Name: Injections stéréotaxiques intracérébrales in vivo pour la stimulation optogénétique des entrées à longue portée dans les tranches de cerveau de souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-20T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 7 s
Description: Découvrez la stimulation optogénétique pour étudier la connectivité fonctionnelle des entrées à longue portée dans les tranches de cerveau de souris. Cette méthode permet d'analyser les réponses synaptiques avec précision.

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Nous remercions Bertrand Mathon, Mérie Nassar, Li-Wen Huang et Jean Simonnet pour leur aide dans le développement des versions précédentes du protocole d'injection stéréotaxique et Marin Manuel et Patrice Jegouzo pour leur aide technique. Ce travail a été soutenu par le ministère Français de l'éducation et de la recherche (L. R., L. S.), le Centre national des Etudes Spatiales (M. B.) et l'Agence Nationale de la Recherche Grant <span lang="FR" style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">ANR-18-CE92-0051-01 (D. F.).

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<li>Gonzalez-Sulser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GABAergic+Projections+from+the+Medial+Septum+Selectively+Inhibit+Interneurons+in+the+Medial+Entorhinal+Cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">GABAergic Projections from the Medial Septum Selectively Inhibit Interneurons in the Medial Entorhinal Cortex.</a> Journal of Neuroscience. 34 (50), 16739-16743 (2014).</li>
<li>Mathon, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increasing+the+effectiveness+of+intracerebral+injections+in+adult+and+neonatal+mice%3A+a+neurosurgical+point+of+view%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Increasing the effectiveness of intracerebral injections in adult and neonatal mice: a neurosurgical point of view.</a> Neuroscience Bulletin. 31 (6), 685-696 (2015).</li>
<li>Nassar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diversity+and+overlap+of+parvalbumin+and+somatostatin+expressing+interneurons+in+mouse+presubiculum%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Diversity and overlap of parvalbumin and somatostatin expressing interneurons in mouse presubiculum.</a> Frontiers in Neural Circuits. 9, 20(2015).</li>
<li>Klapoetke, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Independent+optical+excitation+of+distinct+neural+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Independent optical excitation of distinct neural populations.</a> Nature Methods. 11 (3), 338-346 (2014).</li>
<li>Hass, C. A., Glickfeld, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-fidelity+optical+excitation+of+cortico-cortical+projections+at+physiological+frequencies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">High-fidelity optical excitation of cortico-cortical projections at physiological frequencies.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (5), 2056-2066 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

L'injection virale in vivo pour exprimer les opsines sensibles à la lumière dans une zone cérébrale définie est une méthode de choix pour l'analyse optogénétique de la connectivité fonctionnelle à longue portée10,11,17,18. Les injections stéréotaxiques offrent la possibilité de cibler précisément une zone spécifique du cerveau. La coexpression d'un opsin avec un journaliste fluorescent permet c...

Définir la connectivité entre les régions du cerveau est nécessaire pour comprendre les circuits neuronaux. Les méthodes classiques de traçage anatomique permettent d'établir une connectivité interrégionale, et les études sur les lésions aident à comprendre l'organisation hiérarchique du flux d'information. Par exemple, les circuits cérébraux pour l'orientation spatiale et la signalisation de direction de la tête impliquent le flux directionnel de l'information du thalamus au présubiculum. Ceci a été démontré par des études de lésion des noyaux thalamicants antéro-dorsal (ADN) qui dégradent le signal de direction de tête dans le presubiculum dorsal en aval, aussi bien que le signal de cellule de grille parahippocampal1,2.
La connectivité fonctionnelle entre les zones du cerveau est plus difficile à établir au niveau cellulaire et subcellulaire. Dans l'hippocampe, une anatomie très organisée permet d'étudier les connexions synaptiques spécifiques à la voie à l'aide de la simulation électrique dans la préparation des tranches. Les électrodes de stimulation placées dans le radiatum de strate de CA1 peuvent être utilisées pour stimuler spécifiquement l'entrée collatérale de Schaffer de CA33. Des électrodes stimulantes placées dans la strate lacunosum moleculare de CA1 activeront l'entrée de chemin de perforant à CA14,5. La stimulation électrique active la libération de neurotransmetteurdes des terminaux d'axone ; cependant, il active les neurones avec somata près du site de stimulation ainsi que des axones de passage. Il est donc d'une utilité limitée pour l'étude des afférents des régions définies du cerveau lorsque les fibres de différentes régions d'origine s'entremêlent dans la structure cible, comme c'est généralement le cas dans le néocortex.
Les neurones peuvent également être stimulés par la lumière. Les méthodes optiques incluent la photoactivation du glutamate en cage, qui peut être combinée avec un ou deux photons de balayage laser. Plusieurs sites étroitement espacés peuvent être stimulés séquentiellement, sans dommages mécaniques au tissu6. Ceci a été utilisé avec succès pour cartographier les récepteurs synaptiques ainsi que d'activer les neurones individuels7. Bien que le décaissement du glutamate puisse être utilisé pour l'analyse des circuits locaux, il ne permet pas l'activation spécifique des entrées à longue portée.
Une méthode de choix pour l'étude de la connectivité à longue portée dans les circuits neuronaux est l'utilisation de l'expression de canalrhodopsine virus-négociée. En utilisant des injections stéréotaxiques in vivo telles que décrites ici, l'expression des canaux ioniques à portes lumineuses peut être ciblée et spatialement limitée à une région du cerveau désirée. De cette façon, les channelrhodopsines sont efficaces pour cartographier la connectivité excitatrice ou inhibitrice d'une région à sa cible. Les terminaux d'axones transfectés peuvent être stimulés avec la lumière dans une préparation de tranche de cerveau, et les enregistrements de correction-clamp comme lecture-out permettent l'examen des fonctions et des forces des composants spécifiques de circuit dans le cerveau8. L'approche optogénétique combinée à l'injection stéréotaxique d'un virus offre une spécificité sans précédent et un contrôle génétique9. Stimuler avec la lumière permet en outre à la fois haute précision temporelle et spatiale10,11.
Le présubiculum est une structure corticale à six couches à la transition de l'hippocampe et de la formation para-hippocampal12,13. Il reçoit une entrée synaptique importante de l'ADN11, mais aussi de plusieurs autres régions corticales et sous-corticales14. Ainsi, la stimulation sélective des terminaux d'axones thalamic dans une tranche présubiculaire n'est pas possible avec la stimulation électrique ni le glutamate uncaging. Décrits dans ce protocole sont des méthodes pour déterminer la connectivité fonctionnelle entre les régions du cerveau (ADN et presubiculum) en utilisant des injections stéréotaxiques précises de vecteurs viraux exprimant des canaux à porte-lumière. On décrit également la photostimulation des terminaux d'axones des neurones projetants dans leur région cible, couplée aux enregistrements de patch-clamp de cellules entières des neurones post-synaptiques dans la préparation de tranche de cerveau.

<table><tbody><tr><td>Meule de 0,5 mm&nbsp ;</td><td>Appareil de Harvard</td><td>724962</td><td></td></tr><tr><td>10 & micro ; L Seringue Hamilton</td><td>Hamilton</td><td>1701 RN - 7653-01</td><td></td></tr><tr><td>10X PBS solution</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>AM9624</td><td>&nbsp ; text</td></tr><tr><td>36 % PFA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8775</td><td></td></tr><tr><td>470 nm LED&nbsp ;</td><td>Cairn Research</td><td>P1105/470/LED&nbsp ; DC/59022m</td><td>utilisation avec filtre d’excitation adapté 470/40x&nbsp ; et filtre d’émission pour GFP&nbsp ;</td></tr><tr><td>AAV5. Syn.Chronos-GFP.WPRE.bGH</td><td>Penn Vector Core</td><td>AV-5-PV3446</td><td>lot V6026R, qTiter GC/ml 4.912e12, ddTiter GC/ml 2.456e13&nbsp ;</td></tr><tr><td>Tous les produits chimiques</td><td>Sigma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Régulateur de température de bain</td><td>Luigs & Neumann</td><td>SM7</td><td>réglé à 34&deg ; C&nbsp ;</td></tr><tr><td>aiguille en métal biseauté</td><td>Hamilton</td><td>7803-05</td><td>calibre 33, 13mm, pointe style 4-20&deg ;</td></tr><tr><td>Grands ciseaux</td><td>Dahle Allround</td><td>50038</td><td></td></tr><tr><td>Biocytine</td><td>Sigma</td><td>B4261</td><td>final 1-3 mg/ml</td></tr><tr><td>Capillaires en borosilicate</td><td>Havard Apparatus</td><td>GC150-10</td><td>1,5 mm extérieur, 0,86 diamètre intérieur</td></tr><tr><td>Marron Extracteur d’électrode enflammé</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-87</td><td></td></tr><tr><td>BupH Phosphate Tamponné Saline pack</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>28372</td><td></td></tr><tr><td>aiguille papillon pour la perfusion</td><td>Braun&nbsp ;</td><td>Venofix A</td><td>24G</td></tr><tr><td>Caméra CCD</td><td>Andor&nbsp ;</td><td>DL-604M</td><td></td></tr><tr><td>Microscope Confocal</td><td>Zeiss</td><td>LSM710</td><td>20X</td></tr><tr><td>pince courbée</td><td>FST&nbsp ;</td><td>11011-17</td><td></td></tr><tr><td>Configuration CY5 (confocale)</td><td></td><td></td><td>Hélium-Néon 633nm (5,0 mW) laser ; Miroir : MBS 488/561/633&nbsp ;</td></tr><tr><td>Configuration CY5 (épifluo)</td><td>Nikon/Chroma</td><td></td><td>Lumière fluorescente (Intensilight) ; Filtre d’excitation : BP645/30 ; Miroir dichroïque : 89100 BS ; Filtre d’émission : BP705/72</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma</td><td>D9542</td><td></td></tr><tr><td>Configuration DAPI (epifluo)</td><td>Nikon/Chroma</td><td></td><td>Lumière fluorescente (Intensilight) ; Cube : Semrock Set DAPI-5060C-000-ZERO (Excitation : BP 377/50 ; Rétroviseur : BS 409 ; Émission : BP 447/60)</td></tr><tr><td>Digidata 1440A</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Compteur optique numérique portable</td><td>ThorLabs</td><td>PM100D</td><td>Paramétré sur 475 nm</td></tr><tr><td>Lames de rasoir en acier inoxydable Double egde</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>72000</td><td>Utiliser la moitié de la lame dans la trancheuse</td></tr><tr><td>Lampe de poche à protéines fluorescentes double</td><td>Nightsea</td><td>DFP-1</td><td>excitation, 440-460 nm ; Filtre d’émission sur lunettes, 500 nm longpass.</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E4368</td><td>final 0,2 mM</td></tr><tr><td>Microscope à épifluorescence</td><td>Nikon</td><td>Eclipse TE-2000E</td><td>10 ou 20X</td></tr><tr><td>Papier filtre</td><td>Whatman</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluoro-Ruby 10 %</td><td>Millipore</td><td>AG335</td><td>dissoudre 10 mg en 100 & micro ; l d’eau distillée ; injecter 150 à 300 nl</td></tr><tr><td>Configuration GFP (epifluo)</td><td>Nikon/Chroma</td><td></td><td>Lumière fluorescente (Intensilight) ; Cube : Jeu de filtres Nikon B-2E/C FITC (Excitation : BP 465-495 ; Rétroviseur : BS 505 ; Emission : BP 515-555)</td></tr><tr><td>Plaque chauffante</td><td>Physitemp</td><td>HP4M</td><td></td></tr><tr><td>Héparine choay 5000 U.I./ml</td><td>Sanofi</td><td></td><td>5 ml flacon</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H3375</td><td>final 10 mM</td></tr><tr><td>Kit de micromoteur rotatif haute vitesse</td><td>Foredom</td><td>K.1070</td><td>vitesse de forage maximale 38 000 tr</td></tr><tr><td>/min<fort>Composés de solution interne :</fort></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stimulateur d’impulsions isolé</td><td>A-M Systems</td><td>2100</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P4504</td><td>final 1,2 mM</td></tr><tr><td>Kétamine 1000</td><td>Virbac</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketofen 10</td> %<td>Merial</td><td></td><td>100 mg/ml : diluer 1 & micro ; l dans 1ml au total (0,1 %)</td></tr><tr><td>Laocaïne (lidocaïne)</td><td>MSD</td><td></td><td>16,22 mg/ml : diluer 1 ml dans 4 ml au total (environ 4 %)</td></tr><tr><td>LED haute puissance spot pour la chirurgie</td><td>Photonique (via Phymep)</td><td>10044</td><td></td></tr><tr><td>Alimentation LED</td><td>Cairn</td><td>Research OptoLED</td> Manipulateurs de source <td></td>lumineuse</tr><tr><td></td><td>Luigs & Neumann</td><td>SM-7</td><td></td></tr><tr><td>Mg-ATP 2H20</td><td>Sigma</td><td>A9187</td><td>final 4 mM</td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma</td><td>63069</td><td>final 2 mM</td></tr><tr><td>Micro régulateur de température</td><td>Physitemp</td><td>MTC-1</td><td></td></tr><tr><td>Lait en poudre</td><td>Carnation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MultiClamp 700B</td><td>Axon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Na Phosphocreatine</td><td>Sigma</td><td>P7936</td><td>final 10 mM</td></tr><tr><td>Na3-GTP 2H20</td><td>Sigma</td><td>G9002</td><td>final 0,4</td></tr><tr><td>mM porte-aiguille/hémostat</td><td>FST</td><td>13005-14</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’acquisition pClamp Axon</td><td>Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pompe péristaltique</td><td>Gilson</td><td>Minipuls 3</td><td>14-16 sur l’écran pour 2-3 ml/min&nbsp ;</td></tr><tr><td>Gluconate de potassium (K-gluconate)</td><td>Sigma</td><td>G4500</td><td>Final 135 mM</td></tr><tr><td>ProLong Gold anti-décoloration</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>P36390</td><td></td></tr><tr><td>Rompun 2 % (xylazine)</td><td>Petits</td> ciseaux Bayer <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>FST</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium 0,9 %&nbsp ;</td><td>Virbac</td><td></td><td>dilué 8,5 mL dans 10 ml au total</td></tr><tr><td>Stéréomicroscope VISISCOPE SZT</td><td>VWR</td><td>630-1584</td><td></td></tr><tr><td>Cadre stéréotaxique avec affichage numérique</td><td>Kopf</td><td>Modèle 940</td><td>Instrument stéréotaxique pour petits animaux</td></tr><tr><td>Streptavidin-Cy3 conjugué</td><td>Life technologies&nbsp ;</td><td></td><td></td>434315</tr><tr><td>Streptavidin-Cy5 conjugué</td><td>Thermofisher Scientific</td><td>S32357</td><td></td></tr><tr><td>Superglue3 Loctite</td><td>Dutscher</td><td>999227</td><td>1g tube</td></tr><tr><td>Filament de suture Ethilon II 4-0 polyamide</td><td>Ethicon</td><td>F3210</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à seringue</td><td>kdScientific</td><td>Legato 130 - 788130</td><td>Utiliser les modes d’infusion et de retrait</td></tr><tr><td>Trancheuse de tissus</td><td>Leica</td><td>VT1200S</td><td>vitesse 0,07, amplitude 1.</td></tr><tr><td>tube</td><td>Gilson</td><td>F117942, F117946</td><td>Jaune/Noir, Violet/Noir</td></tr><tr>microscope<td>droit</td><td>Olympus</td><td>BX51W1</td><td></td></tr><tr><td>Versi-dry papier absorbant</td><td>de paillasse Nalgene</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

injections stéréotaxiques intracérébrales in vivo pour la stimulation optogénétique des entrées à longue portée dans les tranches de cerveau de souris

In Vivo Intracerebral Stereotaxic Injections for Optogenetic Stimulation of Long-Range Inputs in Mouse Brain Slices

La connaissance de la connectivité synaptique spécifique de type cellulaire est une condition préalable cruciale pour comprendre les circuits neuronaux à l'échelle du cerveau. L'étude fonctionnelle des connexions à longue portée nécessite des enregistrements ciblés de neurones uniques combinés à la stimulation spécifique d'intrants éloignés identifiés. Ceci est souvent difficile à réaliser avec les techniques conventionnelles et de stimulation électrique, parce que les axones des zones convergentes du cerveau en amont peuvent se mêler dans la région cible. Le ciblage stéréotaxique d'une région spécifique du cerveau pour l'expression par le virus des canaux ioniques sensibles à la lumière permet la stimulation sélective des axones provenant de cette région avec la lumière. Les injections stéréotaxiques intracérébrales peuvent être utilisées dans des structures bien délimitées, telles que les noyaux thalamiques antérieurs, en plus d'autres zones sous-corticales ou corticales dans tout le cerveau.
Décrit ici est un ensemble de techniques pour l'injection stéréotaxique précise des vecteurs viraux exprimant la canalrhodopsine dans le cerveau de souris, suivie par la photostimulation des terminaux d'axone dans la préparation de tranche de cerveau. Ces protocoles sont simples et largement applicables. En combinaison avec l'enregistrement de pince de correction de pleine cellule d'un neurone postsynaptically relié, la photostimulation des axones permet la détection des connexions synaptiques fonctionnelles, la caractérisation pharmacologique, et l'évaluation de leur force. En outre, le remplissage de biocytine du neurone enregistré peut être employé pour l'identification morphologique post-hoc du neurone postsynaptic.

La procédure présentée ici a été utilisée pour exprimer une canalrhodopsine bleu sensible à la lumière (Chronos) fusionnée à GFP dans le noyau antéro-dorsal du thalamus (ADN), par injection stéréotaxique du virus antérograde adéno-associé. Les coordonnées stéréotaxiques ont été déterminées selon un atlas du cerveau de souris et testées en injectant 200 nL de fluoro-ruby fluorescent. L'animal a été sacrifié 10 min après l'injection, et le cerveau a été extrait et fixé pendant la nuit. Les sections du cerveau coronal ont é...

Ce protocole décrit un ensemble de méthodes pour identifier la connectivité fonctionnelle spécifique de type cellulaire des entrées à longue portée des régions éloignées de cerveau utilisant des stimulations optogénétiques dans des tranches de cerveau ex vivo.

Injections stéréotaxiques intracérébrales in vivo pour la stimulation optogénétique des entrées à longue portée dans les tranches de cerveau de souris

Knowledge of cell-type specific synaptic connectivity is a crucial prerequisite for understanding brain-wide neuronal circuits. The functional ...

L’objectif de cette méthode est d’identifier la connectivité fonctionnelle des entrées à longue portée provenant de régions éloignées du cerveau à l’aide de photostimulation en tranches de cerveau. Le ciblage stéréotaxique d’une région spécifique du cerveau pour diverses expressions médiatisées de canaux iion sensibles à la lumière permet la stimulation sélective des axones provenant de cette région avec de la lumière. Louis Richevaux, doctorant de mon groupe, démontrera la procédure.Avant la chirurgie, vérifiez que l’animal est bien anesthésié avec une pincée d’un outeil. Retirez doucement sa langue pour faciliter la respiration. Ensuite, rasez les cheveux crâniens.Injecter 20 microlitres d’hydrochlorure de lidocaïne sous la peau de la tête pour une anesthésie locale et attendre cinq minutes. Pour exposer le crâne, faire une coupure sur le cuir chevelu. Ensuite, placez l’animal dans un cadre stéréotaxique.Insérez les barres d’oreille et reposez-les sur les os légèrement rostral aux oreilles et tirez vers le bas la peau pour créer un bon accès au crâne. Serrez les barreaux d’oreille et installez le morceau de nez. Maintenez le corps de l’animal horizontalement et au niveau de la tê

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La vidéo présente un protocole pour étudier les interactions synaptiques et les réponses neuronales dans une tranche de cerveau d’hippocampe de souris transfectée. Il s’agit d’éclairer des neurones sensoriels à longue portée pour déclencher des potentiels d’action et d’enregistrer les potentiels post-synaptiques excitateurs qui en résultent dans le neurone enregistré à l’aide de la technique du patch-clamp à cellules entières.

photostimulation et enregistrements de neurones dans des tranches d’hippocampe de souris

Cette vidéo démontre l’inhibition des courants synaptiques excitateurs par les microARN dans des tranches de cerveau d’hippocampe de souris. Les neurones CA3 ont été infectés par un vecteur viral recombinant hébergeant une construction pour exprimer un rapporteur fluorescent, un canal membranaire activé par la lumière et un microARN qui régule à la baisse l’expression des canaux calciques voltage-dépendants. Lors de la mise en place d’une tranche dans une chambre d’enregistrement et du patchage...

Inhibition médiée par les microARN des courants postsynaptiques excitateurs dans des tranches d’hippocampe de souris

Cette vidéo montre la procédure d’étude de l’efficacité synaptique dans le cortex entorhinal latéral (LEC) en stimulant optogénétiquement les axones du cortex préfrontal médian (mPFC) et en enregistrant les réponses des neurones pyramidaux dans le LEC. Cette méthode combine des enregistrements par patch-clamp avec l’activation synaptique par stimulation lumineuse pour étudier la plasticité synaptique.

Stimulation optogénétique et enregistrement électrophysiologique d’événements synaptiques dans des coupes de cerveau de rat

Source : Fricano-Kugler, C. J., et al. Conception, emballage et administration de CRISPR retro et de lentivirus à titre élevé par injection stéréotaxique. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo démontre l’injection virale stéréotaxique pour une édition précise des gènes neuronaux dans le cerveau de la souris. Le protocole garantit une livraison précise du virus au gyrus denté, permettant le marquage fluorescent et l’inactivation de gènes médiée par CRISPR pour étudier les circuits neuronaux, la...

Injection virale stéréotaxique pour l’édition de gènes neuronaux ciblés dans le cerveau de souris

Nous décrivons une méthode pour caractériser la topographie fonctionnelle et les propriétés synaptiques des circuits du cerveau antérieur en utilisant une approche optogénétique pour photostimuler les populations neuronales in vitro.

Photostimulation par balayage laser de circuits du cerveau antérieur ciblés optogénétiquement

Cette vidéo montre la procédure de craniotomie qui permet l’imagerie chronique des neurones dans le cortex rétrosplénial de souris à l’aide de la microscopie à deux photons in vivo dans la lignée transgénique Thy1-GFP. Cette approche est combinée à l’injection d’un virus adéno-associé exprimant mCherry dans l’hippocampe dorsal. Ces techniques permettent un suivi à long terme de la plasticité structurelle dépendante de l’expérience dans les RSC.

Simultanée à deux photons<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagerie d&#39;entrées synaptiques et les cibles postsynaptiques dans le Cortex Souris rétrosplénial

Les tranches de cerveau ex vivo peuvent être utilisées pour étudier les effets des anesthésiques volatils sur les réponses évoquées aux entrées afférentes. L’optogénétique est utilisée pour activer indépendamment les afférences thalamocorticales et corticocorticales au néocortex non primaire, et les réponses synaptiques et réseau sont modulées avec l’isoflurane.

Activation optogénétique des voies afférentes dans les tranches de cerveau et modulation des réponses par des anesthésiques volatils

L’imagerie calcique in vivo Miniscope est une technique puissante pour étudier la dynamique neuronale et les microcircuits chez des souris qui se comportent librement. Ce protocole décrit la réalisation de chirurgies cérébrales pour obtenir une bonne imagerie calcique in vivo à l’aide d’un miniscope.

Injection virale stéréotaxique et implantation de lentilles à indice de gradient pour l’imagerie calcique in vivo du cerveau profond

Nous présentons ici un protocole décrivant la transduction virale de régions cérébrales discrètes avec des constructions optogénétiques pour permettre une caractérisation électrophysiologique spécifique des synapses dans des tranches de cerveau de rongeurs aigus.

Ex Vivo Interrogation optogénétique de la transmission synaptique à longue distance et de la plasticité du cortex préfrontal médian au cortex entorhinal latéral

Ici, nous présentons la méthode de fabrication d’un système optrode avec des fibres optiques pour la livraison de lumière et un réseau d’électrodes pour l’enregistrement neuronal. Des expériences in vivo avec des souris transgéniques exprimant la channelrhodopsine-2 montrent la faisabilité du système pour la stimulation optogénétique simultanée et l’enregistrement électrophysiologique.

Optrode Array pour la modulation optogénétique simultanée et l’enregistrement neuronal électrique

Ce protocole fournit une méthode intégrée incluant la délivrance virale, l’implantation d’optrodes, l’induction photothrombotique, l’enregistrement simultané de l’activité des astrocytes et des neurones, ainsi que la stimulation optogénétique des astrocytes. Cette méthode intégrée vise à fournir une étude simultanée de la relation astrocyte-neurone à travers les stades aigus à chroniques de l’AVC ischémique.

Une méthode intégrée pour la modélisation photothrombotique de l’AVC et l’enregistrement in vivo des optrodes de l’activité neuronale et astrocytaire chez des souris en comportement

Découvrez la stimulation optogénétique pour étudier la connectivité fonctionnelle des entrées à longue portée dans les tranches de cerveau de souris. Cette méthode permet d'analyser les réponses synaptiques avec précision.

Injections stéréotaxiques intracérébrales in vivo pour la stimulation optogénétique des entrées à longue portée dans les tranches de cerveau de souris (Vidéo) | JoVE Journal

Injections stéréotaxiques intracérébrales in vivo pour la stimulation optogénétique des entrées à longue portée dans les tranches de cerveau de souris

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