Induction et caractérisation de l’hypertension pulmonaire chez les souris à l’aide du modèle Hypoxie/SU5416

Ce protocole peut être utilisé pour induire l’hypertension pulmonaire et pour effectuer des mesures fonctionnelles du ventricule droit. Le modèle d’hypoxie sugen est facile à mettre en œuvre et peut récapituler certaines des caractéristiques de l’hypertension pulmonaire dans les deux à trois semaines suivant l’induction. En utilisant ce modèle, nous pouvons identifier de nouvelles voies impliquées dans le développement de la maladie.

Nous pouvons identifier de nouvelles cibles et tester leur potentiel thérapeutique. Avant de commencer la procédure d’induction, fixer les réservoirs d’azote près de la chambre hypoxique et régler le contrôleur d’oxygène à un point de 10% d’oxygène. Ensuite, chargez la solution SU5416 fraîchement préparée dans une seringue d’un millilitre équipée d’une aiguille de calibre 25 et retenez manuellement le premier animal à être injecté.

Saisissez la peau pour former une tente parallèle à la colonne vertébrale en vous assurant de saisir l’arrière de la tête étroitement pour éviter une blessure potentielle par morsure par la souris. Insérez l’aiguille sous-cutanéement sur le flanc au pli lâche de la peau parallèle à la peau et livrez 100 microlitres du contenu de la seringue. Après 10 secondes, retirez l’aiguille et retournez l’animal dans sa cage.

Lorsque tous les animaux ont été injectés, placez les souris dans une chambre d’hypoxie ventilée. Pour l’exposition à l’hypoxie, confirmez que les chambres sont équipées d’un capteur d’oxygène pour mesurer le niveau d’oxygène et ouvrir les chambres pendant au plus 20 minutes tous les trois jours pour le nettoyage et l’ajout de nourriture et d’eau. Inspectez les animaux tous les jours pour déceler tout signe de stress et répétez l’injection de SU5416 chaque semaine pendant trois semaines consécutives.

Avant d’entreprendre la procédure de mesure de la pression, préparez le connecteur du tube Y et utilisez le mode manuel pour vérifier la fonction du ventilateur. Réglez la pression inspiratoire à moins d’un centimètre d’eau pour éviter les barotraumatismes et réglez le taux respiratoire à 110 respirations par minute. Coupez un cathéter intravasculaire de calibre 20 pour créer un tube endotrachéal et allumez l’unité de contrôle du volume de pression.

Lancez le logiciel d’acquisition de données et placez le cathéter à volume de pression dans un tube centrifugeuse de 15 millilitres de PBS dans un bain d’eau de 37 degrés Celsius. Calibrez ensuite le cathéter selon le protocole du fabricant. Placez la souris sur un coussin chauffant et placez une sonde rectale pour la surveillance de la température corporelle.

Ensuite, confirmez un manque de réponse au pincement des pieds chez une souris anesthésiée et rasez les zones du cou et de la poitrine. Fixez les membres de la souris avec du ruban chirurgical et faites une incision d’un centimètre dans la peau cervicale médiale. À l’aide d’un applicateur à pointe de coton, séparez carrément les glandes salivaires parotides et submandibulaires pour exposer les muscles sous-jacents à la trachée.

Couper soigneusement les muscles pour exposer complètement la trachée et utiliser des ciseaux pour faire une petite incision entre les cartilages trachéaux. Insérez le tube endotrachéal préparé et retirez le guide métallique du cathéter intravasculaire. Connectez ensuite le cathéter au ventilateur et vérifiez la position du tube trachéal en gonflant manuellement doucement les poumons.

Sécurisez la position avec du ruban adhésif. Pour la mesure de la pression ventriculaire droite, faire une incision cutanée d’un centimètre sur le processus xiphoïde et le haut de l’abdomen et à partir de la ligne médiane distale au xiphoïde et se déplaçant soigneusement latéralement des deux côtés, séparer la peau sur la poitrine et la paroi abdominale. Ouvrir la cavité abdominale, couper le diaphragme avec soin, en prenant soin de ne pas blesser le cœur battant ou les poumons.

Et utilisez un applicateur à pointe de coton pour enlever délicatement le péricarde. Apportez le cathéter de pression près de la souris et utilisez un applicateur à pointe de coton équipé d’une aiguille pour faire un coup de couteau dans la partie distale atypique du ventricule droit. Remplacez soigneusement l’aiguille par un cathéter de pression, en insérant le cathéter de pression parallèle à la direction du ventricule droit par la pointe faisant face à l’artère pulmonaire.

Observez le traçage des ondes de pression pour assurer un positionnement correct du cathéter. Une fois que le signal de pression s’est stabilisé, mettez les respirations en pause et obtenez au moins trois mesures. Lorsque toutes les mesures ont été enregistrées, retournez soigneusement le cathéter au tube de centrifugeuse rempli de PBS dans le bain d’eau.

Ici, des courbes de pression représentatives et une analyse quantitative de la pression ventriculaire droite à la fin de la période d’observation sont montrées. L’analyse histologique des artères pulmonaires remodelées après hypoxie plus traitement de SU5416 indique une augmentation de l’épaisseur médiale de mur comparée aux animaux normoxic. La coloration d’agglutinine de germe de blé pour évaluer l’hypertrophie cardiomyocyte indique que l’hypoxie plus l’exposition de SU5416 a comme conséquence une augmentation marquée de la taille de cardiomyocyte et de l’hypertrophie ventriculaire droite.

En outre, l’évaluation morphométrique de l’hypertrophie ventriculaire droite par mesure de l’index de Fulton confirme une augmentation de l’hypertrophie ventriculaire droite chez les animaux hypoxiques. L’exécution des mesures fonctionnelles est importante pour éviter les saignements, car cela peut avoir un impact négatif sur les résultats de l’étude. Ce protocole peut également être utilisé pour induire l’hypertension pulmonaire chez les rats avec seulement de légères modifications.

Notamment, une seule injection de Sugen chez les rats est suffisante pour induire l’hypertension pulmonaire.