Name: Étude des interactions entre les plantes à travers des réseaux Mycorrhizal communs en utilisant des noyaux pivotés (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Découvrez comment étudier les interactions entre plantes via les réseaux mycorhiziens communs. Cette méthode permet d'examiner les conséquences écologiques des champignons arbusculaires sur la croissance végétale.

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Nous tenons à remercier les deux évaluateurs anonymes pour leurs suggestions. Nous remercions également les nombreux étudiants qui ont aidé à construire des pots, des microcosmes et fendue conteneurs et qui ont aidé à maintenir et la récolte des expériences. Nous remercions également North Central College pour les fonds de démarrage (à JW) et les installations actuelles, ainsi que Ashley Wojciechowski pour obtenir un North Central College Richter concession soutenant une expérience à l’aide de ces méthodes. Partie de ce travail a été financé par une subvention d’amélioration à la thèse doctorat du Fondation nationale de Science du Canada (DEB-1401677).

1. construction et assemblage des noyaux rotatif
<ol><li>Modifier des conteneurs commerciaux semis tubulaire (appelé par la suite « conteneurs » ; Table des matières) d’avoir 19 mm de large x ouvertures longueur 48 cm.<ol>
<li>En utilisant une perceuse avec un trou de 19 mm scie sans un foret hélicoïdal central, pilote, faire deux trous, un sur l’autre, sur les côtés d’un conteneur (diamètre de 2,5 cm x 12,1 cm longueur) afin que les trous sont d’environ 1 cm de distance. Placer un récipient contre une clôture sur la perceuse et avoir une butée avec une cheville courte qui s’adapte à l’intérieur du conteneur pour aider à maintenir en place pendant le forage. Utiliser un récipient en plastique souple pour éviter la fissuration.</li>
		<li>Couper le morceau de plastique mince restant entre les trous avec des ciseaux, un coupe-fil ou une cisaille de ferblantier (pour plastique rigide utilisez une scie sabre) pour en faire un allongé d’ouverture environ 2 cm de large et 5 cm de long.</li>
		<li>Répétez les étapes 1.1.1-1.1.2 du côté opposé du conteneur.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Couvrir les fentes avec maille en nylon et/ou membrane hydrophobe (Figure 1 a).<ol>
<li>Découpée en nylon mesh avec 40 μm pores 9,5 x 8,5 cm. Couper autant de pièces qu’il sont a des conteneurs.</li>
		<li>Coller les mailles de nylon à l’extérieur sur les conteneurs pour couvrir les deux orifices avec un léger chevauchement dans le tissu à l’aide de colle chaude haute résistance, industrielle.</li>
		<li>Si la prévention des mouvements de l’eau est nécessaire, tel que lors de l’utilisation des nutriments solubles dans l’eau ou des isotopes stables, couvrir la couche de maille en nylon avec une membrane hydrophobe31,32 (Table des matières) qui permet de suis hyphes du champignon à Pass, mais seul le mouvement de la vapeur d’eau et de l’eau pas liquide.</li>
		<li>Placer la colle chaude autour des ouvertures sur le conteneur et le long des bords longitudinaux de la maille en nylon. Rouler le conteneur sur le tissu pour ne pas brûler les doigts. Ajouter une couche de colle le long du bord du tissu où les bords de la maille chevauchement. Appuyez sur le bord sur un carton à sceller fermement. Roulez toujours systématiquement dans une direction qui aura le même sens de la rotation des conteneurs finis dans des pots ou des microcosmes afin que le bord superposé maille ne sera pas poussé à creuser potentiellement dans le substrat.</li>
		<li>Une fois que la colle ait refroidi, scotchez les extrémités supérieure et inférieure du tissu vers le conteneur afin d’éviter les bords lâches et extraction à l’aide d’un ruban souple, comme le ruban d’électricien.</li>
	</ol>
</li>
	<li>En utilisant la même bande comme au point 1.2.5, couvrir les petits trous sur les côtés de l’extrémité conique (pas le trou à la pointe du bas) de chaque conteneur pour éviter la croissance des racines hors du conteneur dans le reste du pot/microcosme.</li>
	<li>Pour éviter la perte de sol tout en assurant le drainage, placer une bille de verre dans le fond de chaque récipient.</li>
	<li>Pour un traitement de contrôle qui n’implique pas de n’importe quel potentiel pour un CMN pour former entre les plantes, utiliser des contenants solides, non modifiés (Figure 1 a).</li>
</ol>2. montage des pots ou des microcosmes pour s’adapter aux extrémités coniques des conteneurs
<ol><li>Pour s’assurer que les récipients se tenir debout dans une position fixe et un bon drainage, renverser un pot afin que le fond soit vers le haut. Couper autour du fond de la casserole, en laissant un petit rebord pour le support, à l’aide d’une scie sabre.</li>
	<li>Préparation de mousse de polystyrène<ol>
<li>Coupe mousse de polystyrène, environ 36 mm d’épaisseur, de même diamètre que le fond de la casserole à l’aide d’une scie à ruban avec un gabarit de coupe-cercle.</li>
		<li>Percez des trous dans la mousse à l’aide d’une perceuse et 19 mm trou vu (sans un foret hélicoïdal central) dans le modèle dans lequel les conteneurs seront positionnés.</li>
		<li>Pour une expérience de plante cible, percer un trou central avec des trous équidistants pour les voisins des personnes qui l’entourent. Pour un pot d’un diamètre de 15,5 cm, espace six trous de 12 millimètres autour de la circonférence d’un cercle de diamètre de 11 cm (Figure 1 b).</li>
		<li>Étendez les trous hexagonal ou en forme de carré (Figure 1, D) pour une expérience en microcosme.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. remplissage des récipients et casseroles avec des mélanges de terre et de sable
<ol><li>Choisir un mélange de sol souhaitée et ajouter suis champignon récolté sur le terrain ou cultivées en pot inoculum dans le sol en mélangeant uniformément haché morceaux de racine (1 à 2 cm de long) avec le sol. Mélanger le sol souhaité avec une silice infertile perles de sable ou de verre pour diminuer la concentration des éléments minéraux disponibles aux plantes.</li>
	<li>Placez les contenants remplis dans le fond percé de mousse ou microcosme et remplir l’espace interstitiel avec un substrat stérile.</li>
	<li>Remplissez l’espace interstitiel entre les conteneurs avec mélange de sable de silice et pauvres en nutriments à l’aide d’un entonnoir pour aider à combler les petits espaces. Pour assurer un drainage adéquat et imiter la texture du sol, mélange de sable de granulométrie moyen, comme grade 6-20, avec petite granulométrie sable, comme grade 30-65, dans une bétonnière.</li>
</ol>4. création de CMNs tout au long des pots/microcosmes
<ol><li>Planter un prétraitement « infirmière » plantes de l’espèce désirée dans chaque récipient pour soutenir les champignons AM afin qu’ils peuvent se propager parmi les conteneurs et établir la CMNs.</li>
	<li>Lorsque tous les conteneurs ont établi des semis, supprimer les pousses en agrafant ainsi que qu’une seule personne reste dans chaque conteneur.</li>
	<li>Laisser 2-3 mois pour la croissance des plantes et l’établissement de la CMN.</li>
</ol>5. mise en place d’installations expérimentales et traitements
<ol><li>Semer des plantes expérimentales par semis ou repiquage dans des conteneurs. Si l’ensemencement, attendez que tous les conteneurs ont un semis germé avant d’enlever les plantes de prétraitement infirmière en agrafant leurs tiges. Si la transplantation, clip plantes tout prétraitement avant la transplantation des semis expérimentaux pour prévenir les effets anticoncurrentiels involontaires.</li>
	<li>Établir des traitements de la CMN en soit laissant les conteneurs pas déplacé pendant la durée de l’expérience (CMNs intacts) ou en les tournant hebdomadaire de rompre physiquement les hyphes s’étendant entre les conteneurs mis à jour le (CMNs coupées ; Figure 1 a). Quand séparer CMNs, tourner chaque conteneur grâce à une rotation complète pour éviter de modifier involontairement des interactions hors sol, en particulier pour les plantes héliotropes.</li>
	<li>Eau fortement tous les pots ou les microcosmes immédiatement après rotation à rétablir le contact entre le substrat interstitiel et les côtés des conteneurs.</li>
</ol>6. le suivi du mouvement des éléments nutritifs minéraux à travers CMNs
<ol><li>Fertiliser les plantes voisines avec 0,5 % 15N enrichi KNO3 et NH4Cl.</li>
	<li>Fertiliser la personne cible avec un engrais 14N de même concentration.</li>
</ol>7. le suivi et l’entretien d’expérience
<ol><li>Régulièrement (au moins mensuelle) re-alternez les positions des pots ou des microcosmes au cours de l’expérience.</li>
	<li>Chaque semaine, mesurer la croissance, comme la hauteur ou feuille plus longue durée (pour les graminées) se pour assurer lorsque la croissance commence à ralentir, parce qu’il est important de récolter avant que les plantes deviennent racine-limite.</li>
</ol>8. la récolte de l’expérience
<ol><li>Clip tous les tissus hors sol et place les plantes individuelles dans des enveloppes étiquetées qui identifient leur traitement, pot ou microcosme et leur position.</li>
	<li>Tissus hors sol secs à 60 ° C jusqu'à poids constant. Mesurer le poids sec de chaque tissu de la plante.</li>
	<li>Laisser le sol sécher avant d’extraire les conteneurs et la récolte des racines.</li>
	<li>Délicatement brosser comme du sol autant que possible des systèmes racinaires et les laver dans une casserole d’eau ou sous un léger courant d’eau dans un tamis de taille de pore de 250 microns.</li>
	<li>Permettre aux racines de sécher et peser l’ensemble du système racinaire.</li>
	<li>Fixez le système racinaire au hasard et stocker les fragments de racine dans l’éthanol à 50 %. Après que elles sont tachées33, utiliser ces fragments pour la quantification de la colonisation des racines à l’aide de la méthode d’intersection du quadrillage34.</li>
	<li>Réévaluer le système de racine restant et la stocker dans une enveloppe de papier marqué à sec à 60 ° C pour l’évaluation du poids sec. Utilisez l’équation suivante pour calculer le poids de l’ensemble du système racinaire :</li>
</ol><img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/59338/59338eq1v2.jpg" style="opacity: 0.9;">
9. analyses des isotopes mines de nutriments et stable
<ol><li>Grouper les semis de la biomasse en « déciles » ou 10 groupes, « octiles » ou de 8 groupes, « quartiles » ou quatre groupes, etc après classement eux en poids si la quantité de tissu est trop faible pour les exigences minimales pour la digestion afin de déterminer le minéral nutritif concentrations.</li>
	<li>Envoyer des échantillons foliaires un laboratoire sous contrat pour l’analyse des isotopes stable et en éléments nutritifs minéraux (Table des matières).<ol>
<li>Décrire la teneur isotopique en utilisant l’expression suivante coutume : <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/59338/59338eq2v2.jpg"> où R représente le 15N /14N ratio d’un échantillon ou de la norme qui est n atmosphérique.</li>
		<li>Utilisation le non modifiés, traitement de récipient solide pour servir un contrôle pour des rapports 15N fond dans l’équation de bilan massique suivante lorsque quantifier le montant de 15N repris par une usine de cibles à rompu ou des traitements de MCN intacts : <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/59338/59338eq3v2.jpg" style="opacity: 0.9;"> où δ15N représente l’abondance isotopique des cibles, des voisins et les plantes cibles dans le traitement de MCN aucun et x (en fraction décimale) le pourcentage d’azote obtient par la plante cible de conteneurs voisin auquel l’étiquette a été ajouté. Valeurs de δ15Nvoisins sont obtenus pour les composés voisins de l’usine de chaque cible.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nos résultats confirment que notre méthode de rotation core peut se concentrer fortement sur le rôle des CMNs dans les interactions de l’usine souterraine. Il y a plusieurs étapes cruciales dans le protocole, cependant, que si altéré, ont la possibilité d’influer sur la capacité à détecter les effets de la CMN. Il est essentiel de remplir les récipients environnantes zone interstitielle avec un milieu pauvre en éléments nutritifs. Dans notre expérience de plante cible échoue, rotation-core avec des semis d’arbres goyave,...

Champignons mycorhiziens Arbusculaires (AM) assisté de plantes dans la colonisation des terres il y a 460 millions d’années1 et aujourd'hui, ils sont des symbiotes omniprésents de la plupart plantes2, leur fournissant des nutriments minéraux essentiels pour la croissance. Minces, filiformes hyphes des champignons AM recherchent des nutriments minéraux au-delà des zones de l’épuisement des nutriments près des racines, souvent rencontrer et colonisant les systèmes racinaires des plantes dans un « réseau mycorhizien commun » de voisins (CMN). Réseaux mycorrhizal communs aussi peuvent se former lorsque champignons germinations join créé réseaux3ou quand suis hyphes fusible (anastomose) avec des hyphes conspécifiques4,5,6,7. L’étendue de ces hyphes extra-racinaires dans le sol est énorme, avec des hyphes extra-racinaires constituant 20 % à 30 % de la biomasse microbienne total du sol dans les Prairies et pâturages sols8 et qui s’étend sur 111 m·cm-3 dans les Prairies non perturbées9 .
Les réseaux mycorrhizal communs partitionnent minéraux nutritifs chez les interconnectés voisins plantes10,11,12,13. Les plantes peuvent recevoir jusqu'à 80 % de leur phosphore et 25 % de leurs besoins en azote de champignons AM, tout en offrant jusqu'à 20 % de leur total fixé de carbone pour les champignons en retour14. Des travaux récents racine in vitro organ culture a trouvé que CMNs échangent préférentiellement des minéraux nutritifs aux racines hôte qui fournissent le carbone de la plupart des champignons11,12. Par ailleurs, différentes espèces de champignons AM peuvent varier dans leur qualité en tant que partenaires symbiotiques, avec certains champignons échanger davantage de phosphore pour moins de carbone que les autres15. Bien que les cultures d’organes de racine sont des modèles utiles pour étudier la symbiose AM parce qu’ils présentent des environnements soigneusement contrôlés et la capacité d’observer directement les interconnexions des hyphes, ils ne comprennent pas les pousses photosynthétisant préjudiciables processus physiologiques importants tels que la photosynthèse, la transpiration et changements diurnes, aussi bien comme constituant des éléments nutritifs carbone et minérale coule.
Dans la nature, semis probables puiser CMNs déjà établies. Jusqu'à tout récemment, cependant, les scientifiques ont seulement examiné l’impact de champignons AM sur la nutrition des plantes en cultivant des plantes avec ou sans champignons AM, souvent avec une seule espèce de champignon AM. Bien que ce travail a été extrêmement instructif pour notre compréhension des mycorhizes arbusculaires, cette méthode a négligé le rôle potentiellement crucial que CMNs peuvent avoir dans les interactions entre les plantes hôtes reliés entre eux. En particulier, les plantes qui dépendent fortement des champignons AM croissance interagissent minimalement sans AM champignons16,17, confusion peut-être notre interprétation des AM champignon interactions liées aux caractéristiques lorsqu’il est utilisé comme « contrôles » pour la ligne de base référence.
Nous proposons une approche de cœurs tournés pour l’étude du rôle de CMNs dans les interactions entre les plantes et la structuration de la population. Notre approche imite les composants de la symbiose AM dans la nature parce que toute les plantes join établi que CMNS et toutes les plantes sont cultivées avec champignons AM. En enlevant les interactions de racine, notre méthodologie se concentre spécifiquement sur les interactions médiées par les champignons AM tout en suivant aussi les minérale circulation des éléments nutritifs au sein de la CMNs. Notre approche s’appuie sur des travaux antérieurs qui a utilisé des carottes tournées tant sur le terrain et en serre comprendre AM fonctionnement réaliste.
La méthode de rotation core a été établie dans la littérature comme une méthode pour manipuler des hyphes extra-racinaires18,19,20,21, et il a eu plusieurs réincarnations selon son but au les deux dernières décennies. Maille au départ, les sacs ou les obstacles permettant la croissance d’hyphes servaient à fournir des compartiments dépourvus de racines afin de quantifier la quantité d’hyphes mycorhiziens arbusculaires dans le sol22,23. Puis, cylindriques carottes de sol enfermé dans des tubes rigides d’eau ou tuyau avec emplacements couverts dans une maille en nylon pénétrable par les hyphes, mais pas les racines, en matière plastique ont été développés. Ces pourraient facilement être tournés pour perturber le mycélium extraradiculaire18,24,25. Les carottes de rotation ont été placés entre les plantes et longueurs des hyphes de sol par gramme de sol18, 13C flux de mycélium extraradical24, ou absorption de phosphore provenant de carottes exemptes de végétation ont été quantifiés18. Une autre utilisation de ces noyaux consistait à faire pousser des plantes en leur sein dans le domaine de réduire la colonisation des racines de champignons AM grâce à fréquentes perturbations des hyphes comme alternative à la stérilisation ou l’application de fongicides, qui ont tous deux des effets indirects sur le sol organique matière et autres microbes18.
L’approche à barrières des hyphes maille a servi à étudier la répartition des éléments nutritifs et interactions des plantes partout au CMNs, mais dans des microcosmes rectangulaires plutôt qu’avec cœurs pivotés. Walder et coll.26 étudié les interactions entre Linum usitatissimum (lin) et Sorghum bicolor (sorgho) en traçant minéral nutritif pour les échanges de carbone utilisant les isotopes travers CMNs d’un des champignons AM Rhizophagus irregularis ou Funneliformis mosseae26. Les microcosmes dans leurs étude composée des compartiments de plante séparés par maille barrières, compartiments des hyphes uniquement accessibles aux hyphes mycorhiziens et étiquetées compartiments des hyphes qui contenait des isotopes radioactifs et stables. Comme témoins, l’étude a utilisé des traitements sans champignons mycorhiziens. Song et al.,27 a utilisé une approche similaire pour trouver cette plante signaux pouvaient être transportés uniquement entre CMNs établies de F. mosseae quand une plante a été infectée par un champignon pathogène. Aussi, de même à Walder et al.,26, Merrild Al28 a augmenté de plantes dans des compartiments individuels séparés par maille d’enquêter sur le rendement des plantes de semis de Solanum lycopersicum (tomate) reliés par CMNs pour un grand Cucumis sativus plante (concombre) qui représentée une source abondante de carbone. Ils utilisaient aussi des traitements sans champignons mycorhiziens au lieu de séparation CMNs28. Dans une deuxième expérience connexe, carbone pour l’échange de phosphore a été étudiée à l’aide de filets étiquetés avec 32P. microcosmes avec barrières de maillage des hyphes et CMN coupant comme un traitement était utilisé par Janos Al29, qui a enquêté sur la concurrence interactions entre les semis de l’espèce d’arbre de savane Eucalyptus tetrodonta et transplantation de l’arbre de la forêt tropicale, Litsea glutinosa. À cet étude, Janos Al29 levée compartiments contenant des semis de quelques centimètres, glissement des couches de treillis uns contre les autres pour briser les interconnexions des hyphes29.
La dernière étape dans l’évolution de la méthode de base pivotée a consisté à faire pousser des plantes à l’intérieur des noyaux qui se situent dans des pots ou des microcosmes20,30. Wyss30 utilisé carottes pivotés pour vérifier si le mycélium extraradiculaire de AM pourrait coloniser semis de Pinus elliottii pour l’épandage d’un donneur ou plante hôte « infirmière » AM, Tamarindus indicaet comment extraradical mycélium des champignons ectomycorhiziens champignons influe sur la performance des semis. Plantule tubulaire commercial grands conteneurs (Table des matières) dans des microcosmes étaient soit solide plastique (aucune CMNs) ou fendue et recouvert d’une membrane hydrophobe. Des semis fendue conteneurs étaient soit pas pivotés (CMNs intacts) ou une rotation pour rompre établie CMNs. pivotée coeurs avec barrière de maille de différentes tailles ont utilisé par Babikova et coll.20 pour étudier hypogée de signalisation à travers CMNs parmi Vicia Faba plantes (haricot). Dans leur étude, une usine centrale donneur dans les mésocosmes diamètre 30 cm a été reliés entre eux soit par les racines et les hyphes (aucune barrière), ou seulement par CMNs établis au travers d’une maille de 40 μm. Installations centrales furent rompues par des interactions avec les plantes voisines par rotation des cœurs enveloppe maille ou CMNs ont été empêchés par une maille fine de 0.5 μm entourant le noyau.
Nous présentons ici une méthode qui combine des aspects de démarches préalables de cœurs tournés pour examiner l’influence de CMNs sur les interactions entre les plantes direct combiné avec le suivi d’isotopes stables. Notre méthode utilise une approche de « plante cible », dans lequel l’usine centrale d’intérêt est entouré de plantes voisines. Les plantes sont cultivées à l’intérieur de conteneurs de semis rotative fendues et recouvert de maille en nylon sérigraphie, membrane hydrophobe, ou sont en plastique solide non modifiés. Réseaux mycorrhizal communs sont coupées une fois par semaine ou gardées intactes, et 15N isotopes stables retracer les mouvements d’azote de carottes pivoté de voisins à la plante cible centrale. En comparant la taille de la plante avec l’absorption des isotopes stable et en éléments nutritifs minéraux, nous évaluons quelles plantes peuvent bénéficier ou souffrent de CMNs dans les interactions entre les plantes hôtes.

<table><tbody><tr><td>Conteneur commercial de semis tubulaires (appelés « conteneurs » dans le manuscrit)</td><td>Stuewe and Sons, Inc</td><td>Ray Leach Cone-tainer & trade ;</td><td>RLC3U</td></tr><tr><td>Cours perles de verre</td><td>Industrial Supply, Inc.</td><td>Tamis 12/20</td><td>Taille #1</td></tr><tr><td>Cours Sable de silice</td><td>Floride Sable de silice</td><td>6/20 Sacs de 50 lb</td><td>Aucun</td></tr><tr><td>Perles de verre fines</td><td>Black Beauty</td><td>Black Beauty FINE Verre concassé Abrasif (50 lb)</td><td>BB-Glass-Fine</td></tr><tr><td>Membrane hydrophobe</td><td>Gore-tex</td><td>Aucun</td><td>Aucun</td></tr><tr><td>Aucun Grands conteneurs de semis tubulaires commerciaux</td><td>Stuewe and Sons, Inc.</td><td>Deepot et le commerce ;</td><td>D16L</td></tr><tr><td>Sable de silice moyen</td><td>Sable de silice de Floride</td><td>30/65 Sacs de 50 lb</td><td>Aucun</td></tr><tr><td>Maille de nylon</td><td>Tube Lite Company, Inc.</td><td>Sérigraphie</td><td>LE7-380-34d PW YEL 60/62 SEFAR LE PECAP POLYESTER</td></tr><tr><td>Installation d’analyse des sols et des nutriments foliaires de</td><td>l’Université d’État du Kansas Laboratoire d’analyse des sols</td><td>Aucun</td><td>Aucun</td></tr><tr><td>Plateforme d’isotopes stables</td><td>Université de Miami</td><td>Aucun</td><td></td></tr></tbody></table> Aucun

Étude des interactions entre les plantes à travers des réseaux mycorrhizal communs en utilisant des noyaux pivotés

Investigation of Plant Interactions Across Common Mycorrhizal Networks Using Rotated Cores

Champignons mycorhiziens Arbusculaires (AM) influencent la croissance et l’absorption des éléments nutritifs minéraux plante, par conséquent, ils ont la possibilité d’influencer les interactions entre les plantes. La puissance de leur influence est dans le mycélium extraradiculaire qui se propagée au-delà des zones de l’épuisement des nutriments trouvée près de racines s’interconnecter en fin de compte des individus au sein d’un réseau commun de mycorhizes (CMN). Plupart des expériences, toutefois, ont enquêté sur le rôle des champignons AM dans les interactions entre les plantes par la culture de plantes avec versus sans champignons mycorhiziens, une méthode qui ne traite explicitement le rôle de CMNs pas. Ici, nous proposons une méthode qui manipule la CMNs afin d’étudier leur rôle dans les interactions entre les plantes. Notre méthode utilise des conteneurs mis à jour l’à fond conique avec une maille en nylon et/ou un matériau hydrophobe couvrant les ouvertures fendues, engrais 15N et un sable interstitiel et pauvres en nutriments. CMNs sont soit laissés intacts entre les individus qui interagissent, sectionnée par rotation des conteneurs, ou empêché de former une barrière solide. Nos résultats suggèrent que la rotation des conteneurs est suffisante pour perturber la CMNs et prévenir leurs effets sur les interactions entre les plantes partout au CMNs. Notre approche est avantageuse, car elle imite les aspects de la nature, tels que les semis en puisant dans la CMNs déjà mis en place et l’utilisation d’une suite de champignons AM qui peut offrir des avantages divers. Bien que notre expérience est limitée à une enquête sur les plantes au stade plantule, interactions entre les plantes partout au CMNs peuvent être détectées à l’aide de notre approche qui peut donc s’appliquer pour étudier des questions biologiques sur le fonctionnement de la CMNs dans les écosystèmes.

Pour déterminer comment la CMNs peuvent influencer performance via le partitionnement en éléments nutritifs des plantes, nous avons grandi Andropogon gerardii Vitman, une herbe de la prairie dominant, dans une expérience de plante cible avec 6 voisins équidistants et intacte, coupée ou aucun CMNs. Nous avons trouvé que coupant ou empêchant la CMNs diminué les poids secs des cibles au-dessus du sol (Figure 2), suggérant que CMNs intactes a favorisé la...

La plupart des usines au sein des communautés susceptibles sont reliés entre eux par des champignons mycorhiziens à arbuscules (AM), mais la médiation des interactions entre les plantes par eux a été étudiée principalement par la culture de plantes avec ou sans mycorhizes. Nous présentons une méthode pour manipuler des réseaux mycorrhizal communs chez les plantes mycorhizées pour enquêter sur les conséquences des interactions entre les plantes.

Étude des interactions entre les plantes à travers des réseaux Mycorrhizal communs en utilisant des noyaux pivotés

Arbuscular mycorrhizal (AM) fungi influence plant mineral nutrient uptake and growth, hence, they have the potential to influence plant interactions. The ...

La plupart des plantes dans la nature sont probablement interconnectées par des champignons symbiotiques qui habitent les racines et qui s’appellent champignons mycorhéizaux. Cette méthode examine explicitement comment les réseaux mycorhéziques communs influencent les interactions végétales et les conséquences écologiques subséquentes. Avec cette méthode, nous pouvons examiner explicitement le rôle des réseaux mycorrizal communs tout en permettant à toutes les plantes d’être colonisées par des champignons, au lieu d’exclure les champignons, ce qui entraîne des plantes à croissance faible.Pour commencer à modifier les contenants tubulaires commerciaux de semis avec du plastique flexible, utilisez une presse de forage et maintenez le récipient contre une clôture sur la presse de forage, et faites un arrêt avec une cheville courte qui s’adapte à l’intérieur du récipient pour aider à le maintenir en place pendant le forage. Ensuite, percez deux trous, l’un au-dessus de l’autre, sur les côtés du conteneur, de sorte que les trous sont à environ un centimètre l’un de l’autre. Couper le reste mince morceau de plastique entre les trous pour faire une ouverture allongée, environ deux centimètres de large, et cinq centimètres de long.Répétez la coupe de ces ouvertures allongées de l’autre côté du récipient. Pour couvrir les fentes avec du maillage en nylon, couper 40 micromètres de maille pore en autant de morceaux de 9,5 centimètres par 8,5 centimètres comme il ya des conteneurs. Ensuite, à l’aide de colle chaude industrielle à haute résistance, attachez le maillage en nylon à l’extérieur sur les récipients pour couvrir les deux ouvertures, avec un léger chevauchement dans le tissu.Appliquez de la colle chaude autour des ouvertures sur le récipient, et le long des longs bords sur le maillage en nylon, et roulez le récipient sur le maillage en nylon, et la membrane hydrophobe, lorsqu’il est utilisé, pour éviter de brûler vos doigts. Ajouter une couche de colle le long du bord du tissu où les bords de maille se chevauchent, et appuyez sur le bord sur du carton pour le sceller fermement. Une fois la colle refroidie, utilisez du ruban adhésif flexible pour fixer les extrémités supérieure et inférieure du tissu au récipient, afin d’éviter les bords lâches et les déchirures.À l’aide du même ruban adhésif, couvrir les petits trous sur les côtés de l’extrémité conique de chaque récipient pour empêcher la croissance des racines du récipient dans le reste du pot. Placez une bille de verre dans le fond de chaque récipient pour éviter la perte de sol tout en fournissant le drainage, puis assemblez des pots comme décrit dans le manuscrit. Utilisez des contenants solides et non modifiés pour un traitement de contrôle qui n’implique aucun potentiel de formation d’un CMN entre les plantes.Ajouter l’inoculum de champignon AM au sol, en mélangeant uniformément des morceaux de racine hachés de 1,2 centimètre de long avec le sol. Choisissez un sol désiré mélangé à un sable de silice stérile ou à des perles de verre pour diminuer la concentration de nutriments minéraux à la disposition des plantes. Placez les contenants remplis dans de la mousse forée préalablement construite dans les pots.Pour faire un mélange de sable de silice pauvre en nutriments d’un drainage adéquat, mélangez le sable de taille moyenne de particules avec le sable de petite taille de particule dans un mélangeur de ciment. Remplissez l’espace interstitiel avec ce mélange à l’aide d’un entonnoir pour aider à remplir les petits espaces. Ensuite, le prétraitement des greffes, ou plantes dites infirmières, de l’espèce désirée dans chaque récipient pour soutenir les champignons AM, qui se propageront dans les conteneurs et établiront des réseaux mycorhéizaux communs.Faire pousser les plantes pendant deux à trois mois à environ 24 degrés Celsius dans une serre pour permettre l’établissement du CMN. Coudre les plantes expérimentales en lessemencement dans des contenants. Attendez que tous les contenants aient germé des semis avant d’enlever les plantes infirmières prétraitées, en coupant leurs pousses.Pour établir les traitements cmn, laissez certains contenants non déplacés pendant toute la durée de l’expérience. Pour couper physiquement l’hyphe qui s’étend entre les conteneurs modifiés, faites pivoter certains conteneurs chaque semaine, en vous assurant de le faire par une rotation complète, afin d’éviter de modifier involontairement les interactions hors sol. Immédiatement après la rotation, arrosez abondamment tous les pots pour rétablir le contact entre le substrat interstitiel et les côtés des récipients.Il est essentiel de tremper tous les pots avec de l’eau après avoir séparé les réseaux mycorhétiques communs pour rétablir le contact entre le récipient et le substrat interstitiel, empêchant ainsi l’aération involontaire des contenants. Fertiliser les plantes voisines avec 0,5% d’azote 15 nitrate de potassium enrichi, et chlorure d’ammonium. Fertiliser l’individu cible avec un engrais azote 14 de concentration égale.Re-randomiser les positions des pots au cours de l’expérience, au moins mensuellement. Mesurer la croissance chaque semaine en mesurant la longueur la plus longue des feuilles, pour surveiller quand la croissance commence à ralentir, en s’assurant de récolter avant que les plantes ne deviennent liées aux racines. Pour récolter, couper tous les tissus hors sol et placer les plantes individuelles dans des enveloppes étiquetées avec leur traitement, leur pot et leur position.Séchez ensuite les tissus hors sol à 60 degrés Celsius dans un four à séchage à l’air forcé, à poids constant, puis mesurez le poids sec de chaque tissu végétal. Laisser sécher le sol de deux à trois jours avant d’enlever les contenants et de récolter les racines. Après la récolte, badigeonner délicatement autant de terre que possible des systèmes racinaires.Lavez les racines sur un tamis de 250 microns de taille pore, pour éviter la perte de racines. Après avoir laissé sécher les racines, peser tout le système racinaire. Coupez le système racinaire au hasard et placez les fragments dans 50 % d’éthanol.Re-peser le système racinaire restant, et le stocker dans une enveloppe en papier étiqueté pour sécher à 60 degrés Celsius pour l’évaluation du poids sec. Lors de la croissance d’Andropogon gerardii Vitman dans une expérience végétale cible, la rupture ou la prévention des RMR a diminué le poids sec hors sol de la cible, ce qui suggère que les RMN intacts favorisent la croissance des plantes. Les plantes dont les NMC ont été sectionnées et qui n’ont pas de NMC ont réagi de la même façon à leurs traitements.La concurrence, dans laquelle la croissance d’un individu supprime la croissance d’un autre individu voisin, a été détectée dans le traitement intact de CMN, mais pas dans les traitements sectionn ou aucun CMN. Des comparaisons approfondies des différentes concentrations minérales de tissus folio-feuilles, par rapport aux concentrations de manganèse de la taille des plantes seulement, ont été positivement associées aux poids secs cibles des plantes hors sol, sur tous les traitements. Le tissu végétaux cible a été évalué pour l’azote 15 dans les tissus foliolaires par rapport à la taille des plantes, après avoir ajouté l’étiquette de l’azote 15 uniquement aux contenants des voisins.Les plantes cibles ayant des RMN intacts avaient des concentrations d’azote 15 plus élevées que les deux autres traitements. Les RMN intacts avaient une pente d’azote fortement positive et significativement différente de celle du traitement des RMR sectionn, ce qui suggère que les grandes plantes obtenaient plus d’azote des RMR atteignant dans les contenants voisins que les petits individus cibles. Dans une expérience sur le terrain utilisant des noyaux tournés faits de tuyau de PVC, le mycélium extraradical au-delà des tuyaux a eu peu d’effet sur la croissance de soapberry pendant l’expérience de 13 mois.Cependant, sa rupture par rotation des tuyaux a réduit les concentrations d’azote, de phosphore et de cuivre fœliar, ce qui est largement démontré par les plantes chlorotiques. Faites pivoter les récipients dans la même direction que le tissu est collé sur chaque récipient pour éviter la déchirure du tissu, et tournez à 360 degrés pour réduire les changements en surface aux plantes. Cette procédure peut être utilisée sur le terrain avec des tuyaux en PVC modifiés remplis de sol stérile pour examiner le rôle du mycélium extraradical dans la colonisation des racines, et son influence sur l’absorption des nutriments.Cette technique permet de comparer les plantes avec les réseaux mycorhéizaux communs, aux plantes mycorhizales qui ne sont pas interconnectées par les réseaux, au lieu de petites plantes sans mycorhizes, comme c’est le plus souvent le cas.

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Le système de cocultivation hydroponique décrit supporte des plantes intactes avec des écrans en mèches métalliques et les cocultive avec des bactéries. Les tissus végétaux, les bactéries et les molécules sécrétées peuvent ensuite être récoltées séparément pour des analyses en aval, permettant simultanément d'étudier les réponses moléculaires des hôtes de la plante et des microbes ou microbiomes en interaction.

Un système de co-culture hydroponique pour l&#39;analyse simultanée et systématique des interactions et signalisation moléculaire des plantes / microbes

Nous décrivons ici un protocole pour obtenir des données de séquence amplicon du sol, la rhizosphère et racine endosphère microbiomes. Cette information peut être utilisée pour étudier la composition et la diversité des communautés microbiennes associées aux plantes et est adaptée pour l’utilisation avec un large éventail d’espèces végétales.

Explorant le Microbiome racine : extraire les données de la communauté bactérienne du sol, rhizosphère et racine endosphère

Excavation des racines des plantes sur le terrain, ainsi que traitement d’échantillons dans la rhizosphère, endosphère et le sol sont décrites en détail, y compris les méthodes d’analyse de données et extraction de l’ADN. Cet article est conçu pour permettre aux autres laboratoires d’utiliser ces techniques pour l’étude du sol, endosphère et rhizosphère microbiomes.

Isolement et analyse des communautés microbiennes dans le sol, rhizosphère et racines dans des expériences de graminée vivace

L’analyse du réseau a été appliquée pour évaluer l’association de diverses communautés microbiennes écologiques, telles que le sol, l’eau et la rhizosphère. Présenté ici est un protocole sur la façon d’utiliser l’algorithme WGCNA pour analyser différents réseaux de co-occurrence qui peuvent se produire dans les communautés microbiennes en raison de différents environnements écologiques.

Divergence du microbiote racinaire dans différents habitats sur la base de réseaux de corrélation pondérés

Ce protocole présente un résumé détaillé des stratégies pour inoculer les racines des plantes avec des microbes transmis par le sol. Exemple pour les champignons Verticillium longisporum et Verticillium dahliae, trois systèmes d’infection racinaire différents sont décrits. Les applications potentielles et les analyses en aval possibles sont mises en évidence, et les avantages ou les inconvénients sont discutés pour chaque système.

Stratégies d’inoculation pour infecter les racines des plantes avec des micro-organismes transmis par le sol

Le protocole décrit ici les méthodes d’évaluation des modèles et de la stratégie de colonisation mycorhizienne arbusculaire dans les racines de deux espèces: Zea mays et Festuca rubra. L’utilisation de la méthode MycoPatt permet le calcul de paramètres, la conversion de structures mycorhiziennes en données numériques et la cartographie de leur position réelle dans les racines.

Les cartes mycorhiziennes comme outil pour explorer les modèles de colonisation et les stratégies fongiques dans les racines de Festuca rubra et Zea mays

Ce protocole vise à fournir des procédures détaillées pour la collecte, la fixation et la conservation d’échantillons de plantes mycohétérotrophes, en appliquant différentes techniques de microscopie telles que la microscopie électronique à balayage et à transmission, la microscopie optique, confocale et à fluorescence pour étudier la colonisation fongique dans les tissus et les graines des plantes germées avec des champignons mycorhiziens.

Techniques de microscopie pour interpréter la colonisation fongique dans les tissus végétaux mycohétérotrophes et germination symbiotique des graines

Le présent article vise à fournir des protocoles détaillés et adéquats pour l’isolement des champignons endophytes associés aux plantes, la conservation à long terme des isolats, la caractérisation morphologique et l’extraction totale de l’ADN pour l’identification moléculaire ultérieure et les analyses métagénomiques.

Isolement, caractérisation et extraction totale de l’ADN pour identifier les champignons endophytes chez les plantes mycohétérotrophes

Ici, nous décrivons une technique simple et peu coûteuse pour inoculer et observer les champignons mycorhiziens arbusculaires dans des systèmes autotrophes à base de polymères superabsorbants.

Inoculation et observation de cultures mycorhiziennes arbusculaires sur des systèmes autotrophes à base de polymères superabsorbants

Détection rapide et précise des agents pathogènes sur place, en particulier terricole phytopathogènes, est cruciale pour prévenir d’autres production d’inoculum et la prolifération des maladies des plantes sur le terrain. La méthode développée ici en utilisant un système de détection de PCR en temps réel portable permet un diagnostic sur place dans des conditions réelles.

Sur le site Molecular Detection of phytopathogènes transmises par le sol à l’aide d’un système PCR en temps réel Portable

Découvrez comment étudier les interactions entre plantes via les réseaux mycorhiziens communs. Cette méthode permet d'examiner les conséquences écologiques des champignons arbusculaires sur la croissance végétale.

Étude des interactions entre les plantes à travers des réseaux Mycorrhizal communs en utilisant des noyaux pivotés

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