Name: Échographie de haute fréquence pour l’analyse du développement foetale et placentaire In Vivo (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-11-08T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 43 s
Description: Découvrez l'échographie haute fréquence pour l'analyse du développement fœtal et placentaire chez la souris. Cette méthode non invasive permet de suivre les fœtus et d'évaluer les flux sanguins maternels et fœtaux tout au long de la gestation.

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Un grand Merci à la société de l’Instrument d’imagerie (surtout à Magdalena Steiner, Katrin Suppelt et Sandra Meyer) pour leur soutien agréable et rapide et pour répondre à toutes nos questions concernant le système d’imagerie et son usage rapidement et complètement. Nous sommes reconnaissants à Prof. Hans-Reimer Rodewald et Dr Thorsten Feyerabend (DKFZ Heidelberg, Allemagne) pour la fourniture de la colonie de Cpa3. En outre, nous remercions Stefanie Langwisch, qui dirigeait le service des colonies de souris et qui produit les images dans la Figure 1.
Le travail et le système d’imagerie ont été financés par des subventions de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) à A.C.Z. (ZE526/6-1 et AZ526/6-2) qui ont des projets intégrés dans le DFG priorité programme 1394 « mastocytes in health and disease. »

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par le « Landesverwaltungsamt Sachsen Anhalt : 42502-2-1296UniMD. »
1. marche à suivre
<ol><li>Compagnon de 6 à 8 semaines femelle MC-deficient C57BL/6J-Cpa3Cre /+ (Cpa3Cre /+) souris et MC-suffisamment C57BL/6J-Cpa3+/+ (contrôle de la colonie ; Cpa3+/+) avec des mâles BALB/c.</li>
	<li>Fixez le jour de la gestation (gd) 0 après confirmation de la fiche vaginale et traiter les femelles immédiatement après confirmation de la fiche. Remarque : Une fiche est le sperme du mâle dans l’orifice vaginal de la femelle.<ol>
<li>Injecter 250 µL de PBS par voie intrapéritonéale en contrôle Cpa3+/+ femelles.</li>
		<li>Injecter 250 µL d’anti-CD122 (0,25 mg) par voie intrapéritonéale en MC-deficient Cpa3Cre /+ femelles. Remarque : Une injection de 0,25 mg d’anti-CD122 épuise NKs périphériques et administration en MC-deficient Cpa3Cre /+ femelles comme décrit plus haut22.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Attendre gd5. Remarque : À gd5, il y a la possibilité plus tôt pour l’analyse de l’implantation.<ol>
<li>Poursuivez les étapes 2 à 5 pour l’analyse de l’échographie.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Effectuer l’imagerie par ultrasons à gd5, 8, 10, 12 et 14.</li>
</ol>2. préparation de l’échographe
<ol><li>Allumez le système (Figure 1 a; alimentation principale sur le dos et l’ordinateur en veille sur le site de gauche), la plate-forme chauffée (Figure 1 b; à la manette) et le plus chaud de gel (Figure 1). Remarque : Gel ultrasonique doit réchauffer pendant environ 0,5 h.</li>
	<li>S’assurer que l’unité de l’isoflurane est suffisamment remplissage (Figure 1).</li>
	<li>Dans une étude existante dans le navigateur, ouvrez une Nouvelle étude ou la Nouvelle série . Remplissez toutes les informations nécessaires (propriétaire, étude, nom de série, les données animales) dans la fenêtre Infos étudier . Cliquez sur Ok.</li>
	<li>Après avoir cliqué sur Ok, vérifiez que la fenêtre d’imagerie mode B s’affiche et l’imagerie en mode B commence automatiquement.</li>
</ol>3. manipulation de la souris
<ol><li>Anesthetization de la souris<ol>
<li>Placez votre souris dans la zone de précipitation (Figure 1E), fermez la boîte, ouvrir le tube d’isoflurane à la zone de précipitation et allumez l’isoflurane (concentration 3,5 %).</li>
		<li>Quand la souris est anesthésié, plus bas (à 1,5 % de concentration) et rediriger le flux isoflurane en ouvrant le tube en direction de la plate-forme de chauffage et fermer le flux vers la zone de précipitation. Remarque : Pour atteindre l’anesthésie suffisante, attendre un supplément de 10 s après la souris n’est plus émouvante.</li>
		<li>Transférer la souris rapidement dans la zone de masquage à la plate-forme de chauffage (Figure 1F) en position dorsale et placer doucement son nez dans le tube de nez anesthésie situé sur le dessus de la plate-forme.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fixation, épilation et la préparation de la souris pour mesurer<ol>
<li>Placez une protection oculaire crème dans chaque oeil de la souris pour éviter les yeux secs.</li>
		<li>Déposer une goutte de gel de l’électrode sur chacun des quatre domaines de cuivre sur la plate-forme chauffée (Figure 1F).</li>
		<li>Appuyez sur les pattes avec ruban chirurgical sur les zones de gel-enduit des électrodes de la plate-forme de chauffage.</li>
		<li>Vérifier les ECG [valeur optimale = 450-550 battements/minute (BPM)] physiologie respiratoire à tout moment. Remarque : En utilisant une sonde rectale, mesurer la température de corps est possible, mais pas nécessaire.</li>
		<li>Place dépilatoire crème au niveau de l’abdomen de la souris, frotter la crème avec un coton-tige et attendre environ 1 min. Retirer la crème avec une compresse imbibée d’eau. Répétez cette étape si pas tous les poils ont disparu.</li>
		<li>Appliquez le gel échographie pré chauffé sur la peau épilée.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. les mesures et Acquisition d’Images et de vidéos
<ol><li>Tenir la sonde (Figure 1) dans la main ou serrer dans le dispositif de fixation (Figure 1 H; tenir le dispositif est recommandé).</li>
	<li>Identifier la vessie avec le transducteur et l’utiliser comme point de référence. Déplacez le transducteur vers les sites de gauche et droite de l’abdomen pour les implantations de trace.</li>
	<li>Mode B pour la visualisation des structures anatomiques en image 2D de niveaux de gris<ol>
<li>Déplacez le transducteur ou chauffage table de plate-forme où la souris est obsédée jusqu'à ce que la première implantation est visible sur l’écran à sa plus grande taille.<ol>
<li>Sélectionnez Image étiquette et entrez un nom ou un Frame Store (stockage sans nom) pour stocker des images individuelles, ou Magasin de Cine pour stocker un fenêtrage pour les mesures de toute implantation.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Placez le capteur ou la table pour apporter le placenta d’une position où le débit sanguin dans l’UmA est visible. Stocker une seule image ou fenêtrage (voir étape 4.3.1.1) pour les mesures placentaires. NOTE : Mesures placentaires sont possibles du gd10 partir.</li>
		<li>Continuer avec toutes les implantations en utilisant la même méthode.</li>
	</ol>
</li>
	<li>En mode doppler couleur pour visualiser et déterminer le sens d’écoulement de sang<ol>
<li>Appuyez sur la touche de couleur .</li>
		<li>Déplacer la zone de couleur (dans ce domaine, le signal est visible) jusqu'à la position souhaitée en utilisant le trackball. Si nécessaire, modifier la taille de la boîte en appuyant sur la mise à jour et déplacer la boule de commande (à la droite/vers le haut = grand ; à la gauche côté/vers le bas = plus petit). Lorsque la zone a la bonne taille, appuyez sur Select.</li>
		<li>Stocker des images individuelles ou ciné-loops comme indiqué au point 4.3.1.1.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Le mode doppler-onde de pouls (PW) pour quantifier le flux sanguin dans les vaisseaux de l' Arteria uterina (artère utérine, UA) et UmA<ol>
<li>Localiser la zone d’intérêt dans l’acquisition de doppler couleur. Remarque : L’UA se trouve caudal à la vessie et l’UmA est situé entre le fœtus et le placenta.</li>
		<li>Appuyer sur PW, une ligne en pointillés s’affiche. Placez cette ligne dans le vaisseau sanguin d’intérêt et ajuster l’angle de la ligne à l’aide du bouton « Angle Doppler » conformément à la circulation du sang. Appuyez sur mise à jour. Remarque : L’angle entre la direction de la circulation sanguine et le transducteur doit être cohérente dans tous les animaux, en particulier lors de l’utilisation des angles de plus de 60° (ici, 70° pour SAMU et 45° pour UmAs ont été utilisés).</li>
		<li>Stocker un fenêtrage des lignes doppler qui apparaissent dans la fenêtre d’acquisition doppler PW.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. en examinant et finition d’Acquisition de données et l’enregistrement d’une série
<ol><li>Pour consulter les données, appuyez sur Study Management. Faites défiler jusqu'à l’image miniature d’intérêt, puis double-cliquez sur mise à jour.</li>
	<li>Appuyez d’abord sur Study Management puis Fermer dans la fenêtre du navigateur à la fin d’acquisition de données et d’enregistrer une série enregistrée. Remarque : Après la fermeture d’une série, il n’est pas possible de stocker des images ou ciné-loops dans cette série plus.</li>
</ol>6. souris traitement suite à l’Acquisition de données
<ol><li>Retirer le gel de l’animal anesthésié à l’aide de compresses sèches.</li>
	<li>Retirez le ruban chirurgical soigneusement les pattes.</li>
	<li>Fermer le tube d’isoflurane (concentration 0 %).</li>
	<li>Procéder à l’analyse suivante d’échographie à gd5, 8, 10 et 12.<ol>
<li>Placez l’animal seul dans une cage pendant au moins 5 min donc il a le temps de se réveiller et orienter.</li>
		<li>Replacez la souris dans la cage originale. Remarque : Ne pas éteindre l’isoflurane avant d’enlever le gel et le ruban chirurgical, comme les souris se réveillent très rapidement (environ 20 s) après avoir éteint l’isoflurane.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Procéder à l’analyse suivante d’échographie à gd14.<ol>
<li>Sacrifier la femelle avant il se réveille par dislocation cervicale. Ouvrir l’animal, enlever l’utérus, séparer le fœtus et le placenta et mesurer le poids foetales et placentaires.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. copier et importer les données
<ol><li>Marquer une ou plusieurs séries en cliquant sur Exporter vers et choisir l’espace de stockage pour copier les données sur un disque dur.</li>
	<li>Ouvrez le logiciel sur un ordinateur et cliquez sur Copier à partir et sélectionnez l’étude/la série du disque dur pour importer une série d’études/dans le logiciel.</li>
	<li>Analyser les données avec le logiciel.</li>
</ol>

<ol><li>Abramowicz, J. S., Kremkau, F. W., Merz, E. <a target="_blank" href="https://www.thieme-connect.com/products/ejournals/abstract/10.1055/s-0032-1312759">Ultraschall in der Geburtshilfe: Kann der Fötus die Ultraschallwelle hören und die Hitze spüren?</a> Ultraschall in der Medizin. 33 (3), Stuttgart, Germany. 215-217 (1980).</li>
<li>Jones, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echolocation%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Echolocation.</a> Current Biology. 15 (13), R484-R488 (2005).</li>
<li>Simmons, J. A. <a target="_blank" href="https://nyaspubs.onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1111/j.1749-6632.1971.tb13095.x">The sonar receiver of the bat.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 188, 161-174 (1971).</li>
<li>Zala, S. M., Reitschmidt, D., Noll, A., Balazs, P., Penn, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex-dependent+modulation+of+ultrasonic+vocalizations+in+house+mice+%28Mus+musculus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Library+of+Science+ONE%22%5BJournal%5D)">Sex-dependent modulation of ultrasonic vocalizations in house mice (Mus musculus musculus).</a> Public Library of Science ONE. 12 (12), e0188647(2017).</li>
<li>Wöhr, M., Seffer, D., Schwarting, R. K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+Socio-Affective+Communication+in+Rats+through+Playback+of+Ultrasonic+Vocalizations%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Studying Socio-Affective Communication in Rats through Playback of Ultrasonic Vocalizations.</a> Current Protocols in Neuroscience. 75, 1-8 (2016).</li>
<li>Hasiniaina, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+frequency%2Fultrasonic+communication+in+a+critically+endangered+nocturnal+primate%2C+Claire%27s+mouse+lemur+%28Microcebus+mamiratra%29%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Primatology%22%5BJournal%5D)">High frequency/ultrasonic communication in a critically endangered nocturnal primate, Claire's mouse lemur (Microcebus mamiratra).</a> American Journal of Primatology. , e22866(2018).</li>
<li>Yeo, L., Romero, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Color+and+power+Doppler+combined+with+Fetal+Intelligent+Navigation+Echocardiography+%28FINE%29+to+evaluate+the+fetal+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Obstetrics+%26+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Color and power Doppler combined with Fetal Intelligent Navigation Echocardiography (FINE) to evaluate the fetal heart.</a> Ultrasound in Obstetrics & Gynecology. 50 (4), 476-491 (2017).</li>
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<li>Zechner, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.springerlink.com/index/570nn04566572457.pdf">Lungensonographie in der Akut- und Intensivmedizin.</a> Der Anaesthesist. 61 (7), 608-617 (2012).</li>
<li>Blank, W., Schuler, A. <a target="_blank" href="https://econtent.hogrefe.com/doi/full/10.1024/1661-8157/a002703">Sonografie der Schilddrüse - Update 2017.</a> Praxis. 106 (12), 631-640 (2017).</li>
<li>Hansen, K. L., Nielsen, M. B., Ewertsen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasonography+of+the+Kidney%3A+A+Pictorial+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Diagnostics%22%5BJournal%5D)">Ultrasonography of the Kidney: A Pictorial Review.</a> Diagnostics. 6 (1), Basel, Switzerland. (2015).</li>
<li>Older, R. A., Watson, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasound+anatomy+of+the+normal+male+reproductive+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Ultrasound%22%5BJournal%5D)">Ultrasound anatomy of the normal male reproductive tract.</a> Journal of Clinical Ultrasound. 24 (8), 389-404 (1996).</li>
<li>Reeves, J. J., Rantanen, N. W., Hauser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transrectal+real-time+ultrasound+scanning+of+the+cow+reproductive+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Theriogenology%22%5BJournal%5D)">Transrectal real-time ultrasound scanning of the cow reproductive tract.</a> Theriogenology. 21 (3), 485-494 (1984).</li>
<li>Sharma, M., Somani, P., Sunkara, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+gall+bladder+by+endoscopic+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Gastrointestinal+Endoscopy%22%5BJournal%5D)">Imaging of gall bladder by endoscopic ultrasound.</a> World Journal of Gastrointestinal Endoscopy. 10 (1), 10-15 (2018).</li>
<li>Weskott, H. -P. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s00117-011-2254-3">Ultraschall in der Diagnostik maligner Lymphome.</a> Der Radiologe. 52 (4), 347-359 (2012).</li>
<li>Shirinifard, A., Thiagarajan, S., Johnson, M. D., Calabrese, C., Sablauer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+Absolute+Blood+Perfusion+in+Mice+Using+Dynamic+Contrast-Enhanced+Ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+%26+Biology%22%5BJournal%5D)">Measuring Absolute Blood Perfusion in Mice Using Dynamic Contrast-Enhanced Ultrasound.</a> Ultrasound in Medicine & Biology. 43 (8), 1628-1638 (2017).</li>
<li>Quaia, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+tissue+perfusion+by+contrast-enhanced+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22European+Radiology%22%5BJournal%5D)">Assessment of tissue perfusion by contrast-enhanced ultrasound.</a> European Radiology. 21 (3), 604-615 (2011).</li>
<li>Saw, S. N., Poh, Y. W., Chia, D., Biswas, A., Zaini Mattar, C. N., Yap, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+hemodynamic+wall+shear+stresses+in+human+umbilical+vessels+from+normal+and+intrauterine+growth+restricted+pregnancies%5BTitle%5D)+AND+%22Biomechanics+and+Modeling+in+Mechanobiology%22%5BJournal%5D)">Characterization of the hemodynamic wall shear stresses in human umbilical vessels from normal and intrauterine growth restricted pregnancies.</a> Biomechanics and Modeling in Mechanobiology. , (2018).</li>
<li>Kessler, J., Rasmussen, S., Godfrey, K., Hanson, M., Kiserud, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+growth+restriction+is+associated+with+prioritization+of+umbilical+blood+flow+to+the+left+hepatic+lobe+at+the+expense+of+the+right+lobe%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Research%22%5BJournal%5D)">Fetal growth restriction is associated with prioritization of umbilical blood flow to the left hepatic lobe at the expense of the right lobe.</a> Pediatric Research. 66 (1), 113-117 (2009).</li>
<li>Laurin, J., Lingman, G., Marsál, K., Persson, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+blood+flow+in+pregnancies+complicated+by+intrauterine+growth+retardation%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Fetal blood flow in pregnancies complicated by intrauterine growth retardation.</a> Obstetrics and Gynecology. 69 (6), 895-902 (1987).</li>
<li>Arduini, D., Rizzo, G., Romanini, C., Mancuso, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fetal+blood+flow+velocity+waveforms+as+predictors+of+growth+retardation%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Fetal blood flow velocity waveforms as predictors of growth retardation.</a> Obstetrics and Gynecology. 70 (1), 7-10 (1987).</li>
<li>Meyer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chymase-producing+cells+of+the+innate+immune+system+are+required+for+decidual+vascular+remodeling+and+fetal+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Chymase-producing cells of the innate immune system are required for decidual vascular remodeling and fetal growth.</a> Scientific Reports. 7, 45106(2017).</li>
<li>Meyer, N., Schüler, T., Zenclussen, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+Ablation+of+Uterine+Natural+Killer+Cells+and+Uterine+Mast+Cells+in+Mice+Leads+to+Poor+Vascularization+and+Abnormal+Doppler+Measurements+That+Compromise+Fetal+Well-being%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Simultaneous Ablation of Uterine Natural Killer Cells and Uterine Mast Cells in Mice Leads to Poor Vascularization and Abnormal Doppler Measurements That Compromise Fetal Well-being.</a> Frontiers in Immunology. 8, 1913(2017).</li>
<li>Evans, D. H., Jensen, J. A., Nielsen, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasonic+color+Doppler+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Interface+Focus%22%5BJournal%5D)">Ultrasonic color Doppler imaging.</a> Interface Focus. 1 (4), 490-502 (2011).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

En utilisant notre système d’échographie, nous avons démontré de gd10 restriction de croissance foetale chez les mères MC/NK-déficient sur. En outre, à gd10 et 12, nous avons observé des dimensions réduites placentaires et à gd14 l’absence ou l’inversion du flux diastolique de bout dans l’UmAs de certains fœtus de souris uMC/uNK-déficientes. Ce signe de la mauvaise vascularisation était associé à un index de résistance significative des artères indiquant RCIU. Les résultats confirment le rôle important des uMCs et admini...

Les ultrasons sont des ondes sonores avec des fréquences au-dessus de la gamme audible de l’oreille humaine, supérieure à 20 kHz,1. Animaux comme les chauves-souris, au pays de Galles, dauphins2,3,4de la souris, rats5et lémuriens souris6 tous utiliser d’ultrasons pour l’orientation et de la communication. Homme Profitez des ultrasons pour plusieurs applications techniques et médicales. Un appareil d’échographie est capable de créer l’onde sonore et distribuer et représenter le signal. Si l’échographie rencontre un obstacle, le son est réfléchie, absorbée ou peut passer par là. L’application des ultrasons comme une méthode d’imagerie, appelée échographie, est utilisée pour l’analyse des tissus organiques chez l’homme ou de la médecine vétérinaire comme le cœur (échocardiographie)7,8,9de poumon, thyroïde10 , reins11et12,de tractus urinaire et reproductif13; détection des calculs biliaires14 et tumeurs15; et l’évaluation de la perfusion des organes ou des vaisseaux sanguins16,17. L’échographie est une méthode standard dans les soins prénatals pendant la grossesse, et déficience foetale ou déficiences peuvent être reconnus dès le début. Plus précisément, la croissance d’un foetus est étroitement surveillée à intervalles réguliers pour reconnaître un RCIU possible. Enfin, la circulation sanguine foetale peut être surveillée, car cela peut souligner la croissance restrictions18,19,20,21.
Un avantage majeur de l’échographie par rapport aux autres méthodes comme la radiographie est l’innocuité de son des tissus à analyser. Cette méthode simple et rapide est non invasif, indolore et peut être utilisé plusieurs fois. La dépense initiale d’un appareil d’échographie est cher ; Cependant, les matières consommables nécessaires sont bon marchés. Le système à ultrasons utilisé dans ce manuscrit est adapté à un éventail de modèles animaux (c.-à-d., souris et poissons) tandis que pour les humains, un appareil d’échographie exige une fréquence de 3 à 15 mHz, une fréquence de 15 à 70 mHz est requise pour les souris.
Le présent manuscrit décrit un protocole pour l’utilisation de B-mode, mode doppler couleur et mode doppler-l’onde du pouls. La description comprend la préparation de la souris ainsi que performance, acquisition de données et stockage. Cette méthode a été souches de souris avec succès appliqué à différents jours de gestation à tous et peut être utilisée pour étudier le développement foetal et placentaire ainsi que les paramètres sanguins maternels et foetaux. Ici, toutes les applications sont expliquées basé sur nos études employant des souris enceintes MC/NK-déficientes et contrôle.

<table><tbody><tr><td>LEAF anti-Maus CD122 (IL-2Rb)</td><td>BioLegend</td><td>123204</td><td>Klon TM-&beta ; 1; 500 et micro ; g</td></tr><tr><td>Système Vevo 2100</td><td>&nbsp ; FujiFilm VisualSonics Inc.</td><td></td><td>Sonde&nbsp ; MS550D-0421</td></tr><tr><td>Logiciel Vevo LAB</td><td>&nbsp ; FujiFilm VisualSonics Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter</td><td>PZN : 6497131</td><td></td></tr><tr><td>Gel d’électrodes</td><td>Parker</td><td>12_8</td><td></td></tr><tr><td>Ruban chirurgical</td><td>3M Transpore</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>Crème pour les yeux</td><td>Bayer</td><td>PZN : 1578675</td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs à embout en coton</td><td>Raucotupf</td><td>11969</td><td>100 pièces</td></tr><tr><td>Crème dépilatoire</td><td>Reckitt Benckiser</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2077626 compresses</td><td>Nobamed Paul Danz AG</td><td>856110</td><td>10 x 10 cm</td></tr><tr><td>Gel à ultrasons</td><td>Gello GmbH</td><td>246000</td><td></td></tr></tbody></table>

Échographie de haute fréquence pour l’analyse du développement foetale et placentaire in vivo

High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo

L’échographie est une méthode largement utilisée pour détecter des anomalies de l’orgue et des tumeurs dans les tissus humains et animaux. La méthode est non invasif, indolore et inoffensif, et l’application est facile, rapide et peut être faite n’importe où, même avec les appareils mobiles. Pendant la grossesse, l’échographie sert habituellement à suivre de près le développement du foetus. La technique est importante pour évaluer la restriction de croissance intra-utérine (RCIU), une complication de la grossesse à court et à long terme des conséquences santé pour la mère et le fœtus. Comprendre le processus de RCIU est indispensable pour élaborer des stratégies thérapeutiques efficaces.
Le système à ultrasons utilisé dans ce manuscrit est un appareil d’échographie produit pour l’analyse des petits animaux et peut être utilisé dans divers domaines de recherche, y compris la recherche de la grossesse. Nous décrivons ici l’utilisation du système pour l’analyse in vivo des fœtus de natural killer (NK) cellule/mastocytes (MC)-les mères déficientes qui donnent naissance à des petits restreint la croissance. Le protocole comprend la préparation du système, manipulation des souris avant et Pendant les mesures et l’utilisation du B-mode, couleur mode doppler et mode doppler-l’onde du pouls. Taille foetus, taille placentaire et approvisionnement en sang au foetus ont été analysés. Nous avons trouvé réduit l’implantation tailles et petits placentas souris NK/MC-déficientes du milieu de la gestation à partir. En outre, MC/NK-insuffisance a été associée à l’absence et inversé le flux diastolique bout dans foetus Arteria umbilicalis(UmA) et un index de résistance élevée. Les méthodes décrites dans le protocole facilement utilisable pour les thèmes de recherche liés et non liés.

Les composants individuels du système ultrasons utilisé dans ce manuscrit sont indiquées à la Figure 1. La figure 2 illustre représentant images échographiques acquise en mode B à gd5, 8, 10 et 12 (B) et à la mesure de superficie correspondante implantation résultats (A), démontrant une superficie importante implantation réduite de traitées anti-CD122 Cpa3Cre / + souris de gd10 partir....

Nous décrivons ici la technique des ultrasons de haute fréquence pour l’analyse in vivo du foetus chez les souris. Cette méthode permet le suivi des fœtus et l’analyse des paramètres placentaires ainsi que le débit sanguin maternel et fœtal pendant toute la grossesse.

Échographie de haute fréquence pour l’analyse du développement foetale et placentaire In Vivo

Ultrasound imaging is a widespread method used to detect organ anomalies and tumors in human and animal tissues. The method is non-invasive, harmless, and ...

Cette méthode est très importante pour répondre aux questions clés dans les domaines de l’oncologie, de la neurobiologie, de la cardiologie et du développement fœtal, et bien sûr aussi elle est importante dans le domaine de la recherche reproductive. Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle est non invasive, indolore, facile, rapide et permet le suivi des fœtus à des moments gestationnels pertinents tout au long de la grossesse. Au moins une demi-heure avant la procédure d’imagerie, allumez le système d’échographie, la plate-forme chauffée et le chauffe-gel.Ouvrez une nouvelle étude ou une nouvelle série dans une étude existante dans le navigateur. Entrez toutes les informations requises dans la fenêtre d’information de l’étude. Cliquez sur OK et confirmez que la fenêtre d’imagerie en mode B apparaît.Lorsque l’échographie est prête, confirmer un manque de réponse au pincement des pieds chez une souris anesthésiée, et appliquer de l’onguent sur les yeux de l’animal. Placez une goutte de gel électro sur chacune des 4 sections de cuivre de la plate-forme chauffée, et fixez les pattes aux sections recouvertes de gel électro de la plate-forme. Retirer les cheveux de l’abdomen de l’animal avec de la crème depilatory et un coton-tige, laver la crème de la peau dépilée après une minute avec une compresse imbibé d’eau.Appliquez ensuite du gel à ultrasons préchauffé sur la zone exposée. Une raison de faible intensité du signal peut être la faible quantité de gel placé entre la souris et le faisceau ultrasonique. D’après notre expérience, une quantité assez importante de gel est nécessaire pour une bonne qualité de signal.Lorsque l’animal est prêt, placez le transducteur sur la vessie pour l’utiliser comme point de référence, et déplacez la table de plate-forme chauffante vers les côtés gauche et droit de l’abdomen pour tracer les implantations fœtales en mode B 2D, en ajustant le transducteur ou la plate-forme au besoin jusqu’à ce que la première implantation soit visible à l’écran, à sa plus grande taille. Sélectionnez l’étiquette d’image et entrez un nom pour le fichier d’image. Ajustez la position de l’image, jusqu’à ce que le flux sanguin dans l’otérine ombilicalis du placenta soit en vue, et stockez un seul cadre ou cineloop pour les mesures placentes.Pour la couleur Doppler imagerie pour déterminer la direction du flux sanguin, appuyez sur le bouton Couleur, et utilisez le trackball pour déplacer la boîte de couleur à la position appropriée, en cliquant sur Mise à jour pour ajuster la taille de la boîte si nécessaire. Lorsque la boîte est de la bonne taille, cliquez sur Sélectionnez et stockez l’image comme expérimentalement appropriée. Pour la quantification doppler d’onde pulsée du flux sanguin à travers les vaisseaux, localisez la région d’intérêt pour le mode d’acquisition doppler couleur et cliquez sur Pulse Wave.Une ligne pointillée apparaîtra. Déplacez la ligne vers le vaisseau sanguin d’intérêt et utilisez le bouton d’angle Doppler pour ajuster l’angle de la ligne pour s’aligner avec le flux sanguin. Pour les mesures doppler d’onde pulsée, il est important de regarder l’angle entre la direction du flux sanguin et le faisceau d’ultrasons.Des angles trop élevés, ou des angles différents entre les animaux dans la même expérience peuvent conduire à des mesures de vitesse inexactes. Ensuite, cliquez sur Mise à jour et stockez le cinéloop des lignes Doppler apparaissantes dans la fenêtre d’acquisition doppler à ondes pulsées. Pour examiner les données, cliquez sur Gestion de l’étude, faites défiler l’image miniature d’intérêt, et cliquez deux fois sur Mise à jour, puis cliquez à nouveau sur Gestion de l’étude, et cliquez sur Fermer pour fermer la fenêtre du navigateur, pour terminer l’acquisition de données et enregistrer une série enregistrée.Pour exporter les données, connectez un disque dur, cliquez sur Export To, pour marquer une ou plusieurs séries de données, et sélectionnez l’espace de stockage pour copier les données sur le disque dur. Ici, des images échographiques représentatives acquises en mode B aux jours gestationnels 5, 8, 10 et 12, et leurs résultats correspondants de mesure de zone d’implantation sont montrés, révélant une réduction significative de la zone d’implantation chez les souris anti-CD122 traitées déficientes en mastocytes à partir du jour gestationnel 10. L’imagerie en mode B facilite l’imagerie et la mesure des différentes parties d’une implantation.Par exemple, les animaux déficients en mastocytes traités anti-CD122 démontrent une réduction significative de la zone placentaire, de l’épaisseur et du diamètre par rapport aux souris non traitées aux jours gestationnels 10 et 12. En revanche, la zone placentaire et le diamètre sont semblables entre les groupes au jour gestationnel 14, et l’épaisseur placentaire, une augmentation significative des animaux transgéniques traités anti-CD122 comparés aux souris non traitées au jour gestationnel 14. L’imagerie doppler d’onde pulsée de l’utérus d’arteria pour la mesure de la vitesse systolique maximale et de la vitesse diastolique, et l’indice calculé de résistance, révèlent des valeurs semblables entre les animaux traités et non traités.L’indice de résistance de l’ombibilicalis d’arteria dans les animaux déficients de mastocyte traités anti-CD122, cependant, est sensiblement augmenté comparé aux souris non traitées. Tout en essayant cette procédure, il est important de garder à l’esprit, que vous devriez le faire tous les deux jours plutôt que tous les jours, pour éviter le stress, et le risque de narcotisation répétitive des animaux. Après cette procédure, d’autres mesures, comme la mesure 3D, la visualisation et la quantification du mouvement des tissus au fil du temps, des mesures de la pression artérielle, ainsi que des injections guidées par ultrasons peuvent être effectuées.Après son développement, cette méthode a ouvert la voie aux médecins et aux chercheurs dans le domaine des soins obstétricaux et prénatals, car il est possible de suivre le développement fœtal et de reconnaître les anomalies possibles pendant la grossesse.

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JoVE Journal

Developmental Biology

Biologie du développement

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Caractérisation précoce de la grossesse basée sur l’échographie à haute fréquence : une technique pour étudier l’implantation de l’embryon et la progression de la grossesse dans un modèle murin enceinte

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Évaluation globale de l’efficacité et l’innocuité de la délivrance de médicaments ciblés Placenta en utilisant trois méthodes complémentaires

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Analyse des Muscle intégrité poisson zèbre larves squelettique avec colorant bleu Evans

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Échographie de haute fréquence pour l’analyse du développement foetale et placentaire In Vivo

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