Name: Modèle de Rabat Ostéomyocutané Hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Découvrez un modèle chirurgical de lambeau ostéomyocutané hétérotopique chez le rat pour étudier le rejet de greffe vasculaire et la vasculopathie. Cette méthode permet d'évaluer les stratégies thérapeutiques en transplantation composite.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce travail a été appuyé par le Bureau du sous-secrétaire à la défense pour les affaires de santé par l’entremise du programme de recherche médicale dirigé par le Congrès au titre du prix no. W81XWH-13-2-0057. Les opinions, les interprétations, les conclusions et les recommandations sont celles des auteurs et ne sont pas nécessairement approuvées par le ministère de la défense.

Toutes les chirurgies animales ont été effectuées conformément aux protocoles approuvés par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels de l’Université de Louisville (protocole 18198 approuvé par l’IACUC) et le guide des instituts nationaux de santé (NIH) pour le soin et l’utilisation des Animaux de laboratoire10. Mâle brun-Norvège de quatre mois (RT1. An) et le mâle de 4 mois Lewis (RT1. Al) les rats ont été utilisés comme donneurs et receveurs de VCA, respectivement.
1. récolte des allogreffes des donateurs
<ol><li>Séchez l’animal donneur à l’aide d’un isoflurane vaporisé appliqué dans une chambre.</li>
	<li>Raser la zone de donneur de greffe (membre postérieur), ainsi que les zones de l’aine et de l’abdomen. Ensuite, traitez avec de la crème dépilatoire afin de réduire la quantité de fuzz laissée par les tondeuses.</li>
	<li>Anesthésier profondément les animaux donneurs à l’aide de la kétamine intrapéritonéale (60 mg/kg)/xylazine (15 mg/kg)/Acepromazine (2 mg/kg). Administrer une dose initiale de 0,2 mL/100 g de poids corporel et des doses additionnelles de 0,2 mL chaque h. Pour plus de commodité, il est facultatif d’effectuer cette étape avant l’étape 2.</li>
	<li>Surveillez continuellement les animaux pendant l’anesthésie pour la respiration, la température corporelle, et la profondeur de l’anesthésie, en utilisant le test de réflexe de retrait de pincement.</li>
	<li>Administrer 30 U de solution d’héparine sous-cutanée (SC) dans la zone de lavage avant la chirurgie pour prévenir la coagulation.</li>
	<li>Portez un masque, un couvre-chef, une robe d’isolement jetable et des gants jetables.</li>
	<li>Placez l’animal donneur sur un coussin chauffant. Produisez un champ chirurgical stérile en préparant, en frottant et en drissant la zone chirurgicale, y compris les aspects ventraux et dorsaux de la jambe. Don de gants stériles.</li>
	<li>Faire une incision cutanée de 3 cm dans la concavité de l’aine à l’aide de la lame de scalpel #15 et refléter le tampon de graisse inguinale latéralement à l’aide de ciseaux à iris.</li>
	<li>Exposer les vaisseaux fémoraux communs et placer un crochet métallique avec une bande élastique pour rétracter les muscles abdominaux.</li>
	<li>À l’aide d’un microscope de dissection (40x), disséquer le pédicule proximalement de l’émergence des vaisseaux fémoraux communs sous le ligament inguinale et distalement à la confluence des vaisseaux poplités dans la greffe.</li>
	<li>En utilisant des microclips et des pinces de bijouteurs bipolaires, ligaturer et divisez les grandes branches artérielles et veineuses, telles que les vaisseaux fémoraux latéraux circonflexe, les vaisseaux épigastriques superficiels, l’artère saphène et les vaisseaux fémoraux caudaux proximaux, pour mobiliser les principaux vaisseaux fémoraux. Cauterize les petites branches à l’aide de pinces bipolaires fines.</li>
	<li>Faire une incision cutanée à partir du centre de la peau précédente coupée le long du côté ventrale du membre postérieur, à la zone de la cheville, en utilisant des ciseaux à iris.</li>
	<li>Coupez le muscle gracilis, ainsi que les autres muscles adducteur en dessous, de façon verticale pour exposer et ligature les vaisseaux géniculaires proximaux médial, les petits vaisseaux profonds ramification, et le nerf sciatique. Remarque: À ce stade, sur une table chirurgicale distincte, l’autre chirurgien doit intuber et anesthésier (2,5% – 3% isoflurane) l’animal récepteur; Cela permet aux chirurgiens de préparer le site chirurgical du receveur à temps pour le placement du greffon et de minimiser le temps ischémique du greffon.</li>
	<li>Sur l’animal donneur, faire des incisions de la peau circonférentielle au niveau du genou et de la cheville. Désarticuler le genou et la cheville, enlever les muscles et les tissus étrangers et faire une incision cutanée verticale sur le côté dorsal du membre postérieur pour libérer la greffe. À ce stade, le greffon (composé de fibule et de tibia, recouvert de muscles apparentés et d’une île de la peau nourrie par ses perforatrices) est relié uniquement par le pédicule.</li>
	<li>Placer les petits pinces aussi proximalement que possible sur l’artère fémorale et la veine, et couper le pédicule aussi proximalement que possible, près du ligament inguinale.</li>
	<li>Pour rincer la greffe de sang, injecter de la solution saline hépariné (30 U/mL) dans l’artère fémorale à l’aide d’une canule émoussée de 27 G de rinçage. Remarque: La dilatation de l’artère avant le rinçage de l’héparine permet un accès facile à l’insertion de la canule. Au cours de la chasse, surveiller attentivement l’écoulement de la veine fémorale. Une fois que le liquide dégagé quitte la veine fémorale, arrêtez la chasse d’eau.</li>
	<li>Enveloppez la greffe isolée dans une gaze tiède imbibée de solution saline et transportez-la immédiatement à la table de l’animal receveur. À ce moment, le site chirurgical du receveur devrait déjà être préparé pour l’anastomose vasculaire.</li>
	<li>Après la récolte du greffon, euthanasier immédiatement le rat donneur par pneumothorax.</li>
</ol>2. chirurgie de transplantation de receveur
<ol><li>Après l’induction de la sédation par l’isoflurane vaporisé appliqué dans une chambre, anesthésiez profondément l’animal récepteur via un tube endotrachéal contrôlé par le ventilateur et 2,5% – 3% d’isoflurane. Remarque: À ce stade, le rat donneur est encore anesthésié.</li>
	<li>Surveillez continuellement la fréquence cardiaque, la fréquence respiratoire, la température corporelle et la profondeur de l’anesthésie de l’animal récepteur, en utilisant le test de réflexe de sevrage par pincement des orteils.</li>
	<li>Afin d’éviter la déshydratation et l’hypoglycémie, injecter 2 mL de solution de Ringer lactée et 2,5% de dextrose par voie sous-cutanée au début et 2 mL à la fin de la chirurgie.</li>
	<li>Rasez la zone de l’aine, puis traitez avec de la crème dépilatoire afin de réduire la quantité de fuzz laissée par les Clippers.</li>
	<li>Portez un masque, un couvre-chef, une robe d’isolement jetable et des gants stériles.</li>
	<li>Placez l’animal sur un coussin chauffant. Appliquez une pommade ophtalmique pour prévenir les abrasions de la cornée pendant l’anesthésie. Produisez un champ chirurgical stérile en préparant, en frottant et en drayant la zone chirurgicale.</li>
	<li>Faire une incision cutanée de 3 cm dans la concavité de l’aine à l’aide de la lame de scalpel #15 et refléter le tampon de graisse inguinale latéralement à l’aide de ciseaux à iris.</li>
	<li>Exposer les vaisseaux fémoraux communs et placer un crochet métallique avec une bande élastique pour rétracter les muscles abdominaux.</li>
	<li>Ligate et diviser les branches de Murphy.</li>
	<li>En utilisant des sutures interrompues en nylon 10-0, les vaisseaux de donneur s’anastomosent aux vaisseaux récepteurs par la technique veineuse de bout en bout et la technique artérielle de bout en extrémité. Relâchez graduellement les pinces de l’artère puis de la veine. Surveillez les sites anastomotiques pour les saignements et ajoutez des sutures supplémentaires si nécessaire.</li>
	<li>Évaluer visuellement l’anastomose vasculaire afin d’assurer une reperfusion efficace de la greffe.</li>
	<li>Encart la greffe dans la poche inguinale et l’orienter à l’envers, avec l’articulation de la cheville supérieure et l’articulation du genou inférieure.</li>
	<li>En utilisant des sutures de rentrant, fixez la greffe aux muscles adjacents. Fermez la peau par l’intermédiaire d’une peau de matelas horizontale interrompue absorbable 4-0 sutures.</li>
	<li>Enlevez l’animal du receveur de l’anesthésie et sevtez-le de l’aérateur. Placez l’animal sur un coussin chauffant pour le support thermique. Remarque: La durée de fonctionnement globale est comprise entre 3 et 4 h, selon l’expérience du chirurgien et la connaissance de l’intervention chirurgicale.</li>
	<li>Administrer le méloxicam (1 mg/kg) sous-cutanée pour la suppression de la douleur et surveiller jusqu’à ce que l’animal soit entièrement récupéré et mobile.</li>
</ol>3. surveillance du destinataire VCA
<ol><li>Loger les rats receveurs individuellement et les surveiller quotidiennement pour des signes cliniques de douleur, de déshydratation, de perte de poids, et une diminution de l’activité en plus d’une défaillance chirurgicale (pour les premières 48 – 72 h) ou le rejet. Administrer le méloxicam par voie sous-cutanée (1 mg/kg) par jour pendant les 3 premiers jours pour la suppression de la douleur.</li>
	<li>En fonction du point de terminaison de la recherche, choisissez un médicament immunosuppresseur à administrer.</li>
</ol>4. histologie
<ol><li>Sous anesthésie à l’isoflurane inhalée (2,5% – 3%), obtenir la peau sérielle et les biopsies musculaires sous-jacentes de la greffe du donneur aux points de temps souhaités. La peau doit être nettoyée et drapée avant d’obtenir une biopsie, et un champ et une technique stériles doivent être exécutés.</li>
	<li>Fermez la plaie avec un à deux points, en utilisant des sutures 4-0 absorbables. Retournez l’animal à sa cage et laissez-le se rétablir de l’anesthésie.</li>
	<li>Fixer les tissus biopsiés dans des tubes distincts dans 10% de formol.</li>
	<li>Au point de temps terminal et sous anesthésie isoflurane inhalée (2,5% – 3%), prendre une plus grande biopsie cutanée qui s’étend sur la bordure du donneur/receveur. Localisez soigneusement la paire de laisse de navire sur le site des anastomoses; le site approprié sera apparent en raison des sutures. Prélever les échantillons de vaisseaux souhaités de l’artère et/ou de la veine. Fixer tous les échantillons séparément dans 10% de formol. Après la collecte des échantillons de tissus, et tandis que l’animal est encore sous anesthésie isoflurane, immédiatement euthanasier l’animal par pneumothorax.</li>
	<li>À l’aide d’un processeur tissulaire (ou d’une autre technique d’incorporation préférée), incorporer chaque biopsie dans son propre bloc. Pour les échantillons cutanés, orientez le tissu de façon à ce que toutes les couches épidermiques et cutanées puissent être observées en une seule tranche. Pour les échantillons de vaisseaux, orienter les vaisseaux de sorte que les coupes transversales puissent être obtenues.</li>
	<li>À l’aide d’un microtome, coupez des sections de 6 μM d’épaisseur et appliquez-les aux lames pour la coloration de l’hématoxyline et de l’éosine (H & E).</li>
	<li>Tache pour H & E en utilisant un protocole standard.</li>
	<li>Obtenez des images représentatives de tous les échantillons de tissus souhaités à l’aide de techniques de microscopie fond clair.</li>
</ol>

<ol><li>Gilbert Fernandez, J. J., Febres-Cordero, R. G., Simpson, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Untold+Story+of+the+First+Hand+Transplant%3A+Dedicated+to+the+Memory+of+one+of+the+Great+Minds+of+the+Ecuadorian+Medical+Community+and+the+World%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">The Untold Story of the First Hand Transplant: Dedicated to the Memory of one of the Great Minds of the Ecuadorian Medical Community and the World.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. , (2018).</li>
<li>Dubernard, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+hand+allograft%3A+report+on+first+6+months%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Human hand allograft: report on first 6 months.</a> Lancet. 353 (9161), 1315-1320 (1999).</li>
<li>Jones, J. W., Gruber, S. A., Barker, J. H., Breidenbach, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+hand+transplantation.+One-year+follow-up.+Louisville+Hand+Transplant+Team%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Successful hand transplantation. One-year follow-up. Louisville Hand Transplant Team.</a> The New England Journal of Medicine. 343 (7), 468-473 (2000).</li>
<li>Devauchelle, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+human+face+allograft%3A+early+report%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">First human face allograft: early report.</a> Lancet. 368 (9531), 203-209 (2006).</li>
<li>Broyles, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+abdominal+wall+reconstruction+using+an+innervated+abdominal+wall+vascularized+composite+tissue+allograft%3A+a+cadaveric+study+and+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Functional abdominal wall reconstruction using an innervated abdominal wall vascularized composite tissue allograft: a cadaveric study and review of the literature.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (1), 39-44 (2015).</li>
<li>Kollar, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovations+in+reconstructive+microsurgery%3A+Reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Innovations in reconstructive microsurgery: Reconstructive transplantation.</a> Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 800-806 (2018).</li>
<li>Kaufman, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+vasculopathy+in+clinical+hand+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Graft vasculopathy in clinical hand transplantation.</a> American Journal of Transplantation. 12 (4), 1004-1016 (2012).</li>
<li>Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+basic+and+translational+research+in+reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Research+Part+C%3A+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation.</a> Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).</li>
<li>Kaufman, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunobiology+in+VCA%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+International%22%5BJournal%5D)">Immunobiology in VCA.</a> Transplantation International. 29 (6), 644-654 (2016).</li>
<li>Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, Institute for Laboratory Animal Research, Division on Earth and Life Studies, National Research Council of the National Academies. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%2C+8th+edition%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, 8th edition</a>. , National Academies Press. Washington, DC. (2011).</li>
<li>Nazzal, J. A., Johnson, T. S., Gordon, C. R., Randolph, M. A., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+limb+allotransplantation+model+to+study+skin+rejection+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic limb allotransplantation model to study skin rejection in the rat.</a> Microsurgery. 24 (6), 448-453 (2004).</li>
<li>Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+hindlimb+allotransplantation+in+rats%3A+an+alternative+model+for+immunological+research+in+composite-tissue+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation.</a> Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans l’élaboration de ce modèle d’EVC, plusieurs questions clés ont été examinées. Premièrement, il était important d’inclure l’OS intact (tibia et péroné), la moelle osseuse et la peau dans la greffe. Bien que les greffes cliniques de mains de donneurs adultes ne transfèrent pas de quantités significatives de moelle hématopoïétique active, les études du rôle de la niche de la moelle osseuse sont mieux reflétées à l’aide d’un OS intact, vascularisé plutôt que d’un os long coupé, ce qui se traduit par fibrose de la moelle...

La chirurgie reconstructive pour la perte de tissu catastrophique causée par l’amputation, les blessures par explosion, les tumeurs malignes et les malformations congénitales est limitée par la disponibilité des tissus du patient et la morbidité additionnelle provoquée sur le site du donneur. Dans certains cas, comme les victimes de brûlures ou les amputés quadrilatéraux, les tissus viables pour la reconstruction ne sont pas disponibles chez le patient. En 1964, la première transplantation de main moderne a été réalisée en Équateur. Bien qu’il s’agissait d’un succès technique, l’immunosuppression disponible à l’époque était insuffisante pour prévenir le rejet, et la greffe a été perdue en moins de 3 semaines1. En 1998 et 1999, les transplantations de première main à l’ère moderne de l’immunosuppression ont été réalisées à Lyon, France2 et Louisville, Kentucky, USA3. Pour la première fois, les chirurgiens reconstructifs pourraient remplacer comme avec. La transplantation faciale a été réalisée pour la première fois en 20054, et un certain nombre d’autres greffes VCA sont maintenant régulièrement exécutées, comme la paroi abdominale5, l’utérus et les transplantations urogénitales6.
Contrairement à la transplantation d’organes solides, la plupart des techniques de VCA impliquent la présence de la peau de donneur hautement antigénique. L’expérience clinique a déterminé que le rejet aigu de la peau est relativement facile à contrôler, mais peut contribuer au rejet chronique des tissus et des vaisseaux sous-jacents, qui ne répondent pas bien au traitement7. Le dysfonctionnement vasculaire associé à une réponse alloimmune est un obstacle plus inquiétant pour le domaine de la VCA7. Les macrovasculopathies entraînent des déficits de perfusion, une guérison retardée et des conditions proinflammatoires. La vasculopathie et l’hyperplasie intimique focale du grand vaisseau sont présentes dans les receveurs de greffe de main7. En outre, les microvasculopathies peuvent également contribuer aux complications de l’VCA et peut même conduire à des événements de rejet. Bien que les facteurs immunologiques et non-immuns jouent probablement un rôle dans la vasculopathie des receveurs de greffe de la main, les mécanismes spécifiques favorisant la dysfonction distale des vaisseaux dans le VCA ne sont pas connus, en particulier dans le contexte du rejet chronique de bas grade. Ces questions sans réponse nécessitent le développement d’un modèle animal VCA qui permettra l’évaluation en série de la greffe pendant le cours clinique de rejet/d’entretien VCA et de vasculopathie. Un tel modèle offrira un aperçu du rejet et de la vasculopathie face à l’immunosuppression, au défi infectieux et/ou à d’autres lésions traumatiques postopératoires8,9.
Présenté ici est un modèle de Rabat ostéomyocutané du membre postérieur hétérootopique de l’VCA de rat allogénique. Sur la base des modèles VCA déjà publiés, cette procédure est techniquement facile à réaliser, reproductible dans un grand nombre, et présente une morbidité et une gêne minimes pour l’animal récepteur. Ce modèle a été conçu pour permettre des évaluations cliniques et histopathologiques de l’acceptation VCA par rapport au rejet, et offre la possibilité d’évaluer les mécanismes immunitaires et non-immuns sous-jacents impliqués dans le rejet.

<table><tbody><tr><td>Acépromazine</td><td>Henry Schein</td><td>5700850</td><td></td></tr><tr><td>Adventitia Ciseaux</td><td>ASSI</td><td></td><td></td>SAS15R8</tr><tr><td>Pince d’approximation (double)</td><td>ASSI</td><td>ABB2V, ABB22V</td><td></td></tr><tr><td>Pince d’approximation (simple)</td><td>FST</td><td>00398-02</td><td></td></tr><tr><td>Pince d’application</td><td>de pince ASSI&nbsp ;</td><td>CAF4</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de dissection</td><td>ASSI</td><td>SDS18R8</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille émoussée de rinçage 27 G</td><td>SAI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Héparine Sagent Sodique</td><td></td><td>25021-400-30</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Vétérinaire</td><td>14043-704-06</td><td></td></tr><tr><td>Bijoutiers Bipolaire</td><td>ASSI</td><td>103000BPS03</td><td></td></tr><tr><td>Pince de bijoutier #3</td><td>FST</td><td>11231-30</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine HCl 100 mg/mL</td><td>Zoetis</td><td>043-304</td><td>Licence DEA requise</td></tr><tr><td>Solution de sonnerie lactée</td><td>Hospira</td><td>0409-7953-03</td><td></td></tr><tr><td>Solution de sonnerie lactée + 5 % de dextrose</td><td>Hospira</td><td>0409-7953-09</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Henry Schein</td><td>11695-6925-2</td><td></td></tr><tr><td>Micro-pince</td><td>ASSI&nbsp ;</td><td>JFAL3</td><td></td></tr><tr><td>Micro porte-aiguille</td><td>ASSI</td><td>B138</td><td></td></tr><tr><td>Prograf (Tacrolimus) 5 mg/mL</td><td>Suture Astellas</td><td>0469-3016-01</td><td></td></tr>, <tr><td>10-0 Prolene</td><td>Ethicon</td><td>W2790</td><td>ou 10-0 Ethilon (2830)</td></tr><tr><td>Suture, 4-0 Enduit Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>J714D</td><td></td></tr><tr><td>Pince dilatatrice de vaisseau</td><td>ASSI</td><td>D5AZ</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>VetOne</td><td>13985-612-50</td><td></td></tr></tbody></table>

modèle de rabat ostéomyocutané hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

L’allotransplantation composite vascularisée (VCA) est un domaine relativement nouveau dans la chirurgie reconstructive. Les réalisations cliniques dans le VCA humain comprennent les greffes de la main et du visage et, plus récemment, la paroi abdominale, l’utérus et les greffes urogénitales. Les résultats fonctionnels ont dépassé les attentes initiales, et la plupart des bénéficiaires bénéficient d’une meilleure qualité de vie. Cependant, comme l’expérience clinique s’accumule, le rejet chronique et les complications de l’immunosuppression doivent être abordées. Dans de nombreux cas où les greffés ont échoué, la pathologie causal a été la vasculopathie ischémique. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">Les mécanismes biologiques du rejet aigu et chronique associés à l’evt, en particulier la vasculopathie ischémique, sont des domaines importants de la recherche. Cependant, en raison du très petit nombre de patients VCA, l’évaluation des mécanismes proposés est mieux abordée dans un modèle expérimental. Plusieurs groupes ont utilisé des modèles animaux pour répondre à certaines des questions non résolues pertinentes dans le rejet VCA et la vasculopathie. Plusieurs conceptions de modèles impliquant une variété d’espèces sont décrites dans la littérature. Nous présentons ici un modèle reproductible du volet ostéomyocutané du membre postérieur de VCA hétérootopique dans le rat qui peut être utilisé pour la recherche translationnelle de VCA. Ce modèle permet l’évaluation en série de la greffe, y compris les biopsies et les différentes modalités d’imagerie, tout en conservant un faible niveau de morbidité.

Le modèle de Rabat ostéomyocutané du membre postérieur hétérootopique du rat VCA permet une survie à long terme de l’allogreffe sous immunosuppression. Le modèle est fiable, reproductible et simple à réaliser. Le rabat est bien caché dans la zone de l’aine et constitue une morbidité et un inconfort minimes pour l’animal. La présentation cutanée est une manifestation clinique de la survie et du rejet de l’allogreffe (figure 1). La conception des volets permet une surveillance clinique brute e...

L’allogreffe composite vascularisée offre des bienfaits qui altèrent la vie aux receveurs de greffe, mais les causes biologiques du rejet du greffon et de la vasculopathie demeurent mal comprises. Le modèle chirurgical des rongeurs présenté ici offre un modèle de transplantation reproductible, cliniquement pertinent, permettant aux chercheurs d’évaluer les événements de rejet et les stratégies thérapeutiques potentielles pour prévenir leur apparition.

Modèle de Rabat Ostéomyocutané Hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

Le petit nombre d’allotransplants composites vascularisés exécutés médicalement nécessite un modèle animal fiable et reproductible afin d’étudier les causes sous-jacentes du rejet de greffe. Les tissus cliniquement pertinents tels que la peau, le muscle et l’os sont tous présents dans le modèle. En outre, la nature non fonctionnelle de notre modèle permettent une chirurgie plus rapide, moins de temps ischémique pour le rabat, et une morbidité plus faible par rapport aux modèles orthotopiques de VCA.Chez les receveurs de greffes à la main, la vasculopathie des vaisseaux donneurs peut entraîner une fermeture complète des vaisseaux et des dommages ischémiques à la main greffée. Ce modèle est un outil pour étudier le développement de ces événements vasculopathiques. Avant de tenter ce modèle chirurgical, le chirurgien primaire devrait être familier avec et compétent dans les techniques chirurgicales macrovasculaires.C’est une procédure compliquée et longue. La démonstration visuelle aidera d’autres laboratoires à se préparer en conséquence et à comprendre les étapes de la chirurgie. Pour commencer, récoltez d’abord le membre postérieur d’un rat donneur en faisant une incision cutanée dans la concavité de l’aine, exposant les vaisseaux fémoraux.Faire une incision ventrale de la peau, qui aidera à la dissection du pédule. Après la désarticulation du genou et de la cheville, faire des coupures cutanées dorsales, transecter le pédicule pour libérer la greffe, et transporter la greffe immédiatement à la table chirurgicale du receveur, où le site chirurgical de l’animal receveur est préparé à l’avance pour minimiser le temps ischémique de la greffe. Sur l’animal receveur, exposer et disséquer les vaisseaux fémoraux comme avant, puis anastomoser la greffe, veine de bout en côté, artère de bout en bout.Incruster la greffe dans la poche inguinale et l’orienter à l’envers. Enfin, suture de la peau. Pour commencer la procédure, raser un rat donneur anesthésié, puis utiliser de la crème depilatory.Injecter 30 unités d’héparine sous-cutanée dans la zone de scruff. Placez l’animal supine sur un coussin chauffant et produisez un champ chirurgical stérile en prédant, en frottant et en drapant la zone chirurgicale, y compris l’aspect dorsal de la jambe. Utilisez la lame de scalpel numéro 15 pour faire une incision cutanée de 3 centimètres dans la concavité de l’aine du rat donneur.Utilisez des ciseaux Iris pour refléter latéralement la garniture de graisse inguinale. À l’aide d’une dissection contondant à l’aide d’un coton-tige, exposer les vaisseaux fémoraux communs, puis placer un crochet métallique avec une bande élastique pour rétracter les muscles abdominaux. Sous un microscope dissecting avec jusqu’à 40X grossissement, utilisez des micro-ciseaux, numéro trois forceps bijoutier droit, et le numéro cinq forceps à angle de 45 degrés pour disséquer le pédule proximalement de l’émergence des vaisseaux fémoraux communs sous le ligament inguinal, et distally à la confluence des vaisseaux popliteal dans la greffe.À l’aide de micro-clips et de bijoux bipolaires forceps, ligate et diviser les grandes branches artérielles et veineux pour mobiliser les principaux vaisseaux fémoraux. Utilisez de fines forceps bipolaires pour cautériser les petites branches. Utilisez des ciseaux Iris pour faire une incision cutanée à partir du centre de la peau précédente coupée le long du côté ventral de l’arrière-plan à la cheville.Coupez le muscle gracilis et les autres muscles adducteurs en dessous d’une manière verticale pour exposer et ligate les vaisseaux géniculaires proximaux médiaux, les petits vaisseaux à branches profondes et le nerf sciatique. À ce stade, sur une table chirurgicale séparée, l’autre chirurgien devrait intuber et anesthésier l’animal destinataire pour préparer le site chirurgical de destinataire à temps pour le placement de greffe, et pour réduire au minimum le temps ischémique de la greffe. Faire des incisions cutanées circonférentielles au niveau du genou et de la cheville, désarticuler le genou et la cheville, et enlever les muscles et les tissus étrangers.Faire une incision verticale de la peau sur le côté dorsal de l’arrière-bord pour libérer la greffe, composée de péroné et tibia, et maintenant connecté uniquement par le pédule. Placez les petites pinces le plus près possible de l’artère et de la veine fémorales et coupez le pédule le plus près possible du ligament inguinal. Utilisez une canule émoussée à chasse d’eau de calibre 27 pour injecter de la solution saline héparinisée dans l’artère fémorale pour rincer la greffe de sang.Enveloppez la greffe isolée dans de la gaze chaude trempée saline et transportez-la immédiatement à la table avec l’animal receveur, le site chirurgical ayant déjà été préparé pour l’anastomose vasculaire. Intuber le rat receveur, et anesthésier profondément avec 2,5 à 3% d’isoflurane vaporisé, équilibré avec un litre par minute d’oxygène. Placez l’animal supine sur un coussin chauffant, frottez et drapez le site chirurgical.Pendant que le premier chirurgien travaille à libérer la greffe de l’animal donneur, utilisez la lame du scalpel numéro 15 pour faire une incision cutanée de trois centimètres dans la concavité de l’aine du rat receveur anesthésié. Utilisez des ciseaux Iris pour refléter latéralement la garniture de graisse inguinale. Après avoir exposé les vaisseaux fémoraux communs de la même manière qu’avec l’animal donneur, placez un crochet métallique avec une bande élastique pour rétracter les muscles abdominaux.Puis ligate et diviser les branches murphy. À l’aide de sutures interrompues en nylon 10-0, les vaisseaux donneurs d’anastomose. Aux vaisseaux destinataires par la technique veineuse de bout en côté.Ensuite, effectuez l’anastomose artérielle par la technique de bout en bout. Après avoir progressivement libéré les pinces, surveiller les sites anastomotic pour le saignement et ajouter des sutures supplémentaires si nécessaire. Afin d’assurer une reperfusion efficace de greffe, évaluez visuellement l’anastomosis vasculaire.Puis incruster la greffe dans la poche inguinale, et l’orienter à l’envers, avec l’articulation de la cheville supérieure, et l’articulation du genou inférieur. Utilisez des sutures de tucking pour fixer la greffe aux muscles adjacents. Enfin, fermez la peau par des sutures horizontales interrompues absorbables par la peau de matelas 4-0, et continuez avec des soins postopératoires tels que décrits dans le manuscrit.Le modèle hétérotopique d’aileron ostéomyocutaneous d’arrière-point de rat VCA permet la survie à long terme d’allograft sous l’immunosuppression. Le rabat est bien caché dans la région de l’aine, et constitue une morbidité minimale et un inconfort pour l’animal. Quand le traitement d’immunosuppression a été arrêté, la greffe a été rejetée.Les images de Doppler de l’allograft montrent un décalage de profusion minimale de sang immédiatement post-VCA, à la revascularisation complète du aileron le jour 64. La biopsie de peau d’une allogreffe syngénéique le jour 45 montre la morphologie normale des composants de peau, alors qu’il y a a atrophie et infiltration mononucléaire de cellules dans une allogreffe allogénique dans le rejet le jour 75 traité quotidiennement avec une dose inférieure d’un immunosuppresseur. La biopsie musculaire d’une allogreffe syngénéique le jour 45 montre la morphologie normale, tandis que l’atrophie de muscle et l’infiltration mononucléaire de cellules sont apparentes dans une allogreffe allogénique dans le rejet le jour 98, traitée quotidiennement avec une dose inférieure d’un immunosuppresseur.La biopsie fémorale d’artère d’un allograft syngénéique le jour 45 montre la morphologie normale de l’artère, en contraste à l’artère fémorale d’une allogreffe allogénique dans le rejet le jour 98, traitée quotidiennement avec une dose inférieure d’un immunosuppresseur. Ce modèle fournit un outil pour tester les effets du rejet aigu, du rejet chronique, et des facteurs environnementaux tels que l’infection et les insultes chirurgicales sur le développement de la vasculopathie. Des médicaments immunosuppresseurs sont nécessaires pour la survie à long terme de la greffe.Ces médicaments sont dangereuses sur le plan chimique et doivent être manipulés avec prudence et avec l’équipement de protection du personnel approprié.

modified-heterotopic-hindlimb-osteomyocutaneous-flap-model-rat-for

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Nous décrivons ici le rat procédure de transplantation orthotopique arrière-membre, ce qui semble être...

Hind-Limb orthotopique transplantation chez le rat

Transfert de tissu libre est largement utilisé dans la chirurgie reconstructive pour restaurer la forme et la fonction après résection oncologique et les traumatismes. Préconditionnement ce tissu avant la chirurgie peut améliorer les résultats. Cet article décrit...

In situ Transverse lambeau de grand droit: un modèle de rat de myocutané ischémie reperfusion

Vascularisé composite allotransplantations (VCA) sont devenus une réalité clinique. Cependant, une large application clinique de VCA est limitée par l'immunosuppression chronique multi-drogue. Les auteurs présentent un modèle animal grand fiable et reproductible de traduire de nouvelles stratégies immunomodulateurs qui peuvent réduire ou potentiellement éliminer le besoin de l'immunosuppression en VCA.

Un Heterotopic porcine Hind Membre Transplant modèle modifié translationnelle vascularisé composite Allotransplantation (VCA) de recherche

Ce modèle de roman pour arrière orthotopique branche transplantation chez la souris, l'application d'une technique de brassard non-suture pour anastomose super-microvasculaire, fournit un outil puissant pour la recherche immunologique mécanique in vivo concernant une allotransplantation composite vascularisée (VCA).

Orthotopique Hind Limb transplantation chez la souris

Actuellement aucune sorte d’allotransplantation composite vascularisée dépend de long-terme-immunosuppression, difficile à supporter pour des indications non critiques de la vie. Nous présentons un nouveau porcine tibial VCA modèle qui peut être utilisé pour étudier les os VCA et démontrer l’utilisation de l’angiogenèse chirurgicale pour maintenir la viabilité des os sans avoir besoin de modulation immunitaire à long terme.

Angiogenesis chirurgicale en Porcine Allotransplantation Tibial : un nouveau grand Animal OS vascularisé Allotransplantation Composite modèle

Cet article décrit les étapes nécessaires pour lever un lambeau libre épigastrique fasciocutané et le transférer vers le cou chez le rat.

Un modèle de transfert de tissu libre: Le Rat épigastrique Flap gratuit

Ce protocole présente un modèle robuste et reproductible d’allotransplantation composite vascularisée (VCA) orienté vers l’étude simultanée de l’immunologie et de la récupération fonctionnelle. Le temps investi dans la technique méticuleuse dans une greffe orthotopique droite de membre postérieur de mi-cuisse avec des anastomoses vasculaires cousues à la main et la coaptation neuronale donne la capacité d’étudier la récupération fonctionnelle.

Passer à l’étape suivante : un modèle de transplantation orthotopique orthotopique des membres de l’utérus pour maximiser la récupération fonctionnelle chez les rats

Cet article présente un protocole de transplantation de lambeau ostéocutané hétérotopique partiel chez le rat et ses résultats potentiels dans le suivi à moyen terme.

Modèle de transplantation de membres postérieurs hétérotopiques partiels chez le rat

Le présent protocole décrit le modèle du lambeau fascio-cutané porcin et son utilisation potentielle dans la recherche sur les tissus composites vascularisés.

Un modèle fiable de lambeau fascio-cutané porcin pour les études de bio-ingénierie des allogreffes composites vascularisées

Nous présentons un modèle murin reproductible d’allotransplantation composite vascularisée hétérotope du membre postérieur au cou. Ce protocole supermicrochirurgical, impliquant des anastomoses de vaisseaux de 0,3 à 0,5 mm, intègre un guidage de filament de nylon et un menottage veineux. Il offre une plateforme fiable pour des études translationnelles sur la tolérance, la lésion ischémie-reperfusion et les mécanismes immunologiques dans l’allotransplantation vascularisée composite.

Transplantation hétérotopique du membre postérieur au cou chez la souris : un modèle supermicrochirurgical d’allotransplantation composite vascularisée

Découvrez un modèle chirurgical de lambeau ostéomyocutané hétérotopique chez le rat pour étudier le rejet de greffe vasculaire et la vasculopathie. Cette méthode permet d'évaluer les stratégies thérapeutiques en transplantation composite.

Modèle de Rabat Ostéomyocutané Hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle (Vidéo) | JoVE Journal

Modèle de Rabat Ostéomyocutané Hétérootopique modifié dans le rat pour la recherche d’allotransplantation composite vascularisée translationnelle

Explorer plus de vidéos