Name: Chirurgie du nerf facial dans le modèle de rat pour étudier l’inhibition et la régénération axonales (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 s
Description: Découvrez une technique chirurgicale du nerf facial chez le rat pour étudier l'inhibition et la régénération axonales. Ce protocole permet d'évaluer les thérapies pour la parésie faciale et d'analyser les processus de récupération nerveuse.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

S.A.A. est financé par l’American Academy of Facial Plastic and Reconstructive Surgery Leslie Bernstein Grants Program.

Toutes les interventions ont été effectuées conformément aux directives des National Institutes of Health (NIH). Le protocole expérimental a été approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université du Michigan avant sa mise en œuvre. Des rats Sprague-Dawley adultes de dix semaines ont été utilisés.
1. Avant le jour opératoire
<ol><li>Assurer un stock approprié d’instruments chirurgicaux stérilisés, de médicaments analgésiques, de médicaments anesthésiques et d’oxygène avant le jour de l’opération. Veuillez consulter la Table des Matériaux pour une liste complète.</li>
</ol>2. Configuration préopératoire
<ol><li>Assurer un espace de travail adéquat, y compris de la place pour au moins deux personnes (le chirurgien et un assistant). REMARQUE : Il est nécessaire d’avoir une table d’opération dédiée, de la place pour la configuration de la machine d’anesthésie et un espace de stockage adéquat pour les fournitures stérilisées et de secours.</li>
	<li>Calibrer un microscope de fonctionnement pour une utilisation pendant les procédures. Assurez-vous que le chirurgien a la capacité d’ajuster les poignées du microscope et les boutons de zoom/focus en plaçant une couverture stérilisée sur les poignées/boutons REMARQUE : Nous avons utilisé du papier d’aluminium stérilisé sur les poignées/boutons.</li>
</ol>3. Anesthésie et préparation
<ol><li>Placez l’animal dans la chambre d’anesthésie et induisez l’anesthésie générale par 1,8 % d’isoflurane et 0,9 L/min d’oxygène.<ol>
<li>Confirmer un plan adéquat d’anesthésie par une évaluation de la respiration spontanée et une évaluation de la conscience en évaluant la réponse grimace de l’animal à une pincée d’orteil.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Appliquer le lubrifiant pour les yeux bilatéralement pour se prémunir contre l’irritation cornéenne ou la sécheresse.</li>
	<li>Rasez le site opérationnel avec un rasoir ou une tondeuse automatique.<ol>
<li>Établir une méthode d’identification des rats à ce moment-là, soit par l’intermédiaire d’une étiquette d’oreille ou d’une étiquette ou d’un marquage de queue.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Administrer une injection sous-cutanée de 0,05 mg/kg de buprénorphine le long du dos de l’animal pour la prophylaxie contre la douleur postopératoire.</li>
</ol>4. Approche chirurgicale et modèles de blessures
<ol><li>Transférer l’animal à la table d’opération et poursuivre le débit de gaz par un nez. Assurez-vous qu’une plaque chauffante est placée sous l’animal et le champ stérile pour maintenir sa température corporelle.</li>
	<li>Placer la gaze stérilisée (enroulée et attachée avec du ruban adhésif) à utiliser comme rouleau de cou pour le rat; ceci fournira une exposition accrue du champ chirurgical. Notez que le positionnement approprié de l’animal est primordial pour l’identification efficace des nerfs et la dissection.</li>
	<li>Préparer la peau du visage de l’animal pour l’intervention. Utilisez de la chlorhexidine ou une solution à base d’iode pour frotter le site chirurgical 3x, en alternance avec 70% d’éthanol, pour assurer la désinfection.</li>
	<li>Planifiez et marquez l’incision chirurgicale si désiré. Manipuler l’oreille ipsilateral dans une direction antérieure-postérieure pour déterminer le pliage naturel de la peau postauricular.</li>
	<li>Mode une incision de 4-5 mm dans le pli postauricular à l’aide de ciseaux d’iris pointus ou une lame numéro 15. Cela peut être élargi plus tard dans la procédure si nécessaire.</li>
	<li>Disséquez franchement par le fascia sous-cutané immédiat et placez un rétracteur de micro-Weitlaner pour améliorer l’exposition. Notez qu’il peut y avoir des vaisseaux sanguins de petit calibre dans ce domaine; ceux-ci sont mieux évités en se rétractant supérieurement ou de façon inférieure par l’intermédiaire du rétracteur Weitlaner.</li>
	<li>Identifiez le muscle digastric antérieur pendant qu’il se déplace dans une direction inférieure à supérieure vers son insertion le long de la base du crâne.<ol>
<li>Étendre doucement à travers le ventre musculaire le long de son point d’insertion pour révéler le tendon du ventre digastric antérieur. Notez que le tendon apparaît comme un processus blanc filmy émanant du muscle avec une insertion solide sur la base du crâne.</li>
	</ol></li>
	<li>Après identification du muscle digastric antérieur et de son tendon, ajustez le rétracteur de Weitlaner pour rétracter davantage le ventre de muscle. Notez que la région exposée par la suite est l’espace tridimensionnel où se trouve le tronc principal du nerf facial. REMARQUE : Cette région est délimitée supérieurement et mediment par la base de crâne, latéralement par le muscle digastric antérieur, posteromedially par le canal d’oreille, et inférieurement par les structures du cou, y compris l’artère temporelle superficielle.</li>
	<li>Après une exposition adéquate, identifier le tronc principal du nerf facial comme il se déplace de façon inférieure sous le tendon du muscle digastric, où il sort des foramen stylomastoid de la base du crâne. Notez que le nerf apparaît comme un cordon blanc nacré, enfermé dans le fascia parotide-masseteric de l’animal. Pratiquez la prudence lorsque vous exposez davantage le nerf, pour les raisons suivantes.<ol>
<li>Évitez la dissection agressive, ou les écarts perpendiculaires, pour vous prémunir contre les lésions neuropraxiques à médiation extensible.</li>
		<li>Évitez la dissection agressive postérieure et medially dirigée pour se prémunir contre la violation des tissus minces surlysant le conduit auditif car ceci pourrait introduire la flore moyenne d’oreille dans le domaine chirurgical.</li>
		<li>Évitez d’endommager l’artère temporelle superficielle par une dissection large et inférieure. Notez qu’une blessure sera identifiée par des saignements pulsatiles vifs.<ol>
<li>Si l’artère est blessée, appliquez une pression rapide avec un applicateur à pointe de coton ou une gaze stérile par l’intermédiaire de forceps. Les agents hémostatiques ou le scellant fibrin liquide peuvent être placés à proximité. Gardez à l’esprit que l’animal peut nécessiter une injection sous-cutanée de 0,9% saline stérile pour la stabilisation du liquide.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Tracez le tronc principal distally en disséquant le long du nerf dans une direction inférieure, distally de la sortie des foramen stylomastoid.<ol>
<li>Étendre l’incision d’origine pour permettre une exposition complète du nerf et de ses branches. Prenez soin d’éviter une perturbation de la glande parotide car cela pourrait entraîner sialocele postopératoire.</li>
	</ol></li>
	<li>Induire les modèles de blessures souhaités comme suit.<ol>
<li>Pour une blessure d’écrasement, utilisez les forceps du bijoutier à surface lisse pour saisir fermement le nerf et le comprimer9. Appliquer une pression constante et reproductible sur le nerf pendant une période de 30 s pour assurer une blessure appropriée d’écrasement.</li>
		<li>Pour une transection simple, saisir le fascia surlysant le nerf, ou l’épineurium immédiat, avec des forceps à dents fines, et utiliser des microsciseurs pointus pour transecter proprement le nerf au point désiré avec une seule coupe. Prenez soin d’éviter l’excès de traction sur le nerf avec les forceps.</li>
		<li>Pour un modèle d’écart nerveux, créez l’écart nerveux désiré en utilisant une méthode similaire à la simple blessure transection. Utilisez l’arbre stérilisé d’une coupe applicateur à pointe de coton à l’écart nerveux désiré longueur-intraopératoire pour assurer la similitude du modèle de blessure entre les animaux.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Fermeture de blessure
<ol><li>Irriguer la plaie avec saline stérile et la sécher avec de la gaze stérile.</li>
	<li>Approximatif les bords de la peau d’une manière simple et sous-cutanée avec des sutures absorbables, ou utilisez de la colle de peau ou des pinces de plaie, qui sont également acceptables pour la fermeture de la plaie. Placez un point enterré en prenant une morsure profonde à superficielle d’un bord de peau, puis une morsure superficielle-à-profonde suivante du bord de peau opposé.</li>
</ol>6. Récupération postopératoire
<ol><li>Administrer une injection sous-cutanée d’analgésique anti-inflammatoire non stéroïdien (comme 0,05 mg/kg de buprénorphine et 0,5 mg/kg de carprofène) pour le contrôle postopératoire de la douleur. Placez l’injection le long du dos de l’animal.</li>
	<li>Cessez l’administration de l’agent anesthésique et permettre à l’animal d’inhaler de l’oxygène pendant 1 min de plus.</li>
	<li>Placez l’animal dans un chaud (via une lampe thermique), cage aseptique dépourvue de matériaux de literie pour éviter l’ingestion accidentelle. Notez que l’animal démontrera généralement des signes de rétablissement dans un délai de 1 à 2 minutes et peut sembler désorienté, avec un rétablissement retardé de la fonction de la jambe arrière.</li>
	<li>Retournez les animaux dans leurs cages dans l’unité de logement appropriée et administrez des analgésiques postopératoires le jour postopératoire #1 pour assurer la prophylaxie continue contre la douleur.</li>
	<li>Surveillez les animaux 2x par jour pour évaluer les signes de malnutrition, d’irritation cornéenne ou d’infection par le site chirurgical, et maintenez les journaux chirurgicaux appropriés.<ol>
<li>Administrer 0,9% saline stérile d’une manière sous-cutanée s’il y a une perte de poids significative.</li>
		<li>Appliquer la pommade lubrifiante des yeux tous les jours jusqu’à ce que le réflexe de clignotement de l’animal soit rétabli.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le modèle de lésion du nerf facial de rat a émergé comme le système le plus polyvalent pour l’évaluation des facteurs neurotrophiques en raison de son accessibilité chirurgicale, modèle de ramification, et la signification physiologique27,29,33,34,35,36. La combinaison de la démonstration vidéo et de l’application de données ...

Les lésions nerveuses crâniennes dans la région de la tête et du cou peuvent être secondaires aux étiologies congénitales, infectieuses, idiopathiques, iiatrogéniques, traumatiques, neurologiques, oncologiques ou systémiques1. Le nerf crânien VII, ou le nerf facial, est généralement affecté. L’incidence du dysfonctionnement du nerf facial peut être significative, car elle affecte 20 à 30 pour 100.000 personnes chaque année2. Les principales branches motrices du nerf facial sont les branches temporelles, zygomatiques, buccales, maniibulaires marginales et cervicales; selon la branche impliquée, les conséquences peuvent inclure l’incompétence orale ou baver, sécheresse cornéenne, obstruction visuelle de champ secondaire à la ptosis, dysarthrie, ou asymétrie faciale2,3. La morbidité à long terme inclut le phénomène de la synkinésie, ou mouvement involontaire d’un groupe de muscle facial, avec la contraction volontaire essayée d’un groupe distinct de muscle facial. La synkinésie ocular-orale est la plus commune de la régénération aberrante comme séquelle de lésions nerveuses faciales et provoque une déficience fonctionnelle, l’embarras, l’estime de soi diminuée, et la mauvaise qualité de vie3. Les blessures aux branches individuelles dictent les fonctions qui sont sélectivement compromises.
Le traitement clinique des lésions nerveuses faciales n’est pas bien normalisé et a besoin de recherches plus poussées pour améliorer les résultats. Les stéroïdes peuvent soulager l’enflure aigue du nerf facial, tandis que le Botox est utile pour temporiser les mouvements synkinetic ; mais, les principales options de reconstruction dans l’armamentarium du praticien impliquent une intervention chirurgicale par la réparation nerveuse, la substitution, ou la réanimation3,4,5,6. Selon le type de blessure au nerf facial subie, le chirurgien neurotoxique facial peut utiliser un certain nombre d’options. Pour une transection simple, la réanastomose nerveuse est utile alors que la réparation de la greffe de câble est mieux adaptée pour un défaut de nerf ; pour une restauration de la fonction, le chirurgien peut choisir des procédures de réanimation faciale statiques ou dynamiques. Dans de nombreux cas de lésions nerveuses faciales et de réparations subséquentes, même dans les mains de chirurgiens neurotoxiques faciaux expérimentés, le meilleur résultat entraîne toujours l’asymétrie faciale persistante et le compromis fonctionnel7.
Ces résultats sous-optimaux ont stimulé la recherche étendue sur la régénération faciale de nerf. Les grands sujets d’intérêt incluent le perfectionnement et l’innovation des techniques de réparation de nerf, la détermination de l’effet de divers facteurs de régénération de nerf, et l’évaluation du potentiel des inhibiteurs neuronaux spécifiques pour aider à combattre le résultat à long terme de la synkinsis8,9,10,11. Bien que les modèles in vitro puissent être utilisés pour évaluer certaines caractéristiques des facteurs pro-croissance ou inhibiteurs, la recherche translationnelle véritable sur ce sujet est mieux accomplie par l’intermédiaire de modèles animaux traduisibles.
La décision du modèle animal à utiliser peut être difficile, car les chercheurs ont utilisé à la fois de grands animaux, tels que les moutons et les petits modèles animaux, tels que les souris12,13. Bien que les grands modèles animaux offrent une visualisation anatomique idéale, leur utilisation nécessite un équipement et un personnel spécialisés qui ne sont pas facilement ou facilement disponibles. En outre, l’alimentation d’une étude pour démontrer l’effet pourrait être hautement prohibitif sur le plan des coûts et peut-être ne pas être dans le champ d’application faisable de nombreux centres scientifiques. Ainsi, le petit modèle animal est le plus souvent utilisé. Le modèle de souris peut être utilisé pour évaluer un certain nombre de résultats liés à la chirurgie faciale de nerf ; cependant, la longueur limitée du nerf peut restreindre la capacité du scientifique à modéliser certains modèles, tels que la blessure à grand écart14.
Ainsi, le prototype de rat murine est apparu comme le modèle de cheval de bataille par lequel le scientifique peut effectuer des procédures chirurgicales innovantes ou utiliser des facteurs inhibiteurs ou pro-croissance et évaluer l’effet à travers un large éventail de paramètres de résultat. L’anatomie du nerf facial du rat est abordée de façon prévisible et facile. Sa plus grande échelle, par rapport au modèle de souris, permet la modélisation d’un large éventail de défauts chirurgicaux, allant de la transection simple à 5 mm lacunes15,16. Cela permet également l’application d’interventions complexes sur le site de défauts, y compris le placement topique du facteur, les injections intraneurales du facteur, et le placement d’isografts ou de ponts17,18,19,20,21,22,23.
La nature docile du rat, son anatomie fiable, et sa propension à la régénération efficace du nerf permet la collecte de nombreuses mesures de résultats en réponse aux modèles chirurgicaux susmentionnés de la blessure24. Via le modèle de rat, le scientifique du nerf facial est en mesure d’évaluer les réponses électrophysiologic aux blessures, les résultats histologic nerveux et musculaire par immunohistochemistry, les résultats fonctionnels par le mouvement de suivi de la garniture vibrissal et l’évaluation de la fermeture des yeux, et micro- et macroscopiques changements par microscopie fluorescente ou confocale, entre autres11,22,23,25,26,27,28,29. Ainsi, le protocole suivant exposera une approche chirurgicale au nerf facial de rat et aux modèles de blessure qui peuvent être induits.

<table><tbody><tr><td>1,8 % isoflurane</td><td>VetOne</td><td>13985-030-40</td><td></td></tr><tr><td>11-0 microsutures en nylon</td><td>AROSuture</td><td>TK-117038</td><td></td></tr><tr><td>4-0 suture monocryle</td><td>VWR</td><td>75982-084</td><td></td></tr><tr><td>Buprénorphine SR</td><td>ZooPharm</td><td>MIF 900-006</td><td></td></tr><tr><td>Carprofène</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MFCD00079028</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidine</td><td>VWR</td><td></td><td></td>IC19135805</tr><tr><td>Pince bijoutier</td><td>VWR</td><td>21909-458</td><td></td></tr><tr><td>Écarteur Micro Weitlaner</td><td>VWR</td><td>82030-146</td><td></td></tr><tr><td>Micro-ciseaux</td><td>VWR</td><td>100492-348</td><td></td></tr><tr><td>Mini ciseaux de ténotomie</td><td>VWR</td><td>89023-522</td><td></td></tr><tr><td>Lame de scalpel numéro 15</td><td>VWR</td><td>102097-834</td><td></td></tr><tr><td>Microscope opératoire</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gel ophtalmique à la vaseline</td><td>Pharmaderm</td><td>B002LUWBEK</td><td></td></tr><tr><td>Eau stérile</td><td>VWR</td><td>89125-834</td><td></td></tr><tr><td>Adhésif tissulaire</td><td>Vetbond, 3M</td><td>NC9259532</td><td></td></tr><tr><td>Tampon conducteur d’eau</td><td>Aqua Relief System</td><td>ARS2000B</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaïne</td><td></td><td></td><td>Utilisation comme analgésique local</td></tr></tbody></table>

chirurgie du nerf facial dans le modèle de rat pour étudier l’inhibition et la régénération axonales

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

Ce protocole décrit des méthodes cohérentes et reproductibles pour étudier la régénération et l’inhibition axonales dans un modèle de blessure de nerf facial de rat. Le nerf facial peut être manipulé sur toute sa longueur, de son segment intracrânienne à son cours extratemporal. Il existe trois types primaires de lésions nerveuses utilisées pour l’étude expérimentale des propriétés régénératrices : écrasement de nerf, transection et écart nerveux. La gamme d’interventions possibles est vaste, y compris la manipulation chirurgicale du nerf, l’administration de réactifs ou de cellules neuroactives, et soit des manipulations centrale ou d’organe final. Les avantages de ce modèle pour étudier la régénération nerveuse incluent la simplicité, la reproductibilité, la cohérence interspécifique, les taux de survie fiables du rat, et une taille anatomique accrue par rapport aux modèles murins. Ses limites impliquent une manipulation génétique plus limitée par rapport au modèle de souris et la capacité régénératrice superlative du rat, de sorte que le scientifique de nerf facial doit évaluer soigneusement les points de temps pour la récupération et s’il faut traduire des résultats à des animaux plus élevés et des études humaines. Le modèle de rat pour la blessure de nerf facial permet des paramètres fonctionnels, électrophysiologiques, et histomorphométriques pour l’interprétation et la comparaison de la régénération de nerf. Il bénéficie ainsi d’un potentiel énorme pour promouvoir la compréhension et le traitement des conséquences dévastatrices des lésions nerveuses faciales chez les patients humains.

Après la procédure chirurgicale initiale, il existe deux principaux types de mesures de résultats: les mesures en série chez l’animal vivant et les mesures qui nécessitent le sacrifice de l’animal. Des exemples de mesures en série incluent des essais électrophysiologiques, tels qu’une mesure potentielle d’action musculaire composée30, évaluations du mouvement du muscle facial par laser-assisté ou vidéographie signifie9, ou même l’imagerie vi...

Ce protocole décrit une approche reproductible à la chirurgie du nerf facial dans le modèle de rat, y compris des descriptions de divers modèles inductibles de blessure.

Chirurgie du nerf facial dans le modèle de rat pour étudier l’inhibition et la régénération axonales

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial ...

Ce protocole peut aider les scientifiques à étudier les résultats après les lésions nerveuses faciales et les méthodes pour améliorer la régénération à travers de nombreux paramètres différents. Le principal avantage de cette technique est que l’anatomie du rat permet un accès facile au nerf facial, et sa grande échelle nous permet d’étudier tous les modèles de blessures pertinents. Les applications de cette technique s’étendent vers la réadaptation des patients après des dommages faciaux de nerf.En tant que potentiel régénérateur, le rat fournit un modèle expérimental reproductible et concis. Et cette méthode peut fournir un aperçu des thérapies chirurgicales et médicales pour la parésie nerveuse faciale ou la paralysie. Et il est traduisible à d’autres modèles de tête et de cou ou d’autres nerfs périphériques.Opérer au microscope à l’aide des deux mains peut s’avérer difficile. Je recommande de pratiquer en utilisant la version binoculaire sous le microscope avant de tenter une dissection du nerf facial. Après avoir confirmé un manque de réponse à la pincement des pieds, appliquer de la pommade sur les yeux du rat et raser la zone chirurgicale.Établissez une méthode d’identification des rats et placez un rouleau de gaze sous le cou. Désinfecter la peau exposée avec trois gommages alternatifs de chlorhexidine et 70% d’éthanol et placer le rat sous un microscope stéréo. Manipulez l’oreille ipsilateral dans une direction antérieure-postérieure pour déterminer le pliage normal de la peau postauricular.Utilisez une lame numéro 15 pour faire une incision de deux à trois millimètres dans le pli postauricular. La planification et le placement de l’incision sont les étapes les plus critiques pour assurer une identification fiable du nerf facial tout en minimisant la taille de la plaie. Disséquer brutalement à travers le fascia sous-cutané immédiat et placer un rétracteur micro-Weitlaner pour améliorer l’exposition des tissus.Identifiez le muscle digastrique antérieur pendant qu’il se déplace dans une direction inférieure-à-supérieure vers son insertion le long de la base de crâne. Étendre doucement à travers le ventre musculaire le long du point d’insertion musculaire pour révéler le tendon du ventre digastrique antérieur. Le tendon apparaîtra comme un processus blanc filmé émanant du muscle avec une insertion solide sur la base du crâne.Après identification du muscle digastrique antérieur et de son tendon, ajustez le rétracteur de Weitlaner pour rétracter davantage le ventre de muscle. La région exposée est l’espace tridimensionnel dans lequel se trouve le tronc principal du nerf facial. Disséquer le long du nerf dans une direction inférieure distally de la sortie du foramen stylomastoid.Pour induire un motif de blessure d’écrasement, utilisez les forceps du bijoutier à surface lisse pour saisir fermement et compresser le nerf en appliquant une pression constante et reproductible pendant 30 secondes pour assurer une blessure d’écrasement appropriée. Pour une transection simple, saisir l’épineurium immédiat en survolant le nerf avec des forceps à dents fines, et utiliser des microscisseurs pointus pour transecter proprement le nerf au point désiré avec une seule coupe. Pour un modèle d’écart nerveux, utilisez des étriers réglables pour définir la longueur désirée de l’écart nerveux pour assurer des modèles de blessures similaires entre les animaux et transecter le nerf comme nous venons de le démontrer.Après que la blessure expérimentale ait été livrée, irriguer la blessure avec la solution saline stérile et sécher le tissu avec la gaze stérile. avant de fermer l’incision cutanée selon les directives institutionnelles. Ici, l’imagerie en direct du tronc principal du nerf facial avec une blessure d’écrasement approximativement de deux à trois millimètres distal au point de branche du premier PSE dans un rat transgénique adulte de Thy1-GFP est montrée.L’évaluation du retour progressif de la fluorescence à un, deux, trois et quatre semaines après la blessure peut être utilisée comme marqueur pour surveiller la régénération nerveuse chez ces animaux transgéniques. L’analyse histomorphométrique peut être employée pour obtenir des images transversales de la division mandibulaire marginale permettant la quantification du diamètre axonal, de la quantité de débris, de la fibre nerveuse, du pourcentage de nerf, et des mesures de densité. Il est important d’ajuster fréquemment le placement du rétracteur au besoin pour s’assurer que les nerfs anatomiques pertinents sont visibles lors de l’identification du nerf facial.Après cette procédure, les nerfs et les muscles pertinents peuvent être récoltés pour l’analyse immunohistochimique afin d’évaluer le degré de régénération par rapport à d’autres groupes expérimentaux. Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans l’étude des résultats fonctionnels après une lésion du nerf facial. Plus précisément, comment effectuer le phénomène de synkinésie.

facial-nerve-surgery-rat-model-to-study-axonal-inhibition

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Cette vidéo présente un protocole chirurgical sur un modèle de rat, détaillant les étapes allant de la préparation de l’anesthésie à l’induction d’une lésion du nerf facial. Ce protocole est utile pour l’étude de la régénération nerveuse et des techniques chirurgicales dans la recherche médicale.

Induire une lésion du nerf facial dans un modèle de rat

Cette vidéo démontre l’induction de la douleur neuropathique orofaciale dans un modèle de rat en ligaturant le nerf infra-orbitaire. Cela entraîne des lésions nerveuses et une inflammation, provoquant une signalisation anormale de la douleur et imitant des conditions de douleur chronique, qui peuvent être utilisées pour étudier le dosage de la douleur orofaciale.

Induction d’une douleur neuropathique orofaciale dans un modèle de rat via des ligatures nerveuses infra-orbitaires

Source : Deseure, K., et al. Lésion de constriction chronique du nerf infra-orbitaire du rat (IoN-CCI) pour étudier la douleur neuropathique du trijumeau. J. Vis. Exp. (2015). Cette vidéo démontre une méthode pour induire une douleur neuropathique dans un modèle de rat en contractant le nerf infra-orbitaire. Après avoir exposé le nerf infra-orbitaire et attaché des ligatures pour le resserrer, la réponse immunitaire au site de la blessure augmente l’excitabilité des neurones voisins, qui...

Induction de la douleur neuropathique dans un modèle de rat par constriction du nerf infra-orbitaire

Source : Olmstead, D. N., et al., Axotomie du nerf facial chez la souris : un modèle pour étudier la réponse des motoneurones aux blessures. J. Vis. Exp. (2015). Cette vidéo montre la procédure d’écrasement du nerf facial chez une souris, où la dissection contondante à travers des points de repère clés expose le tronc du nerf facial au niveau du foramen stylomastoïdien. Les forceps sont ensuite utilisés pour comprimer le tronc nerveux, induisant des lésions axonales et perturbant la...

Réalisation d’une axotomie par écrasement du nerf facial dans un modèle de souris

Source : Cheah, M.,  et al. Injection du ganglion de la racine dorsale et blessure par écrasement de la racine dorsale comme modèle de régénération sensorielle des axones. J. Vis. Exp. (2017). Cette vidéo montre une procédure étape par étape pour injecter une suspension virale dans les ganglions de la racine dorsale (DRG) et induire une lésion axonale contrôlée via un écrasement de la racine dorsale chez un rat anesthésié. Le protocole consiste à exposer les DRG, à délivrer un vecteur viral...

Modélisation de la régénération sensorielle des axones chez un rat à l’aide d’une injection de ganglion de la racine dorsale et d’une lésion par écrasement de la racine dorsale

Cellules olfactives engainantes (OECO) sont des cellules de la crête neurale qui permettent la croissance des neurones olfactifs primaires. Cette propriété spécifique peut être utilisé pour la transplantation cellulaire. Nous présentons ici un modèle de transplantation cellulaire basé sur l'utilisation de la COE dans un modèle de lésion du nerf laryngé.

La transplantation de cellules olfactives engainantes à évaluer la récupération fonctionnelle après des nerfs périphériques blessures

Nous présentons un protocole chirurgical détaillant comment effectuer une axotomie par coupure ou écrasement sur le nerf facial chez la souris. L’axotomie du nerf facial peut être utilisée pour étudier la réponse physiologique aux lésions nerveuses et tester des techniques thérapeutiques.

Visage axotomie des nerfs chez la souris: Un modèle pour étudier motoneurone réponse à une blessure

Ce protocole présente l’utilisation d’une injection de ganglion de la racine dorsale (DRG) avec un vecteur viral et d’une lésion concomitante par écrasement de la racine dorsale chez un rat adulte comme modèle pour étudier la régénération sensorielle des axones. Ce modèle convient à l’étude de l’utilisation de la thérapie génique pour favoriser la régénération sensorielle des axones.

Racine Dorsale Ganglion Injection et Racine Dorsale Crush blessures comme modèle pour la régénération sensorielle Axon

Ici, nous présentons un protocole qui combine l’électroporation in vivo et la dénervation du muscle releveur crânien du long auris (LAL). Cette procédure permet d’étudier le rôle potentiel des protéines dérivées du muscle dans la régénération de la synapse neuromusculaire.

Combinaison d’électroporation in vivo et de réinnervation à court terme du muscle squelettique du muscle squelettique du muscle squelettique du releveur crânien de l’auris long

Ce protocole montre comment rétrograde marquer les cellules ganglionnaires de la rétine, et la façon de faire ultérieurement une lésion du nerf optique écraser dans le but d'analyser la rétine survie des cellules ganglionnaires et l'apoptose. Il s'agit d'un modèle de maladie expérimentale pour différents types de neuropathie optique, notamment un glaucome.

Un modèle Optic Nerve Crush blessures murins pour étudier la rétine de survie des cellules ganglionnaires

Découvrez une technique chirurgicale du nerf facial chez le rat pour étudier l'inhibition et la régénération axonales. Ce protocole permet d'évaluer les thérapies pour la parésie faciale et d'analyser les processus de récupération nerveuse.

Chirurgie du nerf facial dans le modèle de rat pour étudier l’inhibition et la régénération axonales

Explorer plus de vidéos