Name: Nettoyage catalytique de plante oxygénées espèces In Vivo par des nanoparticules d’oxyde de cérium anioniques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 46 s
Description: Découvrez la synthèse de nanoparticules d'oxyde de cérium pour éliminer les espèces réactives de l'oxygène in vivo chez Arabidopsis thaliana. Cette méthode permet d'étudier le stress oxydatif et la tolérance des plantes.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par l’Université de Californie à Riverside et USDA National Institute of Food et Agriculture, Hatch projet 1009710 à J.P.G. Ce matériel est basé sur le travail soutenu par la National Science Foundation sous Grant no 1817363 à J.P.G.

1. la culture de plantes a. thaliana
<ol><li>Semer les graines d’Arabidopsis en pots jetables de 5 cm x 5 cm remplis de mélange de terre standard. Mettre 32 de ces pots dans un bac en plastique rempli d’eau (~ 0,5 cm de profondeur) et transférer le plateau en plastique avec les plantes dans une chambre de croissance des plantes.<ol>
<li>Régler la croissance chambre comme suit : 200 µmol/ms photosynthétique active radiation (PAR), 24 ± 1 ° C jour et 21 ± 1 ° C la nuit, 60 % d’humidité et régime de lumière jour/nuit 14/10 h, respectivement.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mince de chaque pot pour laisser seule plante individuelle après une semaine de la germination. Prenez note de garder les plants ayant les mêmes taille dans chaque pot.</li>
	<li>Les pots d’eau de couler l’eau du robinet directement sur le plateau en plastique tous les deux jours. Cultiver les plantes pendant quatre semaines. A. thaliana plantes sont prêts pour une utilisation ultérieure.</li>
</ol>2. synthèse et caractérisation de PNC
<ol><li>Environ 1,08 g de nitrate de cérium (III) et dissoudre dans 2,5 mL d’eau de qualité biologie moléculaire dans un tube conique de 50 mL.</li>
	<li>Environ 4,5 g d’acide poly (acrylique) et dissoudre dans 5 mL d’eau de qualité biologie moléculaire dans un tube conique de 50 mL.</li>
	<li>Mélanger ces deux solutions soigneusement à 2 000 tr/min pendant 15 min à l’aide d’un mélangeur vortex numérique.</li>
	<li>Transfert de 15 mL de solution d’hydroxyde d’ammonium (7,2 M) dans un bécher de verre de 50 mL.</li>
	<li>Tout en remuant à 500 tr/min, ajouter le mélange de l’étape 2.3 goutte à goutte la solution d’hydroxyde d’ammonium et remuez à 500 tr/min à température ambiante pendant 24 heures dans une hotte de laboratoire.</li>
	<li>Couvrir le bécher avec un morceau de papier afin d’éviter la perte importante de la solution lors de la réaction pendant la nuit.</li>
	<li>Après 24h, transvaser la solution obtenue dans un tube conique de 50 mL et il centrifuger à 3 900 g pendant 1 h enlever tout débris possible et gros agglomérats.</li>
	<li>Transférer cette 22,5 mL de la solution surnageante dans trois filtres de 15 mL 10 kDa et remplir le reste du filtre avec l’eau de qualité moléculaire pour réaliser une dilution totale de 45 mL.</li>
	<li>Purifier la solution surnageante de polymères libres et autres réactifs avec une centrifugeuse de paillasse en ajoutant le surnageant dans un filtre de 15 mL 10 kDa et centrifuger à 3 900 x g pendant 15 min. Répétez cette étape au moins six fois.</li>
	<li>Mesurer l’absorbance de l’éluant à chaque cycle avec un spectrophotomètre UV-VIS de 220 à 700 nm pour n’assurer aucun libres polymères et autres réactifs sont présents dans la solution finale de la PNC.</li>
	<li>Tenir la seringue de 5 mL de la solution PNC recueillie et filtrez-le contre un filtre de seringue de taille de pore nm 20. Recueillir la solution filtrée de la PNC dans un tube conique de 50 mL.</li>
	<li>Prenez une solution diluée de PNC finale dans une cuvette en plastique et mesurer l’absorbance avec le spectrophotomètre UV-VIS de 220 à 700 nm. PIC d’absorbance PNC est à 271 nm.</li>
	<li>Calculer la concentration en utilisant la Loi de Beer-Lambert : A = εCL. A est l’absorbance de la valeur de crête pour un échantillon donné, ɛ est le coefficient d’absorption molaire du PNC (cm-1 M-1), L est la longueur du trajet optique (largeur de la cuvette, 1 cm de cette méthode), et C est la concentration molaire de nanoparticules mesurées.</li>
	<li>Mesurer le diamètre hydrodynamique et le potentiel zêta de la PNC synthétisée à l’aide d’un analyseur potentiel particules taille et zeta (Figure 1).</li>
	<li>Conserver la solution finale de la PNC dans un réfrigérateur (4 ° C) jusqu'à l’utilisation ultérieure. Remarque : Veuillez vous référer à Wu et al. 8 pour plus de détails sur la caractérisation de la PNC protocole.</li>
</ol>3. étiquetage des PNC par DiI agent Fluorescent
<ol><li>Mélanger 0,4 mL de 5 mM (58 mg/L) PNC avec 3,6 mL de biologie moléculaire, l’eau de qualité dans un flacon de verre de 20 mL et remuez à 500 tr/min.</li>
	<li>Ajouter 24 µL 1, 1'-dioctadecyl-3, 3, 3', 3'-tétraméthylindocarbocyanine solution de colorant perchlorate (DiI, 2,5 mg/mL ; diluées dans le DMSO) dans 176 µL de DMSO (diméthyl sulfoxyde) de faire la solution de colorant DiI.</li>
	<li>Ajouter le colorant DiI goutte à la solution de la PNC, en remuant à 1 000 tr/min pendant 1 min à température ambiante.</li>
	<li>Transférer ce mélange qui en résulte dans un filtre de 15 mL 10 kDa et de remplir le tube vers le haut avec l’eau de qualité biologie moléculaire pour réaliser la dilution au totale 15 mL.</li>
	<li>Purifier le DiI étiqueté solution PNC (DiI-PNC) de DMSO et n’importe quel colorant de DiI libre possible par une centrifugation de benchtop avec le filtre de kDa 15 mL 10 à 3 900 x g pendant 5 min.<ol>
<li>Répétez l’étape 3.5 au moins cinq fois.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Les solutions de DiI-PNC finales filtrer sur un filtre de seringue de taille de pore nm 20.</li>
	<li>Mesurer l’absorbance de final DiI-PNC par spectrophotométrie UV-visible et calculer sa concentration selon la Loi de Beer-Lambert (Figure 2). Pour plus de détails, voir étape 2.13.</li>
	<li>Conserver au réfrigérateur à 4 ° C pour une utilisation ultérieure.</li>
</ol>4. infiltration d’usine de feuilles avec des PNC
<ol><li>Ajouter 0,1 mL d’infiltration tampon (100 mM TES, 100 mM MgCl2, pH 7.5, ajusté par HCl) dans 0,9 mL de solution PNC ou DiI-PNC de 0,5 mM et vortex il. Utilisez une solution de tampon de l’infiltration de TES 10 mM comme témoin négatif.</li>
	<li>Transférer 0,2 mL de la solution d’infiltration PNC ou DiI-PNC à une seringue sans aiguille stérile de 1 mL. Robinet pour enlever les bulles d’air possible.</li>
	<li>Récupérer l’usine de la chambre de croissance juste avant infiltration avec des nanoparticules pour éviter la fermeture des stomates possible en conditions de luminosité ambiante.</li>
	<li>Avant infiltration, mesurer la teneur en chlorophylle des feuilles d’a. thaliana avec une taille similaire à l’aide d’un compteur de chlorophylle. Mesurer chaque feuille avec trois répétitions (chaque réplicat composé d’au moins trois mesures)14. Choisissez que l' Arabidopsis quitte avec la teneur en chlorophylle similaire pour l’expérience de l’infiltration.</li>
	<li>Infiltrez les feuilles lentement avec la solution récemment préparée de PNC ou DiI-PNC en appuyant doucement sur l’embout de la seringue sans aiguille contre la partie inférieure du limbe foliaire (côté abaxial) et appuyer sur le poussoir (Figure 3A).</li>
	<li>Doucement essuyer l’excédent de solution qui reste sur la surface du limbe de la feuille (Figure 3B) à l’aide d’un essuie-glace de tâche délicate (Figure 3C) et l’étiquette de la plante. Utiliser nouvelle tâche délicate lingettes pour chaque groupe de feuilles.</li>
	<li>Gardez les infiltrés a. thaliana plantes sur le banc pour adaptation de feuilles et d’incubation avec le PNC ou DiI-PNC pendant 3 h. NOTE : Infiltrés a. thaliana plantes sont alors prêts pour une utilisation ultérieure (Figure 3D).</li>
</ol>5. préparation des échantillons de feuilles pour la microscopie confocale
<ol><li>Rouler une quantité de la grosseur d’un pois de l’observation de gel à un rayon de 1 cm (Figure 4A) et puis l’étaler jusqu'à ce qu’il est de 1 mm d’épaisseur sur une lame de verre (Figure 4B).</li>
	<li>Utiliser un perce-bouchon (diamètre 0,3 cm) découper une section circulaire au centre du gel d’observation sur la lame de verre (Figure 4C).</li>
	<li>Remplissez la coupe bien entièrement avec perfluorodecalin (VFI) pour plus profonde et mieux confocale résolution d’imagerie dans les tissus foliaires.</li>
	<li>Utiliser un perce-bouchon (diamètre 0,2 cm) pour recueillir des disques foliaires de la DiI-PNC adaptée infiltré chez a. thaliana plantes (Figure 4D).</li>
	<li>Monter le disque de feuille dans le PFD rempli bien ; relever le côté (abaxial) infiltré de la feuille.</li>
	<li>Mettre une lamelle carrée sur le dessus le disque de feuille et appuyez doucement sur la lamelle couvre-objet diapositive uniformément à sceller avec le puits du gel d’observation et d’assurer qu'aucune bulle d’air ne reste piégés (Figure 4E).</li>
</ol>6. l’imagerie DiI-PNC dans les tissus foliaires par microscopie confocale
<ol><li>Utilisez un objectif de 40 X à un microscope confocal à balayage laser inversé.</li>
	<li>Déposer deux à trois gouttes de ddH2O sur le dessus de l’objectif X 40.</li>
	<li>Placez la diapositive d’échantillon foliaire de DiI-PNC infiltré préparée sur le dessus de l’inversé 40 X objectif grand-angulaire.<ol>
<li>Assurez-vous que le côté de la lamelle couvre-objet, mais pas le verre glisser contact directement avec les ddH2O sur la lentille.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Trouver une région d’intérêt dans l’échantillon au microscope avec lumière laser ou champ lumineux.</li>
	<li>Lancez le logiciel de microscope et allumer le laser Argon (fixé à 20 %).</li>
	<li>Définissez le sténopé pour recueillir une optique tranche inférieure à 2 µm et une moyenne de ligne de 4.</li>
	<li>L’image de l’échantillon avec les paramètres de microscope confocal : excitation de laser 514 nm (30 %) ; Épaisseur de coupe Z-pile : 2 µm ; PMT1 : 550-615 nm (pour l’imagerie DiI-PNC) ; PMT2 : 700 à 800 nm (pour l’imagerie des chloroplastes).</li>
	<li>Prendre des images confocales représentatifs d’échantillons de feuilles de différentes personnes, un minimum de trois réplicats biologiques.</li>
</ol>7. l’imagerie PNC en vivo ROS lessivage par microscopie confocale
<ol><li>Préparer 25 µM 2', 7'-dichlorodihydrofluorescein diacétate (H2DCFDA, un colorant pour indiquer un ROS générales) et 10 µM dihydroethidium (DHE, un colorant pour indiquer l’anion superoxyde) colorants dans le tampon de l’infiltration de TES (pH 7.5) dans des tubes de microcentrifuge de 1,5 mL, séparément.</li>
	<li>Utiliser un perce-bouchon (diamètre 0,2 cm) pour recueillir les feuilles disques de la PNC adaptée se sont infiltrés dans les plantes Arabidopsis .<ol>
<li>Le bout pointu de la pince permet d’effectuer trois ou quatre trous dans les disques foliaires pour accélérer le processus de chargement de colorant.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Transfert la feuille disques à tubes de microcentrifuge avec H2DCFDA et DHE séparément et incuber pendant 30 minutes dans l’obscurité.</li>
	<li>Après incubation, rincer la feuille disques avec FD2O trois fois et Mont dans le verre glisser avec observation de gel (voir protocole Section 5).</li>
	<li>Mettre la lame sur la microscopie confocale et mise au point manuelle à une zone de cellules du mésophylle foliaire. Voir protocole Section 6 pour plus de détails.</li>
	<li>Exposer les disques foliaires pour les UV-A (405 nm) laser pendant 3 min générer les ROS et enregistrer le changement d’intensité de signal ROS en série chronologique (« xyt ») par disque de feuille.</li>
	<li>Image du disque de feuille avec des paramètres de microscope confocal : 40 X eau objectif ; excitation de laser 496 nm ; PMT1 : 500-600 nm (pour détection colorant DHE et DCFDA) ; PMT2 : 700 à 800 nm (pour la détection des chloroplastes). Utiliser une plante infiltrée avec seulement la solution tampon infiltration comme contrôle négatif.</li>
</ol>8. PNC nettoyage de H2O2in vitro
<ol><li>Exercer l’activité mimétique de CAT (catalase) du synthétisées PNC in vitro en suivant les méthodes précédentes publications3,8,15
</li>
	<li>Ajouter 45,4 µL d’infiltration de x TES 1 tampon (10 mM TES, 10 mM MgCl2, pH 7.5, ajusté par HCl), PNC (60 nM, 3 µL) et H2O2 (2 µM, 1 µL) dans un puits (puits plaque de fond rond blanc 96) et le mélanger doucement en pipettant également.</li>
	<li>Ajouter 10-acétyl-3, 7-dihydroxyphenoxazine (travail concentration 100 µM, 0,5 µL) et la peroxydase de raifort (HRP ; travail concentration 0,2 U/mL, 0,1 µL) dans le puits, doucement mélangez-le en pipettant également et il incuber pendant 30 min. 10-acétyl-3, 7-dihydroxyphenoxazine réagit avec H2O2 et est convertie en résorufine en présence de la HRP.<ol>
<li>Enrouler la plaque avec du papier aluminium pour éviter la lumière durant l’incubation.</li>
		<li>Préparer un contrôle négatif en utilisant le tampon de réaction ou de l’eau en remplacement de H2O2.</li>
		<li>À l’exception de la solution mère, préparer toutes les autres solutions à température ambiante.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après l’incubation, avec un lecteur de plaque, surveiller l’absorbance à 560 nm à utiliser résorufine pour indiquer le niveau de H2O2. Régime de l’heure définie à 0, 2, 5, 10, 20 et 30 min.</li>
</ol>

<ol><li>Xu, C., Qu, X. <a target="_blank" href="https://www.nature.com/articles/am201388">Cerium oxide nanoparticle: A remarkably versatile rare earth nanomaterial for biological applications.</a> NPG Asia Materials. 6 (3), 90-116 (2014).</li>
<li>Nelson, B., Johnson, M., Walker, M., Riley, K., Sims, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antioxidant+cerium+oxide+nanoparticles+in+biology+and+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Antioxidants%22%5BJournal%5D)">Antioxidant cerium oxide nanoparticles in biology and medicine.</a> Antioxidants. 5 (2), 15(2016).</li>
<li>Gupta, A., Das, S., Neal, C. J., Seal, S. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2016/tb/c6tb00396f#!divAbstract">Controlling the surface chemistry of cerium oxide nanoparticles for biological applications.</a> Journal of Materials Chemistry B. 4 (19), 3195-3202 (2016).</li>
<li>Walkey, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catalytic+properties+and+biomedical+applications+of+cerium+oxide+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Sci.%3A+Nano%22%5BJournal%5D)">Catalytic properties and biomedical applications of cerium oxide nanoparticles.</a> Environ. Sci.: Nano. 2 (1), 33-53 (2015).</li>
<li>Pulido-Reyes, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Untangling+the+biological+effects+of+cerium+oxide+nanoparticles%3A+the+role+of+surface+valence+states%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+reports%22%5BJournal%5D)">Untangling the biological effects of cerium oxide nanoparticles: the role of surface valence states.</a> Scientific reports. 5, 15613(2015).</li>
<li>Dutta, P., et al. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/cm061580n">Concentration of Ce3+ and oxygen vacancies in cerium oxide nanoparticles.</a> Chemistry of Materials. 18 (21), 5144-5146 (2006).</li>
<li>Boghossian, A. A., et al. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/259679554_Application_of_Nanoparticle_Antioxidants_to_Enable_Hyperstable_Chloroplasts_for_Solar_Energy_Harvesting">Application of nanoparticle antioxidants to enable hyperstable chloroplasts for solar energy harvesting.</a> Advanced Energy Materials. 3, 881-893 (2013).</li>
<li>Wu, H., Tito, N., Giraldo, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anionic+cerium+oxide+nanoparticles+protect+plant+photosynthesis+from+abiotic+stress+by+scavenging+reactive+oxygen+species%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Nano%22%5BJournal%5D)">Anionic cerium oxide nanoparticles protect plant photosynthesis from abiotic stress by scavenging reactive oxygen species.</a> ACS Nano. 11 (11), 11283-11297 (2017).</li>
<li>Giraldo, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+nanobionics+approach+to+augment+photosynthesis+and+biochemical+sensing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Materials%22%5BJournal%5D)">Plant nanobionics approach to augment photosynthesis and biochemical sensing.</a> Nature Materials. 13 (4), 400-408 (2014).</li>
<li>Demidchik, V. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0098847214001750">Mechanisms of oxidative stress in plants: From classical chemistry to cell biology.</a> Environmental and Experimental Botany. 109, 212-228 (2015).</li>
<li>Rico, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerium+oxide+nanoparticles+impact+yield+and+modify+nutritional+parameters+in+wheat+%28Triticum+aestivum+L.%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Agricultural+and+Food+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Cerium oxide nanoparticles impact yield and modify nutritional parameters in wheat (Triticum aestivum L.).</a> Journal of Agricultural and Food Chemistry. 62 (40), 9669-9675 (2014).</li>
<li>Rossi, L., Zhang, W., Lombardini, L., Ma, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+cerium+oxide+nanoparticles+on+the+salt+stress+responses+of+Brassica+napus+L%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Pollution%22%5BJournal%5D)">The impact of cerium oxide nanoparticles on the salt stress responses of Brassica napus L.</a> Environmental Pollution. 219, 28-36 (2016).</li>
<li>Xu, J., Duan, X., Yang, J., Beeching, J. R., Zhang, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+reactive+oxygen+species+scavenging+by+overproduction+of+superoxide+dismutase+and+catalase+delays+postharvest+physiological+deterioration+of+cassava+storage+roots%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">Enhanced reactive oxygen species scavenging by overproduction of superoxide dismutase and catalase delays postharvest physiological deterioration of cassava storage roots.</a> Plant Physiology. 161 (3), 1517-1528 (2013).</li>
<li>Wu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developing+and+validating+a+high-throughput+assay+for+salinity+tissue+tolerance+in+wheat+and+barley%5BTitle%5D)+AND+%22Planta%22%5BJournal%5D)">Developing and validating a high-throughput assay for salinity tissue tolerance in wheat and barley.</a> Planta. , (2015).</li>
<li>Pirmohamed, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoceria+exhibit+redox+state-dependent+catalase+mimetic+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+communications%22%5BJournal%5D)">Nanoceria exhibit redox state-dependent catalase mimetic activity.</a> Chemical communications. 46 (16), Cambridge, England. 2736-2738 (2010).</li>
<li>Asati, A., Santra, S., Kaittanis, C., Perez, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surface-charge-dependent+cell+localization+and+cytotoxicity+of+cerium+oxide+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+nano%22%5BJournal%5D)">Surface-charge-dependent cell localization and cytotoxicity of cerium oxide nanoparticles.</a> ACS nano. 4, 5321-5331 (2010).</li>
<li>Li, J., Wu, H., Santana, I., Fahlgren, M., Giraldo, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standoff+optical+glucose+sensing+in+photosynthetic+organisms+by+a+quantum+dot+fluorescent+probe%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Applied+Materials+%26+Interfaces%22%5BJournal%5D)">Standoff optical glucose sensing in photosynthetic organisms by a quantum dot fluorescent probe.</a> ACS Applied Materials & Interfaces. , (2018).</li>
<li>Wu, H., Shabala, L., Shabala, S., Giraldo, J. P. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2018/en/c8en00323h#!divAbstract">Hydroxyl radical scavenging by cerium oxide nanoparticles improves Arabidopsis salinity tolerance by enhancing leaf mesophyll potassium retention.</a> Environmental Science: Nano. 5 (7), 1567-1583 (2018).</li>
<li>Merad-Boudia, M., Nicole, A., Santiard-Baron, D., Saillé, C., Ceballos-Picot, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mitochondrial+impairment+as+an+early+event+in+the+process+of+apoptosis+induced+by+glutathione+depletion+in+neuronal+cells%3A+Relevance+to+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Mitochondrial impairment as an early event in the process of apoptosis induced by glutathione depletion in neuronal cells: Relevance to Parkinson's disease.</a> Biochemical Pharmacology. 56 (5), 645-655 (1998).</li>
<li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+and+characterization+of+the+product+of+hydroethidine+and+intracellular+superoxide+by+HPLC+and+limitations+of+fluorescence%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Detection and characterization of the product of hydroethidine and intracellular superoxide by HPLC and limitations of fluorescence.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 102 (16), 5727-5732 (2005).</li>
<li>Sun, C., Li, H., Chen, L. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2012/ee/c2ee22310d#!divAbstract">Nanostructured ceria-based materials: synthesis, properties, and applications.</a> Energy & Environmental Science. 5 (9), 8475(2012).</li>
<li>Hirano, M., Inagaki, M. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2000/jm/a907510k/unauth#!divAbstract">Preparation of monodispersed cerium(iv) oxide particles by thermal hydrolysis: influence of the presence of urea and Gd doping on their morphology and growth.</a> Journal of Materials Chemistry. 10 (2), 473-477 (2000).</li>
<li>Xi, D. M., Liu, W. S., Yang, G. D., Wu, C. A., Zheng, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seed-specific+overexpression+of+antioxidant+genes+in+Arabidopsis+enhances+oxidative+stress+tolerance+during+germination+and+early+seedling+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Biotechnology+Journal%22%5BJournal%5D)">Seed-specific overexpression of antioxidant genes in Arabidopsis enhances oxidative stress tolerance during germination and early seedling growth.</a> Plant Biotechnology Journal. 8 (7), 796-806 (2010).</li>
<li>Wu, H., Santana, I., Dansie, J., Vivo Giraldo, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+delivery+of+nanoparticles+into+plant+leaves%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Chemical+Biology%22%5BJournal%5D)">In Vivo delivery of nanoparticles into plant leaves.</a> Current Protocols in Chemical Biology. 9 (4), 269-284 (2017).</li>
<li>Fukushima, K., Hasebe, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaxial-abaxial+polarity%3A+The+developmental+basis+of+leaf+shape+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Adaxial-abaxial polarity: The developmental basis of leaf shape diversity.</a> Genesis. 52 (1), 1-18 (2014).</li>
<li>Monda, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+stomatal+conductance+by+a+spontaneous+Arabidopsis+tetraploid%2C+Me-o%2C+results+from+increased+stomatal+size+and+greater+stomatal+aperture%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+physiology%22%5BJournal%5D)">Enhanced stomatal conductance by a spontaneous Arabidopsis tetraploid, Me-o, results from increased stomatal size and greater stomatal aperture.</a> Plant physiology. 170 (3), 1435-1444 (2016).</li>
<li>Petrov, V., Hille, J., Mueller-Roeber, B., Gechev, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ROS-mediated+abiotic+stress-induced+programmed+cell+death+in+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Plant+Science%22%5BJournal%5D)">ROS-mediated abiotic stress-induced programmed cell death in plants.</a> Frontiers in Plant Science. 6, 1-16 (2015).</li>
<li>Chaves, M. M., Flexas, J., Pinheiro, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photosynthesis+under+drought+and+salt+stress%3A+regulation+mechanisms+from+whole+plant+to+cell%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Botany%22%5BJournal%5D)">Photosynthesis under drought and salt stress: regulation mechanisms from whole plant to cell.</a> Annals of Botany. 103 (4), 551-560 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans ce protocole, nous décrivons les PNC synthèse, caractérisation, étiquetage de colorant fluorescent et imagerie confocale des nanoparticules dans les cellules du mésophylle plante à exposer leur en vivo ROS activité anti-radicalaire. PNC sont synthétisés à partir d’un mélange de nitrate de cérium et AAP solution hydroxyde d’ammonium. PNC sont caractérisés par la spectrophotomery de l’absorption et la concentration déterminée à l’aide de la Loi de Beer-Lambert. Mesures de potentiel zêta a confirmé la surface ...

Nanoparticules d’oxyde de cérium (nanoceria) sont largement utilisés dans les organismes vivants, de la recherche fondamentale à la bio-ingénierie, en raison de leurs espèces distinctes catalytique réactives de l’oxygène (ROS) nettoyage capacité1,2,3. Nanoceria ai ROS nettoyage capacités en raison d’un grand nombre de places de surface d’oxygène qui alternent entre deux oxydation États (Ce3 + et Ce4 +) 4,5,6. Ce3 + ballants obligations piéger efficacement ROS, tandis que les souches de réseau à l’échelle nanométrique favoriser la régénération de ces sites de défaut via redox réactions7de cyclisme. Nanoceria ont également été récemment utilisé pour l’étude et ingénierie végétale fonction8,9. Plantes sous stress abiotique expérience accumulation de ROS, causant des dommages oxydatifs à lipides, protéines et ADN10. Chez les plantes Arabidopsis , nanoceria nettoyage catalytique des ROS dans vivo mène à la photosynthèse végétale améliorée sous forte luminosité, chaleur et froid souligne8. L’application nanoceria dans le sol aussi augmentations shoot de rendement biomasse et grain de blé (Triticum aestivum)11; des plants de canola (Brassica napus) traités par nanoceria ont une plus grande biomasse de plantes sous stress salin,12.
Nanoceria offrent des bioingénieurs et planter des biologistes un outil basés sur la nanotechnologie afin de comprendre les réactions au stress abiotique et améliorer la tolérance au stress abiotique plante. En vivo ROS nettoyage capacités de Nanoceria est indépendants des espèces de plantes, et la livraison facile dans les tissus de la plante a le potentiel pour permettre à une application générale en dehors des organismes modèles. Contrairement aux autres méthodes génétiquement, nanoceria ne nécessitent pas de générer les lignes de la plante avec la surexpression des enzymes antioxydantes supérieures br nettoyage capacité13. Infiltration de limbe foliaire de nanoceria aux plantes est une approche pratique pour la recherche en laboratoire.
L’objectif général du présent protocole est de décrire 1) la synthèse et la caractérisation de poly chargée négativement (acrylique) acide nanoceria (PNC), 2) la livraison et la suivi des PNC dans les cellules de la feuille et 3) le contrôle de PNC-activé ROS nettoyage en vivo. Dans ce protocole, poly chargée négativement (acrylique) acide nanoceria (PNC) sont synthétisés et caractérisés par leur spectre d’absorption, diamètre hydrodynamique et potentiel zêta. Nous décrivons une méthode d’infiltration lamina feuille simple pour livrer des PNC en usine de tissus foliaires. En vivo imagerie des nanoparticules de distribution dans les cellules du mésophylle, un colorant fluorescent (DiI) a été utilisé pour étiqueter les PNC (DiI-PNC) et observer les nanoparticules par microscopie confocal fluorescence. Enfin, nous expliquons comment surveiller en vivo PNC ROS fouillant dans la microscopie confocale.

<table><tbody><tr><td>Nitrate de cérium (III) hexahydraté</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>238538-100G</td><td></td></tr><tr><td>Eau de qualité biologie moléculaire, Corning</td><td>VWR</td><td>45001-044&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 50 mL Tubes de centrifugation coniques</td><td>VWR</td><td>14-959-49A</td><td></td></tr><tr><td>Poly (acide acrylique) 1 800 Mw</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>323667-100G</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Mélangeur Vortex Numérique</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-215-370</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Mélangeur Vortex Numérique Accessoire, Dispositif de retenue d’insert</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-215-391</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Digital Vortex Mixer Accessoires : Kit d’inserts en mousse</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-215-395</td><td></td></tr><tr><td>Solution d’hydroxyde d’ammonium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>05002-1L</td><td></td></tr><tr><td>Béchers PYREX Griffin, Gradués, Corning</td><td>VWR</td><td>13912-149&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>RCT basic</td><td>IKA</td><td>3810001</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Microcentrifugeuse 5424</td><td>VWR</td><td>80094-126</td><td></td></tr><tr><td>Unités de filtre centrifuge Amicon Ultra-15</td><td>Millipore-Sigma</td><td>UFC901024</td><td></td></tr><tr><td>Allegra X-30 Series Centrifugeuse de paillasse</td><td>Beckman Coulter</td><td>B06314</td><td></td></tr><tr><td>UV-2600 Sptecrophotometer</td><td>Shimadzu</td><td>UV-2600 120V</td><td></td></tr><tr><td>Whatman Anotop 10 seringue</td><td>filtre Sigma-Aldrich</td><td>WHA68091102</td><td></td></tr><tr><td>BD Seringues jetables avec embouts Luer-Lok</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-829-45</td><td></td></tr><tr><td>Zetasizer Nano S</td><td>Malvern Panalytical</td><td>Zen 1600</td><td></td></tr><tr><td>1,1&prime ;-Dioctadecyl-3,3,3&prime ;,3&prime ;-perchlorate de tétraméthylindocarbocyanine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>42364-100MG</td><td></td></tr><tr><td>Diméthylsulfoxyde de sulfoxyde, ACS</td><td>VWR</td><td>BDH1115-1LP</td><td></td></tr><tr><td>Sunshine Mix #1 LC1</td><td>Green Island Distributors, Inc</td><td>5212601.CFL080P</td><td></td></tr><tr><td>Adaptis 1000</td><td>Conviron</td><td>A1000</td><td></td></tr><tr><td>TES, >99 % (titrage</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T1375-100G</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8266-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Seringue Air-Tite Norm-Ject entièrement en plastique</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-817-25</td><td></td></tr><tr><td>Kimberly-Clark Professional Kimtech Science Kimwipes Delicate Task Wipers</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666A</td><td></td></tr><tr><td>Carolina Observation Gel</td><td>Carolina</td><td>132700</td><td></td></tr><tr><td>Lames de microscope Corning, givrées d’un côté, d’une extrémité</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS294875X25-72EA</td><td></td></tr><tr><td>Cork Borer Sets avec poignées</td><td>Fisher Scientific</td><td>S50166A</td><td></td></tr><tr><td>Perfluorodécaline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9900-25G</td><td></td></tr><tr><td>Micro Cover Glasses, carré, n° 1</td><td>VWR</td><td>48366-045</td><td></td></tr><tr><td>Leica Laser Scanning Confocal Microscope TCS SP5</td><td>Leica Microsystems</td><td>TCS SP5</td><td></td></tr><tr><td>2&prime ;,7&prime ;-Diacétate de dichlorofluorescine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6883-250MG</td><td></td></tr><tr><td>Dihydroethidium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D7008-10MG</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Premium Microcentrifugeuse Tubes : 1,5 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-408-129</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Uvette cuvettes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z605050-80EA</td><td></td></tr><tr><td>Compteur de chlorophylle.</td><td>Konica Minolta</td><td>SPAD-502</td><td></td></tr></tbody></table>

nettoyage catalytique de plante oxygénées espèces in vivo par des nanoparticules d’oxyde de cérium anioniques

Catalytic Scavenging of Plant Reactive Oxygen Species In Vivo by Anionic Cerium Oxide Nanoparticles

Accumulation de réactives de l’oxygène (DRO) est une caractéristique de la réponse des plantes aux stress abiotiques. ROS jouer un double rôle chez les plantes en agissant comme des molécules à de faibles niveaux de signalisation et d’endommager les molécules à des niveaux élevés. Accumulation de ROS dans les plantes stressées peut endommager les métabolites, enzymes, les lipides et l’ADN, provoquant une diminution de la croissance des plantes et des rendements. La capacité des nanoparticules d’oxyde de cérium (nanoceria) pour piéger catalytiquement ROS en vivo fournit un outil unique pour comprendre et la tolérance au stress abiotique bioingénieur plante. Nous présentons ici un protocole pour synthétiser et caractériser les nanoceria enduit acide poly (acrylique) (PNC), interface des nanoparticules avec plantes par infiltration du limbe foliaire et surveiller leur distribution et ROS nettoyage in vivo à l’aide de confocal microscopie. Cours outils moléculaires pour manipuler les accumulation de ROS dans les plantes se limitent aux espèces modèles et nécessitent des méthodes de transformation laborieuse. Ce protocole pour in vivo ROS nettoyage a le potentiel pour être appliquée aux plantes de type sauvage avec des feuilles larges et structure de la feuille comme thaliana d’Arabidopsis.

Caractérisation et synthèse PNC . PNC ont été synthétisés, purifié et caractérisé suivant la méthode décrite dans la Section 2 du protocole. Figure 1 A montre la coloration des solutions de nitrate de cérium, AAP, le mélange de nitrate de cérium et AAP et PNC. Un changement de couleur du blanc au jaune clair est vu après que PNC est synthétisé. Après purification avec un filtre de 10 kDa, PNC ont ...

Nous présentons ici un protocole pour la synthèse et la caractérisation des nanoparticules d’oxyde de cérium (nanoceria) BR (espèces réactives de l’oxygène) nettoyage en vivo, nanoceria d’imagerie dans les tissus végétaux par microscopie confocale et in vivo surveillance de nanoceria ROS lessivage par microscopie confocale.

Nettoyage catalytique de plante oxygénées espèces In Vivo par des nanoparticules d’oxyde de cérium anioniques

Reactive oxygen species (ROS) accumulation is a hallmark of plant abiotic stress response. ROS play&#160;a dual role in plants by acting as signaling ...

La capacité des nanoparticules d’oxyde de cérium à piéger catalytiquement les espèces réactives de l’oxygène in vivo fournit un outil unique pour comprendre et concevoir les mécanismes de signalisation des plantes et de tolérance au stress. Les espèces réactives de l’oxygène jouent un rôle clé dans les plantes en agissant comme des molécules de signal à des niveaux faibles et des molécules dommageables à des niveaux élevés. Le principal avantage de cette technique est qu’elle peut être appliquée à diverses espèces de plantes sauvages avec de larges feuilles et une structure foliaire, comme Arabidopsis thaliana.Après avoir cultivé les plantes d’Arabidopsis thaliana, pesez 1,08 gramme de nitrate de cérium et dissolvez-le dans 2,5 millilitres d’eau de qualité biologique dans un tube conique de 50 millilitres. Pesez 4,5 grammes de polyacide et dissolvez-le dans cinq millilitres d’eau de qualité biologique dans un tube conique différent de 50 millilitres. Combinez ces deux solutions, puis utilisez un mélangeur à vortex numérique pour les mélanger soigneusement à 2 000 tr/min pendant 15 minutes.Dans une hotte, transférez 15 millilitres d’une solution d’hydroxyde d’ammonium de 7,2 molaires dans un bécher en verre de 50 millilitres. Commencez à remuer à 500 tr/min et à température ambiante. Ajouter le nitrate de cérium et le mélange polyacide goutte à goutte.Couvrez le bécher avec une feuille de papier pour éviter une perte substantielle de la solution et laissez-le remuer pendant 24 heures. Après cela, transférez la solution obtenue dans un tube conique de 50 millilitres. Centrifuger à 3 900 fois g pendant une heure pour éliminer les débris ou les gros agglomérats.Ensuite, transférez le surnageant dans trois filtres de 50 millilitres et 10 kilodaltons. Remplissez le reste de chaque filtre avec de l’eau de qualité moléculaire, ce qui donne une dilution totale de 45 millilitres. Centrifuger à 3 900 fois g pendant 15 minutes.Répétez ce processus au moins six fois. À l’aide d’un spectrophotomètre UV-vis, mesurez l’absorbance de chaque éluant de 220 nanomètres à 700 nanomètres pour vous assurer qu’aucun polymère libre ou autre réactif n’est présent dans la solution PNC finale. À l’aide d’une seringue de cinq millilitres, prélever la solution de CNP recueillie.Ensuite, filtrez la solution contre un filtre à seringue de 20 nanomètres et recueillez la solution filtrée dans un tube conique de 50 millilitres. Transférez une solution finale de PNC diluée dans une cuvette en plastique et mesurez son absorbance de 220 nanomètres à 700 nanomètres. À l’aide d’un granulomètre, mesurez le diamètre hydrodynamique du PNC synthétisé, puis conservez la solution finale de PNC dans un réfrigérateur à quatre degrés Celsius jusqu’au moment de l’utiliser.Après avoir étiqueté le PNC avec un colorant fluorescent DiI, transférez 0,9 millilitre d’une solution contenant 0,5 millimolaire de la solution PNC ou de la solution DiI-PNC dans un tube. Ajouter 0,1 millilitre de tampon d’infiltration et mélanger par vortex. Préparez un tampon d’infiltration TES de 10 millimolaires comme témoin négatif.Ensuite, transférez 0,2 millilitre du mélange d’échantillon et de tampon dans une seringue stérile sans aiguille d’un millilitre. Tapotez pour éliminer toutes les bulles d’air possibles. Juste avant l’infiltration, récupérez la plante de la chambre de croissance.À l’aide d’un compteur de chlorophylle, mesurez la teneur en chlorophylle des feuilles d’A. thaliana. Mesurez chaque feuille à l’aide de trois répétitions, comme indiqué dans le protocole de texte. Choisissez des feuilles avec une teneur similaire en chlorophylle.Appuyez doucement l’extrémité de la seringue sans aiguille contre le bas du limbe de la feuille et appuyez sur le piston pour infiltrer les feuilles. À l’aide d’un essuie-glace délicat, essuyez doucement tout excès de solution qui reste à la surface du limbe de la feuille, puis étiquetez la plante. Gardez les plantes infiltrées sur le banc pour incuber pendant trois heures.Tout d’abord, placez une quantité de gel d’observation de la taille d’un pois sur une lame de verre, roulez le gel et étalez-le jusqu’à ce qu’il ait environ deux centimètres de diamètre et un millimètre d’épaisseur. À l’aide d’un foreur de liège d’un diamètre de 0,3 centimètre, découpez une section circulaire au centre du gel pour créer un puits. Remplissez complètement le puits avec un PFD, ce qui fournira une résolution d’imagerie confocale plus profonde et meilleure.Ensuite, utilisez un foreur de liège d’un diamètre de 0,2 centimètre pour collecter les disques de feuilles des plantes A.thaliana précédemment infiltrées. Montez chaque disque foliaire dans un puits rempli de VFI avec le côté infiltré vers le haut. Après cela, placez une lamelle carrée sur le disque de feuille.Appuyez doucement et uniformément sur la lamelle pour la fermer avec le puits de gel d’observation et assurez-vous qu’aucune bulle d’air ne reste piégée. Pour commencer, préparez 25 micromolaires de colorant H2DCFDA et 10 micromolaires de colorant DHE dans un tampon d’infiltration TES dans des tubes de microcentrifugation séparés de 1,5 millilitre. À l’aide d’un foreur de liège d’un diamètre de 0,2 centimètre, prélevez des disques de feuilles des plantes A.thaliana adaptées infiltrées par le PNC.À l’aide de la pointe pointue d’une pince, faites trois à quatre trous sur chaque disque de feuille afin d’accélérer le processus de chargement du colorant. Ensuite, chargez une quantité égale de disques de feuilles dans chaque tube de colorant. Incuber dans l’obscurité pendant 30 minutes.Après cela, rincez trois fois les disques de feuilles avec de l’eau bi-distillée. Utilisez du gel d’observation pour fixer chaque feuille sur une lame de verre, comme décrit précédemment. Chargez la lame sur un microscope confocal et faites la mise au point manuellement sur une région de cellules mésophyles foliaires comme indiqué dans le protocole de texte, puis exposez les disques foliaires à un laser UVA à 405 nanomètres pendant trois minutes pour générer des ROS.Enregistrez le changement d’intensité du signal ROS en séries chronologiques par disque feuille. Imagez le disque foliaire à l’aide d’un objectif à eau 40X et des paramètres du microscope confocal illustrés ici. Utilisez une plante infiltrée avec uniquement une solution tampon d’infiltration comme témoin négatif.Après purification, le PNC synthétisé est caractérisé à l’aide d’un spectrophotomètre UV-vis et présente un pic d’absorbance à 271 nanomètres. Le processus de purification est confirmé par la mesure de l’éluant final. Les échantillons de PNC sont ensuite marqués avec un colorant DiI fluorescent pour déterminer la distribution des nanoparticules in vivo.Trois pics sont observés pour le PNC marqué au DiI, tandis qu’une mesure de l’éluant final confirme que les produits chimiques n’ayant pas réagi sont éliminés lors de la purification. La distribution du DiI-PNC dans les cellules du mésophyle foliaire est déterminée par imagerie confocale. Bien qu’aucun signal de colorant DiI n’ait été détecté dans les échantillons témoins, le DiI-PNC est observé co-localisé avec les chloroplastes dans les feuilles infiltrées.Le piégeage in vivo des ROS rendu possible par la PNC est surveillé dans le disque foliaire en mesurant les changements d’intensité de fluorescence dans les colorants DHE et DCF. Après trois minutes de stress UV, les feuilles infiltrées par le PNC montrent une intensité nettement inférieure pour les deux types de colorants par rapport au contrôle tampon sans nanoparticules. Un test d’activité mimétique CAT révèle une diminution du taux de résorupine dans le mélange contenant du PNC.Ce niveau est indicatif du niveau de peroxyde d’hydrogène, qui est donc également en baisse, et confirme l’activité mimétique CAT du PNC synthétisé. Ce protocole de synthèse de nanocéries est une procédure simple, par étapes, qui génère des nanoparticules d’oxyde de cérium avec une taille, une charge et des capacités de piégeage des ROS contrôlées. Les méthodes de modification génétique des plantes pour la manipulation des ROS in vivo sont actuellement limitées aux espèces modèles de plantes.En revanche, le piégeage des ROS nanoceria a le potentiel d’être appliqué à diverses espèces de plantes de type sauvage, tant en laboratoire que sur le terrain.

catalytic-scavenging-plant-reactive-oxygen-species-vivo-anionic

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Résonance paramagnétique électronique (RPE) a été utilisé pour détecter l'oxyde nitrique à partir de cellules endothéliales aortiques bovines et de l'anion superoxyde radical de neutrophiles humains en utilisant le fer (II)-N-méthyl-D-glucamine dithiocarbamate, Fe...

Détection de l&#39;oxyde nitrique et de l&#39;anion superoxyde radical par spectroscopie de résonance paramagnétique électronique à partir de cellules en utilisant des pièges de spin

Spin-trapping spectroscopie RPE a été utilisée pour étudier l'effet des antioxydants végétaux lycopène, Pycnogenol et l'extrait de pépin de raisin sur le piégeage en phase gazeuse des radicaux libres dans la fumée de cigarette.

Un protocole pour la détection et de nettoyage en phase gazeuse des radicaux libres dans la fumée de cigarette Mainstream

l’eau de saignement de production (PBW) a été traitée avec des nanoparticules d’oxyde cuivrique (CuO-NPs) et la toxicité cellulaire a été évaluée dans des cellules humaines en culture. L’objectif de ce protocole était d’intégrer l’échantillon environnemental natif dans un format de culture cellulaire évaluant les changements de toxicité dus au traitement CuO-NP.

Suppression des éléments traces par Cupric nanoparticules d&#39;oxyde de Uranium<em&gt; In Situ</em&gt; Récupération de l&#39;eau de ressuage et son effet sur la viabilité cellulaire

Un protocole pour la croissance oxydative photochimique de petites nanoparticules cristallines d’oxyde d’iridium à la surface de CdSe@CdS nanoparticules de bâtonnets ensemencés est présenté.

Photochimique oxydant croissance de l&#39;oxyde d&#39;iridium nanoparticules sur CdSe @ CdS nanorods

Nous décrivons une non invasif en vivo imagerie protocole c’est facile et économique, utilisant L-012, un analogue de luminol chimiluminescence, de visualiser et de quantifier les espèces réactives de l’oxygène (ROS) générés dans un modèle murin excisionnelle enroulé.

In Vivo Imagerie des espèces réactives de l’oxygène dans un murin plaie modèle

Par spectroscopie de résonance paramagnétique (EPR) est une méthode non équivoque pour mesurer des radicaux libres. L’utilisation de sondes de spin sélectif permet une détection des radicaux libres dans les différents compartiments cellulaires. Nous présentons une méthode pratique et efficace pour collecter des échantillons biologiques qui facilitent le traitement, stockage et transfert des échantillons pour des mesures de l’EPR.

Utilisation de résonance paramagnétique électronique dans des échantillons biologiques à température ambiante et à 77 K

Protocatechuate 3,4-dioxygenase (PCD) peut enzymatiquement enlever l'oxygène diatomique libre d'un système aqueux utilisant son acide protocatechuic de substrat (PCA). Ce protocole décrit l'expression, la purification, et l'analyse d'activité de cette enzyme de récupération d'oxygène.

Expression et purification de nuclease-Free Oxygen Sccatechuate 3,4-Dioxygenase

De nouvelles voies pour la synthèse des hétérocycles contenant de l’azote utilisant la cercosporine comme photocatalyste sans métal ont été développées.

Cercosporin-Photocatalyzé [4+1]- et [4+2]-Annulations d’Azoalkenes dans des conditions douces

Ici, nous décrivons une méthode pour la détection en temps réel de la production d’espèces réactives apoplastiques de l’oxygène (ROS) dans les tissus de riz dans la réponse immunitaire déclenchée par un modèle moléculaire associé à des agents pathogènes. Cette méthode est simple, standardisée et génère des résultats hautement reproductibles dans des conditions contrôlées.

Détection en temps réel de la production d’espèces réactives de l’oxygène dans la réponse immunitaire dans le riz avec un test de chimiluminescence

Ce protocole décrit une nouvelle méthode pour quantifier les espèces réactives de l’oxygène (ROS) intracellulaires en utilisant le dihydroéthidium (DHE) comme sonde de colorant de fluorescence en utilisant une approche de criblage à haut débit. Le protocole décrit les méthodes d’évaluation quantitative des espèces réactives de l’oxygène (ROS) intracellulaires dans les trois lignées cellulaires différentes de carcinome hépatocellulaire.

Évaluation préalable à haut débit de la génération d’espèces réactives de l’oxygène (ROS) à l’aide d’un colorant de fluorescence à base de dihydroéthidium (DHE)

Découvrez la synthèse de nanoparticules d'oxyde de cérium pour éliminer les espèces réactives de l'oxygène in vivo chez Arabidopsis thaliana. Cette méthode permet d'étudier le stress oxydatif et la tolérance des plantes.

Nettoyage catalytique de plante oxygénées espèces In Vivo par des nanoparticules d’oxyde de cérium anioniques

Explorer plus de vidéos