Name: La pneumonectomie gauche combiné avec Monocrotaline ou Sugen comme un modèle d’Hypertension pulmonaire chez le rat (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-08T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 29 s
Description: Apprenez la pneumonectomie gauche chez le rat pour modéliser l'hypertension artérielle pulmonaire avec Monocrotaline ou Sugen. Cette méthode reproduit les lésions plexiformes humaines et aide à développer des thérapeutiques.

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Ce manuscrit a été pris en charge par les NIH accorder des subventions 7R01 HL083078-10 de l’American Heart Association AHA-17SDG33370112 et de la National instituts de la santé NIH K01 HL135474 à Y.S. et des instituts nationaux de santé R01 HL133554 à L.H.

Les procédures décrites ci-dessous ont été approuvés par l’animalier institutionnel et utilisation Comité (IACUC) de l’école de médecine de l’Icahn au mont Sinaï. Tous les rats ont reçu des soins compatissants en conformité avec le mont Sinaï « Guide for the Care and Use of Laboratory Animals ».
1. préparation pour la chirurgie
<ol><li>Autoclave Cooley-Mayo courbes droites ciseaux Iris (petits ciseaux), ciseaux de Vannas McPherson Iris (dos ciseaux), forceps de tissue Wangensteen (pince atraumatique), ciseaux (grands ciseaux), forceps tissue de Gerald, spéculum ordinaire brins (self en conservant rétracteur), cauterizer de petit bateau, gaze, sonde amphidrome, mince porte-aiguille vasculaire et Micro-Jacobson pinces hémostatiques de moustique (mosquito).</li>
</ol>2. préparation et Intubation des Rats
<ol><li>Administrer une injection sous-cutanée de buprénorphine analgésie (0,1 mg/kg) chez les rats Sprague-Dawley mâles, de vieux de 6 à 8 semaine, 30 min avant la chirurgie.</li>
	<li>Placez le rat individuellement dans une chambre exposée à l’isoflurane 4 % et d’oxygène (1 L/min) pendant 3-4 min jusqu'à ce que le rat est correctement anesthésié (c.-à-d., inconscient, respirer lentement et ne répond plus à toucher ou à paraître).</li>
	<li>
Intubation de Rats
	<ol>
<li>Retirer le rat de la chambre et le rat à un conseil d’administration du ruban adhésif pour le rat repose à plat sur le dos, la bouche au bord du Conseil d’administration. Chaîne permet de tenir le rat par les deux dents de devant pour que le col reste plates/droites.</li>
		<li>Placer une source de lumière de fibre optique oie au-dessus du cou sur le larynx, soulever et tenir avec les doigts, la langue et remonter l’épiglotte pour visualiser les cordes vocales. La trachée doit être illuminée derrière les cordes vocales ; Ajustez la position de la lumière jusqu'à ce que la trachée est lumineuse.</li>
		<li>Intuber les rats en insérant un cathéter 16 G dans le larynx dans les 60 s d’éliminer le rat de la chambre, comme ils se réveiller rapidement. Si le rat se réveille avant intubation réussie, replacez le rat et répéter.</li>
		<li>Se brancher instantanément le rat au ventilateur de reprendre livraison isoflurane et oxygène. Confirmer l’intubation en utilisant un miroir froid d’observer la condensation de l’humidité dans l’air expiré du cathéter. Assurez-vous que l’animal est toujours respirer par l’expansion de la poitrine.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Connectez le rat au ventilateur. Définie l’oxygène de circuler à 1 L/min. le cas le taux de ventilation à 70 respirations/mn avec un volume de marée de 0,35 à 0,45 mL. La valeur de pression expiratoire positive (PEP) pour 2 à 4 cm H2O. Reduce isoflurane à 2 – 3 %.</li>
	<li>Placez le rat sous le microscope dans la position de décubitus droit sur un coussin chauffant à 37 ° C. Les pattes avant du ruban vers le bas. Raser le thorax gauche derrière le pied avant jusqu'à la fin de la cage thoracique avec une tondeuse. Nettoyer la zone chirurgicale avec solution de povidone-iode gaze et 10 %, suivie de l’éthanol à 70 % (trois fois).</li>
	<li>Placez l’oxymètre à pied de la rat et surveiller la fréquence cardiaque et la saturation en oxygène tout au long de la chirurgie. Fréquence cardiaque devrait se situer entre 200 et 500 bpm et oxygène la saturation doit être > 95 %.</li>
</ol>3. préparation du milieu stérile
<ol><li>Visualiser la zone chirurgicale sous le microscope. Cela doit être fait tout d’abord parce que le microscope ne peut être modifié une fois que l’environnement est stérile.</li>
	<li>Enfilez des gants chirurgicaux stériles. Ne pas toucher quoi que ce soit en dehors de la zone chirurgicale du corps du rat, les draps chirurgicaux et les instruments stérilisés.</li>
	<li>Placez un drap stérile sur le corps du rat et sur le plateau à instruments pour créer un environnement stérile.</li>
	<li>Avec des gants stériles, placer les instruments stériles sur le plateau à instruments stériles.</li>
</ol>4. gauche pneumonectomie chirurgicale
<ol><li>Utiliser les ciseaux Cooley-Mayo et forceps tissue Gerald pour découper un petit trou dans le champ chirurgical. Le trou doit être d’environ 2 à 3 cm de diamètre pour visualiser pleinement l’incision, mais pas trop grosses pour que stérilisé uniquement la peau sont exposée.</li>
	<li>Faire une incision latérales longues de 2 cm dans le thorax gauche à l’aide d’une lame chirurgicale. Utilisation de gaze et la plume de bistouri électrique pour gérer les saignement/maintiennent hémostase. Utiliser les ciseaux Cooley-Mayo pour couper chaque couche du tissu jusqu'à ce que les côtes et les muscles intercostaux sont exposés.</li>
	<li>
Entrer dans l’espace Intercostal
	<ol>
<li>Le moustique permet de faire un trou à travers le muscle du troisième espace intercostal.</li>
		<li>La sonde double culot permet de déplacer le poumon de la manière de visualiser l’artère pulmonaire. L’enquêteur peut pénétrer dans un autre espace intercostal si l’artère pulmonaire n’est pas accessible.</li>
		<li>Utilisation iris ciseaux et ciseaux d’iris de Vannas McPherson (dos ciseaux) pour ouvrir les muscles intercostaux à environ 1 à 2 cm. utilise le crayon de bistouri électrique pour arrêter tout saignement.</li>
		<li>Placer une petite auto maintien rétracteur de tenir les côtes et les muscles ouvrir.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ouvrez seulement la plèvre gauche et descendre plus bas dans l’abdomen pour permettre l’accès à l’artère pulmonaire et des bronches, le poumon gauche. Charger un hemoclip moyen dans l’applicateur pince ligature.</li>
	<li>
Ligature de la bronche gauche et l’artère pulmonaire principale gauche
	<ol>
<li>Soulever la partie supérieure du poumon gauche soigneusement avec la pince atraumatique de Wangensteen d’exposer l’artère pulmonaire.</li>
		<li>Clip de l’artère pulmonaire en fermant le clip et l’applicateur autour de l’artère. Veillez à ne pas fermer ou rupture de la veine azygos gauche. Ne pas serrer trop fortement dans le cas contraire, le navire peut se rompre.</li>
		<li>Ouvrez l’incision en utilisant l’amygdale pour séparer les fibres musculaires.</li>
		<li>Charger un autre moyen hemoclip dans l’applicateur pince ligature afin qu’il soit prêt.</li>
		<li>Utiliser la pince atraumatique pour soulever la partie inférieure du poumon hors de l’incision jusqu'à ce que la bronche gauche et la veine pulmonaire gauche sont visualisées. Pince atraumatique doit être utilisé pull pour déplacer le poumon et hors de l’incision. Le poumon étant trop volumineux pour être sorti en un seul mouvement sans se déchirer le tissu, la pince de la question est nécessaire pour maintenir le poumon en place tandis que la pince atraumatique servent soigneusement pour retirer plus de poumon.</li>
		<li>Ligaturer ensemble la bronche gauche et gauche veine pulmonaire principale en fermant l’applicateur autour d’eux. Ne pas serrer la veine et bronches trop vigoureusement sinon, le navire peut se rompre.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Retirer le poumon avec des ciseaux. Veillez à ne pas couper ou déchirer le clip. Utiliser un petit morceau de gaze stérile pour absorber le sang et assurez-vous qu’il n’y a pas de saignement.</li>
	<li>
Fermeture des côtes et des Muscles intercostaux
	<ol>
<li>Avant de fermer les muscles intercostaux, insérer un cathéter 16 G dans la cavité thoracique de l’incision chirurgicale et dans le septième espace intercostal. Veillez à ce que le chercheur peut visualiser l’aiguille pour ne pas percer des organes vitaux ou les vaisseaux.</li>
		<li>Retirer immédiatement l’aiguille, en laissant le cathéter en place. Cela servira un drain thoracique.</li>
		<li>Fermer les côtes et les muscles intercostaux avec une suture de Prolène 4-0.</li>
		<li>Proche de la peau et l’espace sous-cutané avec une suture de 5-0 en cours d’exécution (Table des matières).</li>
		<li>Placer une suture de 5-0 (Table des matières) dans la peau et autour de sa poitrine le tube donc quand le drain thoracique est enlevé, le trou sera lié fermée.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Évacuer l’air de la cavité pleurale avec une seringue de 3 mL par le cathéter de retrouver la dépression normale dans le thorax. Clamper immédiatement le cathéter avec un porte-aiguille pour empêcher l’air de refluer dans la cavité thoracique. Retirer le cathéter et attacher la suture pour fermer le trou rapidement.</li>
</ol>5. post-opératoire récupération
<ol><li>Mettre l’animal en position sternale. Désactiver l’isoflurane, mais continuer à donner de l’oxygène de rat par le tube endotrachéal. N’abandonnez pas l’animal à tout moment jusqu'à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour se déplacer et l’animal est en sécurité dans sa cage.</li>
	<li>Administrer par voie sous-cutanée à 2 – 3 mL de solution de Ringer amorcez stérile.</li>
	<li>Surveiller la fréquence cardiaque (≈200 – 500 bpm), de la saturation en oxygène (≥ 95 %), et couleur animale pour confirmer l’animal respire bien.</li>
	<li>Quand l’animal commence à faire des mouvements de respiration spontanée et les mouvements du cou et répond à des stimuli physiques (par exemple les yeux élargissement, nez se déplaçant et oreilles répondant aux sons), sortir l’animal en tirant sur le cathéter et débrancher le respirateur.</li>
	<li>Retourner l’animal à une cage vide, loin de la compagnie des autres animaux. L’animal doit être seul pendant au moins 3 jours.</li>
	<li>Pour le contrôle de la douleur, administrer 0,1 mg/kg de buprénorphine par voie sous-cutanée toutes les 12 h pendant 3 jours.</li>
</ol>6. l’administration de « Second coup » MCT ou Sugen
<ol><li>Administrer 1 mL de MCT (60 mg/kg) ou 1 mL de Sugen (25 mg/kg) par injection sous-cutanée, 1 semaine après la chirurgie.</li>
</ol>7. terminal récolte
<ol><li>Sept semaines après l’administration de MCT ou Sugen, placer l’animal dans une chambre avec fluide oxygène (1 L/min) et 4 % isoflurane.</li>
	<li>Connectez l’animal au ventilateur par l’intermédiaire de coiffe. Garder l’oxygène circulant et abaissez l’isoflurane à 2,5 à 3 %. Placez l’animal sur son dos et de la bande vers le bas de tous les membres.</li>
	<li>Se raser l’animal le long de l’abdomen entier.</li>
	<li>
Ouverture de la poitrine
	<ol>
<li>Faire une incision vers le bas de la poitrine avec un scalpel du cran sous-clavière pour le xyphoid.</li>
		<li>Utiliser la pince de tissu pour tenir le xyphoid. Couper à travers le sternum avec les ciseaux Cooley-Mayo jusqu'à ce que le cœur et l’artère pulmonaire sont entièrement accessibles. Utiliser le bistouri électrique pour arrêter le saignement. Tenir que les côtes ouverts avec un rétracteur.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Identifier l’artère pulmonaire. Ajustez l’orientation du cœur, si nécessaire, en ajoutant la gaze dessous. Utiliser un cathéter IV de 20 G à la perforation de l’artère pulmonaire entre la valve pulmonaire et la bifurcation de l’artère pulmonaire principale. Avancer seulement le cathéter de 20 G dans l’artère et retirer l’aiguille. Avancez la sonde de pression transsonique Fr 1.2 dans le cathéter IV qui est dans l’artère pulmonaire. Une fois la courbe PA stable, enregistrer la pression au moins 10 s. Répétez ces étapes pour enregistrer la pression dans le ventricule droit.</li>
	<li>Retirer le cœur et les poumons. Placer les morceaux du poumon dans du formol à être fixé à la paraffine et coloration à l’hématoxyline et éosine.</li>
</ol>

<ol><li>Leopold, J., Maron, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Mechanisms+of+Pulmonary+Vascular+Remodeling+in+Pulmonary+Arterial+Hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Molecular Mechanisms of Pulmonary Vascular Remodeling in Pulmonary Arterial Hypertension.</a> International Journal of Molecular Sciences. 17 (5), 761(2016).</li>
<li>Gomez-Arroyo, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+monocrotaline+model+of+pulmonary+hypertension+in+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The monocrotaline model of pulmonary hypertension in perspective.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 302 (4), L363-L369 (2012).</li>
<li>van Albada, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+increased+pulmonary+blood+flow+in+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22European+Respiratory+Journal%22%5BJournal%5D)">The role of increased pulmonary blood flow in pulmonary arterial hypertension.</a> European Respiratory Journal. 26 (3), 487-493 (2005).</li>
<li>Dickinson, M. G., Bartelds, B., Borgdorff, M. A. J., Berger, R. M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+disturbed+blood+flow+in+the+development+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+lessons+from+preclinical+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of disturbed blood flow in the development of pulmonary arterial hypertension: lessons from preclinical animal models.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 305 (1), L1-L14 (2013).</li>
<li>Stenmark, K. R., Meyrick, B., Galie, N., Mooi, W. J., McMurtry, I. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+pulmonary+arterial+hypertension%3A+the+hope+for+etiological+discovery+and+pharmacological+cure%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Animal models of pulmonary arterial hypertension: the hope for etiological discovery and pharmacological cure.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 297 (6), L1013-L1032 (2009).</li>
<li>Cahill, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiological+basis+of+chronic+hypoxic+pulmonary+hypertension+in+the+mouse%3A+vasoconstrictor+and+structural+mechanisms+contribute+equally%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Physiology%22%5BJournal%5D)">The pathophysiological basis of chronic hypoxic pulmonary hypertension in the mouse: vasoconstrictor and structural mechanisms contribute equally.</a> Experimental Physiology. 97 (6), 796-806 (2012).</li>
<li>Okada, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulmonary+hemodynamics+modify+the+rat+pulmonary+artery+response+to+injury.+A+neointimal+model+of+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Pulmonary hemodynamics modify the rat pulmonary artery response to injury. A neointimal model of pulmonary hypertension.</a> American Journal of Pathology. 151 (4), 1019-1025 (1997).</li>
<li>Happé, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pneumonectomy+combined+with+SU5416+induces+severe+pulmonary+hypertension+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Pneumonectomy combined with SU5416 induces severe pulmonary hypertension in rats.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (11), L1088-L1097 (2016).</li>
<li>Tanaka, Y., Schuster, D. P., Davis, E. C., Patterson, G. A., Botney, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+vascular+injury+and+hemodynamics+in+rat+pulmonary+artery+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">The role of vascular injury and hemodynamics in rat pulmonary artery remodeling.</a> Journal of Clinical Investigation. 98 (2), 434-442 (1996).</li>
<li>Nishimura, T., Faul, J. L., Berry, G. J., Kao, P. N., Pearl, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+a+surgical+aortocaval+fistula+on+monocrotaline-induced+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Effect of a surgical aortocaval fistula on monocrotaline-induced pulmonary hypertension.</a> Critical Care Medicine. 31 (4), 1213-1218 (2003).</li>
<li>Linardi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+and+pulmonary+vascular+remodeling+induced+by+pulmonary+overflow+in+a+chronic+model+of+pretricuspid+shunt%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Ventricular and pulmonary vascular remodeling induced by pulmonary overflow in a chronic model of pretricuspid shunt.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 148 (6), 2609-2617 (2014).</li>
<li>White, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plexiform-like+lesions+and+increased+tissue+factor+expression+in+a+rat+model+of+severe+pulmonary+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Plexiform-like lesions and increased tissue factor expression in a rat model of severe pulmonary arterial hypertension.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 293 (3), L583-L590 (2007).</li>
<li>Samson, N., Paulin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epigenetics%2C+inflammation+and+metabolism+in+right+heart+failure+associated+with+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Pulmonary+Circulation%22%5BJournal%5D)">Epigenetics, inflammation and metabolism in right heart failure associated with pulmonary hypertension.</a> Pulmonary Circulation. 7 (3), 572-587 (2017).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêt potentiel.

Dans les poumons touchés par la PAH, prolifération vasculaire avec formation néointimale et l’oblitération des artères pulmonaires se traduire par modifications hémodynamiques graves, l’insuffisance ventriculaire droite et précoce mortalité7,8. Les modifications apportées aux parois des vaisseaux augmentent la résistance à la circulation sanguine, augmentant la pression artérielle et ventriculaire droite. Dans les premiers stades de la PAH, généralement 3 semaine...

Hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est une maladie progressive et mortelle caractérisée par une augmentation du débit sanguin pulmonaire, augmentation de la résistance vasculaire, l’inflammation et remodelage des petits vaisseaux sanguins pulmonaires1. Ce remodelage habituellement se traduit par des lésions vasculaires qui obstruent et oblitérer les petites artères pulmonaires, provoquant une vasoconstriction et augmentant le ventricule droit postcharge2. Il existe peu de traitements pharmacologiques réussie de HAP ; en conséquence, vestiges de la mortalité liée au HAP hautes. Récemment, au centre de recherche sur la pathologie de l’hypertension pulmonaire a déménagé vers un mécanisme d’angio-prolifération dans laquelle le rôle de la circulation sanguine pulmonaire accrue est considéré comme un déclencheur important dans le développement de pulmonaire vasculaire remodelage des3,4.
Modèles animaux d’hypertension pulmonaire ont fourni des idées essentielles qui aident à expliquer la physiopathologie de la maladie et ont servi de plateforme pour drogue, cellule, gène et la protéine livraison. Traditionnellement, le modèle de l’hypertension pulmonaire induite par l’hypoxie chronique et le modèle de lésion pulmonaire MCT ont été les principaux modèles utilisés pour étudier les HAP physiopathologie5. Toutefois, ils ne sont pas suffisants pour produire une augmentation artérielle pulmonaire flux néointimale tendance et du remodelage par rapport aux modifications décrites chez des patients humains. Le modèle de l’hypoxie chronique chez les rongeurs se traduit par l’épaississement des parois des vaisseaux avec vasoconstriction hypoxique sans angio-oblitération des petits vaisseaux pulmonaires6. En outre, la condition d’hypoxie est réversible. Ainsi, le modèle de l’hypoxie n’est également pas suffisant pour produire des HAP sévère. Le modèle de lésion pulmonaire MCT provoquer une dysfonction endothéliale, mais les lésions vasculaires oblitérante complexes, trouvées chez l’homme avec le PAH primaire sévère ne se développent pas dans le rat2. En outre, chez les rats traités MCT ont tendance à mourir de la toxicité pulmonaire induite par le MCT, maladie veino-occlusive du foie et la myocardite plutôt que de PAH2. Enfin, la pneumonectomie seule ne suffit pas produire des lésions néointimale dans les petits vaisseaux pulmonaires dans un court laps de temps. Après la pneumonectomie, il y a élévation minimale dans la pression artérielle pulmonaire7. Chez l’homme, la pneumonectomie est bien tolérée lorsque le poumon controlatéral est saine7.
Toutefois, la procédure de pneumonectomie gauche associée à MCT ou Sugen est avantageuse car elle imite la circulation sanguine pulmonaire accrue et se traduit par remodelage vasculaire pulmonaire comparable aux HAP clinique sévère. La pneumonectomie est effectuée sur le poumon gauche, qui a seulement 1 lobe, plutôt que sur la droite, qui a quatre lobes. Si le poumon droit a été supprimé, l’animal serait incapable de compenser l’insuffisance respiratoire. Dans le modèle de la pneumonectomie-MCT, néointimale modèle de remodelage se développe dans plus de 90 % des assurés-animaux traités7. De même, la combinaison des résultats Sugen et pneumonectomie en HAP grave, caractérisée par des lésions vasculaires angio-oblitérante, prolifération, apoptose et RV dysfonction8. La procédure de pneumonectomie gauche est également avantageuse par rapport aux autres interventions chirurgicales pour induire des HAP. Précédemment décrits chez les rats pour augmenter le débit sanguin pulmonaire vers les poumons ultrarésistant le shunt aorto-caval ou anastomose de l’artère sous-clavière-pulmonaire. Ces modèles sont extrêmement compliqués7,9,10,11. Pour effectuer un shunt aorto-caval, abdomen de l’animal doit être ouvert. Le shunt est placé dans l’aorte abdominale, ce qui augmente le flux sanguin vers les organes abdominaux au lieu de juste les poumons, donc, Hap prend beaucoup plus de temps à développer. En outre, il est difficile de déterminer le débit sanguin à travers le shunt, alors qu’avec la pneumonectomie le sang couler à la doublette de poumon restant. L’anastomose de l’artère sous-clavière-pulmonaire a aussi beaucoup de complications. Le flux du sang artériel dans la veine peut mener à la thrombose de l’anastomose et saignements. Comme le shunt aorto-caval, il est difficile de déterminer la circulation sanguine par l’intermédiaire de l’anastomose. En outre, c’est une technique coûteuse et difficile qui nécessite des compétences chirurgicales vasculaires. La pneumonectomie gauche unilatérale double du débit sanguin et la contrainte de cisaillement dans le poumon controlatérale et, en combinaison avec MCT ou Sugen, provoque les constatations histopathologiques et hémodynamiques typiques des HAP qui est la cellule endothéliale dommages8, 12.
La nouveauté de ce manuscrit est présentée dans le protocole chirurgical très détaillé et complet de la pneumonectomie gauche chez des rats et à la discussion des défis techniques et physiologiques de ces modèles. Parce que ce protocole n’est pas disponible, de nombreux chercheurs croient que le modèle est trop difficile. Les enquêteurs qui ont exercé la pneumonectomie gauche ont été confrontés à une mortalité élevée et des taux de morbidité associées à la perte inutile d’animaux, compromettre l’évaluation scientifique. Au lieu de cela, beaucoup utilisera des modèles classiques telles que l’injection, l’hypoxie chronique ou juste la pneumonectomie MCT pour créer des HAP. Toutefois, ces modèles sont beaucoup moins efficaces que la combinaison de MCT ou Sugen avec la pneumonectomie gauche. L’objectif principal de cet article est de fournir le protocole chirurgical d’abord détaillé et reproductible pour la pneumonectomie unilatérale gauche chez le rat et fournir le meilleur modèle chirurgical de HAP. Combinant ce protocole pour pneumonectomie unilatérale gauche avec MCT ou SU5416 permettra aux chercheurs de créer un modèle beaucoup plus efficace et cliniquement pertinent de HAP sévère pour l’étude de la pathogenèse de cette maladie mortelle.

<table><tbody><tr><td>Lame chirurgicale</td><td>Bard-Parker</td><td>371215</td><td>Incision</td></tr><tr><td>Forane (Isoflurane, USP)</td><td>Baxter</td><td>NDC 10019-360-40</td><td>anesthésie</td></tr><tr><td>BD Angiocath 16 G</td><td>BD</td><td>381157</td><td>tube d’intubation, drain thoracique</td></tr><tr><td>BD 1 mL Seringue à insuline</td><td>BD</td><td>329652</td><td>administrer buprinex en postopératoire</td></tr><tr><td>Biogel Chirurgiens Gants chirurgicaux</td><td>Biogel</td><td>30460-01</td><td>gants chirurgicaux stériles</td></tr><tr><td>Wahl BravMini+ Trimmer</td><td>Braintree Scientific</td><td>CLP-41590 P</td><td>site chirurgical de rasage</td></tr><tr><td>SU5416</td><td>Cayman Chemical</td><td>13342</td><td>Sugen&nbsp ;</td></tr><tr><td>Illuminateur à fibre optique</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-41723-02</td><td>lumière pour intubation</td></tr><tr><td>Surgipro II 4-0 Suture</td><td>Covidien</td><td>VP831X</td><td>Fermeture des muscles intercostaux</td></tr><tr><td>Polysorb 5-0 Suture</td><td>Covidien</td><td>GL-885</td><td>Fermeture de la peau</td></tr><tr><td>Medium Slide Top Chambre d’induction</td><td>DRE Veterinary</td><td>12570</td><td>livraison d’oxygène et d’isoflurane</td></tr><tr><td>DRE Compact 150 Rongeur Appareil d’anesthésie</td><td>DRE Veterinary</td><td>373</td><td>administration d’oxygène et d’isoflurane</td></tr><tr><td>Kit de cautériseur pour petits vaisseaux</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>18000-00</td><td>cautérisateur pour minimiser les saignements</td></tr><tr><td>VentElite Ventilateur pour petits animaux</td><td>Harvard Apparatus</td><td>55-7040</td><td></td></tr><tr><td>VentilateurSTAT Jr</td><td>Kent Scientific</td><td>MSTAT-JR</td><td>oxymètre de pouls et moniteur de fréquence cardiaque</td></tr><tr><td>Capteur d’oxymètre de pouls Mouse Paw</td><td>Kent Scientific</td><td>Oxymètre de pouls SPO2-MSE</td><td>et capteur de fréquence cardiaque</td></tr><tr><td>PhysioSuite RightTemp</td><td>Kent Scientific</td><td>PS-02</td><td>Temperature</td></tr><tr><td>pad PVP Prep Solution</td><td>Medline</td><td>MDS093944</td><td>Nettoyage du site chirurgical</td></tr><tr><td>Drapé en poly Drapé</td><td>Medline</td><td>NON21002Z</td><td>couvrir l’animal</td></tr><tr><td>Seringue de 3 mL</td><td>Medline</td><td>SYR103010</td><td>administrer des fluides postopératoires</td></tr><tr><td>Kits microchirurgicaux, Integra&nbsp ;</td><td>Miltex</td><td>95042-540</td><td>outils chirurgicaux : spéculum à fil lisse, sonde à double extrémité, McPherson-Vannas Ciseaux à iris droits, ciseaux à iris droits</td></tr><tr><td>Pince hémostatique - Micro-Jacobson-Mosquito</td><td>Miltex</td><td>17-2602</td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphrine HCl 0,3 mg/mL</td><td>Par Pharmaceutical</td><td>NDC 42023-179-01</td><td>Soulagement de la douleur</td></tr><tr><td>Ciseaux courbes Cooley-Mayo</td><td>Bouling</td><td>352090</td><td>Grands ciseaux</td></tr><tr><td>Gerald Pince à tissus</td><td>Bouloching</td><td>351900</td><td>Pince</td></tr><tr><td>à tissus Wangesnsteen</td><td>Pince à moulage Boulochage</td><td>342929</td><td>pince atraumatique</td></tr><tr><td>Bouloching Porte-aiguille vasculaire mince</td><td>Bouloching</td><td>354962DG</td><td>porte-aiguille</td></tr><tr><td>Crotaline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C2401-1G</td><td>MCT</td></tr><tr><td>Surflash 20 G IV Cathéter</td><td>Terumo</td><td>SR*FF2051</td><td>Pour la lecture de la pression pendant le prélèvement d’organes</td></tr><tr><td>Système PV ADVantage avec cathéter 1,2 Fr</td><td>Transonic Inc</td><td>ADV500</td><td>Enregistrer la pression de l’artère pulmonaire et du ventricule droit</td></tr><tr><td>Moyenne Hemoclip</td><td>Weck</td><td>523700</td><td>Vaisseaux ligaturés</td></tr><tr><td>Open Ligating Clip Applicator ; Moyenne incurvée</td><td>Weck Horizon</td><td>237081</td><td>applicateur d’hémoclip</td></tr><tr><td>Microscope chirurgical</td><td>Zeiss OPMI MD</td><td>1808</td><td>grossissement</td></tr></tbody></table>

la pneumonectomie gauche combiné avec monocrotaline ou sugen comme un modèle d’hypertension pulmonaire chez le rat

The Left Pneumonectomy Combined with Monocrotaline or Sugen as a Model of Pulmonary Hypertension in Rats

Dans ce protocole, nous détaillons les étapes de la procédure correctes et précautions nécessaires pour effectuer une pneumonectomie gauche et induisent des HAP chez les rats avec l’administration supplémentaire de monocrotaline (MCT) ou SU5416 (Sugen). Nous comparons également ces deux modèles à d’autres modèles de HAP couramment utilisés dans la recherche. Ces dernières années, la mise au point des modèles animaux de HAP a poussé vers l’étude du mécanisme d’angioproliferation des lésions plexiforme, dans laquelle le rôle de la circulation sanguine pulmonaire accrue est considéré comme un déclencheur important dans le développement de graves pulmonaire le remodelage vasculaire. Un des modèles rongeurs plus prometteurs de l’augmentation du débit pulmonaire est la pneumonectomie gauche unilatérale combinée avec un « second coup » de MCT ou Sugen. La suppression du poumon gauche mène à la circulation sanguine pulmonaire accrue et turbulent et remodelage vasculaire. Il n’existe actuellement aucune procédure détaillée de la chirurgie de la pneumonectomie chez les rats. Cet article décrit un protocole étape par étape de la procédure chirurgicale pneumonectomie et soins postopératoires chez les rats Sprague-Dawley. En bref, l’animal est anesthésié et le coffre est ouvert. Une fois que l’artère pulmonaire gauche, veines pulmonaires et des bronches sont visualisées, ils sont ligaturés et le poumon gauche est supprimé. La poitrine puis fermé et récupéré l’animal. Sang est obligé de circuler uniquement sur le poumon droit. Cette augmentation de la pression vasculaire entraîne un remodelage progressif et l’occlusion des petites artères pulmonaires. Le deuxième coup de MCT ou Sugen est utilisé une semaine après la chirurgie pour induire la dysfonction endothéliale. La combinaison de l’augmentation du débit sanguin dans le poumon et la dysfonction endothéliale produit HAP sévère. La principale limite de cette procédure est qu’il exige des compétences chirurgicales générales.

Selon le système de classification reconnus, une hypertension artérielle pulmonaire se caractérise par une pression de l’artère pulmonaire moyenne (Papm) dépassant les limites maximales de pression de l’artère pulmonaire normale (c'est-à-dire, 25 mm Hg). Dans la pneumonectomie + groupe MCT, Hap sévère développé par 21 jours avec une augmentation Papm (Figure 1). La Papm est calculée par la formule :
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La pneumonectomie gauche rongeur est une technique utile dans la recherche d’une hypertension artérielle pulmonaire. Nous présentons ici un protocole visant à décrire la procédure de pneumonectomie rat et les soins post-opératoires afin d’assurer la mortalité et la morbidité minime.

La pneumonectomie gauche combiné avec Monocrotaline ou Sugen comme un modèle d’Hypertension pulmonaire chez le rat

In this protocol, we detail the correct procedural steps and necessary precautions to successfully perform a left pneumonectomy and induce PAH in rats ...

Ce protocole est significatif parce qu’il produit le meilleur modèle possible pour l’hypertension artérielle pulmonaire. Aucun autre modèle ne produit les lésions plexiformes trouvées dans les patients humains de PAH. Le principal avantage est que nous doublent le flux sanguin dans le poumon droit et l’artère pulmonaire, causant des dommages endothéliales et forçant les poumons à travailler deux fois plus dur.Notre groupe a développé un modèle très efficace de l’hypertension artérielle pulmonaire pour développer des thérapeutiques. Outre l’hypertension artérielle pulmonaire, cette méthode pourrait être utile en médecine régénérative et pourrait donner un aperçu d’autres maladies avec un flux pulmonaire accru comme les malformations cardiaques congénitales ou les patients post-pneumonectomy. Pour quelqu’un qui n’a jamais effectué cette technique, mon conseil est de suivre le protocole exactement et de s’assurer que le chirurgien peut voir exactement ce qu’ils font.Après avoir anesthésié le rat avec 4% d’isoflurane, l’animal est intubé à l’aide d’une chair de poule à fibres optiques pour éclairer la trachée. Insérez un cathéter de calibre 16 dans le larynx et utilisez un miroir froid pour observer la condensation de l’humidité dans le souffle expiré du cathéter pour confirmer l’intubation. Connectez le rat au ventilateur et placez le rat sous le microscope dans la bonne position de décubitus sur un coussin chauffant de 37 degrés Celsius.Fixez les membres antérieurs avec du ruban adhésif et utilisez des tondeuses pour raser le thorax gauche derrière la jambe avant jusqu’à l’extrémité de la cage thoracique. Nettoyez la peau exposée avec trois solutions séquentielles d’iode de 10 % povidone et 70 % d’lingettes à l’éthanol, et placez un oxymètre d’impulsion sur le pied du rat pour surveiller la fréquence cardiaque et la saturation en oxygène tout au long de la chirurgie. Maintenant, ajustez le microscope et mettre la vue chirurgicale au point.Ensuite, placez un drapé stérile sur le corps du rat et le plateau d’instruments pour créer un environnement stérile. Enfin, placez des instruments stériles sur le plateau stérile de l’instrument. Pour effectuer une pneumonectomie gauche, utilisez des ciseaux Cooley-Mayo et des forceps de tissu Gerald pour couper un trou de deux à trois centimètres dans le drapé chirurgical, et utilisez une lame chirurgicale pour faire une incision latérale de deux centimètres de long dans le thorax gauche.Utilisez des ciseaux Cooley-Mayo pour couper chaque couche de tissu jusqu’à ce que les côtes et les muscles intercostals soient exposés. Utilisez un moustique pour faire un trou à travers le muscle du troisième espace intercostal. À l’aide d’une sonde à double fin, déplacez le poumon pour visualiser l’artère pulmonaire et utilisez des ciseaux Iris McPherson-Vannas pour ouvrir les muscles intercostals à une largeur d’environ un à deux centimètres.Placez un petit rétractateur auto-retenant dans la plèvre gauche pour tenir les côtes et les muscles ouverts, et déplacez le poumon gauche plus bas dans l’abdomen pour permettre l’accès à l’artère pulmonaire et bronche. Pour la ligature de la bronche principale gauche et de l’artère pulmonaire, d’abord, chargez un hémoclip moyen dans un applicateur de clip ligating et utilisez les forceps atraumatic de Wangensteen pour soulever soigneusement la partie supérieure du poumon gauche pour exposer l’artère pulmonaire. Fermez le clip et l’applicateur autour de l’artère, en prenant soin de ne pas fermer ou rompre la veine azygos gauche.Et ouvrez l’incision plus loin en utilisant l’amygdale pour séparer les fibres musculaires. Après avoir chargé un autre hemoclip moyen dans l’applicateur de clip de ligating, utilisez les forceps atraumatic et les forceps standard de tissu pour soulever la partie inférieure du poumon hors de l’incision jusqu’à ce que le bronchus principal gauche et la veine pulmonaire gauche soient visualisés. Ligate soigneusement la bronche principale gauche et la veine pulmonaire avec le deuxième hémoclip, et utiliser des ciseaux pour enlever le poumon sans couper ou déchirer le clip.Ensuite, utilisez un petit morceau de gaze stérile pour absorber tout sang et endiguer tout saignement. Utilisez le porte-aiguille et une suture de prolène 4-0 pour fermer les côtes et les muscles intercostals. Avant de fermer les muscles intercostals, insérez un cathéter de calibre 16 dans la cavité thoracique loin de l’incision chirurgicale et dans le septième espace intercostal, et retirez immédiatement l’aiguille, laissant le cathéter en place.Placez une suture 5-0 dans la peau et autour du tube thoracique de sorte que lorsque le tube thoracique est enlevé, le trou sera attaché fermé, et attacher les sutures pour fermer les côtes. Fermez la peau et l’espace sous-cutané avec une suture 5-0 en cours d’exécution, et utilisez une seringue de trois millilitres pour évacuer l’air de la cavité pleurale à travers le cathéter pour rétablir la pression négative normale dans le thorax. Utilisez un porte-aiguille pour serrer immédiatement le cathéter pour empêcher l’air de revenir dans la cavité thoracique.Retirer le cathéter et attacher la suture pour fermer le trou. Dans le groupe de pneumonectomy et de monocrotaline, l’hypertension pulmonaire grave se développe par jour 21, comme démontré par une augmentation de la pression pulmonaire moyenne d’artère comparée aux animaux faux non traités de contrôle. Dans le groupe pneumonectomy plus Sugen, la pression moyenne d’artère pulmonaire est trois fois plus élevée que dans le groupe témoin.La pression systolique ventriculaire droite est également beaucoup plus élevée chez les animaux traités à la monocrotaline et au Sugen, par rapport au groupe témoin. Dans les sections normales de tissu pulmonaire de rat tachées d’hématoxyline et d’éosine, des espaces entre les alvéoles et les structures alvéolaires sont apparents, et les vaisseaux sont clairs et d’une épaisseur normale. Dans le poumon d’hypertension d’artère pulmonaire, il y a l’évidence du remodelage, de l’épaississement des parois de navire, de la constriction grave des vaisseaux, et de l’inflammation et de l’artérite pulmonaire focale.L’animal doit compenser la perte d’un poumon, il est donc important d’être patient pendant la période de récupération. Surveillez les signes vitaux et donnez un volume supplémentaire d’oxygène ou de poumons au besoin. Sugen crée l’apoptose endothéliale qui est le signe pertinent clinique de l’hypertension artérielle pulmonaire.Le modèle gauche de pneumonectomie chez les rongeurs a ouvert la voie aux scientifiques pour étudier des anomalies de flux et développer de nouveaux traitements pour l’hypertension artérielle pulmonaire. En raison de l’utilisation de l’isoflurane, sugen, et / ou MCT dans ce modèle, l’équipement de protection individuelle doit être porté en tout temps.

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Hémodynamique Caractérisation des modèles rongeurs de l&#39;hypertension artérielle pulmonaire

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Apprenez la pneumonectomie gauche chez le rat pour modéliser l'hypertension artérielle pulmonaire avec Monocrotaline ou Sugen. Cette méthode reproduit les lésions plexiformes humaines et aide à développer des thérapeutiques.

La pneumonectomie gauche combiné avec Monocrotaline ou Sugen comme un modèle d’Hypertension pulmonaire chez le rat

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