Stimulation transcrânienne courant continu (CDV) chez la souris

La procédure Alvar Gaaud est d’appliquer la stimulation transcrânienne à courant direct chez la souris. Ceci a réalisé en générant de faibles courants intenses à partir d’un générateur de courant direct, et en l’envoyant directement à l’animal par des électrodes. tDCS a été étudié comme alternative thérapeutique non médicamenteuse pour les désordres psychiatriques principaux chez l’homme, tels que la dépression, la schizophrénie, la maladie d’Alzheimer, l’AHDH, et l’autisme.

De plus, tDCS est une technique unique en raison de son faible coût, de sa facilité d’utilisation et de son profil non invasif. Cependant, les effets biologiques du TDCS ne sont pas entièrement compris, et il n’y a aucun consensus concernant des paramètres de stimulation, tels que l’intensité, la durée, et la tuile actuelles des secteurs de cerveau. Par conséquent, l’utilisation d’ordres minimaux est essentielle pour une étude approfondie de ces mécanismes, ce qui permettra de mieux comprendre l’efficacité clinique du TDCS par l’acquisition et l’analyse de données cellulaires et moléculaires comportementales.

Il existe actuellement deux configurations d’électrodes pour tDCS, appelée stimulation anodale et cathodale. Dans la stimulation anodale, les courants sont livrés directement à la tête de l’animal, à travers le corps de l’animal, et dans la cathode placée sur le thorax de l’animal. Tandis que dans la stimulation cathodale le courant entre par le thorax de l’animal, se déplace jusqu’à sa tête et dans la cathode.

Dans les deux cas, un générateur actuel contrôle l’intensité actuelle et la durée de stimulation. Tout en produisant une qualité de contact et en inférant la rétroaction. Il existe de nombreuses configurations différentes pour le positionnement actif.

Par conséquent, tous les axes tridimensionnels doivent être pris en considération. Dans ce protocole, une électrode de tête a été implantée d’un millimètre dans du bregma enraciné, sur la ligne latérale à moyenne du crâne, et l’électrode corporelle a été placée sur la poitrine de l’animal. En raison d’une simulation de courte période, il a été recommandé d’utiliser une action rapide et une anesthésie à court terme, comme l’isoflurane vaporisé.

Cette procédure est composée de deux étapes critiques. Placement d’électrode et stimulation transcrânienne de courant direct. Des instruments chirurgicaux ont été stérilisés avec le pré-entretien à 440 degrés Celsius.

Les cotons-tiges ont été autoclavés à 20 livres par pouce carré à 121 degrés Celsius pendant 20 minutes. Tournez le contrôleur de plate-forme thermique à 37 degrés Celsius. Pesez l’animal et calculez la dose appropriée pour l’induction de l’anesthésie.

Utilisez un mélange de kétamine et de xylazine à une dose de 100 milligrammes par kilogramme de kétamine et de 8 milligrammes par kilogramme de xylazine. Taille de l’aiguille 31G. L’animal doit s’endormir dans les 2 à 3 minutes.

Utilisez un rasoir électrique ou un rasoir pour raser le site chirurgical. Placez l’animal sur l’appareil stéréotaxique sur la plaque chauffante préchauffée. Tenez la tête de l’animal et insérez les barres d’oreille de pointe dans chacune des oreilles de l’animal, pour la fixer à la plate-forme sterotaxique.

Vérifiez qu’il n’y a pas de déplacement latéral de la tête et peu de mouvement vertical en déplaçant lentement la tête de l’animal. Glissez doucement le masque d’anesthésie sur le nez de la souris et fixez-le en place en serrant la vis. Appliquez de l’onguent sur les yeux de l’animal pour éviter le séchage cornéen pendant la chirurgie.

Utilisez un coton-tige pour préparer le site chirurgical avec trois gommages alternatifs d’iode de povidone, ou 2% de chlorohéxidine et 70% d’éthinol. Utilisez une paire de pinces à épiler pour vérifier l’anesthésie adopter en serrant légèrement les ateils de l’animal, et en vérifiant les lois de l’animal pedo-retrait réflexe général pincement. Faire une incision d’environ trois millimètres postérieure à la ligne d’oreille de l’animal, et s’arrêter dans la ligne des yeux.

Le site d’incision doit avoir environ un centimètre de longueur pour être assez grand pour recevoir l’implant. Racler délicatement le crâne à l’aide d’un grattoir à os pour améliorer l’adhérence de la colle et du ciment. Cela doit être fait la lumière remis avec l’intention de créer des micro-rayures.

Placez soigneusement les crochets chirurgicaux à la peau lâche pour maintenir un champ chirurgical ouvert et le libérer des obstructions, telles que la peau une fourrure. Utilisez un coton-tige stérile pour sécher doucement le cuir chevelu de l’animal. Utilisez un microscope à dissection pour visualiser le dessus du crâne de l’animal.

Attachez une aiguille au support stétaxique et localisez le bregma. Placez l’aiguille directement au-dessus de la tête de l’animal touche légèrement le bregma. Utilisez le bregma comme référence pour ajuster les coordonnées de la zone d’intérêt.

Fixez l’implant sur le support stéréotaxique. Placez l’implant au-dessus de la tête de l’animal et abaissez-le lentement sur la région d’intérêt. Utilisez une aiguille pour étendre une goutte, environ 35 microlitres, de superglue sur l’espace de l’implant.

Déplacez lentement le support vers le bas jusqu’à ce qu’il touche le crâne. Assurez-vous que l’espace de l’implant est entièrement en contact avec la surface. Préparer le ciment chirurgical selon les instructions du fabricant.

Après un positionnement précis, appliquez trois couches minces, voire différentes, de ciment sur le crâne et sur la partie inférieure de l’implant. Appliquer goutte par goutte à l’aide d’une brosse d’application. Les couches doivent former une structure en forme de U pour un soutien structurel supplémentaire de l’implant.

Laissez le fil de vis de l’implant propre de ciment pour permettre une connexion lisse et dégagée. Laisser sécher chaque couche pendant environ quatre minutes. Après séchage, retirez soigneusement le support jusqu’à ce qu’il soit complètement détaché de l’implant.

Toujours faire preuve d’une extrême prudence lors de la manipulation de l’implant, car il peut être accidentellement détruit à partir du crâne de l’animal. Hydrater la peau et le site d’incision de l’animal à l’aide d’un coton-tige salin trempé. Couper la peau sur la base de l’implant.

Utilisez une paire de pinces à épiler pour rassembler le tissu, et fermer l’incision avec une goutte de colle chirurgicale tissulaire par point 2 centimètres de tissu. Infiltrer 1 à 2% de lidocaïne dans le site d’incision et les tissus sous-jacents. Hydratez l’animal avec 500 microlitres de sonnerie de lactate simultanément.

Placez la souris dans une cage à maison unique préchauffée de 37 degrés Celsius. Construire un petit plat de granulés de nourriture humide dans la cage, pour un accès facile à la nourriture dans les heures suivantes. Enregistrez le poids post-chirurgical de l’animal.

L’animal doit être administré avec du kétoprofène. 5 milligrammes par kilogramme simultanément après l’opération et au cours des deux prochains jours. Assurez-vous que le stimulateur tDCS est entièrement chargé.

Attachez les câbles d’anode et de cathode au stimulateur tDCS et rendez-les disponibles près du site de simulation. Attachez l’électrode de type broche au support stétaxique. Réglez la plate-forme thermique à 37 degrés Celsius.

Allumez le flowmètre d’oxygène sur le système d’anesthésie par inhalation à 1 litre par minute. Placez la souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie. Allumez le vaporisateur d’isoflurane à 3 % Laissez l’animal subir des effets isoflurane pendant quatre minutes.

Pendant que l’animal est dans la chambre d’induction, utilisez une seringue stérile pour remplir l’électrode corporelle avec une solution saline à 0,9 %. Retirez l’animal de la chambre d’induction et placez sa poitrine sur l’électrode corporelle. Glissez doucement le masque d’anesthésie sur le nez de la souris et fixez-le en place.

Abaisser la production d’isoflurane à 1,5% Remplir l’implant et l’électrode de type broche avec de la solution saline. Attachez-les soigneusement ensemble. Ajustez le temps de stimulation et l’intensité du courant en fonction de votre protocole.

Vérifiez la qualité de contact sur le système tDCS plus tard. Commencez la stimulation. Observez la montée en puissance actuelle pendant 20 secondes jusqu’à la valeur sélectionnée.

Et se maintenir à la place pour le temps établi. Puis, à la fin de la section ramping vers le bas à nouveau. Activez le bouton tibia pour le contrôle.

Observez la montée en puissance actuelle pendant 20 secondes jusqu’à la valeur sélectionnée. Et puis vers le bas un pour le reste de la période de stimulation, avec une rampe finale à la valeur sélectionnée, à la fin, avec une montée en puissance consécutive vers le bas. Une section de stimulation est complète, transférer soigneusement l’animal dans une cage préchauffée de 37 degrés Celsius pendant 10 minutes.

Ce protocole utilise tDCS pour stimuler le cortex cérébral de la souris d’un millimètre antérieur au bregma. Ce graphique montre l’expression statistique et génétique après le protocole de stimulation tDCS. Utilisation d’une intensité actuelle de 0,35 milliamperes pendant 10 minutes par jour.

L’implant tCDS s’est présenté auto-viable du premier au cinquième jour sans différence significative entre les jours dans la qualité de contact. Il existe une variété de protocoles de stimulation tCDS dans les cerveaux modèles. Les protocoles doivent être choisis en fonction des particularités de votre expérience.

Zone de stimulation, intensité du courant, durée de la session et positionnement des électrodes. Dans ce protocole particulier, nous voulions moduler le cortex moteur à travers notre tDCS connu avec le courant de 350 microamperes pendant 10 minutes. Après avoir regardé cette vidéo, vous serez en mesure d’effectuer tDCS chez la souris.

Lorsque quelqu’un pratique la chirurgie peut prendre jusqu’à quatre minutes par animal. Il est essentiel de prendre en considération les lignes directrices sur les soins aux animaux lors de l’utilisation des souris pendant l’opération et en suivant les soins post-chirurgicaux aux animaux afin que les animaux restent en bonne santé pendant l’étude. Nous recommandons également d’attendre cinq à sept jours après le placement de l’implant pour effectuer les expériences, puisque la réponse physiologique de l’animal au traumatisme peut interférer avec les résultats biologiques.