<ol>
<li>Ensuite, utilisez l’équation suivante pour déterminer le pourcentage de protéines dans chaque échantillon : Pp = ((p/1000) / mi) * 100 Pp = % de protéines dans l’échantillon Mj’ai = masse initiale de l’échantillon (mg) Remarque : Dans certains cas, l’échantillon peut dépasser le seuil d’absorption supérieur. Dans l’affirmative, exemples de solutions peuvent exiger davantage dilution à étape 2.4.3. Dilutions supplémentaires doivent alors être comptabilisées dans les calculs ultérieurs. Certaines marques de lecteur de microplaque fournissent également un logiciel qui calcule automatiquement le taux protéique moyen de chaque échantillon inconnu basé sur les données de la courbe d’étalonnage.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>3. dosage des glucides digestibles
<ol><li>Préparation des échantillons<ol>
<li>Peser les échantillons de chaque tissu, environ 20 mg chacune, en verre 15 tubes mL avec bouchons à vis en caoutchouc doublé (100 mm de longueur). Ces échantillons seront par la suite dénommé échantillons inconnus. Identifier les tubes avec un marqueur imperméable à l’eau ou à l’étiquetage des bandes sur les couvercles et noter la masse exacte de chaque échantillon, ces informations seront nécessaires pour calculer le % de glucides dans chaque échantillon inconnu.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Extrait des glucides digestibles de chaque échantillon inconnu.<ol>
<li>Ajouter 1 mL de 0.1 M H2donc4 à chaque tube et les bouchons à visser sur tubes hermétiquement. Placer dans un bain d’eau bouillante pendant 1 heure. Mise en garde : L’acide sulfurique est très corrosif. Veuillez porter des gants et un tablier googles œil lorsque vous manipulez H2SO4 et effectuez cette étape sous une hotte.</li>
		<li>Rafraîchir les tubes dans un bain d’eau tiède. Verser le contenu de tube dans étiquetées 1,5 mL tubes de microcentrifuge (ne soyez pas inquiet si certaines plant vestiges matériels dans les tubes de verre).</li>
		<li>Centrifuger les tubes à 15 000 x g pendant 10 minutes. Retirer le liquide surnageant avec un micro-multipipette et place dans nouveaux tubes de microcentrifuge étiquetées 1,5 mL. Tubes peuvent être réfrigérés pendant la nuit à ce stade. Si continuer avec le dosage, reportez-vous à l’étape 3.3.2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mélanger les solutions étalons et de quantifier la teneur en glucides digestibles total des échantillons inconnus.<ol>
<li>Préparer d glucose solutions standards de la concentration figurant au tableau 2. Préparer six éprouvettes de verre avec 400 µL de chaque solution standard.</li>
		<li>Pipetter 15 µL de chaque échantillon inconnu dans son propre tube à essai et ajouter 385 µL d’eau distillée à chacun pour un montant record de 400 µL dans chaque tube à essai. Sous une hotte, ajouter 400 µL de 5 % de phénol à chaque tube échantillon standard et inconnu, et puis rapidement Pipeter 2 mL de concentré H2SO4 dans chaque tube. Ne pas toucher le contenu du tube à essai avec l’embout de la pipette, il suffit d’ajouter à la surface de la solution (une pipette de répéteur fonctionne le mieux pour cela).</li>
		<li>Laisser les tubes à incuber pendant 10 minutes, puis soigneusement vortex les tubes à mélanger le contenu. Incuber pendant encore 30 minutes. Mise en garde : Phénol et acide sulfurique sont irritants corrosifs. Pour protéger contre l’exposition à la peau, des yeux et inhalation, cette étape doit être effectuée sous une hotte chimique à l’aide de l’EPI adéquate, qui comprend : face à bouclier ou œil de lunettes de protection, gants en caoutchouc, tablier de labo et bottes. Résultats de mélange phénol avec l’acide sulfurique aussi dans une réaction exothermique, qui se traduira par des tubes s’échauffer.</li>
		<li>Pipetter 800 µL de l’échantillon de chaque éprouvette dans chacun des 3 cuves semi-micro polystyrène 1,5 mL (3 répétitions techniques par exemple). Régler le spectrophotomètre à lire à 490 nm. Étalonnage à une cuvette vide contenant de l’eau distillée avant de lire les normes ou les échantillons inconnus et par intermittence tout au long de la lecture de l’échantillon. Chaque cuvette faire executer un spectrophotomètre et mesurer l’absorbance. Moyenne dans l’ensemble technique réplique pour chaque échantillon inconnu. Remarque : Dans certains cas, des échantillons peuvent surpasser le seuil d’absorption supérieure. Dans l’affirmative, les échantillons doivent être dilués au palier 3.2.3. Les dilutions doivent également être comptabilisées dans les calculs ultérieurs.</li>
		<li>Calculer l’absorbance moyenne pour chaque norme. Remarque : Pour calculer la quantité de glucides digestibles totales présents dans chaque échantillon inconnu à l’aide de la courbe d’étalonnage, il est plus facile à régresser l’absorption moyenne de chaque norme contre le microgrammes de D (+) glucose présent dans chaque norme, mais on peut aussi tracer la concentration de glucose de D (+) (µg/µL) de chaque norme si désirable. Cependant, les calculs suivants, consulter une courbe standard basée sur microgrammes, pas des concentrations (µg/µL).</li>
		<li>Calculer la courbe d’étalonnage en traçant l’absorbance moyenne par rapport au montant total de D (+) glucose (µg) dans chaque solution étalon. Monter une ligne de régression linéaire de ces données et ensuite utiliser l’équation suivante pour calculer la quantité totale de glucides (µg) dans chaque échantillon inconnu : Mc = (((Ax -b)/m)/(15)) * 1000 Mc = µg d’hydrates de carbone dans l’échantillon Unx = absorbance moyenne d’échantillon inconnu b = ordonnée à l’origine (standard de régression) m = pente (courbe de régression standard) Le coefficient de corrélation de cette ligne devrait être supérieur à 0,98 et régulièrement près de 0,99. Ensuite, utilisez l’équation suivante pour déterminer le pourcentage de glucides dans chaque échantillon : Pc = ((Mc/1000) / (Mi)) * 100 Pc = % de glucides Mj’ai = masse initiale de l’échantillon (mg)</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Simpson, S. J., Raubenheimer, D. <a target="_blank" href="https://books.google.com/books?hl=en&lr=&id=dzRFczYo8xQC&oi=fnd&pg=PP1&dq=%22The+Nature+of+Nutrition:+A+Unifying+Framework+from+Animal+Adapation+to+Human+Obesity%22&ots=BuwvBlWnpy&sig=Za0CuvHfEjVlnQZvEU5Bfw0vawk">The Nature of Nutrition: A Unifying Framework from Animal Adapation to Human Obesity</a>. , Princeton University Press. Princeton, NJ. (2012).</li>
<li>Behmer, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+herbivore+nutrient+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Entomology%22%5BJournal%5D)">Insect herbivore nutrient regulation.</a> Annual Review of Entomology. 54, 165-187 (2009).</li>
<li>Epstein, E. <a target="_blank" href="https://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.pp.07.060156.000245">Mineral nutrition of plants: mechanisms of uptake and transport.</a> Annual Review of Plant Physiology. 7 (1), 1-24 (1956).</li>
<li>Chapin, F. S. III <a target="_blank" href="https://www.annualreviews.org/doi/10.1146/annurev.es.11.110180.001313">The mineral nutrition of wild plants.</a> Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics. 11 (1), 233-260 (1980).</li>
<li>Marschner, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMarschner%2C+H+%22Marschner%27s+Mineral+Nutrition+of+Higher+Plants%22">Marschner's Mineral Nutrition of Higher Plants</a>. , Academic press. London, UK. (1956).</li>
<li>Stieger, P. A., Feller, U. Senescence and protein remobilization in leaves of maturing wheat plants grown on waterlogged soil. Plant and Soil. 166, 173-179 (1994).</li>
<li>Li, R., Volenec, J. J., Joern, B. C., Cunningham, S. M. <a target="_blank" href="https://ag.purdue.edu/agry/Purdue%20Agroecology/Kteam%20Research/CSLiEtAlCHOProtNutrOverwin.pdf">Seasonal changes in nonstructural carbohydrates, protein, and macronutrients in roots of alfalfa, red clover, sweetclover, and birdsfoot trefoil.</a> Crop Science. 36, 617-623 (1996).</li>
<li>Sánchez, E., Rivero, R. M., Ruiz, J. M., Romero, L. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0304423803001146">Changes in biomass, enzymatic activity and protein concentration in roots and leaves of green bean plants (Phaseolus vulgaris L. cv. Strike) under high NH4NO3 application rates.</a> Scientia Horticulturae. 99, 237-248 (2004).</li>
<li>Lenhart, P. A., Eubanks, M. D., Behmer, S. T. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/oik.01370">Water stress in grasslands: Dynamic responses of plants and insect herbivores.</a> Oikos. 124, 381-390 (2015).</li>
<li>Machado, A. R., Arce, C. C. M., Ferrieri, A. P., Baldwin, I. T., Erb, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jasmonate-dependent+depletion+of+soluble+sugars+compromises+plant+resistance+to+Manduca+sexta%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Jasmonate-dependent depletion of soluble sugars compromises plant resistance to Manduca sexta.</a> New Phytologist. 207, 91-105 (2015).</li>
<li>Deans, C. A., Behmer, S. T., Fiene, J., Sword, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatio-temporal%2C+genotypic%2C+and+environmental+effects+of+plant+soluble+protein+and+digestible+carbohydrate+content%3A+implications+for+insect+herbivores+with+cotton+as+an+exemplar%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Spatio-temporal, genotypic, and environmental effects of plant soluble protein and digestible carbohydrate content: implications for insect herbivores with cotton as an exemplar.</a> Journal of Chemical Ecology. 42 (11), 1151-1163 (2016).</li>
<li>Boisen, S., Bech-Andersen, S., Eggum, B. O. <a target="_blank" href="https://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1080/00015128709436560">A critical view of the conversion factor 6.25 from total nitrogen to protein.</a> Acta Agriculturae Scandinavica. 37, 299-304 (1987).</li>
<li><a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S030881460200105X">Seed protein contents and nitrogen-to-protein conversion factors for some uncultivated tropical plant seeds.</a> Food Chemistry. Ezeagu, I. E., Petzke, J. K., Metges, C. C., Akinsoyinu, A. O., Ologhobo, A. D. 78, 105-109 (2002).</li>
<li>Izhaki, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+nonprotein+nitrogen+on+estimation+of+protein+from+total+nitrogen+in+fleshy+fruits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Influence of nonprotein nitrogen on estimation of protein from total nitrogen in fleshy fruits.</a> Journal of Chemical Ecology. 19, 2605-2615 (1993).</li>
<li>Mossé, J. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/jf00091a004">Nitrogen to protein conversion factor for ten cereals and six legume or oilseeds. A reappraisal of its definition and determination. Variation according to species and seed protein content.</a> Journal of Agricultural and Food Chemistry. 38, 18-24 (1990).</li>
<li>Bradford, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapid+and+sensitive+method+for+the+quantitation+of+microgram+quantities+of+protein+utilizing+the+principle+of+protein-dye+binding%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding.</a> Analytical Biochemistry. 72 (1-2), 248-254 (1976).</li>
<li>Jones, C. G., Hare, J. D., Compton, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+plant+protein+with+the+Bradford+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chemical+Ecology%22%5BJournal%5D)">Measuring plant protein with the Bradford assay.</a> Journal of Chemical Ecology. 15 (3), 979-992 (1989).</li>
<li>Dubois, M., Gilles, K. A., Hamilton, J. K., Rebers, P. A., Smith, F. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ac60111a017">Colormetric method for determination of sugars and related substances.</a> Analytical Biochemistry. 28, 350-358 (1956).</li>
<li>Clissold, F. J., Sanson, G. D., Read, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+paradoxical+effects+of+nutrient+ratios+and+supply+rates+on+an+outbreaking+insect+herbivore%2C+the+Australian+plague+locust%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Animal+Ecology%22%5BJournal%5D)">The paradoxical effects of nutrient ratios and supply rates on an outbreaking insect herbivore, the Australian plague locust.</a> Journal of Animal Ecology. 75, 1000-1013 (2006).</li>
<li>Smith, D., Paulsen, G. M., Raguse, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extraction+of+total+available+carbohydrates+from+grass+and+legume+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Extraction of total available carbohydrates from grass and legume tissue.</a> Plant Physiology. 39 (6), 960-962 (1964).</li>
<li>Cui, S. W. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCui%2C+SW+%22Food+carbohydrates%3A+Chemistry%2C+physical+properties%2C+and+applications%22">Food carbohydrates: Chemistry, physical properties, and applications</a>. , CRC Press. Boca Raton, FL, USA. (2005).</li>
<li>Chow, P. S., Landhäusser, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+for+routine+measurements+of+total+sugar+and+starch+content+in+woody+plant+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Tree+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method for routine measurements of total sugar and starch content in woody plant tissues.</a> Tree Physiology. 24 (10), 1129-1136 (2004).</li>
<li>Masuko, T., Minami, A., Iwasaki, N., Majima, T., Nishimura, S. I., Lee, Y. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbohydrate+analysis+by+a+phenol-sulfuric+acid+method+in+microplate+format%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Carbohydrate analysis by a phenol-sulfuric acid method in microplate format.</a> Analytical Biochemistry. 339 (1), 69-72 (2005).</li>
<li>Foley, W. J., McIlwee, A., Lawler, I., Aragones, L., Woolnough, A. P., Berding, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecological+applications+of+near+infrared+reflectance+spectroscopy-+a+tool+for+rapid%2C+cost-effective+prediction+of+the+composition+of+plant+and+animal+tissues+and+aspects+of+animal+performance%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">Ecological applications of near infrared reflectance spectroscopy- a tool for rapid, cost-effective prediction of the composition of plant and animal tissues and aspects of animal performance.</a> Oecologia. 116 (3), 292-305 (1998).</li>
<li>Kokaly, R. F. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0034425700001632">Investigating a physical basis for spectroscopic estimates of leaf nitrogen concentration.</a> Remote Sensing of Environment. 75 (2), 153-161 (2001).</li>
<li>Schulz, H., Baranska, M. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/abs/pii/S0924203106001263">Identification and quantification of valuable plant substances by IR and Raman spectroscopy.</a> Vibrational Spectroscopy. 43 (1), 13-25 (2007).</li>
<li>Cozzolino, D., Morón, A. <a target="_blank" href="https://www.cambridge.org/core/journals/journal-of-agricultural-science/article/the-potential-of-near-infrared-reflectance-spectroscopy-to-analyse-soil-chemical-and-physical-characteristics/A65359EFC763568A27100D7D84CBBF6D">The potential of near-infrared reflectance spectroscopy to analyse soil chemical and physical characteristics.</a> The Journal of Agricultural Science. 140, 65-71 (2003).</li>
<li>Simpson, S. J., Sword, G. A., Lorch, P. D., Couzin, I. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cannibal+crickets+on+a+forced+march+for+protein+and+salt%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Cannibal crickets on a forced march for protein and salt.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (11), 4152-4156 (2006).</li>
<li>Lihoreau, M., Buhl, J., Sword, G. A., Raubenheimer, D., Simpson, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nutritional+ecology+beyond+the+individual%3A+a+conceptual+framework+for+integrating+nutrition+and+social+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Ecology+Letters%22%5BJournal%5D)">Nutritional ecology beyond the individual: a conceptual framework for integrating nutrition and social interactions.</a> Ecology Letters. 18 (3), 273-286 (2015).</li>
<li>Deans, C. A., Behmer, S. T., Tessnow, A., Tamez-Guerra, P., Pusztai-Carey, M., Sword, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nutrition+affects+insect+susceptibility+to+Bt%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Nutrition affects insect susceptibility to Bt.</a> Scientific Reports. 7, 39705(2017).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

En combinant les dosages colorimétriques bien établies avec des protocoles efficaces propres à chaque usine d’extraction, les essais ont démontré ici fournissent une méthode raisonnable et précise pour mesurer les protéines solubles de la plante et la teneur en glucides digestibles. Nos résultats à l’aide de maïs comme un exemple illustre comment ces protocoles peuvent être utilisés pour obtenir des mesures précises à travers différentes échelles spatiales pertinentes sur le plan biologique. Par exemple, nous avons été e...

La biomasse végétale constitue la base de pratiquement tous les réseaux alimentaires terrestres. Plantes acquièrent des éléments nutritifs du sol par le biais de leurs systèmes de racines et d’utilisent la lumière du soleil dans leurs tissus foliaires de synthétiser des biomolécules. En particulier, le carbone et l’azote sont utilisés pour créer les glucides, les protéines (composés d’acides aminés), et les lipides qui sont nécessaires pour construire la biomasse végétale (il est à noter que dans les plantes physiologie que le terme « pour les macronutriments » fait souvent référence à des éléments de sol, par exemple, N, P, K et S, cependant, tout au long de ce document ce terme désigne les biomolécules, telles que des protéines, des glucides et lipides). Lorsqu’herbivores consomment des matières végétales, les macronutriments contenus dans les tissus végétaux sont ventilées en leurs éléments constitutifs et ensuite utilisés pour piloter les processus physiologiques du consommateur. De cette façon, plante macronutriments ont une forte influence sur la physiologie des consommateurs ainsi que des répercussions importantes sur les interactions écologiques ordre supérieures et dynamique du réseau trophique.
Dans le règne animal, protéines solubles et des glucides digestibles sont les macronutriments plus étroitement liées à la survie, la reproduction et performances1. En outre, la plupart des animaux réguler activement leur consommation de ces deux macronutriments pour répondre à leurs exigences physiologiques1,2. Ceci est particulièrement vrai pour les insectes herbivores qui détectent la concentration des sucres et des acides aminés dans les tissus végétaux, qui dirige à son tour le comportement alimentaire. Ainsi, les protéines solubles végétales et la teneur en glucides digestibles a joué un rôle important dans l’évolution des interactions plantes-insectes.
Alors que les données sur les protéines solubles de la plante et la teneur en glucides digestibles sont relativement rares (mais voir6,7,8,9,10,11), il y a une prépondérance de données disponibles sur la teneur en éléments végétaux (carbone, azote et phosphore). Dans une large mesure, c’est parce que les éléments jouent un rôle primordial dans le plant nutrition minérale3,4,5. Lorsque des éléments sont mesurés, des corrélations ont été utilisées pour extrapoler la quantité de protéines solubles et glucides digestibles, mais des calculs précis sont souvent difficiles à obtenir. Par exemple, il est impossible d’utiliser le carbone comme indicateur de la teneur en glucides digestibles plante car le carbone est partout présent dans tous les composés organiques. Il existe une relation plus forte entre l’azote élémentaire et teneur en protéines solubles végétales et généralisée d’azote-à-protéines facteurs de conversion sont souvent utilisés. Cependant, il existe des preuves solides que les conversions d’azote-à-protéines sont hautement spécifiques12,13,14,15, ce qui rend l’utilisation de la conversion généralisée susceptibles inexactes. Pour cette raison, facteurs de conversion d’azote-à-protéine manquent souvent de précision, en particulier dans la mesure nécessaire pour les études nutritionnelles sur les herbivores. En outre, la présence d’allélochimiques de plante contenant du N, tels que les alcaloïdes et les glucosinolates qui sont souvent toxiques pour les herbivores, peut confondre ces conversions.
Ici, nous vous proposons deux tests chimiques pour mesurer la concentration des protéines solubles et des glucides digestibles dans les tissus végétaux. Ces essais sont présentés séparément, mais il est suggéré qu’ils être utilisés simultanément pour analyser les échantillons de plantes même afin d’obtenir une analyse plus détaillée des macronutriments de plante. Tous les deux emploient des méthodologies similaires, consistant en une étape d’extraction, suivie de quantification par absorbance. Plante échantillon prep est également identique pour les deux protocoles, rendant facile d’exécuter les deux analyses en tandem. L’utilité de ces analyses ne découlent pas de leur nouveauté, comme ils se fient plus âgés, (Bradford, Jones, Dubois) dosages colorimétriques bien établi16,17,18, mais ici nous avons organisé une claire et facile à suivre protocole qui allie ces méthodes plus obscurs propres à chaque usine d’extraction techniques17,19 pour rendre l’application de ces tests plus accessible à ceux dans les domaines pertinents à l’usine.
Pour les deux tests, usine macronutriments sont extraits d’abord physiquement par congélation, lyophilisation et broyage de la matière végétale. Pour le dosage des protéines solubles, plus extraction chimique se faite17,19 à plusieurs séances d’agitation et de chauffage des échantillons dans une solution de NaOH. L’analyse bien connue de Bradford, utilisant le bleu de Coomassie brillant bleu G-250, est ensuite utilisée pour quantifier les protéines solubles et polypeptides entre 3 000-5 000 Daltons16,17. Ce test a une portée de détection entre 1 à 20 µg de protéines totales par microplaque bien ou < 25 µg/mL, mais il ne mesure pas les acides aminés libres. L’étape d’extraction du dosage des glucides digestibles est basée sur la méthode à l’acide diluée de Smith et al. 20 et permet l’isolement des sucres solubles, amidon et fructosanes – mais non structurales carbohydrates. Une méthode de dosage acide-phénol sulfurique provient de Dubois et al. 18 et mesures tous les mono-, oligo- et polysaccharides (ainsi que dérivés méthylés). Ce test est en mesure de quantifier les sucres spécifiques, mais ici nous l’utilisons comme un indicateur de la teneur en glucides digestibles (voir Smith et al. 20 pour une analyse plus détaillée). Ensemble, ces tests mesurent les deux macronutriments qui sont fortement liés pour planter les performances éco-physiologie et herbivore, fournissant des données importantes sur la qualité de la ressource à la base des réseaux trophiques terrestres. Présentant ces protocoles favorise la génération de plantes macronutriments datasets afin d’obtenir une compréhension plus approfondie de la physiologie végétale, écologie nutritionnelle herbivore et les interactions plantes-herbivores.

<table><tbody><tr><td>lecteur de microplaques (spectrophotomètre)</td><td>Bio-Rad</td><td>Modèle 680 XR</td><td></td></tr><tr><td>Bio-Rad Protein Assay Concentré de réactif de colorant</td><td>Bio-Rad</td><td>#5000006</td><td>450mL</td></tr></tbody></table>

quantification des protéines solubles végétales et glucides digestibles contenu, à l’aide de maïs (zea mays) as an exemplar

Quantifying Plant Soluble Protein and Digestible Carbohydrate Content, Using Corn (Zea mays) As an Exemplar

Données élémentaires sont utilisées pour déduire la qualité usine comme une ressource pour les herbivores. Cependant, l’omniprésence du carbone dans des biomolécules, la présence des contenant de l’azote des composés végétaux défensive et variation des corrélations spécifiques entre la teneur en protéines d’azote et de plantes tous les limitent la précision de ces déductions. En outre, la recherche axée sur la plante et/ou physiologie herbivore nécessitent un niveau de précision qui n’est pas atteint à l’aide de généralisé des corrélations. Les méthodes présentées ici offrent aux chercheurs un protocole clair et rapid pour mesurer directement les protéines solubles végétales et glucides digestibles, les macronutriments de deux plantes plus étroitement liés au rendement physiologique des animaux. Les protocoles combinent bien caractérisés dosages colorimétriques avec étapes de digestion optimisée de spécifiques à l’installation pour fournir des résultats précis et reproductibles. Nos analyses des différent tissus montrent que ces tests ont la sensibilité pour détecter des variations dans le maïs sucré plant des protéines solubles et teneur en glucides digestibles à travers plusieurs échelles spatiales. Ceux-ci incluent des différences entre les plantes dans les régions et les espèces ou les variétés de plus en plus, ainsi que dans-usine de différences dans le type de tissu et même position dans le même tissu. Combinant des protéines solubles et teneur en glucides digestibles avec données élémentaires a également le potentiel d’offrir de nouvelles opportunités en biologie végétale pour connecter la nutrition minérale des plantes avec les processus physiologiques de la plante. Ces analyses aussi aident à générer des protéines solubles et les données de glucides digestibles nécessaires pour étudier l’écologie nutritionnelle, des interactions plantes-herbivores et la dynamique trophique, qui donnera à son tour la physiologie et la recherche écologique.

Pour montrer l’utilité de ces méthodes, nous avons analysé les protéines solubles et la teneur en glucides digestibles de quatre différents domaines et des tissus de maïs doux qui servent de distinctes ressources nutritionnelles potentielles pour les insectes herbivores. Nous avons recueilli des épis de maïs provenant de trois régions agricoles aux Etats-Unis (Minnesota, la Caroline du Nord et Texas), qui englobe les cinq variétés de maïs sucré (c.-à-d., les génotypes) et une var...

Les protocoles décrits ci-après offrent une méthodologie claire et accessible pour mesurer les protéines solubles et le contenu en glucides digestibles (non structurelles) dans les tissus végétaux. La capacité de quantifier ces macronutriments de deux plantes a des implications importantes pour faire progresser les domaines de la physiologie végétale, écologie nutritionnelle, des interactions plantes-herbivores et l’écologie trophique.

Quantification des protéines solubles végétales et glucides digestibles contenu, à l’aide de maïs (Zea mays) As an Exemplar

Elemental data are commonly used to infer plant quality as a resource to herbivores. However, the ubiquity of carbon in biomolecules, the presence of ...

Cette méthode permet aux chercheurs dans le domaine des sciences végétales et de l’écologie nutritionnelle de mesurer avec précision les concentrations de protéines solubles et de glucides digestibles dans les tissus végétaux. Le principal avantage de ces techniques est qu’elles offrent une méthode rapide et facile pour quantifier ces deux macronutriments incroyablement importants avec une grande précision. Ces techniques ont de fortes implications pour le domaine de l’écologie car les protéines végétales et les glucides constituent la base des réseaux trophiques terrestres.En général, les personnes qui ne connaissent pas cette technique peuvent avoir des difficultés car il y a plusieurs étapes et certaines techniques qui ne sont pas couramment exécutées dans un laboratoire d’utilisation générale. Pour commencer, pesez des échantillons répétés de chaque tissu dans des tubes de microcentrifugation de 1,5 millilitre étiquetés. Ensuite, enregistrez la masse précise de chaque échantillon.À l’aide d’une micropipette, ajoutez 500 microlitres d’hydroxyde de sodium à 0,1 molaire dans chaque tube. Fermez bien les couvercles et chauffez les tubes pendant 30 minutes. Ensuite, placez les tubes dans un bain d’eau chaude préchauffé pendant 15 minutes.Après cela, centrifugez les tubes à 15 000 G pendant 10 minutes. Pipetez le surnageant dans de nouveaux tubes de microcentrifugation étiquetés, à l’aide d’une nouvelle pointe de pipette pour chaque échantillon. Ajoutez 300 microlitres d’hydroxyde de sodium 0,1 molaire à la pastille et répétez la centrifugation pendant 10 minutes.Après cela, retirez le surnageant et transférez-le dans les tubes contenant le surnageant de la première centrifugation. Pour neutraliser le pH du surnageant, ajoutez 11 microlitres d’acide chlorhydrique 5,8 molaires. Utilisez du papier tournesol pour confirmer que le pH est d’environ sept.Ensuite, ajoutez 90 microlitres d’acide trichloracétique à 100 % dans chaque tube. Ensuite, incubez les tubes sur de la glace pendant 30 minutes. Centrifuger les échantillons à 13 000 G pendant 10 minutes à quatre degrés Celsius.Utilisez soigneusement une ligne de vide et une pointe de micropipette en verre pour éliminer l’acide trichloracétique. Faites très attention à ne pas déranger le granulé avec l’embout d’aspiration. Ensuite, lavez la pastille avec 100 microlitres d’acétone refroidie à 20 degrés Celsius, puis laissez l’acétone s’évaporer dans une hotte.Dissoudre la pastille de protéine avec un millilitre d’hydroxyde de sodium. Des cycles supplémentaires de chauffage, de vortex et de chauffage sonique peuvent être nécessaires. Ajoutez 160 microlitres de chaque solution étalon IGG à une plaque de 96 puits en trois exemplaires, en commençant par la position A1 Ensuite, dans un nouveau tube de 1,5 millilitre, ajoutez 50 microlitres de chaque solution d’échantillon à 950 microlitres d’eau distillée.Ajoutez ensuite 60 microlitres de chaque échantillon dilué sur la plaque du puits en trois exemplaires, en commençant par la position H1. Ajoutez 100 microlitres d’eau distillée à tous les puits d’échantillonnage vierges et inconnus. À l’aide d’une pipette multicanaux, ajoutez 40 microlitres de colorant protéique Coomassie Brilliant Blue G-250 dans chaque puits de la plaque.À l’aide d’une aiguille, faites éclater les bulles présentes dans les puits. Après cela, laissez la plaque incuber à température ambiante pendant cinq minutes. Utilisez ensuite un spectrophotomètre à microplaques pour enregistrer les valeurs d’absorbance de chaque puits à 595 nanomètres.Tout d’abord, pesez les répétitions de chaque échantillon de tissu dans des tubes en verre de 15 millilitres. Étiquetez les tubes et notez la masse exacte de chaque échantillon. Ensuite, ajoutez un millilitre d’acide sulfurique 0,1 molaire dans chaque tube et fermez bien les bouchons.Placez ensuite les tubes dans un bain d’eau bouillante pendant une heure. Transférez les tubes dans un bain-marie tiède pour qu’ils refroidissent. Versez ensuite le contenu des tubes dans des tubes de microcentrifugation de 1,5 millilitre étiquetés.Après cela, centrifugez les tubes à 15 000 G pendant 10 minutes. À l’aide d’une micropipette, transférez le surnageant dans des tubes de 1,5 millilitre nouvellement étiquetés. À l’aide d’une pipette, transférez 15 microlitres de chaque échantillon inconnu dans son propre tube à essai.Ajoutez ensuite 385 microlitres d’eau distillée dans chaque tube. Dans une hotte, ajoutez 400 microlitres de 5 % de phénol dans chaque tube à essai d’échantillon standard et inconnu. Immédiatement après, ajoutez deux millilitres d’acide sulfurique dans chaque tube.Assurez-vous d’ajouter l’acide sulfurique à la surface de la solution. Après avoir incubé les tubes pendant 10 minutes, faites tourbillonner les tubes. Ensuite, incubez le tube pendant 30 minutes supplémentaires.Transférez 800 microlitres de chaque tube d’échantillon dans trois demi-cuvettes en polystyrène de 1,5 millilitre. Ensuite, réglez le spectrophotomètre pour qu’il lise à 490 nanomètres et calibrez avec une cuvette vierge. Enfin, passez chaque cuvette dans le spectrophotomètre et enregistrez l’absorbance.À l’aide de ce protocole, la teneur en protéines solubles et en glucides digestibles de quatre tissus différents de maïs de grande culture et de maïs sucré de trois régions géographiques a été analysée. Des différences significatives de teneur en protéines solubles ont été observées entre les régions, ce qui a nécessité des analyses distinctes pour chaque région. D’une région à l’autre, il y avait plusieurs différences dans la teneur en protéines solubles et en glucides digestibles entre les tissus.Dans le Minnesota, la teneur en protéines solubles des tissus ne variait que tandis que celle des tissus de la Caroline du Nord variait à la fois en protéines solubles et en glucides digestibles. La variabilité de la teneur en macronutriments des tissus au Texas dépendait de la variété. Cette technique permettra aux chercheurs du domaine des sciences végétales et de l’écologie nutritionnelle de mesurer précisément les protéines végétales solubles et les glucides digestibles, plutôt que d’extrapoler à partir de mesures élémentaires.N’oubliez pas que travailler avec de l’azote liquide, des acides et des bases concentrés, peut être extrêmement dangereux. Utilisez donc toujours des précautions telles que des gants, des lunettes de sécurité, des tabliers et des chaussures fermées lorsque vous travaillez avec ces produits chimiques.

quantifying-plant-soluble-protein-digestible-carbohydrate-content

Research

Recherche

JoVE Journal

Environment

Environnement

La biomasse végétale est une grande neutralité carbone ressource renouvelable qui pourraient être utilisés pour la production de biocarburants. La biomasse végétale est principalement constitué de parois cellulaires, un matériau composite de structure complexe appelée lignocellulosiques. Nous décrivons ici un protocole pour une analyse complète du contenu et la composition des glucides mur dérivés.

Analyse de la composition globale de la paroi cellulaire végétale (biomasse lignocellulosique) Partie II: Glucides

La dévastation des cultures céréalières par moisissures infectant les semences a incité de nombreux efforts de recherche afin de mieux comprendre les interactions plante-pathogène. Pour étudier les semences fongiques interactions dans un environnement de laboratoire, nous avons développé une méthode robuste pour la quantification de la reproduction des champignons, la biomasse et contamination par les mycotoxines en utilisant des essais biologiques du noyau.

Quantification de la colonisation fongique, sporogénèse, et la production de mycotoxines utilisant Bioassays noyau

Cette vidéo décrit une méthode colorimétrique pour quantifier la teneur en protéines solubles dans les tissus végétaux. La méthode utilise le colorant Coomassie Brilliant Blue G-250, qui interagit avec la protéine soluble pour former un complexe protéine-colorant stable de couleur bleue, proportionnel à la teneur en protéines solubles dans le tissu.

Dosage des protéines solubles pour quantifier la teneur en protéines solubles dans les tissus végétaux

Cette vidéo décrit la méthode de quantification des glucides digestibles présents dans les tissus végétaux. Cela permet de collecter des données sur divers tissus végétaux pour étudier l’écologie nutritionnelle, les interactions plantes-herbivores et la dynamique du réseau trophique.

Dosage colorimétrique pour la quantification des glucides non structurels dans les tissus végétaux

Un double interférence ARN brin (dsRNAi) technique est employée pour réguler à la baisse la coenzyme maïs cinnamoyl A réductase (ZmCCR1) gène à faible teneur en lignine des plantes. La lignine régulation à la baisse à partir de la paroi cellulaire est visualisée par des analyses microscopiques et quantifiée par la méthode Klason. Changements dans la composition de l'hémicellulose et la cellulose cristalline sont analysés.

Lignine régulation à la baisse de<em&gt; Zea mays</em&gt; Via dsRNAi et Klason lignine analyse

Nous présentons ici un protocole de micro-échelle pour le traitement des échantillons de grain et permettant d’intégrer cette approche microscopique dans un pipeline analytique de haut débit. Il s’agit d’une adaptation de débit plus élevée de protocoles actuellement disponibles.

Haut-débit, Microscale protocole pour l’analyse des paramètres de traitement et les qualités nutritionnelles du maïs (Zea mays L.)

Une méthode de profilage transcriptome des céréales est présentée. Le profilage d’expression génétique à base de microarray commence par l’isolement de l’ARN total de haute qualité des céréales et se poursuit avec la génération d’ADNC. Après l’étiquetage de l’ARN et l’hybridation de microrésarroie, des recommandations sont données pour la détection des signaux et le contrôle de la qualité.

Obtenir des données transcriptome de haute qualité à partir de graines de céréales par une méthode modifiée pour le profilage de l’expression génique

La méthode Updegraff est la méthode la plus largement utilisée pour l’estimation de la cellulose. L’objectif principal de cette démonstration est de fournir un protocole updegraff détaillé pour l’estimation de la teneur en cellulose dans les échantillons de biomasse végétale.

Estimation de la teneur en cellulose cristalline de la biomasse végétale à l’aide de la méthode Updegraff

Une méthode d’imagerie à faible coût des plantes pour mesurer les phénotypes est présentée, ainsi que les meilleures pratiques pour la capture d’images et un pipeline d’analyse d’images pour quantifier les caractéristiques des plantes. Ces méthodes ont été appliquées pour mesurer les phénotypes du maïs (Zea mays) dans des conditions de chaleur, de sécheresse et de stress abiotique combiné.

Imagerie et analyse pour la quantification des phénotypes de stress abiotique du maïs (Zea mays)

Procédé pour la détermination de la teneur en acides gras et de la composition en micro-algues sur la base de la rupture mécanique des cellules, le solvant d'extraction à base de lipide, de transestérification, et la quantification et l'identification des acides gras par chromatographie en phase gazeuse est décrit. Un étalon interne tripentadecanoin est utilisé pour compenser les pertes possibles lors de l'extraction et de transestérification incomplète.

Analyse de la teneur en acide gras et de la composition en microalgues

Apprenez à quantifier les protéines solubles et les glucides digestibles dans les tissus végétaux en utilisant Zea mays comme modèle. Cette méthode précise facilite l'étude de la physiologie végétale et des interactions écologiques.

Quantification des protéines solubles végétales et glucides digestibles contenu, à l’aide de maïs (Zea mays) As an Exemplar

Explorer plus de vidéos