Name: Enquêter sur les altérations dans le microbiote de Caecum après une lésion cérébrale traumatique chez les souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 29 s
Description: Découvrez une méthode d'induction de lésion cérébrale traumatique chez la souris et d'analyse du microbiote cæcal par séquençage 16S rDNA. Cette approche révèle les interactions axe intestin-cerveau après TBI.

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Les auteurs n'ont rien à révéler.

Toutes les procédures effectuées ont été approuvées par le Comité expérimental d'éthique animale de l'Université du Zhejiang. Tous les instruments et matériaux utilisés en chirurgie sont stériles. Le proceudre TBI prend environ 20 minutes.
1. Soins aux animaux
<ol><li>Utilisez des souris mâles de 5 à 6 semaines C57BL/6J (20-25 g de poids) dans cette expérience.</li>
	<li>Maintenir les souris sur un cycle de 12 h/12 h de lumière/obscurité, et assurez-vous qu'elles reçoivent de la nourriture et de l'eau ad libitum. Fournir les mêmes quantités de nourriture et d'eau aux groupes fictifs et TBI tout au long de l'étude.</li>
	<li>Faites tous les efforts pour minimiser la douleur et l'inconfort des animaux.</li>
</ol>2. Induction de lésions cérébrales traumatiques
<ol><li>Injecter de la kétamine (80-100 mg/kg)/Xylazine (10 mg/kg) IP pour l'anesthésie. Testez la profondeur de l'anesthésie à l'aide d'un réflexe oculaire ou d'un réflexe de douleur. Utilisez des déchirures artificielles ou de la pommade pour les yeux lubrifiants pour empêcher les yeux de sécher.</li>
	<li>Après l'anesthésie, mettre la souris en position couchée. Utilisez un coussin chauffant à température contrôlée pour maintenir la température à 37 oC pendant la chirurgie et pendant 30 min après TBI.</li>
	<li>Raser les cheveux de la zone d'incision.</li>
	<li>Désinfecter le cuir chevelu avec 70% d'éthanol à l'aide de trois gommages en alternance, puis inciser le cuir chevelu dans un plan sagittal.</li>
	<li>Utilisez des forceps pour rétracter l'incision des deux côtés et séparer légèrement le périosteum.</li>
	<li>Utilisez un marqueur pour dessiner un cercle (3 mm de diamètre) sur la zone pariétale droite du crâne, à 2 mm de la ligne médiane.</li>
	<li>Percer le crâne avec une perceuse électrique. Assurez-vous que cette étape est actionnée avec soin pour protéger la dura contre les dommages.</li>
	<li>Retirez le rabat osseux et exposez une petite fenêtre osseuse (3 mm de diamètre).</li>
	<li>Placer une canule de dommages en plastique (diamètre interne de 2,5 mm, longueur de 8 mm) sur la craniotomie et cimenter la canule au crâne à l'aide d'un acrylique dentaire.</li>
	<li>Remplissez la canule de NaCl stérile 0,9 % (salin normal) à l'aide d'une seringue (5 ml) pour s'assurer qu'il n'y a pas de bulles dans la canule.</li>
	<li>Allumez l'oscilloscope et l'amplificateur et assurez-vous que le tube à haute pression du dispositif de percussion latérale (LFPI) est exempt de bulles d'air. Testez l'appareil en livrant environ 10 impulsions jusqu'à ce qu'il donne un signal régulier. Ajustez l'angle de la position de départ du pendule pour atteindre une intensité d'impulsion d'environ 2,0 atm.</li>
	<li>Connectez la canule de blessure à l'appareil LFPI. Induire des lésions cérébrales en appuyant sur la gâchette et en libérant le pendule. Ensuite, obtenir une impulsion et la transmettre à la dura à travers l'ensemble du système fermé de tubes remplis de liquide.</li>
	<li>Opérer les souris dans le groupe de faux avec la même procédure chirurgicale. Ne pas effectuer la LFPI.</li>
</ol>3. Traitement post-chirurgical
<ol><li>Après avoir induié la lésion cérébrale, retirez la canule en plastique et suturez l'incision. Pendant la chirurgie administrer de la buprénorphine (2mg/kg) SQ ou IP et par la suite tous les 6-12 h pendant trois jours.</li>
	<li>Déposer la souris sur un coussin chauffant jusqu'à ce qu'il soit ambulatoire. Fixer la température du coussin chauffant à 37 oC pour accélérer la réanimation anesthésique.</li>
	<li>Remettre la souris dans la cage et administrer de la nourriture et de l'eau ad libitum.</li>
</ol>4. Laparotomie et prélèvement d'échantillons du caecum
<ol><li>Euthanasier les souris par CO2 suivie d'une luxation cervicale aux moments correspondants. REMARQUE : Dans cette expérience, les points de temps choisis étaient 1 h, 6 h, 1 d, 3 d, et 7 d les dommages de cerveau post-traumatiques pour analyser l'évolution dynamique du microbiote d'intestin.</li>
	<li>Enlever les cheveux de la surface de l'abdomen. Désinfecter l'abdomen avec 70% d'éthanol.</li>
	<li>Placer un drapé stérile sur la souris. Faire une incision de la ligne médiane de l'abdomen inférieur, juste au-dessus du prépuce chez les souris mâles.</li>
	<li>Après que les intestins sont exposés, localisez le cecum et séparez-le doucement des autres voies intestinales. Évitez de saisir le cecum avec des forceps dentés ou tranchants. Utilisez des forceps atraumatic, tels que les forceps Adson avec des dentelures.</li>
	<li>Couper le caecum avec des ciseaux pointus.</li>
	<li>Extraire manuellement le contenu du caecum sur un pansement stérile et entreposer le contenu dans des tubes microcentrifugeurs de 1,5 ml.</li>
	<li>Conserver le contenu du caecum à -80 oC jusqu'à ce que le microbiome soit analysé.</li>
</ol>5. Extraction d'ADN et séquençage et analyse des données 16S-rDNA
<ol><li>
Isolement de l'ADN des excréments REMARQUE : Un kit d'isolement d'ADN disponible dans le commerce(Tableau des matériaux)a été utilisé pour cette expérience.<ol>
<li>Utilisez un scalpel pour gratter 300 mg d'excréments dans un tube de microcentrifuge de 2 ml et placez le tube sur la glace.</li>
		<li>Ajouter 1 ml de tampon d'inhibition à chaque échantillon. Vortex en continu pendant 1 min ou jusqu'à ce que l'échantillon d'excréments soit complètement homogénéisé.</li>
		<li>Centrifuger l'échantillon à la vitesse maximale pendant 1 min pour granuler les particules d'excréments.</li>
		<li>Pipette 2 l de protéinase K dans un nouveau tube microcentrifuge de 2 ml. Pipet 600 l du supernatant de l'étape 5.1.3 dans le tube de microcentrifuge de 2 ml contenant la protéase K. Ensuite, ajoutez 600 l de tampon 1 et vortex pour 15 s.</li>
		<li>Incuber l'échantillon à 70 oC pendant 10 min.</li>
		<li>Ajouter 600 l'éthanol à 100 % au lysate (rapport 1:1) et mélanger par vortex. Centrifugeuse à la vitesse maximale brièvement pour enlever les gouttes de l'intérieur du couvercle du tube.</li>
		<li>Appliquer 600 l l de lysate sur la colonne de spin. Centrifugeuse à la vitesse maximale pendant 1 min. Jeter le flux. Répétez cette étape une fois de plus. Ensuite, transférez la colonne dans un nouveau tube de collecte de 2 ml.</li>
		<li>Ouvrez la colonne de spin et ajoutez 500 l de Buffer 2. Centrifugeuse à la vitesse maximale pendant 1 min. Retirez la colonne et placez-la dans un nouveau tube de collecte de 2 ml.</li>
		<li>Ajouter 500 l de tampon 3 dans la colonne. Centrifugeuse à la vitesse maximale pendant 3 min. Jeter le flux. Répétez le processus de centrifugation une fois pour s'assurer que le tampon 3 est complètement élugé.</li>
		<li>Placez la colonne de spin dans un nouveau tube de collecte de 2 ml et une pipette de 200 l de tampon 4 directement sur la membrane. Incuber 1 min à température ambiante (RT), puis centrifuger à la vitesse maximale pendant 1 min pour élifier l'ADN.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
16S-rDNA séquençage et analyse des données
	<ol>
<li>Utilisez 20-30 ng d'ADN pour générer des amplicônes.</li>
		<li>Utilisez des amorces disponibles dans le commerce conçues pour les régions relativement conservées en bordure des régions hypervariables V3 et V4 des bactéries 16S rDNA. Les amorces avant contenant la séquence "CCTACGGRRBGCASCAGKVRVGAATAT" et les amorces inversées contenant la séquence "GGACTACNVGGGTWTTTAATCC" ont été utilisées dans la présente étude.</li>
		<li>Faire le mélange de réactions PCR en ajoutant 2,5 L de tampon 1, 2 L de dNTP, 1 L de chaque amorce, 0,5 l de polymérase d'ADN, et 20 ng d'ADN de modèle dans un tube. Utilisez ddH2O pour ajuster le système de réaction à 25 L.</li>
		<li>Définiz les paramètres de réaction PCR comme suit : effectuez la pré-dénaturation à 94 oC pendant 3 min une fois. Effectuer la dénaturation à 94 oC pour 5 s, l'annel à 57 oC pour 90 s, étendre à 72 oC pour 10 s, et répéter ce 24x.</li>
		<li>Effectuer le séquençage apparié PE250/300 selon les instructions du fabricant et utiliser le paquet d'analyse de données QIIME pour l'analyse des données 16S rRNA. REMARQUE : Dans cette expérience, le séquençage de l'ADN et l'analyse des données ont été effectués principalement par une entreprise de séquençage professionnelle.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Cheng, P., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCheng%2C+P+%22Trends+in+traumatic+brain+injury+mortality+in+China%2C+2006-2013%3A+A+population-based+longitudinal+study%22">Trends in traumatic brain injury mortality in China, 2006-2013: A population-based longitudinal study</a>. 14, e1002332(2017).</li>
<li>Maas, A. I. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+brain+injury%3A+integrated+approaches+to+improve+prevention%2C+clinical+care%2C+and+research%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Traumatic brain injury: integrated approaches to improve prevention, clinical care, and research.</a> The Lancet Neurology. 16, 987-1048 (2017).</li>
<li>Gaddam, S. S., Buell, T., Robertson, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+manifestations+of+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Handbook+of+Clinical+Neurology%22%5BJournal%5D)">Systemic manifestations of traumatic brain injury.</a> Handbook of Clinical Neurology. 127, 205-218 (2015).</li>
<li>Kabadi, S. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluid-percussion-induced+traumatic+brain+injury+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Fluid-percussion-induced traumatic brain injury model in rats.</a> Nature Protocols. 5, 1552-1563 (2010).</li>
<li>Fung, T. C., Olson, C. A., Hsiao, E. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+between+the+microbiota%2C+immune+and+nervous+systems+in+health+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Interactions between the microbiota, immune and nervous systems in health and disease.</a> Nature Neuroscience. 20, 145-155 (2017).</li>
<li>Collins, S. M., Surette, M., Bercik, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+interplay+between+the+intestinal+microbiota+and+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Microbiology%22%5BJournal%5D)">The interplay between the intestinal microbiota and the brain.</a> Nature Reviews Microbiology. 10, 735-742 (2012).</li>
<li>Cryan, J. F., Dinan, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mind-altering+microorganisms%3A+the+impact+of+the+gut+microbiota+on+brain+and+behaviour%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mind-altering microorganisms: the impact of the gut microbiota on brain and behaviour.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13, 701-712 (2012).</li>
<li>Nicholson, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Moderate+Traumatic+Brain+Injury+Alters+the+Gastrointestinal+Microbiome+in+a+Time-Dependent%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Moderate Traumatic Brain Injury Alters the Gastrointestinal Microbiome in a Time-Dependent.</a> Shock. , (2018).</li>
<li>Houlden, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+injury+induces+specific+changes+in+the+caecal+microbiota+of+mice+via+altered+autonomic+activity+and+mucoprotein+production%5BTitle%5D)+AND+%22Brain%2C+Behavior%2C+and+Immunity%22%5BJournal%5D)">Brain injury induces specific changes in the caecal microbiota of mice via altered autonomic activity and mucoprotein production.</a> Brain, Behavior, and Immunity. 57, 10-20 (2016).</li>
<li>Treangen, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+Brain+Injury+in+Mice+Induces+Acute+Bacterial+Dysbiosis+Within+the+Fecal+Microbiome%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Traumatic Brain Injury in Mice Induces Acute Bacterial Dysbiosis Within the Fecal Microbiome.</a> Frontiers in Immunology. 9, 2757(2018).</li>
<li>Alder, J., Fujioka, W., Lifshitz, J., Crockett, D. P., Thakker-Varia, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+fluid+percussion%3A+model+of+traumatic+brain+injury+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Lateral fluid percussion: model of traumatic brain injury in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. , (2011).</li>
<li>Thompson, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+fluid+percussion+brain+injury%3A+a+15-year+review+and+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation.</a> Journal of Neurotrauma. 22, 42-75 (2005).</li>
<li>Pang, W., Vogensen, F. K., Nielsen, D. S., Hansen, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Faecal+and+caecal+microbiota+profiles+of+mice+do+not+cluster+in+the+same+way%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Faecal and caecal microbiota profiles of mice do not cluster in the same way.</a> Laboratory Animals. 46, 231-236 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs remercient sincèrement Baohong Wang pour ses conseils techniques.

Présenté ici est un protocole simple et efficace pour déterminer les changements dans le microbiote cécal après TBI chez les souris. L'induction des lésions cérébrales et la collecte d'échantillons de contenu de caecum sont des parties critiques du protocole.
Bien que les chercheurs aient étudié les changements du microbiote intestinal à la suite de l'ITC, les lésions cérébrales utilisées dans ces études étaient l'ICC- 8 et les modèles induits par la baissede poids et l...

Les lésions cérébrales traumatiques (ITT) sont un problème de santé publique mondial et la principale cause de décès et d'invalidité chez les jeunes adultes1,2. TBI provoque de nombreux décès chaque année, et les survivants éprouvent une variété de handicaps physiques, psychiatriques, émotionnels et cognitifs. Par conséquent, l'ITC est un lourd fardeau pour la famille et les ressources sociétales d'un patient. TBI implique à la fois les lésions cérébrales primaires qui se produisent au moment du traumatisme et les lésions cérébrales secondaires qui se développent des heures à des mois après les blessures initiales. Les lésions cérébrales secondaires sont médiées par plusieurs cascades biochimiques, qui sont non seulement préjudiciables au cerveau, mais ont également des effets négatifs significatifs sur divers systèmes d'organes, y compris le système gastro-intestinal3.
Actuellement, il existe trois modèles pour induire TBI dans les expériences animales: blessures de percussion fluide, contrôle de l'impact cortical (CCI), et l'accélération de la baisse de poids. Les lésions latérales des percussions de fluide (LFPI) est le modèle le plus couramment utilisé pour établir les lésions cérébrales diffuses (DAI)4. L'appareil produit des lésions cérébrales par une cranictomie en appliquant une brève impulsion de pression liquide à la dura intacte. Cette impulsion est créée par la frappe du pendule. LFPI est une méthode de modélisation reproductible et contrôlable pour la recherche sur l'ITC.
Le microbiome est défini comme les génomes collectifs de tous les micro-organismes qui résident dans le corps humain. Les microbes intestinaux en particulier jouent non seulement un rôle important dans l'homéostasie intestinale et la fonction, mais régulent également de nombreux aspects de la physiologie de l'hôte et le fonctionnement d'autres organes5. Ces dernières années, il y a de plus en plus de preuves qui indiquent que le microbiote intestinal régule le développement et le fonctionnement du cerveau par l'intermédiaire des axes cerveau-intestin6. La perturbation du microbiote intestinal a été liée à plusieurs troubles de la fonction cérébrale, y compris la maladie de Parkinson, les troubles de l'humeur et l'autisme7. Récemment, des études précliniques ont également rapporté que les lésions cérébrales aigues peuvent induire des changements dans le microbiote intestinal8,9.
Une étude menée par Treangen et coll.10 a révélé des diminutions significatives chez trois espèces microbiennes et une augmentation de deux espèces microbiennes après l'ITC induite par l'ICC. Cette évidence indique que la modulation du microbiote d'intestin peut être une méthode thérapeutique dans la gestion de TBI. Cependant, les mécanismes sous-jacents aux changements induits par les lésions cérébrales du microbiote intestinal demeurent inconnus. Pour cette raison, un modèle relativement simple et efficace d'étudier les changements dans le microbiote intestinal après TBI est nécessaire. Par conséquent, la présente étude présente un protocole pour examiner les altérations du microbiote intestinal après TBI chez la souris.

<table><tbody><tr><td>Kit d’isolement de l’ADN&nbsp ;</td><td>QIAGEN</td><td>51604</td><td>Pour la purification rapide de l’ADN génomique à partir d’échantillons de selles</td></tr><tr><td>Service d’analyse génétique</td><td>GENEWIZ</td><td></td><td>Service d’analyse génétique</td></tr><tr><td>Coussin chauffant</td><td>Shanghai SAFE Biotech Co.</td><td>Injecteur de coussin chauffant</td> <td>TR-200</td></tr><tr><td></td><td>Le premier hôpital affilié, école de médecine, l’injecteur de l’Université</td><td></td><td></td>du Zhejiang</tr><tr><td>Dispositif LFPI</td><td>Virginia Commonwealth University</td><td>FP302</td><td>Dispositif LFPI</td></tr><tr><td>Micro exercice crânien</td><td>RWD Life Science</td><td>78061</td><td>Micro exercice crânien</td></tr><tr><td>Povidone Iode</td><td>Le premier hôpital affilié, École de médecine, Université du</td><td></td> Zhejiang <td>Povidone Iode</td></tr></tbody></table>

enquêter sur les altérations dans le microbiote de caecum après une lésion cérébrale traumatique chez les souris

Investigating Alterations in Caecum Microbiota After Traumatic Brain Injury in Mice

De plus en plus de preuves montrent que l'axe microbiote-intestin-cerveau joue un rôle important dans la pathogénie des maladies du cerveau. Plusieurs études démontrent également que les lésions cérébrales traumatiques causent des changements au microbiote intestinal. Cependant, les mécanismes sous-jacents à la régulation bidirectionnelle de l'axe cerveau-intestin restent inconnus. Actuellement, peu de modèles existent pour étudier les changements dans le microbiote intestinal après des lésions cérébrales traumatiques. Par conséquent, l'étude présentée combine des protocoles pour induire des lésions cérébrales traumatiques à l'aide d'un dispositif latéral de percussion de fluide et l'analyse des échantillons de caecum après des dommages pour étudier des altérations dans le microbiome d'intestin. Des modifications de la composition de microbiote d'intestin après des dommages traumatiques de cerveau sont déterminées utilisant le séquençage 16S-rDNA. Ce protocole fournit une méthode efficace pour étudier les relations entre les micro-organismes entériques et les lésions cérébrales traumatiques.

L'établissement de l'ITC est indiqué à la figure 1. Après anesthésie et désinfection, le cuir chevelu a été incisé sagittalement (Figure 1A). Une craniotomie (3 mm de diamètre) a été trephined dans le crâne sur le cortex pariétal droit avec une perceuse électrique, le dura a été maintenu intact (Figure 1B, C). Une canule de dommages en plastique a été placée au-dessus de la fenêtre d...

Présenté ici est un protocole pour induire des lésions cérébrales traumatiques diffuses à l'aide d'un dispositif de percussion de fluide latéral suivi de la collecte de la teneur en caecum pour l'analyse du microbiome intestinal.

Enquêter sur les altérations dans le microbiote de Caecum après une lésion cérébrale traumatique chez les souris

Increasing evidence shows that the microbiota-gut-brain axis plays an important role in the pathogenesis of brain diseases. Several studies also ...

La simultanéité et les interactions des lignes entre le cerveau et le microbiote intestinal restent inconnues. Utilisez cette technique, les altérations du microbiote intestinal après des lésions cérébrales traumatiques chez la souris peuvent être examines. Le principal avantage de cette technique est qu’elle est relativement simple et efficace.Nous vous montrerons que nous serons Wendong You, un étudiant diplômé de mon laboratoire. Pour l’induction traumatique de lésion cérébrale, confirmez un manque de réponse au pincement d’onteil dans une souris anesthésiée, et appliquez l’onguent aux yeux de l’animal. Après le rasage, désinfecter la peau exposée du cuir chevelu avec 70% d’éthanol avant d’inciser le cuir chevelu dans un plan sagittal.À l’aide de forceps, rétracter l’incision des deux côtés et séparer légèrement le périoste. Utilisez un marqueur pour dessiner un cercle de trois millimètres de diamètre sur la zone pariétale droite du crâne à deux millimètres de la ligne médiane. Utilisez une perceuse électrique pour pénétrer soigneusement le crâne sans endommager le dura.Retirez le rabat d’os pour exposer une fenêtre d’os de trois millimètres et placez une canule de dommages en plastique au-dessus de la craniotomie. Après avoir cimenté la canule au crâne avec de l’acrylique dentaire, utilisez une seringue de cinq millilitres pour remplir la canule d’une solution saline stérile de 0,9 % normale, en prenant soin d’éviter les bulles. Allumez l’oscilloscope et l’amplificateur.Confirmez que le tube à haute pression du dispositif latéral de blessure de percussion de fluide est exempt des bulles d’air, et livrez environ 10 impulsions d’essai, jusqu’à ce que l’appareil donne un signal régulier. Ajustez l’angle de la position de départ du pendule pour atteindre une intensité d’impulsion d’environ deux atmosphères standard et reliez la canule de blessure au dispositif latéral de blessure de percussion de fluide. A appuyer sur la gâchette pour libérer le pendule, induisant les lésions cérébrales.Ensuite, obtenir et transmettre une impulsion à la dura à travers l’ensemble fermé, système de tubes remplis de liquide. Après l’induction des lésions cérébrales, retirer la canule et suture de l’incision. Placez ensuite la souris sur un coussin chauffant avec surveillance jusqu’à ce qu’elle soit ambulatoire, avant de retourner l’animal dans sa cage d’origine avec un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau.Aux points de temps expérimentaux indiqués, exposez les intestins selon les protocoles standard et utilisez des forceps atraumatiques pour séparer doucement le caecum des autres voies intestinales. Lorsque le tissu a été localisé, couper le caecum avec des ciseaux pointus et extraire manuellement le contenu du caecum sur une vinaigrette stérile. Transférez ensuite le contenu dans un tube de microcentrifugeuse de 1,5 millilitre, pour un stockage de moins 80 degrés Celsius jusqu’à l’analyse du microbiome.Le séquençage recombinant d’ADN 16S démontre une diversité réduite dans le microbiote de caecum chez les souris trois jours après des dommages traumatiques de cerveau, avec le taxa le plus abondant dans le contenu de caecum des groupes faux et traumatiques de dommages de cerveau montrés dans la figure. En outre, l’échelle multidimensionnelle non métrique révèle des changements dans la composition du microbiote de caecum après des dommages traumatiques de cerveau. N’oubliez pas de garder le dura intact lors du perçage du crâne, et d’être doux lors de la localisation et la séparation du caecum d’autres voies intestinales.Après cette procédure, l’hématoxyline et la coloration et l’analyse de l’éosine peuvent être effectuer pour examiner le changement histologique et la réponse inflammatoire dans les voies intestinales après des lésions cérébrales traumatiques.

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Enquêtes sur les altérations de la fonction hippocampique Circuit suite de traumatisme craniocérébral léger

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Génération d’un modèle murin de lésion cérébrale traumatique à l’aide d’un dispositif de percussion à fluide latéral

Source : Macheda, T., et. al. Modèle à tête fermée contrôlé électromagnétiquement de lésions cérébrales traumatiques légères chez la souris. J. Vis. Exp. (2022)Cette vidéo montre la procédure pour induire une blessure à la tête fermée dans un modèle de souris à l’aide d’un cadre stéréotaxique. L’impact contrôlé reproduit une lésion cérébrale traumatique légère, permettant aux chercheurs d’étudier les effets neurologiques et la récupération en mesurant les réflexes et le comportement après une...

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Les métabolites microbiens dérivés de l’intestin ont des effets multiformes conduisant à un comportement complexe chez les animaux. Notre objectif est de fournir une méthode étape par étape pour délimiter les effets des métabolites microbiens dérivés de l’intestin dans le cerveau via  une administration intrarébroventriculaire via une canule guide.

Livraison intrarébroventriculaire de métabolites microbiens dérivés de l’intestin chez des souris en mouvement libre

Le protocole décrit une lésion cérébrale traumatique légère dans un modèle murin. En particulier, un protocole étape par étape pour induire un léger traumatisme crânien fermé de la ligne médiane et la caractérisation du modèle animal est entièrement expliqué.

Modèle à tête fermée contrôlé électromagnétique de lésion cérébrale traumatique légère chez la souris

Ce protocole présente un modèle murin modifié de lésions cérébrales traumatiques légères répétitives (TCLr) induites par une méthode de traumatisme crânien fermé (CHI). L’approche comprend une fenêtre crânienne amincie et une percussion fluide pour réduire l’inflammation généralement causée par l’exposition aux méninges, ainsi qu’une reproductibilité et une précision améliorées dans la modélisation des TCL chez les rongeurs.

Modèle murin modifié de lésion cérébrale traumatique légère répétitive incorporant une fenêtre de crâne amincie et une percussion fluide

Découvrez une méthode d'induction de lésion cérébrale traumatique chez la souris et d'analyse du microbiote cæcal par séquençage 16S rDNA. Cette approche révèle les interactions axe intestin-cerveau après TBI.

Enquêter sur les altérations dans le microbiote de Caecum après une lésion cérébrale traumatique chez les souris

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