Name: La spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle à 7 T dans le Cortex de baril de Rat pendant l’Activation de Whisker (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 26 s
Description: Découvrez la spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle à 7 T pour étudier les fluctuations de lactate dans le cortex somatosensoriel du rat lors de la stimulation des vibrisses. Cette méthode permet d'analyser les changements métaboliques en temps réel de manière non invasive.

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Toutes les procédures d’animaux ont été effectuées conformément aux directives expérimentation animale européenne communautés la directive du Conseil du 24 novembre 1986 (86/609/CEE). Le protocole a rencontré les directives éthiques du Ministère Français de l’Agriculture et des forêts et a été approuvé par les comités d’éthique locaux (Comité d « éthique versez L » expérimentation Animale Bordeaux n ° 50112090-A).
NOTE : Lors de la mesure de Monsieur, un niveau adéquat d’anesthésie et en surveillance physiologique (température corporelle, la fréquence respiratoire) sont des exigences indispensables.
1. les animaux
<ol><li>Utiliser des rats Wistar mâles pesant entre 350 et 450 g.</li>
	<li>Conservez-les sur un 12:12 h de lumière : obscurité cycle et fournir de la nourriture et l’eau ad libitum.</li>
</ol>2. anesthésie
<ol><li>Préparer le matériel nécessaire pour l’anesthésie (Figure 1 a, B, voir la Table des matières) : une seringue de 5 mL contenant médétomidine en solution saline physiologique (240 µg/kg/h, avec un taux de perfusion de 20 µL/min), une seringue de 0,5 mL contenant atipamézole (20 μL, dans 0,5 mL de solution saline) et pommade ophtalmique. Remarque : Conservez tout le matériel sous la hotte aspirante, sauf la seringue de 5 mL contenant médétomidine, qui est placé dans le pousse-seringue autour de l’aimant pour l’anesthésie au cours de l’acquisition de Monsieur.</li>
	<li>Placez le rat dans la chambre de l’induction, démarrer l’anesthésie en livrant 4 % isoflurane et régler le débit d’oxygène à 1,5 L/min.</li>
	<li>Évaluer la profondeur de l’anesthésie en évaluant le retrait des réflexes de la patte.</li>
	<li>Lorsque le rat ne répond pas à la stimulation, sortir de la boîte de l’anesthésie, placez-le sur le banc avec son nez dans le masque de l’isoflurane et maintenir l’anesthésie en livrant de 2,5 % dans l’oxygène à 1,5 L/min.</li>
	<li>Doucement masser la queue et placer le tourniquet (Figure 1). NOTE : Le massage peut être effectué dans l’eau tiède, avec une température entre 38 et 42 ° C, pour obtenir une meilleure vasodilatation des veines.</li>
	<li>Insérer le cathéter intraveineux périphérique (22 G), précédemment hépariné, dans la veine caudale gauche ou à droite. Notez qu’on observe un retour veineux (une goutte de sang est visible à la partie distale de l’aiguille) lorsque le cathéter est correctement inséré (Figure 1).</li>
	<li>Souffler les bulles d’air présentes dans le volume d’espace mort de cathéter à l’aide de la seringue de 2 mL contenant de l’héparine et solution de sérum physiologique.</li>
	<li>Appliquer la pommade oculaire et préparer la seringue contenant atipamézole (17 µg/mL) pour réveiller le rat à la fin de l’expérience.</li>
</ol>3. rat Placement dans Magnet pour la Stimulation Whisker
<ol><li>Placer un capteur de respiration sur le lit de l’aimant et ensuite transférer le rat sur le banc pour le lit de l’aimant. Placez-le en position couchée avec son nez dans le masque de l’isoflurane, avec le capteur de respiration situé entre la cage thoracique et le lit de l’aimant. Remarque : Tout le matériel qui entre dans la salle de MRI devrait être MRI-safe.</li>
	<li>Diminuer l’isoflurane (de 4 % à 1,5 %-2 %) pendant le placement de rat et basculez l’anesthésie médétomidine à la fin de cette procédure. Veiller à ce que les moustaches de droite sont libres, ayant coupé le bord droit à l’avant du rat lit MRI au préalable pour permettre le mouvement des moustaches.</li>
	<li>Tenez le rat en place avec du ruban adhésif et surveiller sa respiration qui doit être comprise entre 60 et 80 respirations / minute.</li>
	<li>Faire une voile qui intercepte les moustaches tout droits dans la bande de papier (Figure 2). Aligner le tuyau d’évacuation flexible du système air-souffle le long de la rat lit MRI afin que la partie sortant du tube est perpendiculaire et à environ 1,5 cm de la voile. Fixez-le avec du ruban de papier.</li>
</ol>4. whisker Stimulation
<ol><li>Connectez le tuyau flexible d’arrivée d’une source d’air comprimé (1 bar) à une entrée de soupape de commande de solénoïde et le tuyau d’évacuation à la sortie de vanne de contrôle solénoïde (Figure 3). S’assurer que l’électrovanne de contrôle reste à l’extérieur de la salle de l’aimant.</li>
	<li>Branchez le périphérique "pulsé" de l’électrovanne et à l’aimant à l’aide de la logique de transistor-transistor (TTL)-port. Configurez-le afin que la fréquence de pulsation = 8 Hz, le temps de "pulsé" = 20 s et le temps de repos = 10 s. Remarque : Ces paramètres, visualisées sur le petit cristaux liquides (LCD) écran de visualisation, sont réglable via les potentiomètres analogiques dédiés trois. Le dispositif électronique "pulsé", qui contrôle le paradigme, doit être composé de composants électroniques de haute qualité afin d’éviter toute dérive dans les paramètres de temps (pour le post-traitement correcte).</li>
</ol>5. "BOLD" IRMf Acquisition
<ol><li>Placer le cerveau du rat pour qu’il soit en position verticale et utilisez les barres de l’oreille de le pour entretenir. Placer la bobine de tableau volume dessus de tête de rat (Figure 4 a) et fixez-le à l’aide de ruban adhésif. Vérifier que la voile se déplace correctement (mouvement antéro-postérieur, sans rotation et sans frottement de voile) lorsque le système air-puff est tourné sur; puis, éteignez-le.</li>
	<li>Insérer le lit et la bobine dans le centre de l’aimant. Vérifier que la voile se déplace encore correctement une fois que le lit est à l’intérieur de l’aimant lorsque le système air-puff est sur; puis, éteignez-le. Passer complètement d’isoflurane à médétomidine (taux de perfusion : 20 µL/min).</li>
	<li>Vérifiez que le rat est bien situé à l’aide d’une séquence de localisation (TE = 2,5 ms ; TR = 100 ms ; moyenne = 1 ; répétition = 1 ; tranche = 1 mm ; taille de l’image = 256 x 256 ; champ de vision (FOV) = 50 x 50 mm ; temps de scan = 12 s 800 ms). Faites glisser l’onglet de séquence d’alignement de piste dans le nom de l’Instruction et cliquez sur continuer.</li>
	<li>Faites glisser l’onglet séquence de T2_Star_FID_EPI dans le nom de l’Instruction, centre du champ de vision sur le milieu du cerveau et cliquez sur l’onglet de la plate-forme d’ajustement pour ouvrir l’instruction scan édité. Enregistrer une carte de0 B et procéder à un balayage de cale. Remarque : Pour une carte de0 B, utilisez les paramètres suivants : première fois écho = 1,65 ms ; TR = 20 ms, moyennes = 1 ; Flip angle = 30° ; écho d’espacement = 3,805 ms ; tranche = 58 mm ; taille de l’image = 64 x 64 x 64 ; FOV = 58 x 58 x 58 mm ; temps de scan = 1 m 24 s 920 Mme pour scan shim, utilisez les paramètres suivants : voxel excitation sélective = impulsion gaussienne de vapeur ; TE = 5 ms ; temps de mélange = 10 ms ; durée d’acquisition = 204,8 ms ; bande passante maximale = 10 000 Hz ; temps de pause = 50 μs).</li>
	<li>Démarrer la séquence T2 Star_FID_EPI (TE = 16,096 ms ; TR = 500 ms ; moyenne = 1 ; répétition = 600 ; tranche = 1 mm ; quatre coupes consécutives ; taille de l’image = 128 x 128 ; FOV = 20 x 20 mm ; bande passante maximale = 333 333,3 Hz ; temps de scan = 5 min 00 s). Remarque : En raison du port TTL, déclenchant un signal extérieur démarre le système air-pouf en même temps. Le paradigme = [20 s activation + 10 reste s] x 10, pour toute la durée des 600 scannes, 500 ms par balayage. Les tranches sont centrées sur le milieu de la zone de champ de baril.</li>
	<li>Acquérir une autre séquence de localisation (identique à l’étape décrite dans un 5.3) permettant de comparer avec le premier et vérifiez si le rat se déplace au cours de la séquence T2_Star_FID_EPI.</li>
	<li>Mettre le lit dans sa position initiale, retirer la bobine de tableau de volume et raccorder la bobine de surface.</li>
</ol>6. "BOLD" traitement
<ol><li>Ouvrez le fichier Star_FID_EPI T2 et lire l’image T2 Star_FID_EPI dans l’Affichage des images. Ouvrez la fenêtre de démarrage du contrôleur fonctionnel, appelé FunController.</li>
	<li>Dans cet onglet traitement , sélectionnez la fenêtre d’imagerie fonctionnelle et de définir le protocole de stimulation (durée et alternance de On/Off périodes, correspondant au paradigme utilisé).</li>
	<li>Sélectionnez la fenêtre protocole (dataset à l’aide de 600 cadres) et insérer la valeur de 40 dans l’onglet Sur la période et 20 dans l’onglet période , cliquez sur l’onglet Attribution d’inverser et faites glisser le curseur de Stimulation États vers la gauche pour sélectionner le valeur 1.</li>
	<li>Dans la fenêtre de prétraitement, cliquez sur le filtre médian dans l’avion pour le prétraitement et le filtre médian (2D, 3D) pour le post-traitement.</li>
	<li>Cliquez sur l’onglet Execute et faites glisser les curseurs pour ajuster la table de choix de superposition. Visualiser la zone du cerveau activées (Figure 4 b).</li>
</ol>7. proton Mme Acquisitions
<ol><li>Positionner correctement la bobine de surface, modifier la position de la tête de rat. Rotation de la tête (dans le sens horaire d’environ 30°) pour que la bobine de surface (Figure 5 a) peut être placée juste au-dessus du cortex de baril gauche tout en étant horizontale et située au centre aimant quand à l’intérieur de l’aimant.</li>
	<li>Placer la bobine de surface, fixez-le sur le cerveau du rat à l’aide de ruban adhésif (Figure 5 b) et vérifier que la voile se déplace correctement (mouvement antéro-postérieur, sans rotation et sans frottement de la voile) lorsque le système air-puff est tourné sur; ensuite, il éteindre à l’interrupteur principal.</li>
	<li>Vérifier que la voile se déplace correctement une fois que le lit est à l’intérieur de l’aimant lorsque le système air-pouf est activé. Puis, éteignez-le.</li>
	<li>Vérifier que le rat est positionné correctement en utilisant une séquence de localisation. Réglez les paramètres comme suit : TE = 2,5 ms ; TR = 100 ms ; moyenne = 1 ; répétition = 1 ; tranche = 1 mm ; taille de l’image = 256 x 256 ; FOV = 50 x 50 mm ; temps de scan = 12 s 800 ms.<ol>
<li>Faites glisser l’onglet de séquence d’alignement de piste dans la fenêtre nom d’Instruction et cliquez sur l’onglet de continuer d’exécuter le programme de numérisation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lorsque la localisation cérébrale est correcte, faites glisser l’onglet de séquence T2_TurboRARE dans la fenêtre nom d’Instruction et cliquez sur continuer pour exécuter le programme de numérisation. Ces images anatomiques, ainsi que de l’acquisition d’IRMf BOLD précédente, permettra la localisation correcte du voxel dans la S1BF profit de Mme. Remarque : Les paramètres T2_TurboRARE sont 14 tranches, 2 mm par tranche, FOV = 2,5 x 2,5 cm, TE = 100 ms, TR = 5 000 ms, matrice = 128 x 128, temps de séquence = 2 min 40 s.</li>
	<li>Faites glisser l’onglet séquence LASER dans la fenêtre nom d’Instruction , placer le voxel (hauteur 2 mm, 2,5 mm de long, 3 mm de profondeur) au centre de la zone de S1BF.<ol>
<li>Utiliser un atlas de cerveau de rat et de l’amélioration de l’IRMf BOLD pour localiser la zone sur des images de T2 (Figure 6). Cliquez sur l’onglet de la plate-forme d’ajustement pour ouvrir l’instruction scan édité. Cliquez sur l’onglet Wobble et changement de l’impédance (chargement électronique) de la bobine de réception légèrement à tune. Cliquez sur l’onglet appliquer lorsque le réglage est terminé pour fermer l’éditeur de l’enseignement et appliquer les modifications dans l’instruction de modification.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Enregistrer une carte de0 B et procéder au balayage shim et, ensuite, effectuer une cale locale. Remarque : Pour consulter la carte de0 B, utilisez les paramètres suivants : première fois écho = 1,65 ms ; TR = 20 ms, moyennes = 1 ; Flip angle = 30° ; écho d’espacement = 3,805 ms ; tranche = 58 mm ; taille de l’image = 64 x 64 x 64 ; FOV = 58 x 58 x 58 mm ; temps de scan = 1 m 24 s 920 Mme pour la cale de balayage, utilisez les paramètres suivants : voxel pulsion gaussienne de le vapeur d’excitation sélective ; TE = 5 ms ; temps de mélange = 10 ms ; durée d’acquisition = 204,8 ms ; bande passante maximale = 10 000 Hz ; temps de pause = 50 μs. Pour la cale locale, utilisez les paramètres suivants : suppression de l’eau, durée d’acquisition de vapeur = 1 363,15 ms ; points = 4 096 ; bande passante en Hz = 3 004,81 Hz ; bande passante en ppm = 10 ppm ; temps de pause = 166,40 μs ; résolution spectrale = 0,37 Hz/points. Les paramètres LASER sont : temps d’écho = 19,26 ms ; TR = 2 500 ms ; moyenne = 128 ou 32 ; temps de scan = 5 min 20 s ou 1 min 20 s ; points d’achat = 4 096.</li>
	<li>Effectuer 1H-MRS.<ol>
<li>Le départ de la 1H-MRS acquisition tout d’abord pendant une période de repos (scans LASER 4 x 32 + LASER 128 scans ; 2 500 ms par scan).</li>
		<li>Acquérir une autre séquence de localisation (identique à l’étape décrite dans un 5.3) pour comparer avec le premier enregistré et veiller à ce que le rat n’a pas bougé lors de l’acquisition du LASER.</li>
		<li>Effectuer 1H-MRS lors de l’activation de moustaches à l’aide de la séquence LASER (scans LASER 4 x 32 + LASER 128 scans ; 2 500 ms par scan) avec le système air-pouf (paradigme = 20 s d’activation et 10 s de repos).</li>
		<li>Encore une fois, exécuter une séquence de localisation pour vérifier si le rat a déménagé. Remarque : Le nombre de scans et de périodes de repos/activé peut être adapté et modifié, mais toujours veiller à ce que le rat n’est pas en mouvement en effectuant régulièrement une séquence de localisation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mettre le lit dans sa position initiale, retirer la bobine de surface et reculer le rat à la magistrature. Injecter atipamézole dans un pli de peau fait en arrière du rat pour inverser l’anesthésie et réveiller il.</li>
</ol>8. proton Mme traitement
<ol><li>Ouvrez le logiciel LCModel et cliquez sur l’onglet approprié pour sélectionner le type de données appropriée (fichier Free Induction Decay ) et sélectionnez le fichier. Cliquez sur l’onglet OK quand ce sera fait.</li>
	<li>Optimiser les paramètres de contrôle de quantification étape par étape.<ol>
<li>Dans la section titre , entrez un titre et manuellement définir une gamme adéquate ppm (p. ex., 0,2 à 4,0 ppm) en tapant manuellement la valeur nécessaire dans leurs champs respectifs.</li>
		<li>Dans la section du fichier de base , sélectionnez et téléchargez le fichier requis pour s’adapter correctement à la base de la macromolécule (elle peut être fournie par le fournisseur du logiciel).</li>
		<li>Définir et charger les paramètres de contrôle d’entrée. Préparer l’enregistrement de tous les types de fichiers utiles au préalable (TABLE = tables compactes ; PS = nécessaire sortie PostScript ; CSV = format de feuilles de calcul ; COORD = coordonnées des emplacements). Cliquez sur l’onglet RunLCModel pour commencer la quantification LCModel.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Définir des métabolites sélectionnés pour produire des statistiques. NOTE : LCModel permet la quantification de métabolite et estimations des erreurs par une valeur appelée (CRLB) de Cramér-Rao lower bound. Une valeur avec un CRLB < 15 est considéré comme une quantification optimale. Un CRLB > 25 indique une valeur non fiable.</li>
</ol>

<ol><li>Pellerin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity-dependent+regulation+of+energy+metabolism+by+astrocytes%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Activity-dependent regulation of energy metabolism by astrocytes: an update.</a> Glia. 55, 1251-1262 (2007).</li>
<li>Pellerin, L., Magistretti, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glutamate+uptake+into+astrocytes+stimulates+aerobic+glycolysis%3A+a+mechanism+coupling+neuronal+activity+to+glucose+utilization%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Glutamate uptake into astrocytes stimulates aerobic glycolysis: a mechanism coupling neuronal activity to glucose utilization.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 10625-10629 (1994).</li>
<li>Cholet, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+injection+of+antisense+oligonucleotides+targeted+to+the+glial+glutamate+transporter+GLAST+decreases+the+metabolic+response+to+somatosensory+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Local injection of antisense oligonucleotides targeted to the glial glutamate transporter GLAST decreases the metabolic response to somatosensory activation.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 21, 404-412 (2001).</li>
<li>Voutsinos-Porche, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glial+Glutamate+Transporters+Mediate+a+Functional+Metabolic+Crosstalk+between+Neurons+and+Astrocytes+in+the+Mouse+Developing+Cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Glial Glutamate Transporters Mediate a Functional Metabolic Crosstalk between Neurons and Astrocytes in the Mouse Developing Cortex.</a> Neuron. 37, 275-286 (2003).</li>
<li>Zimmer, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%5B18F%5DFDG+PET+signal+is+driven+by+astroglial+glutamate+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">[18F]FDG PET signal is driven by astroglial glutamate transport.</a> Nature Neuroscience. 20 (3), 393-395 (2017).</li>
<li>Haiss, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+in+vivo+two-photon+imaging+after+blood+replacement+by+perfluorocarbon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Improved in vivo two-photon imaging after blood replacement by perfluorocarbon.</a> The Journal of Physiology. , (2009).</li>
<li>Mullins, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+a+theory+of+functional+magnetic+resonance+spectroscopy+%28fMRS%29%3A+A+meta-analysis+and+discussion+of+using+MRS+to+measure+changes+in+neurotransmitters+in+real+time%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinvian+Journal+of+Psychology%22%5BJournal%5D)">Towards a theory of functional magnetic resonance spectroscopy (fMRS): A meta-analysis and discussion of using MRS to measure changes in neurotransmitters in real time.</a> Scandinvian Journal of Psychology. 59, 91-103 (2018).</li>
<li>Rat Brain Atlas. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://Labs.gaidi.ca/rat-brain-atlas/">http://Labs.gaidi.ca/rat-brain-atlas/</a> (2018).</li>
<li>Wong-Riley, M. T., Welt, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histochemical+changes+in+cytochrome+oxidase+of+cortical+barrels+after+vibrissal+removal+in+neonatal+and+adult+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Histochemical changes in cytochrome oxidase of cortical barrels after vibrissal removal in neonatal and adult mice.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 77, 2333-2337 (1980).</li>
<li>Petersen, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+functional+organization+of+the+barrel+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The functional organization of the barrel cortex.</a> Neuron. 56, 339-355 (2007).</li>
<li>Cox, S. B., Woolsey, T. A., Rovainen, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localized+dynamic+changes+in+cortical+blood+flow+with+whisker+stimulation+corresponds+to+matched+vascular+and+neuronal+architecture+of+rat+barrels%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Localized dynamic changes in cortical blood flow with whisker stimulation corresponds to matched vascular and neuronal architecture of rat barrels.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13, 899-913 (1993).</li>
<li>Feldmeyer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitatory+neuronal+connectivity+in+the+barrel+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroanatomy%22%5BJournal%5D)">Excitatory neuronal connectivity in the barrel cortex.</a> Frontiers in Neuroanatomy. 6, 24(2012).</li>
<li>Boussida, S., Traore, A. S., Durif, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+of+the+brain+hemodynamic+responses+to+sensorimotor+stimulation+in+a+rodent+model%3A+A+BOLD+fMRI+study%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Mapping of the brain hemodynamic responses to sensorimotor stimulation in a rodent model: A BOLD fMRI study.</a> PLoS One. 12, e0176512(2017).</li>
<li>Heinke, W., Koelsch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthetics+on+brain+activity+and+cognitive+function%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthetics on brain activity and cognitive function.</a> Current Opinion in Anesthesiology. 18, 625-631 (2005).</li>
<li>Horn, T., Klein, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lactate+levels+in+the+brain+are+elevated+upon+exposure+to+volatile+anesthetics%3A+a+microdialysis+study%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochemistry+International%22%5BJournal%5D)">Lactate levels in the brain are elevated upon exposure to volatile anesthetics: a microdialysis study.</a> Neurochemistry International. 57, 940-947 (2010).</li>
<li>Boretius, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Halogenated+volatile+anesthetics+alter+brain+metabolism+as+revealed+by+proton+magnetic+resonance+spectroscopy+of+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Halogenated volatile anesthetics alter brain metabolism as revealed by proton magnetic resonance spectroscopy of mice in vivo.</a> Neuroimage. 69, 244-255 (2013).</li>
<li>Sinclair, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+the+physiological+effects+of+alpha2-agonists+related+to+the+clinical+use+of+medetomidine+in+small+animal+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Veterinary+Journal%22%5BJournal%5D)">A review of the physiological effects of alpha2-agonists related to the clinical use of medetomidine in small animal practice.</a> Canadian Veterinary Journal. 44, 885-897 (2003).</li>
<li>Weber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fully+noninvasive+and+robust+experimental+protocol+for+longitudinal+fMRI+studies+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">A fully noninvasive and robust experimental protocol for longitudinal fMRI studies in the rat.</a> Neuroimage. 29, 1303-1310 (2006).</li>
<li>Hartmann, M. J., Johnson, N. J., Towal, R. B., Assad, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+characteristics+of+rat+vibrissae%3A+resonant+frequencies+and+damping+in+isolated+whiskers+and+in+the+awake+behaving+animal%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mechanical characteristics of rat vibrissae: resonant frequencies and damping in isolated whiskers and in the awake behaving animal.</a> The Journal of Neuroscience. 23, 6510-6519 (2003).</li>
<li>Prichard, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lactate+rise+detected+by+1H+NMR+in+human+visual+cortex+during+physiologic+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Lactate rise detected by 1H NMR in human visual cortex during physiologic stimulation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88, 5829-5831 (1991).</li>
<li>Sappey-Marinier, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+photic+stimulation+on+human+visual+cortex+lactate+and+phosphates+using+1H+and+31P+magnetic+resonance+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Effect of photic stimulation on human visual cortex lactate and phosphates using 1H and 31P magnetic resonance spectroscopy.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 12, 584-592 (1992).</li>
<li>Mazuel, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+neuronal+MCT2+knockdown+in+the+rat+somatosensory+cortex+reduces+both+the+NMR+lactate+signal+and+the+BOLD+response+during+whisker+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A neuronal MCT2 knockdown in the rat somatosensory cortex reduces both the NMR lactate signal and the BOLD response during whisker stimulation.</a> PLoS One. 12, e0174990(2017).</li>
<li>Castellano, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NAA+and+NAAG+variation+in+neuronal+activation+during+visual+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Medical+and+Biological+Research%22%5BJournal%5D)">NAA and NAAG variation in neuronal activation during visual stimulation.</a> Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 45, 1031-1036 (2012).</li>
<li>Sarchielli, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+1H-MRS+findings+in+migraine+patients+with+and+without+aura+assessed+interictally%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Functional 1H-MRS findings in migraine patients with and without aura assessed interictally.</a> Neuroimage. 24, 1025-1031 (2005).</li>
<li>Baslow, M. H., Hrabe, J., Guilfoyle, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+relationship+between+neurostimulation+and+N-acetylaspartate+metabolism+in+the+human+visual+cortex%3A+evidence+that+NAA+functions+as+a+molecular+water+pump+during+visual+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Dynamic relationship between neurostimulation and N-acetylaspartate metabolism in the human visual cortex: evidence that NAA functions as a molecular water pump during visual stimulation.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 32, 235-245 (2007).</li>
<li>Mangia, S., Tkac, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+relationship+between+neurostimulation+and+N-acetylaspartate+metabolism+in+the+human+visual+cortex%3A+evidence+that+NAA+functions+as+a+molecular+water+pump+during+visual+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Dynamic relationship between neurostimulation and N-acetylaspartate metabolism in the human visual cortex: evidence that NAA functions as a molecular water pump during visual stimulation.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 35, 245-248 (2008).</li>
<li>Baslow, M. H., Hrabal, R., Guilfoyle, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+the+authors+to+the+Letter+by+Silvia+Mangia+and+Ivan+Tkac%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Response of the authors to the Letter by Silvia Mangia and Ivan Tkac.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 35, 247-248 (2008).</li>
<li>Barros, L. F., Weber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CrossTalk+proposal%3A+an+important+astrocyte-to-neuron+lactate+shuttle+couples+neuronal+activity+to+glucose+utilisation+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">CrossTalk proposal: an important astrocyte-to-neuron lactate shuttle couples neuronal activity to glucose utilisation in the brain.</a> The Journal of Physiology. 596, 347-350 (2018).</li>
<li>Bak, L. K., Walls, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CrossTalk+opposing+view%3A+lack+of+evidence+supporting+an+astrocyte-to-neuron+lactate+shuttle+coupling+neuronal+activity+to+glucose+utilisation+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">CrossTalk opposing view: lack of evidence supporting an astrocyte-to-neuron lactate shuttle coupling neuronal activity to glucose utilisation in the brain.</a> The Journal of Physiology. 596, 351-353 (2018).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le cortex de baril, également appelé S1BF pour le cortex somatosensoriel ou champ de canon, est une région au sein de la couche corticale IV que l'on peut observer à l’aide de la cytochrome c oxydase coloration9, et son organisation est bien connue car elle a été largement décrit 10,11. Un vibrissa est connecté à un tonneau, dans lequel environ 19 000 neurones sont organisés en une colonne12. La voie de moustaches-a...

Le cerveau possède des mécanismes intrinsèques qui permettent la régulation de son principal substrat (c.-à-d., glucose), tant pour sa contribution et son utilisation, selon les variations de l’activité cérébrale locale. Bien que le glucose est le substrat de l’énergie principale pour le cerveau, les expériences réalisées ces dernières années ont montré que lactate, qui est produite par les astrocytes, pourrait être un substrat d’efficacité énergétique pour les neurones. Cela soulève l’hypothèse d’une navette de lactate entre les neurones et les astrocytes1. Connu comme ANLS, astrocyte-neurone lactate navette2, la théorie est encore très débattue mais a conduit à proposer ce glucose, plutôt que d’entrer directement dans les neurones, peut entrer les astrocytes, où il est métabolisé en lactate, un métabolite qui est , puis, transférée aux neurones, qui sert de substrat énergétique efficace. Si telle une navette existe en vivo, cela aurait plusieurs conséquences importantes, tant pour la compréhension des techniques de base en imagerie cérébrale fonctionnelle (tomographie par émission de positons [PET]) que pour déchiffrer les altérations métaboliques observées dans les pathologies cérébrales.
Pour étudier le métabolisme cérébral et, particulièrement, les interactions métaboliques entre les neurones et les astrocytes, les quatre principales techniques sont disponibles (non compris les micro / nano-capteurs) : autoradiographie, PET, microscopie confocal fluorescence biphotonique et Mme. Autoradiographie était l’une des premières méthodes proposées et fournit des images de l’accumulation régionale de radioactif 14C-2-désoxyglucose dans des tranches de cerveau, tout en PET rendements in vivo des images de la capture régionale de radioactifs 18 F-désoxyglucose. Les deux ont l’inconvénient de l’utilisation de molécules irradiative tout en produisant des images à résolution spatiale faible. Microscopie biphotonique offre une résolution cellulaire des sondes fluorescentes, mais la diffusion de la lumière par le tissu limite la profondeur d’imagerie. Ces trois techniques ont servi auparavant à étudier les neuroenergetics chez les rongeurs pendant whisker stimulation3,4,5,6. In vivo MRS a le double avantage d’être non invasive et non radioactif, et toute la structure du cerveau peut être explorée. En outre, MRS peut être effectuée au cours de l’activation neuronale, une technique appelée MRS fonctionnelle (rapports de gestion financière), qui a été développé très récemment dans les rongeurs7. Par conséquent, un protocole pour contrôler le métabolisme cérébral au cours de l’activité cérébrale par 1H-MRS in vivo et de façon non invasive est proposé. La procédure est décrite chez des rats adultes en bonne santé avec activation du cerveau obtenue par une stimulation de moustaches air-pouf effectuée directement dans un imageur par résonance magnétique (RM) de T à l’adresse 7 mais peut être adaptée chez les animaux génétiquement modifiés, ainsi que dans un état pathologique .

<table><tbody><tr><td>Seringue de 0,5 ml avec aiguille</td><td>Becton, Dickinson and Company, États-Unis</td><td>2020-10</td><td>0,33 mm (29 G) x 12,7 mm</td></tr><tr><td>1H spectroscopie de surface</td><td>Bruker, Ettlingen, Allemagne</td><td>T116344</td><td></td></tr><tr><td>7T Bruker Biospec system</td><td>Bruker, Ettlingen, Allemagne</td><td>70/20 USR</td><td></td></tr><tr><td>Dispositif à impulsions basé sur Arduino Uno</td><td>fabriqué</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>sur mesureAtipamézole</td><td>V&eacute ; toquinol, S.A., France</td><td>V8335602</td><td>Antisédan, 4,28 mg</td></tr><tr><td>Masque respiratoire</td><td>sur</td><td></td><td></td>mesure</tr><tr><td>Pommade pour les yeux</td><td>TVM laboratoire, France</td><td>40365</td><td>Gel Ocry 10 g</td></tr><tr><td>Chambre d’induction</td><td>sur</td><td></td> mesure <td>30x17x15 cm</td></tr><tr><td>Tuyau flexible d’entrée</td><td>Gardena, Allemagne</td><td>1348-20</td><td>Diamètre 4,6 mm, 3m de long</td></tr><tr><td>Pompe Isoflurane, Vaporisateur modèle 100, classique T3</td><td>Surgivet, Harvard Apparatus</td><td>WWV90TT</td><td>à partir de OH 43017, U.S.A</td></tr><tr><td>Isoflurane, liquide pour inhalation</td><td>Vertflurane, Virbac, France</td><td>QN01AB06</td><td>1000 mg/mL</td></tr><tr><td>Pousse-seringue KD Scientific</td><td>KD sientific, Holliston, USA</td><td>Legato 110</td><td></td></tr><tr><td>LCModel software LCModel</td><td>Inc., Ontario, Canada</td><td>6.2</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhydrate de médétomidine</td><td>V&eacute ; toquinol, S.A., France</td><td>QN05CM91</td><td>Domitor, 1 mg/mL</td></tr><tr><td>Rouleau de micropores de pansement</td> adhésif <td>3M micropore, Minnesota, États-Unis</td><td>MI912</td><td></td></tr><tr><td>Rouleau de micropores de plâtre</td><td>adhésif 3M micropore, Minnesota, États-Unis</td><td>MI925</td><td></td></tr><tr><td>Système de surveillance des paramètres physiologiques</td><td>SA Instruments, Inc, Stony Brook, NY, États-Unis</td><td>Modèle 1025</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fresenius Kabi, Allemagne</td><td>B05XA03</td><td>0,9 % 250 mL</td></tr><tr><td>Tuyau flexible de sortie</td><td>Gardena, Allemagne</td><td>1348-20</td><td>Diamètre 4,6 mm, 4 m de long</td></tr><tr><td>Logiciel Paravision</td><td>Bruker, Ettlingen, Allemagne</td><td>6.0.1</td><td></td></tr><tr><td>Cathéter intraveineux périphérique</td><td>Terumo, Shibuya, Tokyo, Japon</td><td>SP500930S</td><td>22 G x 1", 0,85 x 25 mm, 35 mL/min</td></tr><tr><td>Bobine de tête de rat</td><td>Bruker, Ettlingen, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Héparine sodique, solution injectable</td><td>Choai, Sanofi, Paris, France</td><td>B01AB01</td><td>5000 UI/mL</td></tr><tr><td>Électrovannes de régulation, piston piston 2/2 voies à action directe</td><td>Burkert, Allemagne</td><td>3099939</td><td>Type de modèle 6013</td></tr><tr><td>Terumo 2 ml seringue</td><td>Terumo, Shibuya, Tokyo, Japon</td><td>SY243</td><td>avec aiguille 21 g x 5/8</td></tr>" <tr><td>Terumo Seringue 5 mL</td><td>Terumo, Shibuya, Tokyo, Japon</td><td>05SE1</td><td></td></tr><tr><td>Wistar RJ-Han rats</td><td>Janvier Laboratories, France</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

la spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle à 7 t dans le cortex de baril de rat pendant l’activation de whisker

Functional Magnetic Resonance Spectroscopy at 7 T in the Rat Barrel Cortex During Whisker Activation

Spectroscopie de résonance magnétique nucléaire (RMN) offre la possibilité de mesurer le métabolite cérébral contenu in vivo et non invasive. Grâce aux développements technologiques au cours de la dernière décennie et l’augmentation de l’intensité du champ magnétique, il est maintenant possible d’obtenir bonne résolution spectres in vivo dans le cerveau de rat. Neuroenergetics (c'est-à-dire, l’étude du métabolisme cérébral) et, surtout, les interactions métaboliques entre les différents types de cellules ont suscité un intérêt de plus en plus ces dernières années. Parmi ces interactions métaboliques, l’existence d’une navette de lactate entre les neurones et les astrocytes est encore discutée. Il est, donc, d’un grand intérêt à effectuer la spectroscopie de résonance magnétique de proton fonctionnelle (1H-MRS) dans un modèle de rat de lactate de moniteur et d’activation cérébrale. Toutefois, le pic de lactate de méthyle chevauche les pointes de résonance des lipides et est difficile à quantifier. Le protocole décrit ci-dessous permet métabolique et les fluctuations à surveiller dans une zone du cerveau activées du lactate. Activation cérébrale est obtenue par la stimulation de la moustache et 1H-MRS est exécuté dans le cortex de baril activés correspondantes, dont la superficie est détectée à l’aide de l’oxygène-sang-dépendante du niveau fonctionnel résonance magnétique (IRMf BOLD). Toutes les étapes sont décrites en détail : le choix des anesthésiques, bobines et séquences, réaliser une stimulation efficace whisker directement dans l’aimant et le traitement des données.

Ce protocole permet la quantification des fluctuations de métabolite lors de l’activation cérébrale, qui est obtenue par la stimulation de la moustache droite directement dans l’aimant.
Dans cette étude, l’objectif global de l’IRMf BOLD était de vérifier que la stimulation de la moustache était efficace, pour visualiser la zone de S1BF activée et localiser correctement le voxel pour 1H-rapports de gestion financière. ...

Après avoir vérifié par sang-oxygène-dépendante du niveau fonctionnel de l’imagerie par résonance magnétique (IRMf BOLD) que la superficie correspondante de cortex champ de baril somatosensoriel (appelée S1BF) est bien activée, le principal objectif de cette étude est de quantifier la teneur en lactates fluctuations dans le cerveau de rat activés par spectroscopie de résonance magnétique de proton localisé (1H-MRS) à 7 T.

La spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle à 7 T dans le Cortex de baril de Rat pendant l’Activation de Whisker

Nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy offers the opportunity to measure cerebral metabolite contents in vivo and noninvasively. Thanks to ...

Cette méthode peut aider à répondre aux questions clés dans le domaine de la neurogéné génétique et à déchiffrer les changements métaboliques qui se produisent entre le repos et les états activés. Le principal avantage de cette technique est de suivre cette variation in vivo en temps réel d’une manière non invasive. Cette technique peut notamment être appliquée aux animaux pathologiques ou génétiquement modifiés, par exemple pour déterminer le rôle d’une protéine spécifique dans l’interaction métabolique entre les neurones et les lyocellules. Commencez par placer un capteur respiratoire sur le lit magnétique et transférer le rat au lit aimanté en position couchée avec son nez dans le masque isoflurane et avec le capteur respiratoire situé entre la cage thoracique et le lit magnétique. Assurez-vous que les moustaches droites sont libres et fixez le rat avec du ruban adhésif. Utilisez du ruban adhésif pour faire une vente qui emprisonne toutes les moustaches droites et aligner le tuyau de sortie flexible du système de bouffée d’air le long du lit d’IRM rat de sorte que la partie sortant du tube est perpendiculaire et à environ un centimètre et demi de la vente. Ensuite, fixez le tuyau en position avec plus de ruban adhésif. Ensuite, connectez le tuyau d’entrée flexible à partir d’une source d’air comprimé à une entrée de soupape de commande solénoïde et le tuyau de sortie à la sortie de la valve de commande solénoïde, en prenant soin que la valve de commande solénoïde reste à l’extérieur de la salle d’aimant. Utilisez le port transistor-logique transistor pour brancher le dispositif de pulsation dans la valve solénoïde et l’aimant et configurer l’appareil de sorte que la fréquence de pulsation est de huit Hertz, le temps de pulsation est de 20 secondes, et le temps de repos est de 10 secondes. Pour la stimulation de moustache placer le rat avec le cerveau dans une position verticale et fixer l’animal avec des barres d’oreille. Placez la bobine de tableau de volume au-dessus de la tête et fixez le tableau avec du ruban adhésif. Allumez le système de bouffée d’air pour vérifier que la vente se déplace dans la direction entéroposteriore sans rotation et sans frottement. Ensuite, éteignez le système de bouffées d’air et placez la bobine de l’extrémité du lit au centre de l’aimant. Pour l’imagerie par résonance fonctionnelle dépendante du niveau d’oxygène dans le sang, vérifiez à nouveau le mouvement de vente et utilisez une séquence de localisation pour confirmer que le rat est bien positionné. Faites glisser l’onglet séquence de localisateur dans le nom de l’instruction et cliquez sur continuer. Si l’emplacement est correct, faites glisser l’onglet séquence T2 Star FID EPI dans le nom d’instruction, centrez le champ de vision au milieu du cerveau et cliquez sur la plate-forme d’ajustement pour ouvrir l’instruction de balayage modifiée. Enregistrez ensuite une carte B0 et démarrez la séquence T2 Star FID EPI. Acquérir une autre séquence de localisation comme il vient de le démontrer pour comparer avec la première et vérifier si le rat s’est déplacé au cours de la séquence T2 Star FID EPI. Ensuite, retournez le lit à sa position initiale et retirez la bobine du tableau de volume. Pour traiter les images, ouvrez le fichier T2 Star FID EPI et lisez l’image T2 Star FID EPI dans l’affichage de l’image. Ouvrez la fenêtre de démarrage du contrôleur fonctionnel et dans l’onglet traitement sélectionnez la fenêtre d’imagerie fonctionnelle. Définissez le protocole de stimulation et sélectionnez la fenêtre protocole, en définissant la période à 40 et la période de congé à 20.Cliquez sur l’attribution inverse et faites glisser le curseur d’état de stimulation vers la gauche pour sélectionner une valeur d’un. Dans la fenêtre de pré-traitement mis le filtre médian en plaine pour le pré-traitement et le filtre médian 2D 3D pour le post-traitement. Cliquez ensuite sur exécuter. Faites glisser les curseurs pour ajuster la table de recherche de superposition et visualiser la zone activée du cerveau. Pour positionner correctement la bobine de surface pour la spectroscopie par résonance magnétique proton ou MRS, faites pivoter la tête d’environ 30 degrés dans le sens des aiguilles d’une montre afin que la bobine de surface puisse être placée juste au-dessus du cortex du canon gauche en position horizontale et située au centre de l’aimant lorsqu’elle se trouve à l’intérieur de l’aimant. Branchez la bobine de surface et fixez la bobine en place avec du ruban adhésif. Vérifiez que la vente peut toujours se déplacer correctement lorsque le système de bouffée d’air est en place. Ensuite, placez le lit dans l’aimant et vérifiez à nouveau le mouvement de vente.Confirmez la position correcte de l’animal avec la séquence de localisation comme démontré et faites glisser l’onglet séquence T2-TurboRARE dans la fenêtre de nom d’instruction. Ensuite, cliquez continuer à exécuter le programme de balayage et de permettre la localisation correcte du voxel dans le cortex du champ de canon somatosensory. À la fin de l’analyse, faites glisser l’onglet séquence laser dans la fenêtre du nom de l’instruction et placez le voxel au centre de la zone du cortex du champ de canon somatosensory. Cliquez sur la plate-forme de réglage pour ouvrir l’instruction d’analyse modifiée et cliquez sur vaciller pour modifier légèrement l’impédance de la bobine du récepteur pour le réglage. Lorsque le réglage est terminé, cliquez sur appliquer pour fermer l’éditeur d’instructions et pour appliquer les modifications dans l’instruction modifiée. Enregistrez une carte B0 et démarrez l’acquisition pro diem MRS pendant une période de repos. Acquérir une autre séquence de localisation à comparer avec la première et confirmer que le rat ne s’est pas bougé lors de l’acquisition du laser. Ensuite, allumez le système de bouffée d’air et utilisez la séquence laser pour effectuer un deuxième proton MRS. Effectuez une séquence de localisation finale pour vérifier si le rat s’est déplacé avant de retourner le lit à sa position initiale. Retirez ensuite la bobine de surface et retournez le rat sur le banc avec surveillance jusqu’à ce qu’il se rétablisse complètement. Pour traiter les images MRS ouvrir la combinaison linéaire de spectres de modèle ou de logiciel modèle LC et sélectionnez le type de données approprié et le fichier. Cliquez bien et dans la section titre entrez manuellement un titre et définissez une plage de pièces adéquates par millilitre. Cliquez ensuite sur exécuter le modèle LC pour démarrer la quantification du modèle LC. Lorsque les moustaches droites sont stimulées à l’aide du système de bouffée d’air maison comme démontré un signal positif BOLD est détecté dans le cortex du canon gauche, également appelé le champ de canon somatosensory. À l’aide d’images anatomiques de résonance magnétique et d’un système d’atlas du cerveau de rat, la zone activée du cerveau visualisée par l’IRM fonctionnelle BOLD permet de placer un voxel dans la zone du champ de canon somatosensory qui est activée pendant la stimulation de la moustache. Lorsque le paradigme de la stimulation des moustaches est activé, une augmentation de la teneur en lactate est observée dans le champ gauche du baril somatosensory. Pour mieux visualiser les fluctuations métaboliques entre les périodes de repos et les périodes activées, une soustraction spectrale peut être effectuée. De ce spectre soustrait, l’augmentation de la teneur en lactate avec activation cérébrale peut être visualisée beaucoup plus facilement. Par exemple, chez ce rat, le signal N-Acetylaspartate a été légèrement diminué. Bien que le pic de lactate soit à peine détecté sur ce spectre de déconvolution in vivo au repos, le modèle LC a pu quantifier le pic avec une bonne précision et Cram

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Nous avons développé une méthode pour l'imagerie simultanée par résonance magnétique fonctionnelle et l'enregistrement électrophysiologique dans le cerveau de rongeurs, en fournissant une plateforme pour l'étude de la relation entre l'activité neuronale et le niveau d'oxygénation du sang dépendantes (BOLD) du signal IRM.

IRMf simultanées et l&#39;électrophysiologie dans le cerveau de rongeurs

Une technique est décrite pour large ouverture de la barrière hémato-encéphalique chez la souris en utilisant des microbulles et des ultrasons. En utilisant cette technique, le manganèse peut être administré au cerveau de la souris. Parce que le manganèse est un agent de contraste IRM qui s'accumule dans les neurones dépolarisés, cette approche permet d'imagerie de l'activité neuronale.

Utilisation de neuro-imagerie fonctionnelle par ultrasons rupture de la barrière hémato-encéphalique et le manganèse-IRM

Source : Blanc, J., et al. Spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle à 7 T dans le cortex du rat lors de l’activation des moustaches. J. Vis. Exp. (2019)Cette vidéo montre la méthode d’analyse des changements métaboliques dans le cortex du baril de rat à l’aide de la spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle pendant la stimulation des moustaches. Les spectres de métabolites de base sont comparés aux spectres stimulés pour détecter l’augmentation du lactate dans le cortex...

Spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle du cortex du rat lors de la stimulation des moustaches

Ce protocole décrit un procédé standard pour l'imagerie fonctionnelle simultanée de résonance magnétique et la stimulation cérébrale profonde dans le rongeur. L'utilisation combinée de ces outils expérimentaux permet l'exploration de l'activité aval mondiale en réponse à une stimulation électrique à pratiquement n'importe quelle cible de cerveau.

La stimulation cérébrale profonde avec simultanée IRMf chez les rongeurs

Cet article vise à décrire un protocole de base pour combiner la stimulation transcrânienne à courant continu (tDCS) avec des mesures par spectroscopie de résonance magnétique de protons (1H-MRS) afin d’étudier les effets de la stimulation bilatérale sur le métabolisme du cortex moteur primaire.

L&#39;utilisation de la spectroscopie par résonance magnétique, un outil pour la mesure de la Bi-hémisphériques transcrânienne électriques effets de stimulation sur le moteur primaire Cortex métabolisme

Nous avons appliqué une stimulation magnétique transcrânienne répétitive (rTMS) à l’hémisphère unilatéral du cerveau du rat, en plaçant une bobine en forme de 8 de 25 mm à 1 cm du sommet sur la ligne biauriculaire et en angulant la bobine de 45°. Un système de refroidissement par eau interne a été utilisé pour le rTMS pendant plus de 20 min.

Répétitif stimulation magnétique transcrânienne à l&#39;Unilatérale hémisphère de cerveau de rat

Ce protocole décrit une méthode simple pour l’enregistrement simultané de co localisée électroencéphalographie (EEG) et multi-laminaire champ local potentiel chez un rat anesthésié. Un trou foré dans le crâne pour l’insertion d’une microélectrode est montré pour produire une distorsion négligeable du signal EEG.

Enregistrement simultané d’électroencéphalographie co localisée et le potentiel de champ Local dans rongeurs

Ce protocole décrit la quantification des variations hémodynamiques cérébrales volumétriques dans le cerveau de la souris à l’aide d’ultrasons fonctionnels (uAp). Les procédures pour la carte d’activation fonctionnelle 3D suivant la stimulation sensorielle ainsi que la connectivité fonctionnelle à l’état de repos sont fournies à titre d’exemples illustratifs, chez des souris anesthésiées et éveillées.

Activation 3D du cerveau entier et cartographie de la connectivité fonctionnelle chez la souris à l’aide de l’imagerie échographique fonctionnelle transcrânienne

Une nouvelle procédure détaillée pour l’imagerie fonctionnelle de rats éveillés et fixés à la tête est décrite.

Implants de tête pour la neuroimagerie de rats éveillés fixés à la tête

Un système d’enregistrement électroencéphalographique à faible coût combiné à une bobine de taille millimétrique est proposé pour stimuler la stimulation magnétique transcrânienne du cerveau de la souris in vivo. En utilisant des électrodes à vis conventionnelles avec un substrat multi-électrodes flexible sur mesure, l’enregistrement multisite peut être effectué à partir du cerveau de la souris en réponse à la stimulation magnétique transcrânienne.

Système d’enregistrement électroencéphalographique à faible coût combiné à une bobine de taille millimétrique pour stimuler transcrânalement le cerveau de la souris in vivo

Ici, nous présentons deux protocoles d’enregistrement par micro-électrocorticographie à haute densité (μEcoG) chez le rat et la souris, y compris les méthodes chirurgicales, d’implantation et d’enregistrement. Les enregistrements μECoG sont effectués en combinaison avec l’enregistrement de polytrodes laminaires dans le cortex auditif du rat ou avec la manipulation optogénétique de l’activité neuronale dans le cortex somatosensoriel de la souris.

Études multi-échelles du traitement cortical par intégration de polytrodes laminaires et d’optogénétique avec micro-électrocorticographie chez les rongeurs

Découvrez la spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle à 7 T pour étudier les fluctuations de lactate dans le cortex somatosensoriel du rat lors de la stimulation des vibrisses. Cette méthode permet d'analyser les changements métaboliques en temps réel de manière non invasive.

La spectroscopie par résonance magnétique fonctionnelle à 7 T dans le Cortex de baril de Rat pendant l’Activation de Whisker

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