Name: Création de l’anastomose du côlon chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Découvrez une technique chirurgicale reproductible pour créer une anastomose colique chez la souris, modèle pertinent pour étudier la cicatrisation et les fuites anastomotiques. Cette méthode permet d'analyser les mécanismes cellulaires impliqués dans la réparation tissulaire postopératoire.

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Le protocole suivant a été approuvé par l’University of Oklahoma Health Sciences Center institutionnels soins aux animaux et le Comité utiliser (IACUC) et est conforme à toutes les directives éthiques institutionnelles relatives à l’utilisation des animaux de recherche. En outre, toutes les expériences ont été effectuées conformément à la réglementation institutionnelle, étatique et fédérale concernant les recherches expérimentales sur les animaux.
Remarque : Pour ce protocole, nous avons utilisé congéniques mâles et femelles de race des souris C57BL6/J à l’âge de 12 à 72 semaines. Toutes les souris utilisées pour cette procédure sont restés dans notre établissement sans barrière pendant au moins une semaine avant l’opération pour s’adapter à ce biome local. Animaux était autorisés à nourrir au moment de l’opération et nous avons utilisé la préparation intestinale mécanique oral ni rinçage rectale avant la procédure.
1) création d’Anastomoses
<ol><li>Stériliser les instruments chirurgicaux, chauffer la solution d’irrigation saline et bien nettoyer toutes les surfaces du dispositif avec l’éthanol à 70 %.</li>
	<li>Pour induire l’anesthésie, placez votre souris dans une boîte d’induction qui est connectée à un vaporisateur. Livrer l’isoflurane 2-3 % à 1-2 L/min jusqu'à ce que les souris sont sous sédation.</li>
	<li>Placez l’animal sur un dispositif de réchauffement, comme un coussin chauffant, pour éviter l’hypothermie.</li>
	<li>Injecter par voie sous-cutanée une dose de temps de la buprénorphine (3 µg pour une souris de 30 g) de 0,1 mg/kg pour l’analgésie postopératoire et une une fois dose de 10 mg/kg d’enrofloxacine pour antibioprophylaxie préopératoire. NOTE : Si les antibiotiques préalables- et postopératoires ne sont pas requises pour cette opération, directives institutionnelles et l’animal soin et utilisent comité dans notre Etablissement recommandé leur utilisation dans notre établissement.</li>
	<li>Placez le cône de nez anesthésique autour du museau de la souris. Tout au long de l’opération, soigneusement surveiller la fréquence respiratoire de l’animal et ajustez le débit anesthésique selon vos besoins. Maintenir un rythme respiratoire à 30-40 respirations / minute.</li>
	<li>Utiliser une tondeuse à cheveux suivie d’un agent dépilatoire pour enlever les poils de la surface entière de la peau de l’abdomen. Complètement éliminer l’agent dépilatoire avec de la gaze imbibé d’eau, soit 70 % de l’éthanol. Soigneusement sécher l’animal.</li>
	<li>Avant de préparer l’abdomen, bande des membres de la souris sur le coussin chauffant ou une surface du dispositif à la fin de chaque jambe pour empêcher la souris de se déplacer pendant la chirurgie. Désinfecter l’abdomen à la chlorhexidine. Inclure toute la zone rasée ainsi que les poils sur les bords de la zone rasée. Placez un drap stérile sur la souris (Figure 1 a).<ol>
<li>Avant drapé, coupez une petite fenêtre de forme ovoïde ou rectangulaire en drapé d’exposer l’abdomen préparée. NOTE : La fenêtre doit exposer l’abdomen entier de la souris mais couvrent les branches, la queue, la tête et le thorax. Nous avons coupé une fenêtre de2 4 x 3 cm pour nos opérations (Figure 1 b).</li>
		<li>Faire une petite fente le long de la ligne médiane à drapé du bord inférieur vers la fenêtre de forme ovoïde ou rectangulaire, pour permettre l’accès au rectum pendant la procédure (Figure 1).</li>
	</ol></li>
	<li>Faire une incision de la peau. Commencer le long de la ligne médiane de l’abdomen inférieur et inciser la peau avec des ciseaux verticalement à la xiphoïde. Inciser seulement la peau et éviter de couper la musculature de la paroi abdominale (Figure 2 a).</li>
	<li>Saisir la ligne médiane de la paroi abdominale avec une pince et lever loin le contenu abdominal. En prenant soin de ne pas blesser les structures intraabdominale, inciser la longueur de l’aponévrose abdominale médiane verticalement avec des ciseaux pointus. Augmenter la longueur de l’incision cutanée (Figure 2 b).</li>
	<li>Lorsque les intestins sont exposés, localisez le caecum et l’intestin grêle et faire pivoter les viscères côté gauche médialement pour exposer le descendant et le côlon sigmoïde. Enduire l’extrémité de la sonde mousse lubrifiante gelée et avancer avec précaution la sonde dans le rectum afin de faciliter l’identification du côlon sigmoïde/décroissant (Figure 3). Remarque : Contrairement aux êtres humains, le caecum de souris se trouve généralement dans le quadrant supérieur gauche de l’abdomen. Prendre soin de ne pas pour perforer la paroi intestinale avec la sonde dans cette étape. Si la paroi intestinale est perforée, mettre fin à la procédure et euthanasier la souris.<ol>
<li>Évitez de saisir le caecum avec une pince crantée ou tranchants. Au lieu de cela utiliser pince atraumatique, coton applicateur à pointe, ou manipulation douce doigt pour faire pivoter les viscères.</li>
		<li>Utilisation réchauffé du sérum physiologique stérile pour s’assurer que l’exposé de l’intestin est maintenu humide tout au long de la procédure.</li>
		<li>Le colon sera sur la gauche de la ligne médiane et attaché à la rétropéritoine via le mésentère. Après identification, retirer la sonde émoussée partiellement pour faciliter colotomy.</li>
	</ol></li>
	<li>Effectuer des colotomy transversal du côlon sigmoïde.<ol>
<li>Saisir délicatement le côlon sigmoïde supérieur à l’entrée du bassin avec une pince atraumatique (Figure 4 a).</li>
		<li>À l’aide de micro-ciseaux pointus, de pratiquer une coupe perpendiculaire à la direction du côlon et s’étendant sur 80 à 90 % de la largeur du côlon à travers le côlon sigmoïde. Cela aidera à empêcher le retrait d’une des extrémités du côlon hors du champ opératoire et de faciliter la réparation (Figure 4 b).</li>
		<li>Si un vaisseau sanguin mésentérique est blessé au cours de la rotation viscérale ou colotomy, maintient doucement la pression jusqu'à 2 min avec une gaze ou un coton-tige. Si le saignement persiste après ce temps, placer une figure de huit suture de monofilament de 8-0 autour du point de saignement. Remarque : Si l’intestin montre des signes de nécrose ou de blessure après cela, mettre fin à la procédure et euthanasier la souris à l’aide de méthodes humaines approuvé par votre comité institutionnel utilisation des animaux.</li>
	</ol></li>
	<li>Réparer le colotomy sigmoïde.<ol>
<li>Un pousseur d’aiguille de Castroviejo, placer 5-6 interrompu simple de 8-0 non résorbables polypropylène points pour réparer la colostomie. Placer des sutures 1 mm indépendamment de l’autre avec les piqûres de 0,5 mm.<ol>
<li>Veiller à ne pas rouler les bords de l’intestin dans la réparation, en prenant un peu plus séreuse que muqueuse avec chaque point. Laisser les queues de 5 mm de long. Attention de ne pas accidentellement l’intestin environnants prises dans la suture (Figure 4). Remarque : Il est utile de commencer la suture à la frontière mésentérique de le colotomy, sauver la partie anti-mesenteric-la plupart de la colotomy pour la fin.</li>
			<li>Lorsque la réparation progresse, sonde à pointe blunt dissection avance le trans-anal pour enjamber la réparation avant les finales sutures sont placées. Cela aidera à prévenir trop étroite une réparation et diminuer les taux de sténose anastomotique.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>À l’aide d’une seringue de 10 mL remplie de solution saline chauffée, irriguer l’abdomen plusieurs fois. Si la surface sous la souris devient trempée, sécher la souris ou déplacez la souris sur une surface sèche afin d’éviter l’hypothermie.<ol>
<li>Utiliser une gaze stérile placée sur l’incision pour absorber les excès d’irrigation.</li>
		<li>À l’irrigation finale, remplir l’abdomen avec du sérum physiologique stérile. Soigneusement avancer un cathéter de 18 G lubrifié dans le rectum et gonfler avec 0,5-1 cm3 d’air. Cela démontrera toutes les fuites à l’anastomose que peuvent être réparés avec un autre interrompu suture en polypropylène à l’aide de la sonde stérile pour enjamber l’anastomose.</li>
		<li>Dégonfler le côlon à l’aide du cathéter avant l’enlèvement.</li>
	</ol></li>
	<li>Assurez-vous qu’il n’y a pas de saignement actif. S’il y a, appliquez une légère pression directement sur le point de saignement pour sutures hémostatiques de 1-2 min. Place comme décrit ci-dessus, si le saignement persiste.</li>
	<li>Retourner délicatement les viscères medialized en position anatomique normale (Figure 5 a).</li>
	<li>Refermer l’incision abdominale (Figure 5 b).<ol>
<li>4-0 les sutures résorbables tressées, placer une suture en cours d’exécution le long de la couche musculaire de la paroi abdominale, commençant par le haut de l’incision et la finition à l’aspect inférieur de l’incision. Installez une cravate et coupez la suture en laissant les queues de 5 mm. Remarque : N’intègrent pas accidentellement l’intestin dans la fermeture de la paroi abdominale.</li>
		<li>Répéter l’opération avec suture de monofilament de 4-0 pour fermer la peau (Figure 5).</li>
	</ol></li>
	<li>S’assurer que l’animal entier est chaud et sec, pour éviter l’hypothermie postopératoire.</li>
	<li>Surveiller attentivement l’animal car il récupère de l’anesthésie. Administrer buprénorphine 0,1 mg/kg toutes les 72 h pendant 2-3 jours après l’intervention pour le contrôle de la douleur.  Au cours de la période de récupération, souris devraient être soigneusement examinées chaque jour des signes d’abcès ou de septicémie péritonéale.  Observation post-opératoire pour la douleur et de détresse devrait inclure : restriction de circulation y compris arrondir type de posture, manque de manger ou boire, pas bon toilettage, inflammation excessive autour de plaie, absence de guérison normale sur le site d’incision, ou imbrication de pas normale.  Tout animal montrant un de ces comportements doit immédiatement être euthanasié par CO2 asphyxie pendant un minimum de 10 min, suivie d’une thoracotomie bilatérale.</li>
	<li>Mélanger 0,1 mg/mL d’enrofloxacine avec de l’eau potable de la souris sur les 7 jours suivant la chirurgie pour prévenir l’infection intra-abdominale ou septicémie due à la contamination fécale associée à l’opération.</li>
</ol>2) récolte tissu anastomotique
<ol><li>Juste avant l’excision des tissus anastomotique, euthanasier la souris à l’aide d’une méthode humaine, approuvée par le Comité institutionnel utilisation des animaux. NOTE : Basé sur la politique institutionnelle, nous euthanasier les animaux en les plaçant dans une chambre de dioxyde de carbone avec infusion de gaz de dioxyde de carbone de 100 % à 2 L/min pendant 5 min avant d’effectuer la thoracotomie bilatérale.</li>
	<li>Stériliser l’abdomen à la chlorhéxidine suivie d’éthanol à 70 %.</li>
	<li>Re-inciser l’incision médiane original avec des ciseaux pointus. Commencez au pôle inférieur de l’incision précédente et étendre cette coupe supérieurement à la xiphoïde (Figure 6 a).</li>
	<li>À l’aide de ciseaux, couper dans la couche musculaire et après être entré dans l’espace péritonéal, étendre la coupe vers le haut et le bas de l’incision. Veiller à ne pas blesser l’intestin en entrant dans l’abdomen ou l’interruption de l’anastomose, tel qu’il peut y avoir l’intestin ont adhéré à l’incision ou le site anastomotique.</li>
	<li>Avec précaution, effectuez une rotation médiale viscérale gauche, exposant la réparé le côlon sigmoïde (Figure 6 b). Il y aura probablement des adhérences intestinales de l’intestin qui entourent la réparation. Doucement et sans ambages disséquer ces adhérences loin du lieu de réparation. Prenez grand soin de ne pas perturber l’anastomose.<ol>
<li>Identifier le site de réparation en localisant les queues de la suture en polypropylène utilisée pour la réparation. À l’aide de ciseaux et à partir de 1 cm de proximale à la réparation, transect transversalement à travers le côlon descendant. Répétez cette étape 1 cm distal au site de l’anastomose.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Retirer le segment sigmoïde en disséquant brusquement le côlon du mésentère attaché le long de la frontière postérieure du côlon avec des ciseaux fins (Figure 7).</li>
	<li>Identifier la frontière mésentérique du spécimen du côlon et utiliser des ciseaux pour couper le long de la frontière mésentérique de manière longitudinale. Cela créera une section carrée ou rectangulaire du côlon par l’échantillon cylindrique précédemment retiré (Figure 8).</li>
	<li>Utilisez un marqueur pour délimiter la frontière anti-mésentérique du côlon avant d’ôter le segment du côlon. Après l’enlèvement, faites une coupe longitudinale le long du côlon en face de la marque. Difficulté, intégrer et couper le tissu échantillon au besoin pour histologie et/ou immunostaining.</li>
</ol>

<ol><li>Murrell, Z. A., Stamos, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reoperation+for+anastomotic+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Clinics+in+colon+and+rectal+surgery%22%5BJournal%5D)">Reoperation for anastomotic failure.</a> Clinics in colon and rectal surgery. 19, 213-216 (2006).</li>
<li>Shaban, F., Carney, K., McGarry, K., Holtham, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforated+Diverticulitis%3A+To+Anastomose+or+Not+to+Anastomose%3F+A+Systematic+Review+and+Meta-Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22International+journal+of+surgery+%28London%2C+England%29%22%5BJournal%5D)">Perforated Diverticulitis: To Anastomose or Not to Anastomose? A Systematic Review and Meta-Analysis.</a> International journal of surgery (London, England). , (2018).</li>
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<li>Ashkanani, F., Krukowski, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgery+-+Oxford+International+Edition%5BTitle%5D)+AND+%22Intestinal+Anastomosis%22%5BJournal%5D)">Surgery - Oxford International Edition.</a> Intestinal Anastomosis. 20, 104-107 (2002).</li>
<li>Raptis, D., Pramateftakis, M. G., Kanellos, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Our+20-year+experience+with+experimental+colonic+anastomotic+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+medicine+and+life%22%5BJournal%5D)">Our 20-year experience with experimental colonic anastomotic healing.</a> Journal of medicine and life. 11, 5-14 (2018).</li>
<li>Pommergaard, H. C., Rosenberg, J., Schumacher-Petersen, C., Achiam, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choosing+the+best+animal+species+to+mimic+clinical+colon+anastomotic+leakage+in+humans%3A+a+qualitative+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22European+surgical+research.+Europaische+chirurgische+Forschung.+Recherches+chirurgicales+europeennes%22%5BJournal%5D)">Choosing the best animal species to mimic clinical colon anastomotic leakage in humans: a qualitative systematic review.</a> European surgical research. Europaische chirurgische Forschung. Recherches chirurgicales europeennes. 47, 173-181 (2011).</li>
<li>Komen, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colorectal+anastomotic+leakage%3A+a+new+experimental+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+surgical+research%22%5BJournal%5D)">Colorectal anastomotic leakage: a new experimental model.</a> The Journal of surgical research. 155, 7-12 (2009).</li>
<li>Perry, T., Borowiec, A., Dicken, B., Fedorak, R., Madsen, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+ileocolic+bowel+resection+with+primary+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine ileocolic bowel resection with primary anastomosis.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , e52106(2014).</li>
<li>Pommergaard, H. C., Achiam, M. P., Rosenberg, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colon+anastomotic+leakage%3A+improving+the+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery+today%22%5BJournal%5D)">Colon anastomotic leakage: improving the mouse model.</a> Surgery today. 44, 933-939 (2014).</li>
<li>Bosmans, J. W. A. M., Jongen, A. C. H. M., Bouvy, N. D., Derikx, J. P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colorectal+anastomotic+healing%3A+why+the+biological+processes+that+lead+to+anastomotic+leakage+should+be+revealed+prior+to+conducting+intervention+studies%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Colorectal anastomotic healing: why the biological processes that lead to anastomotic leakage should be revealed prior to conducting intervention studies.</a> BMC Gastroenterology. 15, 180(2015).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Il y a plusieurs étapes clés pour assurer le succès d’et de réduire la morbidité/mortalité liée à cette procédure. Tout d’abord, assurer la manipulation soigneuse de tissu intestinal et éviter que les blessures de traction lors de la rotation des viscères pour exposer le côlon. Une tension excessive sur les fonctions des intestins ou mésentère peut dommage la nécrose intestinale de l’intestin ou le système vasculaire et cause loin du lieu de l’anastomose. En outre, les pince forte ou une pince à dents ne doit pas être ut...

Une complication très redoutée de l’anastomose chirurgicale de l’intestin est rupture anastomotique ou une fuite. Fuite anastomotique, qui provoque le déversement du contenu intraluminal dans la cavité abdominale, est mortelle et peut rapidement conduire à une septicémie intra-abdominale ; choc les taux varient de 0,3 % à 5,5 %, suite à l’intestin grêle des anastomoses et relever entre 0,5 % et 26 % pour les anastomoses colique1,2. Les taux de mortalité suite à fuites peuvent être aussi élevés que 39 % en raison de l’apparition rapide d’une septicémie et une progression rapide à mort suite à une contamination intraabdominale3. Les stratégies de prévention et les modalités de traitement sont actuellement fondées sur la physiopathologie qui n’est pas entièrement comprise.
Actuellement, cicatrisation anastomotique est souvent comparée à la guérison des plaies cutanées plus largement étudiée, qui se révèle pour être un fac-similé relativement pauvre. La guérison se produit dans une série de phases qui se chevauchent, commençant par la phase de latence initial. Pendant les jours 0-4 après la création de l’anastomose intestinale, la phase de latence est définie par une réaction inflammatoire aiguë qui efface la plaie des débris cellulaires. Ensuite, au cours des jours 3 et 4, prolifération fibroblastique et la production de collagène est typique de la phase de fibrophasia. Enfin, après jour 10, une période prolongée de remodelage du collagène est connue comme la phase de maturation. Il est important de noter que force anastomotique est assez faible et dépend du soutien extrinsèque d’agrafes placées chirurgicalement ou suture jusqu'à ce que le collagène est déposé4. Comprendre le rôle et le calendrier chaque couche de la paroi de l’intestin joue dans la cicatrisation anastomotique et l’implication dans des types de cellules inflammatoires médiée par telles que les macrophages, ainsi que des marqueurs de substitution élucider pour prédire l’échec anastomotique ou réussite pourrait réduire considérablement les dépenses de santé suite à deux points des opérations5, la mortalité et la morbidité.
Le modèle murin a démontré dans des études antérieures l’utile en imitant l’anastomose humaine6. Bien qu’il existe des exemples populaires, éprouvées et bien étudiées du modèle murin anastomotique colique, en particulier la méthode décrite par Komen et al. 7, ces modèles favorisent ILÉO-caecale ou ascendant anastomotique techniques de colocolonic8. Des études antérieures des patients humains ont démontré une différence significative dans les taux de fuite entre ILÉO-caecale, les colocolonic et les anastomoses colorectal, soulignant la nécessité d’autres modèles expérimentaux à différents endroits anatomiques. Méthodes supplémentaires, populairement utilisés visent à développer un modèle qui crée intentionnellement une fuite anastomotique plutôt que d’élucider les mécanismes cellulaires nécessaires à la normale9de cicatrisation anastomotique. Les modèles de rat ont été tentées dans le passé mais ont des taux de déhiscence anastomotique et/ou des signes de fuite (c'est-à-dire la formation d’abcès) significativement plus faible que les humains et les souris6,7. En outre, les lignées expérimentales plus génétiquement modifiées sont disponibles chez la souris que les rats. Cela rend le modèle de rat moins utiles pour un modèle anastomotique. En outre, modèles canins et porcines ont eu des investigations cliniques moins que le modèle murin6,7.
Nous proposons une procédure sûre, techniquement simple et reproductible facilement et rapidement pour la création des anastomoses coliques dans un modèle murin qui devrait faciliter l’enquête plus approfondie sur le mécanisme sous-déclarés de guérison des plaies anastomotique10 .

<table><tbody><tr><td>souris C57BL6/J</td><td>Jackson Labs</td><td>#00664&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Sous-couches absorbantes Fisherbrand, 20 po x 24 poFisher</td> <td>Scientific</td><td>14-206-62</td><td></td></tr><tr><td>Champ stérile polydoublé, 18 po x 24 po</td> <td>Jetables pour l’hôpital Busse</td><td>696</td><td>Découpez un trou rectangulaire.</td></tr><tr><td>Isothesia isoflurane</td><td>Henry Schein&nbsp ;</td><td>50033</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Tampon de gaze de coton stérile, 4 » x 4</td>"<td>Fisher Scientific</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Puralube petrolatum pommade ophtalmique, tube de 1/8 oz</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Nair crème dépilatoire</td><td>Church & Dwight Co.</td><td>22339-05</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex buprénorphine&nbsp ; 0,3 mg/ml</td><td>Reckitt Benckiser Pharma Inc</td><td>NDC 12496-0757-5</td><td></td></tr> 1 <tr><td>cc seringue à insuline, 27&nbsp ; G</td><td>Becton Dickinson</td><td>329412</td><td></td></tr><tr><td>Chloraprep Shampooing</td><td>Medline</td><td>APL82287</td><td></td></tr><tr><td>Webcol tampons de préparation à l’alcool</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td></td></tr><tr><td>BioGel PI Gants chirurgicaux</td><td>M&ouml ; lnlycke Health Care</td><td>ALA42675Z</td><td></td></tr><tr><td>Micro Forceps avec dents</td><td>Roboz</td><td>RS-5150</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux fins - tranchants</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Pince dentelée droite</td><td>Outils scientifiques</td><td>fins 11050-10</td><td></td></tr><tr><td>Tournevis d’aiguille Castro-Viejo</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>12565-14</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium 0,9 % Irrigation</td><td>Baxter</td><td>BHL2F7121</td><td>Chaud à 37 &deg ; C avant utilisation</td></tr><tr><td>Seringue de 10 ml</td><td>Becton Dickinson</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Vicryl suture tressée résorbable, 18", aiguille PS-2</td><td>Henry Schein&nbsp ;</td><td></td><td></td>6546037</tr><tr><td>Suture monofilament bleu 24" BV-1 aiguille</td><td>Henry Schein&nbsp ;</td><td>8305H</td><td>Est généralement livré à deux bras. Coupez la suture à mi-chemin pour générer deux sutures utilisables.</td></tr><tr><td>Microciseaux Cole-Parmer, qualité standard, droit, 4".</td><td>Cole- Parmer</td><td>EW-10818-06</td><td></td></tr><tr><td>Medline Gelée lubrifiante stérile</td><td>Medline</td><td>MDS032273H</td><td></td></tr></tbody></table>

création de l’anastomose du côlon chez la souris

Creation of Colonic Anastomosis in Mice

Anastomoses intestinales sont couramment effectués en opérations électifs et émergentes. Malgré cela, les fuites anastomotiques sont un très redouté complications de la chirurgie du côlon et peuvent se produire chez 26 % des anastomoses chirurgicales, avec mortalité étant jusqu'à 39 % pour les patients ayant une telle fuite. Actuellement, il subsiste un manque de données décrivant les mécanismes cellulaires de cicatrisation anastomotique. Concevoir des stratégies de prévention et les modalités de traitement de fuite anastomotique pourrait être grandement potentialisée par une meilleure compréhension de la guérison anastomotique approprié.
Un modèle murin est idéal car des études antérieures ont montré que l’anastomose murin est plus cliniquement similaire à l’affaire humaine par rapport aux autres modèles animaux. Nous offrons un modèle murin facilement reproductible d’anastomose colique chez les souris qui permettra à titre d’illustration supplémentaire de guérison anastomotique.

À 7 jours suivant la chirurgie, l’anastomose doit être bien guérie. L’anastomose peut être récoltée à points dans le temps avant et après que sept jours afin de mieux illustrer les étapes de la cicatrisation anastomotique. Dans la Figure 9, l’analyse histologique montre un fibreux (collagène visualisé par coloration trichrome) réponse médiée par les myofibroblastes positif d’alpha-actine muscle lisse. Cependant, nous avons constaté que les résultats des analy...

Une fuite anastomotique ou une panne après la chirurgie est une cause majeure de mortalité et de morbidité postopératoire. Notre intervention chirurgicale pour la création d’une anastomose du côlon est une méthode fiable et reproductible pour étudier les mécanismes de guérison des anastomoses.

Création de l’anastomose du côlon chez la souris

Intestinal anastomoses are commonly performed in both elective and emergent operations. Even so, anastomotic leaks are a highly feared complications of ...

Cette méthode peut aider à répondre aux questions clés sur les mécanismes de guérison des anastomoses colo-coloniques, et peut fournir un modèle pour réduire les taux de fuite anastomotic et leurs conséquences potentiellement dévastatrices. Notre technique offre une méthode relativement simple et reproductible pour exécuter l’anastomosis colo-colonique ou colo-rectal dans un modèle animal avec des taux cliniques semblables de fuite aux patients humains. Commencez par fixer les membres d’une souris anesthésiée à la surface chirurgicale et désinfectez l’abdomen exposé avec de la chlorhexidine.Ensuite, placez un drapé stérile sur l’animal, et faire une incision cutanée le long de la ligne médiane du bas-ventre au xiphoïde. Utilisez des forceps pour soulever la ligne médiane de la paroi abdominale, et en prenant soin de ne pas blesser les structures intra-abdominales incise la longueur du fascia abdominal de midline. Lorsque les intestins sont exposés, localiser le cecum et les intestins grêles, et faire pivoter les viscères gauches côté médiocrement pour exposer le côlon descendant et sigmoïde.Couvrez ensuite les viscères d’une gaze humide et stérile. Enduire une pointe de sonde conto

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Deux techniques peuvent être utilisées pour établir ce modèle: l'injection d'une suspension de cellules cancéreuses dans le mur caecal ou la transplantation d'un morceau de tumeur sous-cutanée sur le caecum. Ce modèle est utile pour étudier l'évolution naturelle du cancer colorectal et le test de nouveaux agents thérapeutiques contre le cancer colorectal.

Modèle de souris orthotopique du cancer colorectal

Cette vidéo montre la génération d’un modèle de boucle iléale pour étudier la perméabilité intestinale dans un modèle murin. Cette méthode fournit un modèle vivant pour comprendre la fonction de la barrière épithéliale et la réponse immunitaire qui en résulte.

Modèle de l’anse iléale de souris : un modèle chirurgical pour étudier la perméabilité intestinale chez la souris

Dans cette vidéo, nous décrivons une intervention chirurgicale visant à générer une boucle proximale du côlon de souris ou un segment pcLoop, suivie d’une injection intraluminale de marqueurs fluorescents dans le segment afin d’étudier la perméabilité épithéliale intestinale.

Génération d’un modèle de boucle du côlon proximal chez la souris : procédure chirurgicale permettant de générer une boucle du côlon proximal et de mesurer la perméabilité intestinale par détection de marqueurs fluorescents dans le sérum après injection intraluminale

Au cours des dernières années, de nouveaux endoscopes génération ont émergé comme aides à la recherche de diagnostic importants pour évaluer la colite murine et les tumeurs colorectales. Nous présentons ici un protocole détaillé pour l'évaluation endoscopique de tumeurs colorectales et inflammation chez des souris, ainsi que d'un système de pointage roman qui utilise des identificateurs décimaux pour documenter la sévérité de la colite endoscopique et tumeurs colorectales.

La coloscopie flexible chez la souris pour évaluer la sévérité de la colite et de tumeurs colorectales l&#39;aide d&#39;un système validé endoscopique de notation

&lt; classe p = 'jove_content'&gt; La résection iléo-colique est couramment pratiquée dans plusieurs maladies humaines ; cependant, on sait peu de choses sur l’impact de la résection intestinale sur les maladies chirurgicales. Cet article fournit des instructions sur l’exécution de la procédure chez la souris avec un grand succès, fournissant un moyen d’étudier les effets de la résection iléo-colique dans des modèles de maladie.

Murin iléocoliques résection du côlon avec anastomose primaire

Un protocole pour l'établissement d'un modèle de souris génétiquement modifiée de cancer colorectal par une infection segmentaire adeno-cre et sa surveillance par coloscopie à haute résolution est présentée.

Un modèle de souris génétiquement modifiée de cancer colorectal sporadique

Colostomie distale murin fournit un modèle murin pour la colite détournement humaine, une colite lymphocytaire principalement dans le segment du côlon exclus du flux de matières fécal.

Murine colostomie distale, un nouveau modèle de colite détournement chez les souris C57BL/6

Le protocole présenté décrit un déplacement chirurgical facile de l'appendice (patch caecal) dans une souris suivie de l'induction du cancer colorectal associé à la maladie intestinale inflammatoire. Ce modèle d'appendicectomie de murine permet d'investigation du rôle biologique de l'appendice dans la pathogénie de la maladie gastro-intestinale humaine.

Modèle d'appendicectomie de Murine de cancer colorectal associé de colite chronique par localisation précise du patch caecal

La fonction épithéliale intestinale dérégulée de barrière et les immuno-réactions sont des cachets de la maladie d’entrailles inflammatoire qui restent mal étudiées en raison d’un manque de modèles physiologiques. Ici, nous décrivons un modèle intestinal de boucle de souris qui emploie un segment bien-vascularisé et extériorisé d’entrailles pour étudier la perméabilité muqueuse et le recrutement de leucocyte in vivo.

Évaluation fonctionnelle de la perméabilité intestinale et de la migration transépithéliale des neutrophiles chez la souris à l’aide d’un modèle normalisé de boucle intestinale

Le pontage duodéno-iléal par anastomose unique (ISAD-S) est une procédure bariatrique émergente ayant des effets métaboliques importants. Dans cet article, nous présentons un modèle fiable et reproductible de l’ISAD-S chez la souris.

Dérivation duodéno-iléale à anastomose unique avec modèle de gastrectomie à manchon chez la souris

Nous décrivons un modèle murin d’iléus postopératoire généré par manipulation intestinale. La fonction du transit gastro-intestinal, les changements pathologiques et l’activation des cellules immunitaires ont été évalués 24 h après la chirurgie.

Modèle postopératoire d’iléus murin

Découvrez une technique chirurgicale reproductible pour créer une anastomose colique chez la souris, modèle pertinent pour étudier la cicatrisation et les fuites anastomotiques. Cette méthode permet d'analyser les mécanismes cellulaires impliqués dans la réparation tissulaire postopératoire.

Création de l’anastomose du côlon chez la souris

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