Name: Mesures automatisées de sommeil et de l’activité locomotrice dans Agassizii mexicain (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 10 s
Description: Découvrez une méthode automatisée pour mesurer le sommeil et l'activité locomotrice chez le poisson cavernicole mexicain Astyanax mexicanus. Cette approche permet d'étudier les comportements en contexte social et s'applique à d'autres espèces.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été soutenu par NIGM prix GM127872 ACK, NINDS prix 105072 ERD et ACK et NSF prix 1656574 d’accusé de réception.

Remarque : Mettre en place les systèmes pour le suivi comportemental chez les larves et les adultes.
1. construction d’un système de sommeil pour les larves
Remarque : Le système de surveillance pour le suivi des larve à travers les poissons juvéniles âgés de 4 jours après la fécondation (dpf) par le biais de dpf 30 a. mexicanus nécessite automatisé de multiples pièces d’équipement, y compris l’éclairage infrarouge (IR), diffuseurs de lumière acrylique IR, lumière contrôles (timers), ordinateurs, caméras et matières secondaires telles que le câblage et les contrôleurs de puissance (Figure 1 a). Les instructions suivantes vont informe comment construire un système permettant de suivre avec précision le comportement locomoteur pour étudier le sommeil et les rythmes circadiens en larves a. mexicanus.
<ol><li>Construire un système d’éclairage composé d’IR et de la lumière blanche des diodes électroluminescentes (LED) : placer les trois lumières de IR dans un triangle environ 7,62 de cm les uns des autres sur un radiateur de plate-forme métallique mince de 30,5 cm x 30,5 cm. Lumières dans la série de fil avec fil électrique et se connecter à une source d’alimentation.</li>
	<li>Placez une seule lumière blanche LED au centre des trois lampes IR et joignez-les à la source d’alimentation.</li>
	<li>Se connecter à la source de courant pour la LED à un temporisateur léger réglé pour une durée standard de rythme circadienne.</li>
	<li>Construire une plate-forme pour le système de suivi des larves. Utiliser 0,33 cm épaisseur panneau blanc acrylique pour tous les composants de la plate-forme.</li>
	<li>Placez la plateforme d’enregistrement sur le dessus du dissipateur de chaleur carré lumineux sur quelles arènes contenant du poisson résidera durant le suivi comportemental.</li>
	<li>
Placer un deuxième acrylique à l’intérieur de la boîte entre les lumières et les animaux pour diffuser l’IR pour un éclairage optimal et le contraste. Remarque : les dimensions de la boite à lumière larvaire se présente comme suit : deux 18 x 8,5 cm et deux 17 cm x 8,5 cm LEDs qui sont liés chimiquement ensemble pour former un 18 cm x 18 cm carré qui est de 8,5 cm de haut. En outre, acrylique peut être facilement coupés ou percés en utilisant les outils appropriés pour le dimensionnement sur mesure.<ol>
<li>Placez le stade entier suivi larvaire et installation d’éclairage dans un tube en plastique joint et puis placez la caméra sur le dessus du tube. Remarque : Il est important de conserver les reflets de lumière apparaissent sur la vidéo de suivi, car cela gênera la précision de suivi. Le placement des caméras au sommet d’un tube qui entoure la plateforme améliore l’éclairage et la netteté pour les caméras qui sont utilisés pour ces expériences.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Manipuler une webcam (voir Table des matières) pour enregistrement sur IR. Retirez la lentille du fabricant à l’aide d’un outil rotatif (voir Table des matières).</li>
	<li>Retirez les petites vis argentées sur les côtés arrière de l’appareil photo pour enlever l’intérieur du logement.</li>
	<li>Enlever les petites vis noires à l’intérieur du corps de la caméra pour desserrer le reste de la lentille. Utilisez un petit tournevis pour enlever toutes les portions du boîtier objectif qui reste après avoir coupé la lentille.</li>
	<li>Supprimer le LED bleu sur la partie supérieure de l’accusé couplée logement du périphérique (CCD).</li>
	<li>Mis en place le dos de l’appareil en plaçant l’intérieur du logement à son orientation initiale et visser les deux vis argentées à leur position d’origine.</li>
	<li>Route de l’intérieur de la caméra à l’aide d’un petit vu adaptée avec un peu de routage en plastique arrondi. Lissent le plastique supplémentaire jusqu'à ce qu’il peut s’adapter à un adaptateur d’objectif.</li>
	<li>Installer un filtre IR passe à l’intérieur de la caméra au plus près le CCD que possible sans faire un contact direct avec l’appareil photo. Remarque : Prendre soin de ne pas pour endommager la puce CCD dans le boîtier de la caméra. N’oubliez pas de garder la coupe une surface aussi plate que possible. Sceller n’importe quel espace vide entre l’extérieur du filtre IR et le corps de l’appareil photo pour garder la lumière d’atteindre le capteur CCD sans être filtré.</li>
	<li>Fixer la caméra à un objectif de 35 mm fixée (voir Table des matières) en vissant l’adaptateur sur le devant de la caméra à l’arrière de la lentille.</li>
	<li>Placez l’appareil et l’objectif dans le trou percé dans le couvercle sur le dessus du tube qui abrite la scène et les lumières et branchez la clé USB sur l’ordinateur de que les animaux seront enregistrées. Remarque : Placer le poisson dans une pièce de comportement distinct abritant des poissons stocks afin d’assurer des perturbations minimes durant les enregistrements comportements. Prendre soin de réduire les fluctuations de température et de ventilation qui peut confondre les expériences comportementales.</li>
</ol>2. sommeil système pour adultes
<ol><li>Construire un système d’éclairage IR pour le suivi des poissons adultes en coupant des bandes IR à intervalles d’environ 46 cm. Une bande de 46 cm est suffisante pour chaque réservoir de comportement de 10 L.</li>
	<li>Chaque bande ensemble dans une série, chaque bande à fil électrique DC de soudure de fil et attacher à une source d’alimentation 9 V.</li>
	<li>Fixer chaque bande IR à une pièce de 51 cm x 5,1 cm d’aluminium qui agira comme un dissipateur de chaleur.</li>
	<li>Placez une 46 cm x 5 cm, 0,32 cm épaisseur 9 % panneau blanc lumière-pass acrylique feuille directement en face de chaque bande de lumière IR pour diffuser l’IR lumière.</li>
	<li>Placez tous les réservoirs sur une grille qui prend en charge l’éclairage de IR monté à l’arrière.</li>
	<li>Utilisez intercalaires en plastique opaques dans les réservoirs de verre de 10 L pour créer différents arénas. Remarque : La taille de l’arène peut varier selon le nombre de diviseurs utilisés et la taille du réservoir. Taille de l’arène un impact sur l’activité locomotrice et dormir dans la cave et de poissons de surface23.</li>
	<li>Monter les caméras environ 4 à 6 m de réservoirs. Chaque appareil peut généralement enregistrer de 3 réservoirs à la fois de fournir une résolution suffisante pour le suivi. Remarque : Enregistrements comportementales adultes ne nécessitent généralement un système d’éclairage blanc séparé pour contrôler les changements de jour comme de nuit. Utilisant simplement standards plafonniers en chambre comportemental relié à une minuterie est susceptible d’être suffisant.</li>
</ol>3. enregistrement activité locomotrice
Remarque : Tous les enregistrements comportements sont réalisés à l’aide d’un ordinateur portable standard ou bureau avec une source de la batterie de secours. En raison de la taille de fichier volumineux d’un 24 heures d’enregistrement (60-100 GB), enregistrer tous les enregistrements sur disques durs externes.
<ol><li>Acclimater les poissons entre 4 et 30 ans dpf pendant 18 à 24 heures avant l’ouverture des enregistrements. Se nourrissent de larves de poissons avec artémias vivants lorsqu’il est tout d’abord placé dans la chambre d’enregistrement et 1 h avant de commencer l’enregistrement. Acclimater les poissons adultes 4-5 jours avant enregistrement comportement et nourrir une fois par jour avec de la nourriture de flocon ou avec direct donné. Remarque : N’oubliez pas de placer des larves de poissons en eau douce avant enregistrement, restes d’artémia qui provoquerait des questions de suivi au cours de l’analyse ultérieure. Co-culture avec des rotifères fournit une option alternative, que leur petite taille n’interfère pas avec le suivi.</li>
	<li>Place poissons âgés de 4-6 dpf en plaques 24 puits vitroplants. Poisson maison âgés de 20 à 30 dpf en plaques de culture de tissu de 12 puits pour l’enregistrement.</li>
	<li>Records adultes dans des réservoirs de 10 L ajustement PeliCase pour accueillir cinq poissons individuellement logés avec ou sans séparateurs pour dormir record et une activité dans un contexte social. Remarque : Prendre soin de se concentrer la caméra avant de lancer l’enregistrement afin de maximiser la précision de suivi. Ne pas ouvrir le diaphragme de l’objectif trop loin, car cela réduira considérablement la netteté de l’image. Il y a un équilibre, cependant ; Si le diaphragme est fermé trop loin, la cadence de la vidéo sera inférieure à 15,00 fps. Il est essentiel pour une analyse ultérieure que la cadence reste 15,00 images / s pour une utilisation avec une écriture personnalisée sommeil script23,24.</li>
	<li>Set d’éclairage/luminosité illuminations de fond.</li>
	<li>Optimiser l’éclairage avant le début de l’enregistrement. Toujours garder le contraste du plus haut niveau possible et utiliser la luminosité et Rétroéclairage pour régler la luminosité jusqu'à ce que les animaux sont plus claires.</li>
	<li>Poissons record pour 24 ou 48 heures. Remarque : Packs batterie de secours d’urgence qui équipent tous l’éclairage, les ordinateurs et les caméras doivent être achetés en cas de pannes d’électricité. Toutes les batteries doivent également être branchés dans les prises d’alimentation électrique de secours, si possible. Accus ne seront généralement pas alimenter les équipements pendant plus de quelques minutes à une heure au plus et servir de pont entre la perte de puissance principal et transférer vers le système d’alimentation électrique de secours.</li>
</ol>4. analyse de l’activité locomotrice dans individuellement logés poisson utilisant automatisé dépistant le logiciel
<ol><li>Pour commencer l’analyse du comportement, ouvrez le logiciel de suivi, sélectionnez Nouvelle expérience de modèle, puis sélectionnez appliquer un modèle de pre-defined.</li>
	<li>Comme le programme va maintenant demander quelle espèce de suivre, de sélectionner des poissons. Utilisez la liste déroulante pour sélectionner soit Des larves de poisson zèbre Poisson-zèbre adulte selon le paradigme expérimental.</li>
	<li>Mettre en place des arènes où chaque animal est suivi. Pour les larves, sélectionnez bien plat, bien rond et le Modèle de Zone No. Pour les adultes, utilisez Square en plein champ, avec le Modèle de Zone No. Ensuite, déterminer le nombre approprié d’arènes, un pour chaque animal suivi dans la vidéo.</li>
	<li>Sélectionnez le modèle pour un suivi optimal, cliquez sur suivre centre-point de , et n’oubliez pas que la couleur de l’animale est sélectionnée pour être plus foncée que le fond. Appliquer la cadence à laquelle la vidéo a été acquise. Le logiciel de suivi devrait détecter automatiquement cela.</li>
	<li>Dessiner une échelle permettant de calibrer la distance réelle d’un objet pour déterminer avec précision le comportement locomoteur des poissons à l’aide de Paramètres de l’arène.</li>
	<li>Modifier l’échelle pour s’assurer que toute la zone que les poissons sont en assurera le suivi ; sinon les échantillons seront perdues lors de l’acquisition. Remarque : Soyez prudent lorsque vous configurez les zones. Larves de poissons en particulier sont sensibles aux suivi des erreurs si les arènes sont trop gros ou trop petit. Mauvais éclairage dans l’expérience peut également créer des ombres sur les murs des plaques bien, le programme peut pense que c’est un animal, créant un faux positif.</li>
	<li>Cliquez sur avancé. En vertu de la méthode dans Le paramètre de détection, sélectionner Soustraction dynamique, cliquez sur arrière-plan , puis sélectionnez Démarrer apprentissage. Ajuster le ratio signal/bruit de contraste foncé jusqu'à ce que les animaux sont bien suivis, et l’arrière-plan n’est pas causer le suivi sauter. Remarque : Qualité vidéo peut varier entre les expériences, chaque essai devrez peut-être utiliser des paramètres différents, en conséquence. En utilisant les fonctionnalités de la Taille du sujet et du Contour de l’objet peut améliorer considérablement les résultats de suivi.</li>
	<li>Sélectionnez liste des procès et charger les paramètres appropriés avant de commencer à enregistrer les données dans le programme.</li>
	<li>Cliquez dans l’onglet Acquisition , sélectionnez Track tous les essais prévus et cliquez sur le bouton d’enregistrement.</li>
	<li>Sous Profil analyse, assurez-vous de Distance, temps et mouvement sont sélectionnés. Remarque : Pour une analyse ultérieure de sommeil, il est essentiel que ces paramètres sont corrects, comme la .perl fichier doit lire ces données dans l’ordre correct pour calculer le sommeil.</li>
	<li>Sous exporter, sélectionnez les Données brutes, exporter les données sous forme de texte Unicode.</li>
</ol>5. suivi socialement abrité au poisson
<ol><li>Suivez les étapes 4.1 à 4.4 pour entamer l’expérience dans le logiciel de suivi.</li>
	<li>Dans le menu déroulant, sélectionnez le nombre d’animaux à suivre pour l’expérience.</li>
	<li>Dans paramètres de l’Arena , dessiner la bonne échelle pour étalonner la distance réelle.</li>
	<li>Dans paramètres de détection , utilisez la Soustraction dynamiqueet régler le contraste sombre pour mieux suivre l’animal.</li>
	<li>Ajuster la taille de l’objet sous les paramètres de détection, alors que seulement une infime partie de l’animal est suivie. Remarque : Grâce au suivi qu’une petite partie de l’animal, cela réduira la quantité de commutation entre les animaux quand ils croisent lors de l’acquisition.</li>
	<li>Une fois que les titres sont acquis, utilisez l' Éditeur de piste pour fixer manuellement les fois où le poisson peut croiser.</li>
</ol>6. extraction des données de sommeil de l’activité locomotrice
Remarque : La définition de comportementale de sommeil chez les larves et les adultes a. mexicanus est 1 min ou plus silencieuse. Cette définition a été déterminée à l’aide d’expériences de l’excitation de seuil, où un stimulus sensoriel supérieur est nécessaire pour enclencher une réponse comportementale dans un état de sommeil (> 60 s) par rapport à la veille de14,17. Pour tenir compte des petits mouvements et dérive commun de pêcher des espèces, il les seuils de vitesse sont appliquées afin de séparer le mouvement réel de bruit ou de la dérive. Ces seuils sont mathématiquement dérivée en comparant les corrélations entre la distance et la durée du sommeil pour trouver les valeurs les plus élevées R-carré ; déterminant ainsi la vitesse plus précis pour le mouvement et le sommeil. Pour les larves de poissons, les limites supérieures et inférieures sont les deux 12 mm/s car il y a peu à aucune dérive. Pour les poissons adultes, la limite inférieure est 2 cm/s avec une limite supérieure de 4 cm/s pour tenir compte de la dérive.
<ol><li>Installer Cygwin à l’ordinateur d’analyse pour procéder à l’exécution des scripts pour extraire locomotrice et sommeil comportement écriture personnalisée.</li>
	<li>Créez un nouveau dossier d’expérience dans le répertoire Cygwin.</li>
	<li>Importer les données Unicode brutes du logiciel de suivi et d’exécuter le fichier .sh dans Cygwin pour convertir l’encodage UTF-16 en UTF-8.</li>
	<li>Exécutez le fichier .perl dans Cygwin pour extraire les données de sommeil.</li>
	<li>Ouvrez le fichier de macro et suivez les instructions dans la feuille de calcul pour finaliser l’analyse des données comme vous le souhaitez. Remarque : Un niveau de base du codage de ligne de commande seront nécessaire pour exécuter cette partie de l’analyse. Commandes général Linux suffira. S’il y a des problèmes avec les programmes de lecture des données correctement, vérifier les données du logiciel dans n’importe quel éditeur de texte disponible gratuitement de suivi pour s’assurer l’encodage et commande est correcte pour les fichiers exécutables d’écrire correctement.</li>
</ol>

<ol><li>Keene, A. C., Duboue, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origins+and+evolution+of+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">The origins and evolution of sleep.</a> The Journal of Experimental Biology. , (2018).</li>
<li>Joiner, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unraveling+the+Evolutionary+Determinants+of+Sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Unraveling the Evolutionary Determinants of Sleep.</a> Current Biology. 26 (20), R1073-R1087 (2016).</li>
<li>Allada, R., Siegel, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unearthing+the+phylogenetic+roots+of+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22Current+biology%22%5BJournal%5D)">Unearthing the phylogenetic roots of sleep.</a> Current biology. 18, R670-R679 (2008).</li>
<li>Sehgal, A., Mignot, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetics+of+sleep+and+sleep+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Genetics of sleep and sleep disorders.</a> Cell. 146, 194-207 (2011).</li>
<li>Campbell, S. S., Tobler, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+sleep%3A+a+review+of+sleep+duration+across+phylogeny%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+and+Biobehavioral+Reviews%22%5BJournal%5D)">Animal sleep: a review of sleep duration across phylogeny.</a> Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 8, 269-300 (1984).</li>
<li>Raizen, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lethargus+is+a+Caenorhabditis+elegans+sleep-like+state%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Lethargus is a Caenorhabditis elegans sleep-like state.</a> Nature. 451, 569-572 (2008).</li>
<li>Geissmann, Q., Rodriguez, L. G., Beckwith, E. J., French, A. S., Jamasb, A. R., Gilestro, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethoscopes%3A+An+Open+Platform+For+High-Throughput+Ethomics%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Ethoscopes: An Open Platform For High-Throughput Ethomics.</a> bioRxiv. , 113647(2017).</li>
<li>Garbe, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Context-specific+comparison+of+sleep+acquisition+systems+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+Open%22%5BJournal%5D)">Context-specific comparison of sleep acquisition systems in Drosophila.</a> Biology Open. 4 (11), (2015).</li>
<li>Branson, K., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nature Methods. 6 (6), 451-457 (2009).</li>
<li>Gilestro, G. F., Cirelli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PySolo%3A+A+complete+suite+for+sleep+analysis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinformatics%22%5BJournal%5D)">PySolo: A complete suite for sleep analysis in Drosophila.</a> Bioinformatics. 25, 1466-1467 (2009).</li>
<li>Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+behavioral+analysis+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">High-throughput behavioral analysis in C. elegans.</a> Nature Methods. 8 (7), 592-598 (2011).</li>
<li>Branson, K., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nature Methods. 6, 451-457 (2009).</li>
<li>Rihel, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+behavioral+profiling+links+drugs+to+biological+targets+and+rest%2Fwake+regulation%5BTitle%5D)+AND+%22Science+%28New+York%2C+N.Y.%29%22%5BJournal%5D)">Zebrafish behavioral profiling links drugs to biological targets and rest/wake regulation.</a> Science (New York, N.Y.). 327, 348-351 (2010).</li>
<li>Yoshizawa, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+genetic+architecture+underlies+the+emergence+of+sleep+loss+and+prey-seeking+behavior+in+the+Mexican+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Biology%22%5BJournal%5D)">Distinct genetic architecture underlies the emergence of sleep loss and prey-seeking behavior in the Mexican cavefish.</a> BMC Biology. 13, (2015).</li>
<li>Chiu, C. N., Prober, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+zebrafish+sleep+and+arousal+states%3A+current+and+prospective+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Regulation of zebrafish sleep and arousal states: current and prospective approaches.</a> Frontiers in Neural Circuits. 7 (April), 58(2013).</li>
<li>Elbaz, I., Foulkes, N. S., Gothilf, Y., Appelbaum, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+clocks%2C+rhythmic+synaptic+plasticity+and+the+sleep-wake+cycle+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Circadian clocks, rhythmic synaptic plasticity and the sleep-wake cycle in zebrafish.</a> Frontiers in Neural Circuits. 7, (2013).</li>
<li>Duboué, E. R., Keene, A. C., Borowsky, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+convergence+on+sleep+loss+in+cavefish+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Evolutionary convergence on sleep loss in cavefish populations.</a> Current Biology. 21, 671-676 (2011).</li>
<li>Beale, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+rhythms+in+Mexican+blind+cavefish+Astyanax+mexicanus+in+the+lab+and+in+the+field%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Circadian rhythms in Mexican blind cavefish Astyanax mexicanus in the lab and in the field.</a> Nature Communications. 4, 2769(2013).</li>
<li>Keene, A. C., Yoshizawa, M., McGaugh, S. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKeene%2C+AC+%22Biology+and+Evolution+of+the+Mexican+Cavefish%22">Biology and Evolution of the Mexican Cavefish</a>. , (2015).</li>
<li>Jeffery, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regressive+evolution+in+Astyanax+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Genetics%22%5BJournal%5D)">Regressive evolution in Astyanax cavefish.</a> Annual Review of Genetics. 43, 25-47 (2009).</li>
<li>Gross, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+complex+origin+of+Astyanax+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Evolutionary+Biology%22%5BJournal%5D)">The complex origin of Astyanax cavefish.</a> BMC Evolutionary Biology. 12, 105(2012).</li>
<li>Aspiras, A., Rohner, N., Marineau, B., Borowsky, R., Tabin, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Melanocortin+4+receptor+mutations+contribute+to+the+adaptation+of+cavefish+to+nutrient-poor+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Melanocortin 4 receptor mutations contribute to the adaptation of cavefish to nutrient-poor conditions.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (31), 9688(2015).</li>
<li>Jaggard, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+lateral+line+confers+evolutionarily+derived+sleep+loss+in+the+Mexican+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">The lateral line confers evolutionarily derived sleep loss in the Mexican cavefish.</a> Journal of Experimental Biology. 220 (2), (2017).</li>
<li>Jaggard, J. B., Stahl, B. A., Lloyd, E., Prober, D. A., Duboue, E. R., Keene, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypocretin+underlies+the+evolution+of+sleep+loss+in+the+Mexican+cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Hypocretin underlies the evolution of sleep loss in the Mexican cavefish.</a> eLife. , e32637(2018).</li>
<li>Hinaux, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Developmental+Staging+Table+for+Astyanax+mexicanus+Surface+Fish+and+Pacho+%C2%B4n+Cavefish%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">A Developmental Staging Table for Astyanax mexicanus Surface Fish and Pacho ´n Cavefish.</a> Zebrafish. 8 (4), 155-165 (2011).</li>
<li>Bill, B. R., Petzold, A. M., Clark, K. J., La Schimmenti,, Ekker, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+primer+for+morpholino+use+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">A primer for morpholino use in zebrafish.</a> Zebrafish. 6 (1), 69-77 (2009).</li>
<li>Bilandzija, H., Ma, L., Parkhurst, A., Jeffery, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+potential+benefit+of+albinism+in+Astyanax+cavefish%3A+downregulation+of+the+oca2+gene+increases+tyrosine+and+catecholamine+levels+as+an+alternative+to+melanin+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Plos+One%22%5BJournal%5D)">A potential benefit of albinism in Astyanax cavefish: downregulation of the oca2 gene increases tyrosine and catecholamine levels as an alternative to melanin synthesis.</a> Plos One. 8 (11), e80823(2013).</li>
<li>Yokogawa, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+sleep+in+zebrafish+and+insomnia+in+hypocretin+receptor+mutants%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Characterization of sleep in zebrafish and insomnia in hypocretin receptor mutants.</a> PLoS Biology. 5, 2379-2397 (2007).</li>
<li>Appelbaum, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-wake+regulation+and+hypocretin-melatonin+interaction+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Sleep-wake regulation and hypocretin-melatonin interaction in zebrafish.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106, 21942-21947 (2009).</li>
<li>Singh, C., Oikonomou, G., Prober, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Norepinephrine+is+required+to+promote+wakefulness+and+for+hypocretin-induced+arousal+in+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Norepinephrine is required to promote wakefulness and for hypocretin-induced arousal in zebrafish.</a> eLife. 4 (September), (2015).</li>
<li>Elipot, Y., Hinaux, H., Callebert, J., Rétaux, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+shift+from+fighting+to+foraging+in+blind+cavefish+through+changes+in+the+serotonin+network%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Evolutionary shift from fighting to foraging in blind cavefish through changes in the serotonin network.</a> Current Biology. 23 (1), 1-10 (2013).</li>
<li>Bell, M. A., Foster, S. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBell%2C+MA+%22The+evolutionary+biology+of+the+threespine+stickleback%22">The evolutionary biology of the threespine stickleback</a>. 584, Oxford University Press. Available from:
 <a target="_blank" href="http://books.google.com/books?hl=de&lr=&id=uxC0lN-Z3FIC&pgis=1">http://books.google.com/books?hl=de&lr=&id=uxC0lN-Z3FIC&pgis=1</a> (1994).</li>
<li>Seehausen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((African+cichlid+fish%3A+a+model+system+in+adaptive+radiation+research%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+Biological+Sciences%2FThe+Royal+Society%22%5BJournal%5D)">African cichlid fish: a model system in adaptive radiation research.</a> Proceedings of Biological Sciences/The Royal Society. 273 (1597), 1987-1998 (1597).</li>
<li>Basolo, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Female+preference+predates+the+evolution+of+the+sword+in+swordtail+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Female preference predates the evolution of the sword in swordtail fish.</a> Science. 250, 808-810 (1990).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt concurrentes.

Ce protocole décrit un système personnalisé pour quantifier le sommeil et l’activité locomotrice dans agassizii larvaire et adulte. Agassizii ont émergé comme un modèle pour l’étude de l’évolution du sommeil qui peut être utilisé pour étudier le fondement génétique et les neurones du sommeil règlement1. Les étapes critiques de ce protocole comprennent l’optimisation de l’éclairage et la qualité vidéo afin d’assurer un suivi précis qui est nécessaire pour quantifier le sommeil. Le système d’acquisi...

Sommeil est hautement conservée tout au long du règne animal à des niveaux physiologiques, fonctionnelle et comportementale1,2,3. Tandis que le sommeil chez les animaux de laboratoire chez les mammifères est généralement évaluée au moyen des électroencéphalogrammes, des enregistrements électrophysiologiques sont moins pratiques dans des systèmes modèles génétiquement prêtent petit et donc sommeil est généralement mesurée selon le comportement3 , 4. caractéristiques comportementales associées au sommeil sont fortement conservés dans tout le règne animal et inclure le seuil d’excitation accrue, réversibilité avec stimulation et prolongée de quiescence comportementale5. Ces mesures peuvent servir à caractériser le sommeil chez les animaux allant de la ver nématode, c. elegans, à travers les humains6.
L’utilisation de quiescence comportementale pour caractériser le sommeil nécessite le logiciel de suivi automatisé. Avec le logiciel de suivi, des périodes d’activité et d’immobilité sont déterminées pendant plusieurs jours, et longues périodes d’inactivité sont classées comme dormir7,8. Ces dernières années, plusieurs systèmes de suivi ont été développés pour l’acquisition des données d’activité parmi une diversité de systèmes de petits modèles génétiquement susceptibles ; y compris les vers, les mouches des fruits et poisson9,10,11. Ces programmes sont accompagnés d’un logiciel qui permet un suivi automatisé du comportement animal, y compris les freeware open source et des logiciels disponibles dans le commerce7,12,13,14 . Ces systèmes se distinguent par leur souplesse et permettant un dépistage efficace et caractérisation des phénotypes de sommeil dans les nombreux modèles génétiquement amendables.
Une enquête génétique du sommeil dans le poisson-zèbre, Danio rerio, a abouti à l’identification de nombreux gènes et des circuits neuronaux qui régulent le sommeil15,16. Tandis que ceci a fourni un système puissant pour étudier les bases neurales de sommeil chez des animaux vertébrés de laboratoire, est beaucoup moins connu sur la façon dont le sommeil évolue et comment naturel variation contribue règlement de sommeil. Le mexicain spelaea, Astyanax mexicanus (A. mexicanus), ont évolué des différences spectaculaires dans le sommeil, l’activité locomotrice et rythmes circadiens17,18. Ces poissons existent comme les poissons de surface eyed qui peuplent les rivières du Sud du Texas et le Mexique et au moins 29 cave les populations autour de la région de la Sierra Del Abra du Nord-est du Mexique19,20,21. Remarquablement, les nombreuses différences de comportement, y compris la perte de sommeil, semblent sont apparues indépendamment dans plusieurs agassizii populations14,22. Par conséquent, agassizii fournit un modèle pour l’étude de l’évolution convergente du sommeil, rythme circadien et des comportements sociaux.
Ce protocole décrit un système pour mesurer le sommeil et le comportement locomoteur a. mexicanus larves et les adultes. Un système d’enregistrement infrarouge sur mesure permet pour l’enregistrement vidéo des animaux dans des conditions claires et foncées. Logiciel disponible dans le commerce peut être utilisé pour mesurer l’activité et des macros personnalisées sont utilisées pour quantifier plusieurs aspects d’inactivité et de déterminer les périodes de sommeil. Ce protocole décrit également les modifications expérimentales pour le suivi de l’activité de plusieurs animaux dans un réservoir, permettant d’examiner les interactions entre le sommeil et les comportements sociaux. Ces systèmes peuvent servir à mesure sommeil, le comportement de rythme circadien et l’activité locomotrice chez les espèces de poissons supplémentaires y compris le poisson-zèbre et les épinoches.

<table><tbody><tr><td>Adaptateur secteur 12 V</td><td>Lumières environnementales Alimentation</td><td></td><td>24 Watt 12 VDC</td></tr><tr><td>Séparateurs en acrylique (adultes)</td><td>TAP Plastique Commander</td><td></td><td>des feuilles dans les tailles nécessaires</td></tr><tr><td>Source d’alimentation de lumière infrarouge adulte</td><td>Lumières environnementales 24 Watt Alimentation</td><td></td><td></td>12 VDC</tr><tr><td>Batterie</td><td>CyberPower</td><td>CP850PFCLCD</td><td></td></tr><tr><td>Objectif de la caméra (adulte)</td><td>Navitar Zoom 7000</td><td>Zoom 7000</td><td></td></tr><tr><td>Objectif de l’appareil photo (larve)</td><td>Fujian 35mm f/1.7</td><td>B01CHX7668</td><td>Acheter sur Amazon</td></tr><tr><td>Adaptateur d’objectif d’appareil photo</td><td>d</td><td>1524219</td><td></td></tr><tr><td>Monture de caméra</td><td>CowboyStudio Super Clamp</td><td>B002LV7X1K</td><td>Acheter sur Amazon</td></tr><tr><td>Aquarium</td><td>Deep Blue Professional</td><td>ADB11006</td><td></td></tr><tr><td>Dissipateur thermique (adulte)</td><td>M-D Produits de construction</td><td>SKU : 61085</td><td>Coupé pour s’adapter Dissipateur</td></tr><tr><td>thermique (larve)</td><td>M-D Produits de construction</td><td>SKU : 57000</td><td>Coupé pour s’adapter</td></tr><tr><td>Lumières infrarouges (adultes)</td><td>Lumières environnementales Infrarouge 850 nm 5050 Bande LED</td><td>irrf850-5050-60-reel Coupé</td><td>pour s’adapter</td></tr><tr><td>Lumières infrarouges (larves)</td><td>LED World</td><td>B00MO9H7H4</td><td>Acheter sur Amazon</td></tr><tr><td>Acrylique diffuseur IR</td><td>TAP Plastique</td><td></td><td>Commandez des feuilles de commandes dans les tailles nécessaires</td></tr><tr><td>Ordinateur portable/ordinateur</td><td>N/A</td><td>N/A N’importe</td><td>quel ordinateur portable fonctionnera.</td></tr><tr><td>Lumière LED</td><td>Chanzon 10 High Power Led Chip 3W Blanc (6000K-6500K / 600mA-700mA / DC 3V-3.4V / 3 Watt)</td><td>B06XKTRSP7</td><td>Utilisation avec Chanzon 25 pcs 1 W, 3 W, 5 W Dissipateur de chaleur LED (2 broches Noir) Plaque de base en aluminium Panneau</td></tr> de <tr><td>lumière minuterie</td><td>Century 24 Hour Plug-in Mechanical Timer Grounded</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic Wall mount</td> pour <td>IR Everbilt Plastic pegboard</td><td>Modèle # 17961</td><td></td></tr><tr><td>Câble</td> <td>d’alimentationBNTECHGO Fil de silicone de calibre 22</td><td>B01K4RPE0Y</td><td></td></tr><tr><td>Source d’alimentation</td><td>Rapid LED</td><td>MOONLIGHT DRIVER (350MA)</td><td></td></tr><tr><td>Plaques de culture tissulaire</td><td>Fisherbrand</td><td>12 puits (FB012928) 24 puits (FB012929)</td><td></td></tr><tr><td>Trépied Rotule</td><td>Demon DB-44</td><td>B00TQ54CZO</td><td>Acheter sur Amazon</td></tr><tr><td>USB Hardrive</td><td>Seagate 3 To de sauvegarde</td><td>STDT3000100</td><td></td></tr><tr><td>USB Webcam</td><td>Microsoft LifeCam</td><td>Q2F-00014</td><td>Achat sur Amazon</td></tr><tr><td>Support mural pour caméra</td><td>LDR Industries 1/2" Tuyau en acier</td><td>307 12X36</td><td>Monté sur mur avec bride et coude de tuyau 90&deg ;. Pourrait également utiliser un trépied pour tenir l’appareil photo.</td></tr></tbody></table>

mesures automatisées de sommeil et de l’activité locomotrice dans agassizii mexicain

Automated Measurements of Sleep and Locomotor Activity in Mexican Cavefish

À travers des phylums, sommeil se caractérise par des caractéristiques comportementales hautement conservées qui incluent le seuil d’excitation élevé, rebondissement après privation de sommeil et consolidés des périodes d’immobilité comportementale. Le mexicain spelaea, Astyanax mexicanus (a. mexicanus), est un modèle pour l’étude de l’évolution du trait en réponse aux perturbations environnementales. A. mexicanus existe comme dans eyed surface vivant dans les formes et de multiples populations cavernicoles aveugles qui ont des différences morphologiques et comportementales robustes. La perte de sommeil s’est produite dans les populations multiples, agassizii évolué indépendamment. Ce protocole décrit une méthode pour quantifier le sommeil et l’activité locomotrice dans a. mexicanus grotte et poissons de surface. Un système de vidéosurveillance rentable permet l’imagerie comportementale de poissons larvaires ou adultes hébergés individuellement pour des périodes d’une semaine ou plus. Le système peut être appliqué pour des poissons âgés de 4 jours après la fécondation à l’âge adulte. L’approche peut aussi être adaptée pour mesurer les effets d’interactions sociales sur le sommeil en enregistrant plusieurs poissons dans une arène unique. Suite à des enregistrements comportements, données sont analysées à l’aide automatique de logiciel de suivi et analyse de sommeil est traitée à l’aide de scripts personnalisés qui quantifient les multiples variables de sommeil, y compris la durée, la longueur de bout et nombre de combat. Ce système peut être appliqué à la mesure de sommeil, le comportement circadienne et l’activité locomotrice dans presque toute espèce de poissons dont le poisson-zèbre et les épinoches.

Âge des larves que DPF 4-30 peut être enregistrées de façon fiable dans le système fermé de mesure décrit à la Figure 1. Le système comprend deux IR et l’éclairage visible permettant des enregistrements dans des conditions claires et foncées, dans diverses conditions de lumière visibles (Figure 1 a). Les vidéos sont ensuite analysées à l’aide du logiciel de suivi (Figure 1 bC) et tra...

Ce protocole décrit en détail la méthodologie utilisée pour quantifier le comportement locomoteur et dormir dans l’agassizii mexicain. Les analyses antérieures sont étendues pour mesurer ces comportements chez les poissons socialement logés. Ce système peut être largement appliqué pour étudier le sommeil et l’activité chez d’autres espèces de poissons.

Mesures automatisées de sommeil et de l’activité locomotrice dans Agassizii mexicain

Across phyla, sleep is characterized by highly conserved behavioral characteristics that include elevated arousal threshold, rebound following sleep ...

Ce protocole peut être utilisé pour quantifier le sommeil et l’activité dans n’importe quelle population de poissons et a le potentiel d’augmenter le nombre de systèmes modèles utilisés pour étudier la régulation du sommeil. L’avantage de cette technique est sa flexibilité. Par exemple, les poissons peuvent être suivis dans une variété de tailles d’arénas ou dans des expériences logées ment ou en groupe.Une force de mesurer le sommeil dans ce système est l’amenability de la méthode pour le médicament à haut débit ou le criblage génétique. Nous avons appliqué cette méthode à l’étude de l’évolution du sommeil dans deux populations différentes de poissons des cavernes qui démontrent des phénotypes du sommeil radicalement différents. Bien qu’il puisse être difficile d’établir un système d’imagerie comportementale, notre système fournit une méthode rentable pour l’étude des poissons larvaire et adultes.Pour construire le système pour suivre avec précision le comportement locomoteur pour étudier le sommeil et les rythmes circadiens dans larvaire A.mexicanus, utilisez 0,33 centimètre d’épaisseur acrylique signe blanc pour construire une plate-forme pour le système de suivi larvaire. Placez la plate-forme d’enregistrement sur le dessus de l’évier de chaleur carré allumé sur lequel les arènes contenant du poisson résideront pendant les expériences de suivi comportemental, et placez un deuxième acrylique à l’intérieur de la boîte entre les lumières dans le logement animal pour diffuser l’infrarouge pour un éclairage et un contraste optimaux. Placez toute la phase de suivi larvaire et l’éclairage mis en place dans un tube en plastique fermé.Utilisez un outil rotatif pour retirer l’objectif d’une webcam adaptée à l’expérimentation. Retirez les petites vis à l’arrière de la caméra pour enlever le boîtier intérieur, et retirez les petites vis à l’intérieur du corps de la caméra pour desserrer le reste de l’objectif. Utilisez un petit tournevis pour enlever toutes les parties du boîtier de la lentille qui sont laissées après avoir coupé la lentille.Et retirez la diode électroluminescente bleue sur la partie supérieure de l’appareil couplé à la charge ou du boîtier CCD. Ensuite, retournez le boîtier intérieur à son orientation d’origine avant de visser les deux vis extérieures dans leurs positions d’origine. Utilisez une petite scie pour acheminer l’intérieur de l’appareil photo pour permettre à l’appareil photo d’être équipé d’un morceau de routage en plastique arrondi lissant le plastique supplémentaire jusqu’à ce qu’il puisse accompagner un adaptateur de lentille.Installez un filtre de passage infrarouge à l’intérieur de la caméra aussi près que possible du CCD sans entrer en contact direct avec la caméra, et vissez l’adaptateur d’une lentille fixe de 35 millimètres à l’avant de la caméra à l’arrière de l’objectif. Placez ensuite la caméra et l’objectif dans le trou percé dans le couvercle en haut du tube qui abrite la scène et les lumières, et fixez l’USB à l’ordinateur sur lequel les animaux seront enregistrés. Pour construire un système de sommeil pour les poissons adultes, coupez d’abord des bandes infrarouges à des intervalles d’environ 46 centimètres.Et placez un 46 par cinq par 0,32 centimètre 9%lumière passer feuille acrylique signe blanc directement en face de chaque bande de lumière infrarouge pour diffuser la lumière infrarouge. Placez ensuite tous les réservoirs sur un support qui supporte l’éclairage infrarouge monté à l’arrière, et utilisez des séparateurs en plastique opaques et des réservoirs en verre de 10 litres pour créer des arènes individuelles. Pour enregistrer l’activité locomotrice des poissons tetra mexicains placer le jour quatre à six poissons post-fertilisation dans les puits individuels d’une plaque de tissu de 24 puits, et jours 20 à 30 après la fécondation dans les puits individuels d’une plaque de tissu de six puits.Pour enregistrer le sommeil et l’activité des tétras adultes dans une maison sociale jusqu’à cinq adultes par réservoir de 10 litres avec ou sans les diviseurs. Dans cette expérience représentative, les poissons larvaux de trois populations indépendantes de poissons des cavernes ont montré une réduction significative du sommeil par rapport aux poissons de surface. Cette production de sommeil est constante à travers tous les âges testés que le sommeil a également été considérablement réduit chez les poissons adultes Pachon, Molino, et Tinaja grotte par rapport aux poissons de surface.Notamment, les logements sociaux ont fortement réduit le sommeil dans les poissons de surface sans affecter le sommeil dans les poissons des cavernes de Pacho probablement en raison d’un effet de sous-sol dans les populations de poissons des cavernes. Lors de l’enregistrement du poisson, il faut veiller à ce que l’éclairage de la caméra soit optimal pour améliorer le signal du poisson par rapport à l’arrière-plan. Un certain codage de ligne de commande de base est nécessaire pour ce protocole qui est entièrement décrit dans le texte et devrait être approprié à n’importe quel réglage de laboratoire.Ce protocole a conduit à de nombreuses questions sur l’évolution du sommeil et est actuellement utilisé pour les écrans de drogue, suivre le comportement du sommeil, et de comprendre comment le comportement social affecte le sommeil.

automated-measurements-sleep-locomotor-activity-mexican

Research

Recherche

JoVE Journal

Behavior

Comportement

Nous décrivons les procédures d'enregistrement quotidien des rythmes d'activité locomotrice...

Dosage activité locomotrice d&#39;étudier les rythmes circadiens et le sommeil dans les paramètres Drosophile</em

Une procédure est décrite pour la manipulation de l'activité du cortex cérébral neurones pyramidaux optogenetically tandis que l'électroencéphalogramme, électromyogramme, et la concentration de lactate cérébral sont surveillés. Enregistrements expérimentaux sont effectués sur les câbles attachés-souris tandis qu'ils subissent spontanément veille / sommeil cycles. Optogenetic matériel est assemblé dans notre laboratoire, le matériel d'enregistrement est disponible dans le commerce.

Électroencéphalographie simultanée, en temps réel Mesure de la concentration de lactate et manipulation optogenetic de l&#39;activité neuronale dans le cortex cérébral des rongeurs

Cette vidéo présente un protocole d’implantation d’un ensemble d’électrodes d’électroencéphalogramme (EEG) et d’électromyogramme (EMG) dans une souris anesthésiée. Le processus consiste à fixer la souris sur un cadre stéréotaxique, à faire une incision médiane dans le crâne, à percer des trous pour les électrodes et à fixer l’unité d’électrode pour l’enregistrement du signal. Après la récupération, le comportement veille-sommeil de la souris est analysé à l'aide des signaux enregistrés.

Analyse du comportement en sommeil chez la souris à l’aide d’enregistrements d’électroencéphalogramme et d’électromyogramme

Ici, nous présentons des procédures expérimentales et analytiques pour décrire la dynamique temporelle des variables neuronales et cardiaques du sommeil non-REM chez la souris, qui modulent la réactivité du sommeil aux stimuli acoustiques.

Quantification de la dynamique infra-lente de la puissance spectrale et de la fréquence cardiaque chez les souris dormantes

Nous décrivons une méthode de haut-débit de mesure sommeil au moyen fondé sur l’activité de surveillance maison-cage. Cette méthode présente des avantages par rapport aux méthodes traditionnelles axées sur l’EEG. Il est bien validé pour la détermination de la durée totale du sommeil et peut être un outil puissant pour surveiller le sommeil dans les modèles de maladies humaines.

Non invasive, High-throughput détermination de la durée du sommeil chez les rongeurs

Cet article présente un système de biosurveillance non invasive pour l’enregistrement continu et analyses des activités cardiaques et locomotrice des écrevisses. Ce système se compose d’un capteur optique infrarouge proche, un module de suivi vidéo et logiciel d’évaluation des pulsations d’écrevisses qui reflète son état physiologique et caractérise le comportement de l’écrevisse pendant des fluctuations du rythme cardiaque.

Mesure non invasive en continu des activités cardiaques et comportementales d’écrevisses

Dans ce protocole, nous montrent comment se reproduisent les adultes Astyanax mexicanus , élever les larves et effectuer ensemble monture immunohistochimie post larves de poissons pour comparer les phénotypes de surface et cave morphotypes.

Élever le tétra aveugle Astyanax mexicanus pour l’analyse des phénotypes de le Post-larval et l’ensemble monture immunohistochimie

Les auteurs décrivent les approches pour la manipulation des gènes dans le système de modèle évolutionniste Astyanax mexicanus. Trois techniques différentes sont décrites : Tol2 médiée par transgénèse, manipulation ciblée du génome à l’aide de CRISPR/Cas9 et précipitation d’expression utilisant les morpholinos. Ces outils devraient faciliter l’enquête directe des gènes qui sous-tendent la variation entre les formes de surface - et cavernicoles.

Manipulation de la fonction du gène en mexicain Agassizii

Nous présentons ici les méthodes d’étude haut débit d’une série de la mexicaine agassizii comportements et coloration vitale d’un système de mécanosensoriels. Ces méthodes utilisent des scripts logiciel libre et sur mesure, fournissant une méthode pratique et rentable pour l’étude des comportements.

Suivi comportemental et l’imagerie de Neuromast des Mexicains Agassizii

l'activité locomotrice (LMA) est une mesure simple et facile à réaliser de comportement chez la souris. Couplage d'un logiciel de suivi vidéo (VTS) et LMA permet l'amélioration de la spécificité et de la sensibilité, surtout en comparaison avec le manuel, la ligne de méthode de franchissement d'analyse LMA. En outre VTS permet un suivi à long terme des souris LMA.

Souris à court et à long terme de l&#39;activité locomotrice analysées par un logiciel de suivi de la vidéo

Découvrez une méthode automatisée pour mesurer le sommeil et l'activité locomotrice chez le poisson cavernicole mexicain Astyanax mexicanus. Cette approche permet d'étudier les comportements en contexte social et s'applique à d'autres espèces.

Mesures automatisées de sommeil et de l’activité locomotrice dans Agassizii mexicain

Explorer plus de vidéos