Name: Techniques de reproduction pour la surveillance et le contrôle de lovaire chez les amphibiens (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-12T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 37 s
Description: Apprenez une technique d'ovariectomie récupérable pour obtenir des ovocytes chez les amphibiens sans euthanasie. Cette méthode permet de surveiller la santé ovarienne et de gérer les pathologies de rétention d'œufs.

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Natalie Calatayud tient à remercier la Dre Barbara Durrant pour sa formation et son aide en échographie et à Exploradora de Immuebles, S.A. (EISA) pour avoir accordé une aide financière à mon poste d'associé de recherche chez SDZG. Merci à la Dre Kylie Cane pour ses commentaires sur le manuscrit ainsi qu'aux réviseurs officiels (qui qu'ils soient). Merci à Jonathan Dain notre boursier d'été 2018, San Diego Zoo Institute for Conservation Research pour fournir des photos (Figure 1A, B). Monica Stoops remercie l'Association of Zoos and Aquariums Conservation Endowment Fund et le Disney Worldwide Conservation Fund d'avoir fourni un soutien financier pour établir la population captive de Necturus. De plus, le soutien a également été reçu grâce à des dons privés de Mme Iris de la Motte, avocate des amphibiens. Merci, est remis à M. Christopher DeChant et le Dr Mark Campbell pour leur contribution importante à la recherche.

Les auteurs n'ont rien à révéler.

La manipulation directe, l'observation visuelle et les mesures morphométriques fournissent des techniques non invasives et sont les premiers critères d'évaluation pour déterminer l'étape de reproduction féminine. Cependant, cette étude montre que les ovaires gravidés ne peuvent pas toujours être identifiés de façon fiable par palpation. Selon l'espèce, les ovaires gravidpeuvent peuvent parfois être détectés visuellement par la peau semi-translucide (figure13A,B) ou complètement translucide sur le côté ventral de l'animal (Figure 13C). Les femelles qui ont terminé l'oviposition peuvent montrer des changements évidents à leur apparence par rapport aux femelles gravid (par exemple, la peau lâche et la perte de jusqu'à 30% de leur masse corporelle, Figure 13D). Pendant la reproduction, les mâles et les femelles afficheront certains comportements qui fournissent des informations sur la proximité de l'ovulation et de l'oviposition. Dans le cas de R. muscosa indications qu'une femelle est proche de l'oviposition commencent par la femelle entrant dans les poignées.
L'application de la technologie d'ultrason aux Anurans et aux Caudates permet le diagnostic de la présence ou de l'absence d'ovules et si l'oviposition a été associée à la libération complète ou partielle d'ovules développés. Ainsi, cette méthode fournit une évaluation plus complète et précise de l'état reproducteur sans se limiter à déterminer le statut gravid/non-gravid par l'intermédiaire d'une technique de visualisation qui varie par la transparence abdominale de peau, ou la cohérence épidermique parmi les différentes espèces d'amphibiens. L'échographie peut être effectuée avec une relative facilité et avec peu de stress pour les animaux (Figure 5 et Figure 13) et peut être utilisée pour caractériser les cycles reproducteurs et déterminer l'état reproducteur4. Il est essentiel de se familiariser avec l'espèce; cependant, cette étude a montré que Necturus et R. muscosa partagent des signes de développement communs dans leurs modèles reproducteurs permettant une classification similaire de l'étape de reproduction (figure 5). Grâce à cette technologie, il est maintenant prouvé que le développement d'œufs est élevé en captivité Necturus et R. muscosa et que ces deux espèces suivent un modèle saisonnier. Bien que les raisons de ces phénomènes soient inconnues et nécessitent une enquête plus approfondie, sans l'utilisation de l'échographie, plusieurs domaines de dysfonctionnement ovarien, tels que la rétention d'ovules et l'oviposition partielle, seraient passés inaperçus. Des applications futures à cette technique seront utilisées pour déterminer si les femelles devraient être sélectionnées pour la reproduction au cours d'une année donnée et si l'oviposition est terminée.
Un protocole de collecte de sang, tel que celui présenté dans R. muscosa, qui est à la fois efficace et cause une détresse minimale à l'animal, est optimal pour étudier les profils d'hormones chez les Anurans captifs et capturés à l'état sauvage (Calatayud, non publié). À ce jour, aucune information n'existe concernant les profils hormonaux annuels de la r. muscosa captive et, par conséquent, aucune connaissance sur la façon dont les hormones influencent leur santé et leur reproduction. En outre, avec la preuve que les femelles de cette espèce peuvent ne pas être des éleveurs annuels, le profilage hormonal sera une autre méthode pour suivre les cycles ovariens. Avec l'échographie, l'analyse hormonale peut conduire à une meilleure prédiction de ce que les femelles seront prêtes pour l'oviposition. En outre, au cours de la dernière année, deux cas d'intersexués dans la population captive de R. muscosa ont été documentés. En outre, le développement des coussinets de pouce a été noté sur quelques-unes des femelles fondatrices plus âgées. Les raisons de ceci sont actuellement à l'étude mais les résultats initiaux suggèrent qu'il peut se rapporter aux changements des niveaux de testostérone (Calatayud, non édité). Discerner les cycles hormonaux chez les femmes de différents âges nous aidera à comprendre pourquoi les femmes peuvent développer des caractéristiques sexuelles secondaires associées aux hommes et si cela doit être prévu dans une population vieillissante.
L'hormonothérapie exogène a été utilisée pour surmonter les dysfonctionnements reproducteurs fréquemment rencontrés chez les amphibiens captifs. Cependant, pour les populations de R. muscosa et de Necturus dans cette étude, aucune différence significative dans l'oviposition entre les femelles hormone-traitées et témoins n'a été détectée sur une période de 2 et 5 ans, respectivement. Ceci peut indiquer que le protocole d'administration d'hormone, les doses, l'amorçage et la combinaison d'hormone utilisés n'étaient pas proportionnels pour l'espèce. Une analyse plus approfondie des antécédents reproducteurs féminins individuels suggère que R. muscosa pourrait ne pas connaître de reproduction annuelle, ce qui pourrait également expliquer l'absence d'effet hormonal observé chez les femelles traitées. Étant donné qu'un certain pourcentage de femelles sautaient systématiquement la reproduction chaque année, la compréhension de l'histoire naturelle de l'espèce peut aider à déterminer s'il y a un besoin d'hormones exogènes et quand elles peuvent être les plus efficaces. Les procédures décrites dans cet article peuvent être appliquées à un certain nombre d'espèces, (tableau 1) et sont pour les anurans allant de 5 g à 150 g; les animaux plus gros peuvent avoir besoin de seringues et de jauges d'aiguille différentes. L'emplacement de l'injection varie selon certaines hormones nécessitant une injection intramusculaire, intrapéritole, sous-cutanée ou intradermique (figure 7).
La chirurgie aux fins de l'ovaricectomie est une méthode courante utilisée chez diverses espèces d'amphibiens pour obtenir des ovocytes pour des études embryologiques. L'ovaricectomie peut également être indiquée pour le contrôle de la population et les problèmes médicaux tels que la rétention des œufs. Dans le cas d'ovariectomies partielles dans lesquelles, la récolte d'ovocytes est effectuée à des fins de recherche, la chirurgie doit s'assurer que l'animal reste reproducteur. L'administration de PGF2 a montré une certaine promesse dans la résolution de la rétention d'œufs chez les femelles R. muscosa. Chez plusieurs personnes, Le PGF2 a obtenu le dépôt complet des oeufs précédemment retenus mais dans d'autres seulement le dépôt partiel s'est produit exigeant le décapage manuel pour enlever tous les oeufs. Tandis que PGF2 peut servir d'alternative à la chirurgie pour la conservation d'oeuf dans R. muscosa,sa capacité à remédier aux conditions pathologiques semblables dans d'autres amphibiens exigera la validation d'espèce-spécifique. Lorsque l'intervention chirurgicale est obligatoire pour le patient Anuran ou Caudate, il est nécessaire d'assurer un plan adéquat d'anesthésie avant les incisions sont faites. Des compétences d'observation astucieuses sont nécessaires pour évaluer et surveiller les réponses normatives d'induction et de rétablissement telles qu'décrites dans cette étude pour chacun des taxons. Une fois que l'on est familier avec l'anatomie spécifique, une approche chirurgicale appropriée, l'hémostasie, la manipulation douce de tissu et la gestion postopératoire adéquate, les chirurgies reproductrices ne posent aucun obstacle écrasant.

Les amphibiens sont depuis longtemps reconnus comme d'importants modèles biologiques et médicaux par un large éventail de disciplines de recherche. Les données obtenues en étudiant des espèces particulières telles que Xenopus laevis et X. tropicalis, la grenouille léopard (Lithobates (anciennement Rana) pipiens) et l'axolotl (Ambystoma mexicanum) ont été appliquées à un certain nombre d'autres espèces de vertébrés, y compris les humains. Les techniques vétérinaires, d'élevage et de procréation assistée qui ont émergé de l'étude de ces amphibiens et d'autres fournissent une assistance aux personnes chargées de développer des soins, un entretien et une durabilité réussis des populations plus rares en captivité. 1 Fois , 2 (en) , 3 (en) , 4.
L'intérêt gagne pour l'utilisation simultanée d'approches de conservation in et ex situ pour inverser la tendance de l'extinction pour de nombreuses espèces d'amphibiens en péril1,2. Cet article fournit les méthodologies actuellement disponibles pour surveiller et contrôler la fonction ovarienne d'amphibien dans les espèces modèles des Anurans et des Caudates. En outre, des techniques existantes pour traiter une pathologie reproductrice commune de la conservation d'oeuf est présentée.
Comme dans de nombreux groupes taxonomiques, le contrôle de l'ovaire amphibien implique une série d'interactions étroitement synchronisées entre l'environnement et la physiologie. La température et la photopériode (connues sous le nom de signaux immédiats) sont décodées par l'œil et le cerveau où elles sont rapidement converties en processus génétiques, hormonaux et circadiens (signaux ultimes)3,4. Les méthodes de surveillance et de contrôle de la fonction ovarienne couvertes dans cet article comprennent des techniques invasives et non invasives. Les exigences de recherche et d'enseignement du Comité institutionnel des soins et de l'utilisation des animaux (CCIU) définissent les techniques non invasives comme étant celles qui causeront peu ou pas de douleur physique ou de détresse mentale et qui ne nécessitent aucun médicament analgésique5. Ici, les techniques non invasives incluent l'inspection visuelle et la palpation, les observations comportementales, les évaluations morphométriques et l'échographie. Au contraire, les techniques de collecte de sang, d'administration hormonale et de chirurgie (ovaricectomie et prélèvement d'ovules retenus) sont classées comme invasives, car elles peuvent entraîner une certaine douleur ou inconfort et nécessiter une anesthésie ou une pharmacothérapie post-procédurale.
Les techniques de surveillance ovarienne non invasive peuvent être facilement intégrées à la routine quotidienne des soins pour la plupart des amphibiens captifs. Selon l'espèce, la gravidité ovarienne peut souvent être déterminée par simple inspection visuelle (grenouille de verre). Dans d'autres cas, la palpation peut indiquer si une femelle est gravid. Divers indices de l'état du corps (BCI) tels que le poids, la longueur urostyle museau (SUL), la longueur du museau (SVL) et l'indice de masse standard (SMI) sont disponibles pour prédire la présence ou l'absence d'œufs4,6,7, 8,9. Cependant, il faut faire attention à l'interprétation des résultats, car la plupart ne tiennent pas compte de l'âge, de la forme corporelle ou de la composition (p. ex., l'eau retenue par rapport à la masse ou la graisse ovarienne)6. Les diagnostics reproducteurs définitifs peuvent être obtenus par ultrasons avec des connaissances plus approfondies acquises en ce qui concerne le développement des œufs et la mise en scène du cycle ovarien4,7. L'échographie fournit également un moyen de confirmer et de surveiller les pathologies de reproduction et les conditions physiologiques associées4,8.
En plus de fournir des informations sur l'état de santé, l'échantillonnage de sang peut être utilisé pour mesurer les hormones reproductrices. Si le profilage hormonal est l'objectif final, il est important d'éviter les influences liées au stress qui peuvent confondre les données systémiques stéroïdes. Bien qu'il s'agit d'un outil de surveillance potentiellement puissant, il n'y a pas encore d'étude démontrant des réponses endocrinologiques innées à l'administration exogène d'hormones chez toutes les espèces d'amphibiens. Le sang peut être prélevé en toute sécurité sur plusieurs sites; chez les grenouilles cela comprend la veine abdominale ventrale, plexus lingual, veine fémorale et le cœur9,10. Dans Caudates, le sang est prélevé dans la veine ventrale de la queue. Le degré d'invasivité, la quantité de retenue requise, le besoin d'anesthésique, la délicatesse de l'organe ciblé et la taille de l'animal sont des facteurs à prendre en considération lors du choix d'une technique de collecte pour le patient amphibien. Cet article présentera la technique de collecte de sang de la veine maxillaire ou musculo-cutanée faciale desgrenouilles comme décrit à l'origine par Forzan et autres 9.
Le contrôle de l'ovaire est spécifique à l'espèce et, en tant que tel, les protocoles hormonaux doivent être testés et optimisés. Outre la saisonnalité et le milieu hormonal circulant associé, le contrôle ovarien peut également être étroitement lié à l'âge, au temps passé en captivité et à l'exposition à l'administration répétée d'hormones, pour laquelle il y a peu d'information dans la littérature11 , 12 Ans, états-unis , 13. La mise en œuvre d'hormonothérapies pour susciter des comportements reproducteurs, la production de gamètes, la maturation et l'oviposition est devenue une approche largement rapportée pour résoudre les problèmes de reproduction courants associés à la captivité4, 8,14,15,16. Étant donné que les mécanismes de contrôle de la reproduction chez les vertébrés sont fortement conservés, il existe un certain nombre d'hormones, de neuropeptides et de médicaments disponibles dans le commerce utilisés thérapeutiquement dans d'autres groupes taxonomiques qui peuvent également être utilisés de façon fiable dans un certain nombre de espèces d'amphibiens (tableau 1). L'hormone de libération de gonadotropine (GnRH) et la gonadotropine chorionique humaine (hCG) (ou variations de celui-ci, c.-à-d., PMSG et eCG)17,18, individuellement ou en combinaison, ont été employées intensivement dans les captifs d'amphibiens programmes d'élevage incluant : le boréal des Rocheuses méridionales (Anaxyrus boreas boreas)4,19,20; le crapaud, Grenouille Dusky Gopher, Rana sevosa (Langhorne et al., non publié)7; le chien d'eau de la côte du Golfe, Necturus beyeri20; Wyoming toad, Anaxyrus baxteri18; la grenouille-taureau, Rana catesbiana21; le toad américain, Anaxyrus americanus22; la grenouille d'herbe, Lymnodyaster tasmaniensis23; le Coqui, Eleutherodactylus coqui24; le Xenopus, Xenopus laevis25; le toadlet du Gunther, Pseduophryne guentheri26; la grenouille léopard du Nord, Lithobates pipiens; l'Argentin Horned-frog, Ceratophrys orné; la grenouille à cornes du Cranwell, C. cranwelli; la grenouille de terre américaine, Odontophrynus americanus27; et la salamandre de feu (Salamandra)228. Les hormones stéroïdes, comme la progestérone (P4), sont moins couramment rapportées, mais ont démontré une bonne efficacité dans l'obtention de l'ovulation et l'oviposition chez certaines espèces d'anurans16,18,29. Les prostaglandines (en particulier la prostaglandine 2-alpha (PGF2)sont impliquées dans l'ovulation avec les corticostéroïdes30,31,32,34 et atteignent des niveaux élevés pendant la phase ovulatoire31.
Dans des études in vitro, PGF2 est un puissant inducteur de l'ovulation31, tandis que in vivo, il peut induire l'oviposition d'ovules conservés dans Rana muscosa4,30,32. Les extraits pituitaires sont également des inducteurs efficaces de l'ovulation15,16,34; cependant, les préoccupations entourant la biosécurité et le potentiel de transmission de la maladie sont souvent dissuasives pour les colonies reproductrices captives lorsqu'on considère cette approche35.
La dernière section de cet article détaille les procédures chirurgicales et fournit des approches alternatives pour étendre les études ovariennes ou l'aide à la résolution des pathologies de reproduction. Les ovariectomies sont le plus souvent pratiquées chez les amphibiens pour obtenir des ovocytes pour la recherche embryologique. Cependant, il peut également fournir un remède pour les œufs conservés lorsque d'autres options échouent. Bien que cette procédure soit invasive, nécessitant une anesthésie complète et des incisions pour exposer les masses d'œufs, elle ne nécessite pas d'euthanasie. En outre, après une ovaricectomie partielle, les animaux peuvent faire un rétablissement complet et continuer à être actifs sur la reproduction après la chirurgie8,36.
Les protocoles décrits ci-dessous décrivent les méthodes invasives et non invasives de contrôle et de surveillance ovariennes à Anurans et Caudates. Les espèces spécifiques choisies pour illustrer les techniques à Anurans comprennent R. mucosa et X. laevis. Necturus maculosus, N. beyeri, N. alabamensis, et A. mexicanum constituent les espèces utilisées pour décrire de la même façon les techniques de Caudates.

<table><tbody><tr><td>GE logiq Book XP et sonde 8C-RS 4e10 MHz GE Medical Systems</td><td>Systèmes médicaux</td><td>GE logiq Book XP</td><td>Échographie</td></tr><tr><td>Aloka 500 7,5 mHz linéaire ou IBEX multifréquence (10-6 mHz) micro-convexe</td><td>GE systèmes médicaux GE</td><td>8C-RS (10 MHz)</td><td>Sonde à ultrasons</td></tr><tr><td>BD seringue à insuline jetable U-100 (aiguille 28-29 G)</td><td>Mettler Electronics Corp CA</td><td>Sonigel</td><td>Gel à ultrasons (soluble dans l’eau, sans sel)</td></tr><tr><td>Acétate de <>hormone forte</forte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>hormone de libération des gonadotrophines</td><td>BACHEM</td><td>4012028</td><td><forte>synonyme :</forte> [Des-Gly10, D-Ala6, Pro-NHEt9]-Acétate de GnRH abréviation :</forte></td></tr><tr><td>Hormone de libération de l’hormone de luténie</td><td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td><td>4033013 ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; L1898</td><td>synonyme : Pyr-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2 sel d’acétate ; [D-Ala6}-hydrate de sel d’acétate de LHRH abréviation :</td></tr><tr><td>LHRH Gonadotrophine chorionique humaine</td><td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td><td>4030270, 4018894 ; C1063, CG5, CG10</td><td>synonym : Gonadotrophine chorionique-&beta ; (109-145)(109-119); Choriogonine, HCG (2 500 UI, 5 000 UI, 10 000 UI) <fort>abréviation :</fort></td></tr><tr><td>hCG Prostaglandine 2&alpha ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P40424 ;</td><td><fort>synonyme :</fort> (5Z,9&alpha ;,11&alpha ;,13E,15S)-9,11,15-Trihydroxyprostasta-5,13-diénoïque acide tris sel, PGF2&alpha ; &minus ; Tris; abréviation : PGF2&alpha ;</td></tr><tr><td>Hormone folliculo-stimulante</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F4021, F8174</td><td>synonyme : porcine, sheep abréviation :</td></tr><tr><td>FSH Progestérone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>46665 ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; P7556</td><td>synonyme : Vetranal ; P4 soluble dans l’eau abréviation : P4</td></tr><tr><td>Extrait hypophysaire</td><td>na</td><td></td><td>synonyme : Vérifier les papiers pour la dérivation des espèces d’amphibiens abréviation : PE</td></tr><tr><td>Jument gestante Serum Gonadotrophin</td><td>Prospec ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Lee Biosolutions ; Sigma-Aldrich</td><td>HOR-272 ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; 493-10; 9002-70-4</td><td>synonyme : Sérum de jument gestante Gonadotrophin abréviation : PMSG</td></tr><tr><td>Metaclopromide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M0763</td><td>synonyme : 4-Amino-5-chloro-N-[2-(diethylamino)ethyl]-2-methoxybenzamide, Methoxychloroprocainamide abréviation : MET</td></tr><tr><td>Lucrin</td><td>BACHEM ; Sigma-Aldrich</td><td>4033014 ; &nbsp ; &nbsp ; L0399</td><td>synonyme : Acétate de leuproréline abréviation : Lucrin</td></tr><tr><td>Lutalyse</td><td>Pfizer</td><td></td><td>synonyme : PGF2&alpha ; - Dinoprost tromethamine abréviation : Lut</td></tr><tr><td>pimozide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1793</td><td>synonyme : 1-[1-[4,4-bis(4-Fluorophenyl)butyl]-4-piperidinyl]-1,3-dihydro-2H-benzimidazol-2-one abréviation : PZ</td></tr><tr><td>Amphiplex</td><td>voir ci-dessus</td><td></td><td>synonyme : Hormone de libération des gonadotrophines + métoclopramide abréviation : GnRH + MET</td></tr><tr><td>Ovopel</td><td>Ovopel</td><td>na</td><td>synonyme : Antagoniste des récepteurs de la GnRHa + dopamine (administré 1 pastille/kg) abréviation : Ovo</td></tr><tr><td>Ovaprim</td><td>Pentair eco-systems aquatiques</td><td>Ova10</td><td>synonym : Salmon gonadotrophin + domperidone abreviation :</td></tr><tr><td>Ova Domperidone</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D122</td><td><fort>synonyme :</fort> 4-(5-Chloro-2-oxo-1-benzimidazolinyl)-1-[3-(2-oxobenzimidazolinyl)propyl]pipéridine <fort>abréviation :</fort> DOM</td></tr></tbody></table>

techniques de reproduction pour la surveillance et le contrôle de l'ovaire chez les amphibiens

Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians

Le contrôle et la surveillance ovariennes chez les amphibiens nécessitent une approche à multiples facettes. Il existe plusieurs applications qui peuvent induire avec succès des comportements reproducteurs et l'acquisition de gamètes et d'embryons pour la recherche physiologique ou moléculaire. Les amphibiens contribuent à un quart à un tiers de la recherche sur les vertébrés, et ils contribuent dans ce contexte à la connaissance de la communauté scientifique des processus reproducteurs et du développement embryonnaire. Cependant, la plupart de ces connaissances proviennent d'un petit nombre d'espèces. Ces derniers temps, la décimation des amphibiens à travers le monde a nécessité une intervention croissante de la part des écologistes. Les colonies de rétablissement et d'assurance en captivité qui continuent d'émerger en réponse au risque d'extinction rendent la recherche existante et les applications cliniques inestimables pour la survie et la reproduction des amphibiens détenus sous la protection de l'homme. Le succès de toute population captive est fondé sur sa santé et sa reproduction et sur la capacité de développer des descendants viables qui portent la représentation génétique la plus diversifiée de leur espèce. Pour les chercheurs et les vétérinaires, la capacité de surveiller et de contrôler le développement et la santé de l'ovaire est donc impérative. L'objectif de cet article est de mettre en évidence les différentes techniques de procréation assistée qui peuvent être utilisées pour surveiller et, le cas échéant ou nécessaire, contrôler la fonction ovarienne chez les amphibiens. Idéalement, tous les problèmes de reproduction et de santé devraient être réduits par l'élevage en captivité, mais, comme pour tout animal, les problèmes de santé et de pathologies reproductives sont inévitables. Les techniques non invasives comprennent les évaluations comportementales, l'inspection visuelle et la palpation et les mesures morphométriques pour le calcul des indices de l'état corporel et de l'échographie. Les techniques invasives comprennent les injections hormonales, l'échantillonnage sanguin et la chirurgie. Le contrôle de l'ovaire peut être exercé de plusieurs façons en fonction de l'application requise et des espèces d'intérêt.

L'étude de la biologie des amphibiens fournit des informations précieuses sur les processus reproducteurs, physiologiques, embryologiques et développementaux qui animent les organismes de nombreux groupes taxonomiques. Ici, nous présentons un guide complet sur les différentes méthodologies qui peuvent être utilisées pour étudier le contrôle et la surveillance de l'ovaire chez les amphibiens.

Techniques de reproduction pour la surveillance et le contrôle de l'ovaire chez les amphibiens

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive ...

Cette technique d’ovariectomie emploie une procédure chirurgicale récupérable pour obtenir des ovocytes amphibiens pour notre recherche médicale ou une autre application pour surmonter l’état pathologique des oeufs retenus. Il n’est pas nécessaire d’euthanasier pour obtenir des ovocytes amphibiens à des fins de recherche. En fait, après une ovariectomie partielle, le sujet amphibien peut être actif sur le plan reproducteur après la récupération.Après avoir confirmé un manque de réponse au pincement des membres pelviens, placez un anuran femelle anesthésié dans une position dorsale couchée, et utilisez de la gaze humide et stérile pour essuyer le champ chirurgical avec la solution povidone-iode pendant 10 à 15 secondes. Placez un drapé en plastique clair et stérile sur la zone chirurgicale et réduisez l’évaporation en gardant la peau environnante humide, avant d’utiliser une lame de scalpel numéro 15 ou 11 pour faire une incision périmédia de la peau de 3 millimètres dans le coelom moyen entre les épaules et le cloaque. Utilisez des applicateurs à pointe de coton pour appliquer une pression localisée sur tous les petits vaisseaux autour de l’incision au besoin, et élever la membrane abdominale pour une incision membranaire successive.Utilisez des rétracteurs de paupières pour rétracter les incisions céolomic, et exciser une partie de la masse d’oeufs sans ligating aucun vaisseau sanguin. Pour une ovariectomie complète, cautériser les vaisseaux sanguins environnants, et utiliser une suture mono-filament pour fermer l’incision de céoliotomie avec un modèle de suture everting interrompu. Différentes espèces d’amphibiens, comme ces Necturus et la grenouille de verre, présentent des degrés variables de transparence cutanée, affectant la capacité de visualiser leur statut reproducteur transdermiquement.Chez certaines espèces, des différences morphologiques peuvent être détectées entre les femelles gravid, par rapport aux animaux récemment oviposited. Dans cet exemple, une femelle Rana muscosa qui a récemment oviposited peut être distinguée d’une femelle gravid par la flasque de sa peau et son aspect plus mince. Les étapes comportementales de l’oviposition dans Rana muscosa incluent la cour, dans laquelle un mâle poursuit activement une femelle et amplexus, pendant lesquels le mâle rana muscosa monte et serre fermement sur le dos de la femelle.Pendant amplexus, le mâle serre la femelle d’une manière douce de pompage. Rana muscosa femelle se déplacer et afficher des comportements intermittents handstand, éventuellement appuyé contre les surfaces que les œufs peuvent être collés sur, tandis que le mâle pompe son abdomen vigoureusement. Immédiatement après l’oviposition, les ovaires féminins reviennent à une catégorie de stade 1.Pendant ce temps, les follicules sont difficiles à visualiser lors de l’échographie. La deuxième étape est représentée par l’apparition de points échogéniques dispersés dans tout l’ovaire. La troisième étape est déterminée par la présence de points échogéniques plus gros et plus ronds avec des centres sombres, indicatifs de follicules jaunes et matures.Dans cette évaluation représentative de quatre ans du Necturus femelle captif, le développement d’oeufs était élevé, mais l’oviposition n’a pas été assurée. Certaines femelles avec des oeufs retenus concomitant avec le gain de liquide dans la cavité du corps, ont montré la circonférence excessive et le gonflement, avec quelques signes des vaisseaux sanguins éclatés, tels que ceux montrés dans ces Rana et Necturus affectés. Bien que l’approche chirurgicale puisse être employée pour la gestion de la pathologie ovarienne, cette technique peut également être impliquée dans la recherche gamet et ombilicale.Après la chirurgie, le praticien peut revenir au premier protocole décrit dans ce manuscrit pour surveiller la santé globale continue du sujet amphibien.

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La fertilisation des Ovocytes de Xenopus En utilisant la méthode de transfert d&#39;hôte

Nous allons décrire une méthode qui mesure la cinétique de transport des ions des protéines membranaires spécifiques au site aux côtés de l'analyse des changements conformationnels à l'aide de fluorescence sur des cellules individuelles. Cette technique est adaptable aux canaux ioniques, les transporteurs et les pompes ioniques et peut être utilisé pour déterminer les contraintes distance entre sous-unités protéiques.

L&#39;examen de la dynamique conformationnelle des protéines membranaires In situ Avec site-dirigé marquage fluorescent

Nous décrivons une méthode pour quantifier l’activité des ATPases de type P contre-transportant K+ par expression hétérologue des enzymes dans les ovocytes de xénope et en mesurant l’absorption de Rb+ ou Li+ dans les cellules individuelles par spectrophotométrie d’absorption atomique. La méthode est une alternative sensible et sûre aux expériences de flux de radio-isotopes, facilitant les études cinétiques complexes.

Mesure de transport de cations Na, K et H, K-ATPase dans<em&gt; Xenopus</em&gt; Les ovocytes par spectrophotométrie d&#39;absorption atomique: une alternative à dosages radio-isotopes

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Simultanée pré-et post-synaptique enregistrement électrophysiologique de<em&gt; Xenopus</em&gt; Nerf-muscle co-cultures

Nous décrivons les méthodes de manipulation des ovocytes immatures de Xenopus laevis, de maturation in vitro des ovocytes en ovules et d’injection intracytoplasmique de spermatozoïdes. Ce protocole permet la dégradation de certaines protéines maternelles et la surexpression des gènes d’intérêt lors de la fécondation, et est donc précieux pour étudier les rôles de facteurs spécifiques dans le développement embryonnaire précoce.

Manipulation et<em&gt; In Vitro</em&gt; Maturation du<em&gt; Xenopus laevis</em&gt; ovocytes, Suivi par injection intracytoplasmique de spermatozoïdes, pour étudier le développement embryonnaire

Ce protocole démontre une méthode à base de fluorescence pour visualiser le système vasculaire et pour quantifier sa complexité chez Xenopus tropicalis . Les vaisseaux sanguins peuvent être imagés quelques minutes après l'injection d'un colorant fluorescent dans le coeur battant d'un embryon après des manipulations génétiques et / ou pharmacologiques pour étudier le développement cardiovasculaire in vivo .

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Une série de méthodes de base permettant d'étudier l'écologie reproductive des poissons conservés dans les aquariums sont décrites. Ce sont des protocoles utiles pour la collecte de poissons à l'aide de SCUBA, le transport de poissons vivants et l'observation du comportement reproducteur des poissons sauvages conservés dans les aquariums.

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Lorsque les protéines précurseurs de la famille ß du facteur de croissance transformant sont exprimées ectopiquement dans les embryons de Xenopus laevis, elles se dimérisent, se clivent et sont sécrétées dans le blastocoele, qui commence à la fin de la blastula au stade précoce de gastrula. Nous décrivons une méthode d’aspiration des produits de clivage de la cavité blastocoèle pour l’analyse immunoblot.

Analyse du facteur de croissance transformant ß Produits de clivage de la famille sécrétés en blastocoèles d’embryons xenopus laevis

Ici, nous décrivons les méthodes pour tatouer le Xenopus laevis adulte (grenouille à griffes africaines) avec une machine à tatouer rotative. Un tatouage approprié permet d’obtenir des chiffres sombres et facilement lisibles qui durent plusieurs mois et permettent de distinguer facilement les animaux à des fins de recherche et de tenue de registres.

Méthodes de tatouage de Xenopus laevis avec une machine à tatouer rotative

Techniques d&#39;imagerie Ca 2 + Signalisation dans le sperme humain

Apprenez une technique d'ovariectomie récupérable pour obtenir des ovocytes chez les amphibiens sans euthanasie. Cette méthode permet de surveiller la santé ovarienne et de gérer les pathologies de rétention d'œufs.

Techniques de reproduction pour la surveillance et le contrôle de l'ovaire chez les amphibiens

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