Name: Élever le tétra aveugle Astyanax mexicanus pour l’analyse des phénotypes de le Post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-12-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 42 s
Description: Apprenez à élever Astyanax mexicanus et à réaliser une immunohistochimie sur monture entière pour comparer les phénotypes des morphotypes de surface et des cavernes. Cette méthode permet d'étudier la biologie du développement et les mécanismes d'adaptation évolutive.

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Ce travail a été soutenu par des subventions de la National Institutes of Health [HD089934, DK108495].

Les procédures décrites dans le présent protocole ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) à la Harvard Medical School.
1. la reproduction
Remarque : Il existe plusieurs méthodes publiées pour15,16,17,20 , qui pourraient aussi servir à cette étape de la reproduction. Avant la reproduction, les poissons adultes sont maintenus sur un 10:14 jour : nuit cycle à 23 ° C et soumis à une diète de pellet (voir Table des matières) une fois par jour. Des poissons peuvent être élevés dans un système à recirculation avec une filtration mécanique et stérilisation UV. Reproduction peut également être exécutée dans des réservoirs statiques (non-recyclage), mais les poissons ne doit pas dans un réservoir statique pendant plus de 3 jours, comme la qualité de l’eau se dégrade rapidement.
<ol><li>Remplir un réservoir de 5 gallons d’eau de poisson prête (déchlorée ajusté à l’eau : pH = 7.1 +/-2, conductivité = 900 +/-150 µS, température = 23 ° C).</li>
	<li>Placer le plastique dans le fond de la cuve de maille (voir documentation). Si se reproduisant dans les réservoirs statiques, apposer un chauffe-eau à la paroi de la cuve. Si se reproduisant dans un système à recirculation, placer un chauffe eau dans le puisard du système. Remarque : La maille en plastique empêche adultes de consommer des oeufs.</li>
	<li>Femelle de place un et deux mâles a. mexicanus de poisson supérieure à 1 an dans le réservoir. Laisser le poisson s’acclimater pendant 30 min.</li>
	<li>Régler la température du radiateur à 24 ° C (ou 1 ° C plus chaude que la température de départ).</li>
	<li>Après 24h, augmentez la température de 1 ° C.</li>
	<li>Après 24h, augmentez la température de 1 ° C. Vérifier les réservoirs tous les jours pour les oeufs en faisant une lampe de poche dans le fond de la cuve. Retenir le poisson provenant des aliments au cours de cette période de 3 jours.</li>
	<li>Si frai n’a pas été induit après 3 jours, éteignez l’appareil et laisser l’eau revenir à température ambiante (RT) avant de passer les poissons à leur réservoir d’origine.</li>
</ol>2. l’éclosion des oeufs fécondés
<ol><li>Une fois que les œufs sont identifiés dans un réservoir d’élevage, retirer les adultes et la maille en plastique et réduire l’eau jusqu'à une profondeur de 10 cm à l’aide d’un bol ou une tasse. Remarque : Pour estimer le moment de la ponte, utiliser une pipette de transfert pour placer plusieurs oeufs dans une boîte de Pétri et les visualiser avec un stéréomicroscope afin de déterminer l' étape14 et estimer le temps de la fécondation.</li>
	<li>Déplacer le réservoir d’une surface de travail pratique et enlever les oeufs opaques ou fèces, laissant seulement les oeufs fertiles, translucides dans le réservoir. Remarque : Le nombre de œufs fertiles peut être enregistré en ce moment.</li>
	<li>Remplir le réservoir de poissons-prêt de l’eau (voir étape 1.1) et ajouter 6-7 gouttes de bleu de méthylène dans le réservoir, tandis que l’eau se remplit. Remarque : La concentration finale de bleu de méthylène est environ 1,5 ppm.</li>
	<li>Ajouter un radiateur et le barboteur d’aquarium (attaché à une pompe à air, avec un régulateur) dans le réservoir.</li>
	<li>Régler le chauffage à 24 ° C et réglez le régulateur de courant d’air pour produire un léger courant de bulles.</li>
	<li>Placez un couvercle sur le réservoir afin de maintenir la température de l’eau. Remarque : Les œufs devraient commencer à couver sous 24h de l’époque du frai.</li>
</ol>3. transfert des larves écloses à conteneurs du pépinières
<ol><li>Ajouter 20 g de sel (voir documentation) pour 8 L de poisson prête à l’eau (voir étape 1.1) et remuer jusqu'à dissolution. Remplissez chaque récipient de pépinière 1,5 L (voir documentation) avec 1 L de l’eau préparée.</li>
	<li>Utiliser une pipette de transfert pour déplacer les larves écloses dans des contenants de pépinière préparés à une densité de 20 poissons par conteneur. Remarque : Un projecteur peut être utile pour localiser et transférer les larves écloses.</li>
	<li>Après ont sorti toutes les larves écloses visibles, agiter l’eau dans le réservoir en remuant, et/ou soufflant des jets d’eau sur les bords et les coins de la cuve avec la pipette. Remarque : Cela contribuera à révéler des larves qui ont été manqués lors de la première passe.</li>
	<li>Débarrassez-vous des larves non utilisées à ce stade s’inspirant des directives de l’Office de laboratoire bien-être (OLAW). Ajouter l’hypochlorite de sodium dans le réservoir pour obtenir une concentration finale de 6,15 %. Attendre au moins 5 min avant de verser dans l’évier.</li>
	<li>Étiquetez chaque récipient de pépinière avec la date et l’heure de la fécondation. Découvre tous les jours les conteneurs du pépinières et continuer à éliminer toutes les larves mortes.</li>
</ol>4. préparation des aliments pour poissons axée sur les rotifères
<ol><li>Voir Table des matières pour plus d’informations sur l’obtention des rotifères. Suivre le protocole référencé afin de mettre en place, maintenir et récolter des rotifères22.</li>
	<li>Préparer le poisson alimentaire en ajoutant 3 mL de mélange d’algues (voir Table des matières) pour 1 L de rotifères récoltés. Ce mélange s’ajoutera directement aux conteneurs pépinières comme un approvisionnement alimentaire.</li>
</ol>5. alimentation du poisson post-larvaire
<ol><li>Lorsque les poissons sont de 5 jours après la fécondation (dpf), ajouter 3 mL d’aliments pour poissons (préparé à l’étape 4.2) dans chaque conteneur de pépinière. La densité optimale, rotifères devraient être visible en groupes denses aux coins des conteneurs pépinières et moins apparents au centre du conteneur. Ajouter le mélange de rotifère supplémentaires jusqu'à ce que la densité appropriée a été atteint.</li>
	<li>Vérifiez les conteneurs par jour pendant la présence des rotifères et en rajouter si la concentration est épuisée. Continuer à éliminer toutes les larves mortes.</li>
	<li>Quand les poissons atteignent 14 dpf, déplacez-les vers un réservoir dotée d’un système à recirculation à une densité de 5 poissons par litre d’eau. Remarque : Le nombre de survivants des larves de poissons peut être enregistré en ce moment.</li>
</ol>6. ensemble-Mont immunohistochimie des post larves de poissons
<ol><li>Enlever post larves de poissons de la diligence voulue de nourriture pendant 24 h en versant le conteneur de pépinière contenant le poisson à travers un nylon mesh passoire et placer la crépine dans un récipient avec de l’eau propre prête à poisson (voir l’étape 1.1). Remarque : Il est indispensable d’éliminer tous les aliments. Même de petites quantités d’aliments dans le tube digestif sont auto-fluorescentes et influeront sur l’imagerie.</li>
	<li>Recueillir et euthanasier le poisson. Remarque : Le protocole d’euthanasie doit suivre les directives OLAW et être approuvé par votre animalier institutionnel et le Comité d’urbanisme. Nous avons noté que tricaïne seul ne pas euthanasier post larves de poissons, et les poissons commencent à se déplacer lorsque transférée de tricaïne fixateur si le poisson n’est pas aussi gardé sur glace.<ol>
<li>Préparer la solution de tricaïne dans un bécher en ajoutant 0,4 g de tricaïne-S et 0,8 g de bicarbonate de sodium à 1 L d’eau déionisée et placez-le sur la glace.</li>
		<li>Versez de l’eau contenant du poisson à travers un tamis de maille en nylon pour recueillir le poisson. Doucement, plonger la crépine dans la solution de Tricaïne glacée et laissez-le sur la glace pendant 10 min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fixer le poisson euthanasié.<ol>
<li>Utiliser une pipette de transfert avec une pointe coupée pour transférer les poissons dans un tube conique.</li>
		<li>Enlever la solution de Tricaïne avec une pipette de transfert et remplacer par le fixateur. Incuber à bascule. NOTE : Temps de fixateur et la fixation doit être déterminé basé sur l’anticorps utilisé. solution de formol 10 % (4 % de formaldéhyde, voir matériaux) durant la nuit à 4 ° C est suffisante pour les anticorps énumérés dans la Table des matières. Attention : Le formol est toxique et inflammable. Porter des équipements de protection individuelle (gants, blouse et anti-éclaboussures) et manipuler sous une hotte chimique. Solutions contenant du formol doivent être éliminées comme déchets dangereux.</li>
		<li>Utiliser une pipette de transfert pour retirer délicatement le fixateur sans déranger les poissons. Ajouter 3 mL de phosphate buffered saline-triton solution [PBS avec 0,1 % Triton (PBST), voir matériaux] et incuber pendant 15 min à ta avec bascule.</li>
		<li>PBST de supprimer et remplacer par PBST fraîche et incuber pendant 15 min. Répétez cela « laver » un délai supplémentaire. Remarque : Les poissons peuvent être stockés dans du PBS contenant 0,02 % d’azide de sodium à 4 ° C pendant plusieurs semaines.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Effectuer ensemble monture immunostaining.<ol>
<li>Préparer 50 mL de la solution [PB-0.5% Triton X, 0,2 % d’albumine sérique bovine (BSA), 1 % le diméthylsulfoxyde (DMSO), 0,02 % d’azide de sodium 5 % de sérum d’âne] de blocage. Attention : L’azoture de Sodium et de DMSO sont toxiques. Les équipements de protection individuelle (gants, blouse et anti-éclaboussures) doivent être utilisé lors de la manipulation. Toutes les solutions doivent être éliminées comme déchets dangereux.</li>
		<li>Utiliser une pipette de transfert pour transférer le poisson dans un flacon en verre de 4 mL avec bouchon bouchon vissé. Utiliser une pipette de transfert pour enlever le PBST et ajouter 3 mL de solution de blocage. Incuber pendant 1 heure à ta avec bascule.</li>
		<li>Utiliser une pipette de transfert pour enlever la solution de blocage et ajoutez l’anticorps primaire dilué en bloquant la solution. Incuber une nuit à température ambiante en agitant. NOTE : par exemple, ajouter de dilution de 1/250 d’anti-HuC/HuD Neuronal anticorps Monoclonal de souris protéine (voir Table des matières pour obtenir une liste des anticorps qui ont été utilisés avec succès chez a. mexicanus). Un jeu de poissons avec aucun anticorps primaire ajoutés doit être inscrits à cette étape. Volume d’anticorps devrait être suffisant pour couvrir le poisson et laisser pour l’agitation.</li>
		<li>Laver le poisson 3 fois avec PBST comme indiqué au point 6.3.4. Remplacer le PBST avec anticorps secondaire dilué en bloquant la solution et incuber une nuit à RT avec agitation. Remarque : Les concentrations optimales anticorps primaires et secondaires, le temps d’incubation et température d’incubation doivent être déterminées pour chaque anticorps. Nuit à RT a été efficace pour les anticorps répertoriés dans la Table des matières.</li>
		<li>Laver le poisson 3 fois avec PBST, avec chaque lavage une durée de 15 min comme indiqué au point 6.3.4.</li>
		<li>Transférer le poisson à PBS pour le stockage à court terme avant de procéder à la dissection, montage, ou la découpe du poisson.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Carlson, B. M., Klingler, I. B., Meyer, B. J., Gross, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+reveals+candidate+genes+for+activity+QTL+in+the+blind+Mexican+tetra%2C+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22PeerJ%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis reveals candidate genes for activity QTL in the blind Mexican tetra, Astyanax mexicanus.</a> PeerJ. 6, e5189(2018).</li>
<li>Chin, J. S. R., Gassant, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convergence+on+reduced+stress+behavior+in+the+Mexican+blind+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Convergence on reduced stress behavior in the Mexican blind cavefish.</a> Developmental Biology. 441 (2), 319-327 (2018).</li>
<li>Lloyd, E., Olive, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+shift+towards+lateral+line+dependent+prey+capture+behavior+in+the+blind+Mexican+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Evolutionary shift towards lateral line dependent prey capture behavior in the blind Mexican cavefish.</a> Developmental Biology. 441 (2), 328-337 (2018).</li>
<li>Tabin, J. A., Aspiras, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+preference+of+cave+and+surface+populations+of+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Temperature preference of cave and surface populations of Astyanax mexicanus.</a> Developmental Biology. 441 (2), 338-344 (2018).</li>
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<li>Aspiras, A. C., Rohner, N., Martineau, B., Borowsky, R. L., Tabin, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melanocortin+4+receptor+mutations+contribute+to+the+adaptation+of+cavefish+to+nutrient-poor+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Melanocortin 4 receptor mutations contribute to the adaptation of cavefish to nutrient-poor conditions.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (31), 9668-9673 (2015).</li>
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<li>Riddle, M. R., Boesmans, W., Caballero, O., Kazwiny, Y., Tabin, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphogenesis+and+motility+of+the+Astyanax+mexicanus+gastrointestinal+tract%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Morphogenesis and motility of the Astyanax mexicanus gastrointestinal tract.</a> Developmental Biology. 441 (2), 285-296 (2018).</li>
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<li>Gross, J. B., Furterer, A., Carlson, B. M., Stahl, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Integrated+Transcriptome-Wide+Analysis+of+Cave+and+Surface+Dwelling+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">An Integrated Transcriptome-Wide Analysis of Cave and Surface Dwelling Astyanax mexicanus.</a> PLoS One. 8 (2), e55659(2013).</li>
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<li>Borowsky, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breeding+Astyanax+mexicanus+through+natural+spawning%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Protocols%22%5BJournal%5D)">Breeding Astyanax mexicanus through natural spawning.</a> Cold Spring Harbor Protocols. 3 (11), (2008).</li>
<li>Borowsky, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Handling+Astyanax+mexicanus+Eggs+and+Fry%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protocols%22%5BJournal%5D)">Handling Astyanax mexicanus Eggs and Fry.</a> CSH Protocols. , (2008).</li>
<li>Stahl, B. A., Gross, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Comparative+Transcriptomic+Analysis+of+Development+in+Two+Astyanax+Cavefish+Populations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Zoology+Part+B%3A+Molecular+and+Developmental+Evolution%22%5BJournal%5D)">A Comparative Transcriptomic Analysis of Development in Two Astyanax Cavefish Populations.</a> Journal of Experimental Zoology Part B: Molecular and Developmental Evolution. 328 (6), 515-532 (2017).</li>
<li>Elipot, Y., Legendre, L., Père, S., Sohm, F., Rétaux, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Astyanax+Transgenesis+and+Husbandry%5BTitle%5D)+AND+%22How+Cavefish+Enters+the+Laboratory.+Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Astyanax Transgenesis and Husbandry.</a> How Cavefish Enters the Laboratory. Zebrafish. 11 (4), 291-299 (2014).</li>
<li>Ma, L., Jeffery, W. R., Essner, J. J., Kowalko, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+editing+using+TALENs+in+blind+Mexican+Cavefish%2C+Astyanax+mexicanus%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Genome editing using TALENs in blind Mexican Cavefish, Astyanax mexicanus.</a> PloS One. 10 (3), e0119370(2015).</li>
<li>JoVE. Current methods in Astyanax mexicanus research. , Available from:
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<li>Heanue, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Zebrafish+ret+Heterozygous+Model+of+Hirschsprung+Disease+Identifies+a+Functional+Role+for+mapk10+as+a+Modifier+of+Enteric+Nervous+System+Phenotype+Severity%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genetics%22%5BJournal%5D)">A Novel Zebrafish ret Heterozygous Model of Hirschsprung Disease Identifies a Functional Role for mapk10 as a Modifier of Enteric Nervous System Phenotype Severity.</a> PLoS Genetics. 12 (11), (2016).</li>
<li>Reed Mariculture Culturing Rotifers in Small Systems (Home or Lab). , Available from:
 <a target="_blank" href="http://reedmariculture.com/support_rotifers_culturing.php">http://reedmariculture.com/support_rotifers_culturing.php</a> (2018).</li>
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<li>Tsang, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breeding+Zebrafish%3A+A+Review+of+Different+Methods+and+a+Discussion+on+Standardization%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Breeding Zebrafish: A Review of Different Methods and a Discussion on Standardization.</a> Zebrafish. 14 (6), 561-573 (2017).</li>
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 <a target="_blank" href="http://useast.ensembl.org/Astyanax_mexicanus/Info/Annotation">http://useast.ensembl.org/Astyanax_mexicanus/Info/Annotation</a> (2018).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

En comparant l’activité des gènes entre surface et grotte a. mexicanus nécessite environnement soigneusement contrôlées et méthodes qui peuvent être répliqués à travers des laboratoires. Notre protocole pour élever a. mexicanus fournit contenu nutritionnel conforme au cours du développement post-larvaire. Suite à ce régime alimentaire, la fonction du gène peut être comparée avec confiance entre les populations qui utilisent le protocole d’immunohistochemistry robuste que nous présentons. Ici nous discutons de l’importance de cette méthode ainsi que ses limites et les futures applications.
Pour atteindre la même densité de croissance, nous avons constaté que les larves de poissons peuvent être déclenchés sans recirculation de l’eau pendant deux semaines dans des récipients de 1,5 L à un régime de rotifères. Ce protocole peut également servir pour la pisciculture sur un système de recirculation ; Toutefois, les rotifères doivent être ajoutés tous les jours pour compenser ceux perdus par l’intermédiaire de l’écoulement du réservoir. Nauplies d’artémias fraîchement éclos sont couramment utilisés comme source de nourriture en aquaculture, mais nous avons trouvé que l’utilisation des rotifères a des avantages considérables, y compris : réduit les prix, amélioration de biosécurité, nutrition cohérente et meilleure qualité de l’eau (voir ci-dessous).
Tout d’abord, le coût hebdomadaire en consommables est de 4 dollars pour les rotifères, comparées à 14 dollars pour Artemia. Concernant la biosécurité, les rotifères sont élevés en laboratoire dans des conditions contrôlées, tandis que Artemia sont prélevés dans la nature et sous réserve de variation naturelle microbienne ou pathogène sommaire23. En outre, la composition en éléments nutritifs des nauplii d’Artemia sont déterminés pour l’environnement et par conséquent incompatible. Nauplius prospèrent sur leurs propres réserves énergétiques après l’éclosion ; ils perdent rapidement valeur nutritive qu’ils développent et optimale doivent être communiquées aux poissons en quelques heures. Artemia commence à se nourrir à la maison 12 après l’éclosion, soit la première fois qu’ils pouvaient s’enrichir sur le plan nutritionnel ; Cependant, à ce stade, ils sont devenus trop grands pour 5 poissons dpf à consommer. En comparaison, rotifères nourrissent continuellement de micro-algues marines aboutissant à haute teneur en éléments nutritifs quel que soit le moment où les rotifères sont récoltées. Rotifères sont beaucoup plus petits que les nauplius de Artmeia (160 vs 400 microns), ce qui les rend plus facile pour les poissons à capturer et à avaler. Agassizii et post-larvaire poissons de surface consomme des quantités similaires, ce qui laisse supposer aucune différence de préférence ou de la capacité de capturer les rotifères10les rotifères.
Enfin, nauplii d’Artemia commencent à mourir dans l’eau douce, plusieurs heures après avoir été présenté. Nauplius non consommés décroîtra, diminution rapide de la qualité de l’eau s’ils ne sont pas supprimés manuellement. Enlever les morts Artemia est fastidieux et dangereux pour post larves de poissons qui ne sont pas beaucoup plus grand que Artemia et peuvent être accidentellement supprimé ou blessés. Les rotifères peuvent vivre indéfiniment dans les conteneurs du pépinières et fournir de la nourriture pour les poissons en permanence sans impacter significativement les qualité de l’eau.
Alors qu’à l’aide de rotifères comme une source de nourriture a des avantages considérables, pour maintenir les algues stock, rotifère doit être ajouté pour le système de culture tous les jours. Ceci peut être réalisé avec un chargeur automatique qui distribue des algues liquides dans le récipient de culture de rotifères (voir Table des matières). Les rotifères doivent également être récoltés de ce set-up toutes les 24-48 heures pour maintenir la santé de la culture. Les chercheurs qui se reproduisent les poissons très rarement (une fois par an, par exemple) et ne sont pas chargés de faire des comparaisons entre les populations à l’état larvaire peuvent préférer Artemia comme source de nourriture, étant donné que les embryons enkystés peuvent être mis à couver à tout moment.
Nous vous recommandons de suivre le nombre de larves écloses et survivants à surveiller le succès de l’éclosion et la croissance. Si la plupart des embryons ou des larves meurt, il peut être due à la contamination bactérienne ou fongique. Il est recommandé de surveiller la qualité de l’eau de l’eau prête à poissons et stériliser tout équipement avec l’éthanol à 70 %. Conteneurs du pépinières peuvent être réutilisées après que qu’ils sont nettoyés et stérilisés. Pour minimiser le risque de maladie, il est également essentiel de supprimer n’importe quel poisson mort les conteneurs du pépinières et pas ajouter des rotifères avant dpf 5, lorsque les poissons commencent à manger.
A. mexicanus sont sexuellement matures à environ un an. Il s’agit d’une limitation pour la production transgénique a. mexicanus comparée à Danio rerio (poisson zèbre) qui sont capables de se reproduire à 10-12 semaines24. L’immunohistochimie (IHC) est une méthode alternative pour étudier l’expression des gènes et la localisation des protéines. Le protocole décrit ici peut être adapté à chaque étape et pour détecter les antigènes dans n’importe quel tissu d’intérêt. Il est important de noter, toutefois, que certains tissus peuvent être plus difficiles à visualiser en poissons de surface en raison de la pigmentation (une barrière qui n’existe pas en non pigmentées agassizii), qui peuvent influer sur l’interprétation des études comparatives. Pour résoudre ce problème potentiel, pigment de poissons de surface peut être blanchi après fixation à l’aide de peroxyde d’hydrogène 3 %.
IHC nécessite la fixation du tissu réussie, blocage et la pénétration de l’anticorps. Méthodes pour chacun varient selon le tissu et la protéine d’intérêt. La fois fixateur et fixation doit préserver l’architecture cellulaire tout en conservant l’épitope d’antigène. Pour ce protocole, nous utiliser un fixateur de réticulation (paraformaldéhyde) et omettre un fixateur de dénaturation (comme le méthanol ou l’acétone). Nous avons trouvé que l’incubation dans de l’acétone diminuée signal d’anticorps pour les marqueurs neurones et pancréatiques. L’étape de blocage est indispensable pour éviter des anticorps de se lier aux protéines non visés dans les tissus. Cette méthode utilise une combinaison de sérum normal (5 %) et de la BSA (0,2 %) dans la solution de blocage. La solution de blocage contient des anticorps et des protéines qui se lient aux sites réactifs sur les protéines dans les tissus, diminuant la liaison non spécifique de l’anticorps primaires et secondaires.
Pour obtenir une pénétration anticorps, le tissu doit être perméabilisé. Ceci peut être réalisé avec des détergents ou solvants dénaturation mais doit être optimisée afin de préserver l’épitope d’antigène. Notre protocole utilise une combinaison de Triton et diméthylsulfoxyde (DMSO). Triton et DMSO sont inclus pendant les étapes de l’incubation de blocage et d’anticorps à des concentrations de 0,5 % et 1 %, respectivement. À l’aide de cette concentration, nous avons observé une coloration dans le cerveau, pancréas, intestin et muscle, suggérant qu’il est susceptible de compter pour la pénétration de tous les tissus. La taille des poissons peut-être également influencer la pénétration. Ce protocole n’a pas été testé sur les poissons qui sont supérieurs à 14 jours (environ 7 mm de longueur). Pour résoudre les problèmes de coloration, il est recommandé de modifier les étapes de pénétration de la fixation, le blocage et anticorps. Il est également important d’examiner la conservation de la séquence de l’immunogène avec la protéine a. mexicanus d’intérêt en utilisant le génome disponible25.
A. mexicanus est un excellent modèle pour analyser l’évolution que les populations de la même espèce qui ont évolué dans des environnements radicalement différents peuvent être comparées directement en laboratoire. Des protocoles standard de l’élevage, au sein et entre les laboratoires, sont essentiels à la compréhension des différences biologiques entre les poissons de surface et poulsoni. Notre article fournit une méthode pour examiner le développement et l’activité des gènes chez les poissons post-larvaire exposés aux paramètres d’une croissance constante.

Le tétra aveugle, Astyanax mexicanus, est d’une seule espèce de poisson qui existe sous forme de populations vivant dans la rivière (poissons de surface) et un certain nombre de populations cavernicoles (agassizii) nommé pour les grottes qu'où ils habitent (c.-à-d. – Tinaja, Molino, Pachón). Un nombre croissant de chercheurs se servent a. mexicanus pour enquêter sur les bases génétiques et du développement comportemental1,2,3,4, métabolique5,6 ,7,8et évolution morphologique9,10,11. Ressources disponibles pour l’étude d’a. mexicanus comprennent un génome séquencé et annoté12; transcriptome13; développement de table intermédiaire14; et méthodes de reproduction15,16,17, créer transgéniques18et éditer des gènes19. Diffusion des outils supplémentaires et des protocoles standard mise à jour permettra d’accélérer la croissance de la communauté de recherche agassizii (voir cette collection de méthodes20).
Notre objectif consiste à ajouter au répertoire des outils existant en fournissant une méthode fiable pour évaluer les gène activité in situ dans de post-larvaire a. mexicanus, d’une manière comparable entre laboratoires. Il y a deux défis pour atteindre cet objectif. Tout d’abord, il y a un besoin de régimes normalisés pour couver et élever le poisson entre laboratoires, comme les différences dans les paramètres tels que l’alimentation et la densité affectent la croissance et la maturation, ainsi un impact sur l’activité des gènes. Deuxièmement, il y a un besoin pour une méthode normalisée mais adaptable à l’examen des tendances de l’activité des gènes chez les poissons post-larvaire. Nous abordons ces questions ici, en établissant des pratiques normalisées pour élever des poissons à l’état larvaire et introduisant un protocole robuste ensemble monture immunohistochimie (IHC) pour évaluer l’expression génique chez a. mexicanus.
Nous démontrons d’abord comment se reproduisent les poissons par reproduction naturelle et identifier les oeufs fécondés. Suivant décrit est comment faire éclore des oeufs fécondés (larves) et les transférer aux conteneurs de pépinière, où ils sont maintenus à une densité de 20 poissons par récipient pendant deux semaines sans recirculation ou en changeant l’eau. À 5 jours après la fécondation, les poissons ont mis au point au stade post-larvaire (n’est plus avoir un approvisionnement de jaune de œuf) et reçoivent des algues nourries Brachionus plicatilis (rotifères) comme source de nourriture riche en nutriments qui ne nécessitent pas de réapprovisionnement quotidien. Cette méthode fournit des paramètres de croissance constante pour le développement larvaire et post-larvaire.
Pour évaluer la fonction des gènes, nous démontrons comment retirer le poisson de conteneurs du pépinières et effectuer l’ensemble monture IHC. La méthode IHC présentée est une adaptation de protocoles mis au point pour une utilisation avec des Danio rerio21 et est efficace pour l’examen des antigènes dans tous les tissus d’a. mexicanus testés, y compris le cerveau, intestin et le pancréas. IHC est une alternative plus rapide pour générer des animaux transgéniques pour l’examen de l’expression des gènes et la localisation des protéines. Ce protocole sera utile pour les études visant à a. mexicanus de plus en plus et en comparant les phénotypes des poissons de surface et agassizii stade post-larvaire.

<table><tbody><tr><td>bleu de méthylène</td><td>Kordon</td><td>B016CBHZUS</td> chauffage <td>antifongique</td></tr><tr><td></td><td>Finnex</td><td>4711457836017</td><td>100W Chauffage à commande numérique</td></tr><tr><td>airstone</td><td>Lee’s Aquarium & Produits pour animaux</td><td>de compagnie 10838125202</td><td>air jetable sel de pierre</td></tr><tr><td></td><td>Instant Ocean</td><td>51378014021</td><td>Sea Salt</td></tr><tr><td>récipient de pépinière</td><td>IPC</td><td>21545-002</td><td>Récipients transparents de 40 oz ou 1,5 L</td></tr><tr><td>Pipette de transfert</td><td>VWR</td><td>414004-002</td><td>Pipettes à bulbe en plastique</td></tr> Système de <tr><td>culture compact (CCS) Kit de démarrage avec rotifères Brachionus plicatilis (type L) Mariculture</td><td>des roseaux</td><td>na</td><td>nourriture pour poissons</td></tr><tr><td>RGcomplete</td><td>APBreed</td><td>817656016572</td><td>bouteille de 32 oz de nourriture rotifer</td></tr><tr><td>Pompe de dosage automatique programmable DP-4</td><td>Jebao</td><td>DP-4</td><td>distributeur automatique pour rotifères</td></tr><tr><td>Tricane-S</td><td>Western Chemical</td><td>MS 222</td> bicarbonate de sodium <td>anesthésique pour poissons</td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761-500G</td><td>pour maille</td></tr><tr><td>de nylon en solution de tricane passoire</td><td>HIC (Harold Import Co.)</td><td>735343476235</td> solution de formol de <td>3 pouces de diamètre</td></tr><tr><td>, tamponnée neutre, 10 %</td> <td>Sigma-Aldrich</td><td>HT501128-4L</td><td>fixateur</td></tr><tr><td>10X PBS</td><td>Invitrogen</td><td>AM9625</td><td>tampon, dilué à 1X à l’aide d’eau distillée</td></tr><tr><td>Triton-x 100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8787-250ML</td><td>détergent</td></tr><tr><td>azoture de sodium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2002-25G</td><td>antibactérien</td></tr><tr>sérum <td>de bovin albumine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9647-100G</td> flacon en verre de <td>réactif bloquant</td></tr><tr><td>avec bouchon à vis 4mL</td><td>Wheaton</td><td>224742</td><td>flacon de coloration</td></tr><tr><td>grillage en plastique pour réservoir d’élevage</td><td>Pentair</td><td>N1670</td><td>Couper en un rectangle de 6mm plus grand sur tous les bords que les dimensions du fond du réservoir d’élevage. Découpez un carré de 6 mm dans chaque coin du rectangle. Pliez les bords de l’écran le long des quatre bords. Placez une paire de disques magnétiques recouverts de vinyle de 6 mm de chaque côté (en haut et en bas) de la maille à chaque coin. L’écran doit être aussi ajusté que possible sur les côtés du réservoir. L’écran peut être retiré de l’aquarium à l’aide d’un filet de pêche en métal.</td></tr>disques <tr><td>magnétiques recouverts de vinyle</td><td>Kjmagnets</td><td>D84PC-AST</td><td></td></tr><tr><td>New Life Spectrum Thera-A nourriture pour poissons en granulés</td><td>New Life International</td><td>na</td><td>Nourriture pour poissons adultes. Une liste des revendeurs pour ce produit est disponible sur le site de la société</td></tr><tr><td>Antibodies</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>insuline antibody from guinea pige</td><td>Dako</td><td>A0564</td><td>1:200</td></tr><tr><td>glucagon antibody from sheep</td><td>Abcam</td><td>ab36215</td><td>1:200</td></tr><tr><td>acetylated tubuline antibody from mouse</td><td>Sigma</td><td>T6793</td><td>1:500</td></tr><tr><td>HuD/HuC anticorps from souris</td><td>Life Technologies</td><td>A-21271</td><td>1:500</td></tr><tr><td>anticorps de monoxyde synthase (nNOS) de lapin</td><td>Abcam</td><td>ab106417</td><td>5&mu ; g/mL</td></tr><tr><td>de choline acétyltransférase (ChAT) de lapin</td><td>Abcam</td><td>ab178850</td><td>1:2000</td></tr><tr><td>sérotonine (5HT) de lapin</td><td>Immunostar</td><td>20080</td><td>1:500</td></tr></tbody></table>

Élever le tétra aveugle astyanax mexicanus pour l’analyse des phénotypes de le post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

Rivière et populations adaptées grotte d’Astyanax mexicanus montrent des différences dans la morphologie, la physiologie et le comportement. Recherche axée sur la comparaison des formes adultes a révélé la base génétique de certaines de ces différences. On connaît moins comment les populations diffèrent stade post-larvaire (au début de l’alimentation). Ces études peuvent donner un aperçu comment agassizii survivre à la vie adulte dans leur environnement naturel. Méthodes permettant de comparer le développement postlarvaire en laboratoire nécessitent normalisés de l’aquaculture et des régimes alimentaires. Ici, nous décrivons comment élever des poissons sur une alimentation riche en nutriments les rotifères dans non-recirculation de l’eau pendant jusqu'à deux semaines après la fécondation. Nous démontrons comment recueillir des larves de poissons de ce système de pépinière et effectuer l’ensemble monture immunostaining. Immunomarquage est une alternative intéressante à l’analyse de l’expression transgénique pour étudier le développement et la fonction du gène chez a. mexicanus. La méthode de la pépinière utilisable également comme un protocole standard pour les populations de même densité établissant pour la croissance des adultes.

Le tableau 1 indique le succès pendant un an d’élevage de poissons de surface et agassizii – Tinaja, Molino et Pachón en citernes de reproduction statique. Surface et Pachón fraye avec des embryons fertilisés produits toujours éclos larves, alors que Molino et – Tinaja ont échoué de temps en temps (2/6 et 2/18 frai n’a pas produit les larves écloses, respectivement). Il y a variation dans la taille des couvées qui ne semble pas être attribuée à l’âge du poisson parent. Le tableau 2 indique le nombre total de larves résultant de certains des événements frai et l’âge des poissons parent. En général, nous avons constaté que les poissons de surface produisent le plus grand nombre de larves par spawn (moyenne ± 1 550 894, n = 5), suivie par Pachón (en moyenne ± 879 680, n = 6), – Tinaja (moyenne ± 570 373, n = 11) et Molino (moyenne ± 386 276, n = 3). Le nombre de larves produites est généralement plus que sont requises par l’expérience ou pour la croissance des adultes. Généralement, nous avons mis en place 6-18 conteneurs de pépinière (larves de 120-360) et euthanasier les autres poissons.
Pour mesurer le succès du protocole de pépinière, nous avons enregistré le nombre de larves écloses et survivant post-larvaire poissons des événements à succès reproducteurs. Le tableau 3 montre les données de 1 mois d’élevage en cuves à circulation et comprend le nombre de larves transféré dans des conteneurs de pépinière qui a survécu à 14 dpf. Au cours de ce mois, le taux de survie variait entre 41-81 %, résultant en 65-293 poisson disponible pour habitants, dans des expériences ou croissance en adultes.
Pour déterminer si l’ensemble monture immunostaining est couronnée de succès, nous avons comparé la fluorescence des échantillons incubées avec l’anticorps primaire à celles incubées avec l’anticorps secondaire uniquement. Le signal fluorescent n’est visible dans les poissons incubées avec l’anticorps primaire. Nous avons utilisé ce protocole pour étiqueter les neurones10 (Figure 1) et les cellules pancréatiques6 stades jusqu'à 12,5 dpf dans les deux surface et cave morphotypes avec succès.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58972/58972fig1.jpg"> Figure 1 : neurone étiquetage. Entier-montez immunostaining des a. mexicanus. Image de 12,5 dpf poissons de surface (un) et Pachón agassizii (b). Image de la région du milieu du corps [éclos contour jaune montré en (a) et (b)] des poissons de surface (c) et Pachón agassizii (d) colorées avec des anticorps pan-neuronale (Hu). (e), Confocal image d’une région de neurones entériques montrant intestin de poissons de surface (Hu) et leurs projections (acétylée tubuline). Pour cette image, l’intestin a été disséqué dehors et monté dans un milieu contenant DAPI pour souiller les noyaux. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58972/58972fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.</a>
<table fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>population</td>
			<td>tente</td>
			<td>frai</td>
			<td>embrayages</td>
		</tr>
<tr>
<td>surface</td>
			<td>94</td>
			<td>23</td>
			<td>23</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>110</td>
			<td>6</td>
			<td>4</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>167</td>
			<td>13</td>
			<td>13</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>242</td>
			<td>18</td>
			<td>16</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : sommaire des données d’une année d’élevage A. mexicanus en citernes statiques. Nombre de reproducteurs tente, résultant d’événements, de frai et numéro du frai qui produit éclore les larves.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>population</td>
			<td>âge de la mère</td>
			<td>larves écloses</td>
		</tr>
<tr>
<td>surface</td>
			<td>1 an</td>
			<td>989</td>
		</tr>
<tr>
<td>surface</td>
			<td>1 an</td>
			<td>1050</td>
		</tr>
<tr>
<td>surface</td>
			<td>3 ans</td>
			<td>2214</td>
		</tr>
<tr>
<td>surface</td>
			<td>3 ans</td>
			<td>432</td>
		</tr>
<tr>
<td>surface</td>
			<td>3 ans</td>
			<td>1768</td>
		</tr>
<tr>
<td>surface</td>
			<td>4 ans</td>
			<td>2852</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>1 an</td>
			<td>1194</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>1 an</td>
			<td>1933</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>1,5 ans</td>
			<td>371</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>3 ans</td>
			<td>480</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>4 ans</td>
			<td>1190</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>4 ans</td>
			<td>110</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>9 mois</td>
			<td>259</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>9 mois</td>
			<td>253</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>10 mois</td>
			<td>1100</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>11 mois</td>
			<td>857</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>1 an</td>
			<td>713</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>1 an</td>
			<td>853</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>1 an</td>
			<td>542</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>1,5 ans</td>
			<td>360</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>1,5 ans</td>
			<td>58</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>1,5 ans</td>
			<td>1100</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>4 ans</td>
			<td>185</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>2,5 ans</td>
			<td>460</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>2,5 ans</td>
			<td>619</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>3 ans</td>
			<td>81</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 2 : approximative âge des femelles et le nombre de larves écloses d’épreuves individuelles de frai des populations indiquées de A. mexicanus.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>population</td>
			<td>tente</td>
			<td>frai</td>
			<td>embrayages</td>
			<td>taille de l’embrayage</td>
			<td>larves transférés à tasses de pépinière</td>
			<td>les larves de poissons à 14dpf</td>
			<td>survie (%)</td>
		</tr>
<tr>
<td>surface</td>
			<td>4</td>
			<td>3</td>
			<td>2</td>
			<td>576 &amp; 1728</td>
			<td>360</td>
			<td>174</td>
			<td>48</td>
		</tr>
<tr>
<td>Molino</td>
			<td>4</td>
			<td>2</td>
			<td>1</td>
			<td>228</td>
			<td>159</td>
			<td>65</td>
			<td>41</td>
		</tr>
<tr>
<td>– Tinaja</td>
			<td>4</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1952</td>
			<td>175</td>
			<td>93</td>
			<td>53</td>
		</tr>
<tr>
<td>Pachón</td>
			<td>4</td>
			<td>1</td>
			<td>1</td>
			<td>1696</td>
			<td>360</td>
			<td>293</td>
			<td>81</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 3 : sommaire des données d’un mois d’élevage a. mexicanus dans un système de recirculation et d’élever les larves. Nombre de tentatives, résultant de la reproduction frai, embrayages qui produit les larves écloses, nombre moyen de larves par couvée, larves transférés aux conteneurs de pépinière et des larves de poissons présents dans les conteneurs du pépinières après 14 jours.

Dans ce protocole, nous montrent comment se reproduisent les adultes Astyanax mexicanus , élever les larves et effectuer ensemble monture immunohistochimie post larves de poissons pour comparer les phénotypes de surface et cave morphotypes.

Élever le tétra aveugle Astyanax mexicanus pour l’analyse des phénotypes de le Post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult ...

Ici, nous démontrons comment élever le Mexicain Tetra Astyanax Mexicanus, élever les larves, et effectuer l’immunohistochimie de montage entier sur les poissons post-larvaires pour comparer les phénotypes des poissons adaptés aux rivières et aux grottes. Nous élevons les poissons à la même densité sur un régime riche en nutriments de rotifères. Cette technique assure une croissance constante et offre des avantages en termes de coût, de biosécurité et de qualité de l’eau.Pour commencer, placez un maillage en plastique au fond d’un réservoir de cinq gallons. Remplissez ensuite le réservoir d’eau prête pour le poisson. Apposer un chauffe-eau sur le côté du réservoir.Ajouter une femelle et deux poissons mâles Astyanax Mexicanus qui ont plus d’un an dans le réservoir. Réglez la température du chauffe-eau à 24 degrés Celsius. Après 24 heures, augmenter la température d’un degré Celsius.Faites briller une lampe de poche dans le fond du réservoir tous les jours pour vérifier s’il y a des œufs. Une fois que les œufs sont identifiés dans le réservoir de reproduction, retirez le poisson adulte et le maillage en plastique. Utilisez un bécher pour réduire la profondeur de l’eau à 10 cm.Pour estimer l’heure de la fécondation, utilisez une pipette de transfert pour placer plusieurs œufs dans une boîte de Pétri et les voir avec un microscope stéréo pour déterminer leur stade. Retirer les œufs ou les excréments opaques. Remplissez ensuite le réservoir d’eau prête pour le poisson et ajoutez sept gouttes de bleu méthylène à l’eau.Après cela, ajouter un chauffe-eau et un bubbler aquarium au réservoir. Réglez le chauffe-eau à 24 degrés Celsius et ajustez le régulateur du flux d’air pour produire un léger flux de bulles. Couvrez ensuite le réservoir pour maintenir la température de l’eau.Ajouter 20 grammes de sel à huit litres d’eau prête à l’eau et remuer jusqu’à ce qu’il soit dissous. Ajouter ensuite un litre d’eau préparée à chaque contenant de pépinière. Ensuite, utilisez une pipette de transfert pour déplacer 20 des larves écloses vers chaque récipient de pépinière.Agiter l’eau dans le réservoir plus grand pour s’assurer que toutes les larves ont été enlevées. Pour préparer les aliments pour poissons, ajouter trois ml de mélange d’algues à un litre de rotifères récoltés. Cinq jours après la fécondation, ajouter trois ml de nourriture pour poissons à chaque contenant de pépinière.Les rotifères doivent être visibles en groupes denses à l’angle des conteneurs à moins d’être visibles près du centre. Vérifiez le contenant pour les rotifères tous les jours et ajoutez plus de nourriture si la concentration est épuisée. Enlevez les larves mortes.Tout d’abord, pour dégager le tractus gastro-intestinal du contenu alimentaire, versez le récipient de pépinière avec le poisson de l’âge désiré à travers une passoire en maille de nylon. Placer la passoire dans un récipient avec de l’eau propre prête pour le poisson et retenir les aliments pendant 24 heures. Après avoir euthanasié le poisson, selon les directives institutionnelles, utiliser une pipette de transfert pour transférer le poisson dans un tube conique.Remplacez la solution d’euthanasie par fixative. Et incuber le tube avec bascule pendant la nuit à 4 degrés Celsius. Après cela, retirez le fixatif et remplacez-le par PBST.Incuber le tube pendant encore 15 minutes avec le basculement. Et répétez le processus de lavage une fois de plus. Ensuite, utilisez une pipette de transfert pour déplacer le poisson sur un flacon de verre de quatre ml avec un bouchon de vis.Retirez le PBST du flacon et ajoutez trois ml de solution de blocage. Incuber le flacon à température ambiante pendant une heure avec le basculement. Après cela, utilisez une pipette de transfert pour enlever la solution de blocage et la remplacer par un anticorps primaire dilué dans la solution de blocage.Incuber le flacon toute la nuit à température ambiante avec agitation. Ensuite, lavez le poisson avec PBST trois fois, comme décrit précédemment. Remplacez le PBST par un anticorps secondaire dilué dans la solution de blocage.Et incuber le flacon toute la nuit à température ambiante avec agitation. Enfin, laver le poisson trois fois pendant 15 minutes avec le PBST. En utilisant ce protocole, les poissons de surface Tinaja, Molino et Pachon poissons des cavernes ont été élevés dans des réservoirs de reproduction statique.La surface et Pachon fraye, avec des embryons fécondés, produisent toujours des larves écloses. Alors que les Molino et Tinaja ont échoué une partie du temps. En général, les poissons de surface produisaient le plus grand nombre de larves par frai, suivis respectivement de Pachon, Tinaja et Molino.La technique d’immunostaining de montage entier a été avec succès employée pour étiqueter des neurones et des cellules pancréatiques aux étapes jusqu’à 12.5 jours après fertilisation. Il est important d’enlever les poissons morts lorsque vous élevez les larves et enregistrez le nombre de poissons survivants. Si de nombreux poissons meurent, cela peut être dû à une contamination bactérienne ou fongique.Les réservoirs doivent être stérilisés avec 70 % d’éthanol avant utilisation. La technique d’immunostaining que nous avons décrite a été avec succès employée pour les anticorps énumérés dans le tableau de matériaux. Après immunostaining, le poisson peut être monté entier ou sectionné pour voir n’importe quel tissu d’intérêt.En combinaison, la procédure de reproduction, d’éclosion et d’immunostaining fournit une méthode robuste pour évaluer l’activité génétique NC2 d’une manière comparable entre les laboratoires.

raising-mexican-tetra-astyanax-mexicanus-for-analysis-post-larval

Research

Recherche

JoVE Journal

Genetics

Génétique

la mutagenèse du gène de ciblage est maintenant possible dans une large gamme d'organismes en utilisant des techniques de montage du génome. Ici, nous démontrons un protocole pour la mutagenèse du gène ciblé utilisant l' activateur de la transcription comme nucléases effectrices (Talens) dans Astyanax mexicanus, une espèce de poisson qui comprend les poissons de surface et cavefish.

Génome Édition dans<em&gt; Astyanax mexicanus</em&gt; Utilisation Transcription Activator comme Effector nucléases (TALENs)

L'imagerie de la morphogenèse des embryons d'insectes avec la microscopie de fluorescence à base de feuille de lumière est devenu état de la technique. Ce protocole décrit et compare trois techniques de montage appropriées pour les embryons Tribolium castaneum, introduit deux nouvelles lignées transgéniques sur mesure bien adapté pour l' imagerie en direct, discute des contrôles de qualité essentiels et indique les limites expérimentales actuelles.

Feuille à base de lumière de la vie Microscopie Fluorescence ou fixe et Stained<em&gt; Tribolium castaneum</em&gt; embryons

Immunomarquage des méthodes pour analyser des populations distinctes des microtubules dans le cerveau en développement du poisson zèbre sont décrites ici, qui sont largement applicables à d’autres tissus. Le premier protocole décrit une méthode optimisée d’immunomarquage des microtubules stables et dynamiques. Le deuxième protocole fournit une méthode pour l’image et de quantifier les microtubules naissants spécifiquement.

Utilisation d’immunomarquage pour analyser des Microtubules stables et dynamiques naissants dans l’embryon de poisson zèbre

Les auteurs décrivent les approches pour la manipulation des gènes dans le système de modèle évolutionniste Astyanax mexicanus. Trois techniques différentes sont décrites : Tol2 médiée par transgénèse, manipulation ciblée du génome à l’aide de CRISPR/Cas9 et précipitation d’expression utilisant les morpholinos. Ces outils devraient faciliter l’enquête directe des gènes qui sous-tendent la variation entre les formes de surface - et cavernicoles.

Manipulation de la fonction du gène en mexicain Agassizii

Nous présentons ici les méthodes d’étude haut débit d’une série de la mexicaine agassizii comportements et coloration vitale d’un système de mécanosensoriels. Ces méthodes utilisent des scripts logiciel libre et sur mesure, fournissant une méthode pratique et rentable pour l’étude des comportements.

Suivi comportemental et l’imagerie de Neuromast des Mexicains Agassizii

Ce protocole permet la visualisation de l’expression génique dans embryonnaires agassizii Astyanax . Cette approche a été développée avec l’objectif de maximiser le signal d’expression de gène, tout en minimisant la coloration de fond non spécifique.

Wholemount, hybridation In Situ pour Astyanax embryons

La fécondation in vitro est une technique couramment utilisée avec une variété d'organismes modèles pour maintenir les populations de laboratoire et produire des embryons synchronisés pour des applications en aval. Ici, nous présentons un protocole qui met en œuvre cette technique pour différentes populations du poisson tétra mexicain, Astyanax mexicanus.

Collection de gamètes et fertilisation in vitro d'Astyanax mexicanus

Cet article décrit les conditions et les protocoles de laboratoire de base pour un régime de température incrémentale afin de stimuler le frai maximal dans le tétra mexicain Astyanax mexicanus,qui est un modèle émergent pour les études développementales et évolutives.

Changements de température progressifs pour la reproduction et le frai maximaux chez Astyanax mexicanus

Le présent protocole décrit la méthode d’élevage des insectes ravageurs tortricides dans les laboratoires. Les procédures permettant de distinguer le sexe des insectes et d’extraire les acides nucléiques pour le séquençage à haut débit sont établies à l’aide de deux ravageurs tortricides.

Élevage de masse et études moléculaires chez les insectes nuisibles tortricidae

Ici, nous présentons un protocole qui facilite la caractérisation fonctionnelle à moyen à haut débit des constructions de gènes et de promoteurs dans le tissu secondaire de la tige de l’arbre dans des délais relativement courts. Il est efficace, facile à utiliser et largement applicable à une gamme d’espèces d’arbres.

L&#39;utilisation de la Induced somatique analyse sectorielle (AISS) pour l&#39;étude des gènes et de promoteurs impliqués dans la formation du bois et le développement de souches secondaire

Apprenez à élever Astyanax mexicanus et à réaliser une immunohistochimie sur monture entière pour comparer les phénotypes des morphotypes de surface et des cavernes. Cette méthode permet d'étudier la biologie du développement et les mécanismes d'adaptation évolutive.

Élever le tétra aveugle Astyanax mexicanus pour l’analyse des phénotypes de le Post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie (Vidéo) | JoVE Journal

Élever le tétra aveugle Astyanax mexicanus pour l’analyse des phénotypes de le Post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie

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