Un modèle in vivo de souris d'insuffisance d'oestrogène pour le criblage des traitements exogènes exogènes de la dysfonction cardio-vasculaire après ménopause

Cliniquement, l'insuffisance d'oestrogène dans les femmes ménopausiques peut aggraver l'incidence de la perturbation de lipide et de l'athérosclérose. Nous avons établi un modèle in vivo d'insuffisance d'oestrogène par ovariectomy bilatéral par l'intermédiaire d'une double incision dorsal-latérale dans apoE^-/- souris. Le modèle de souris est applicable pour le dépistage des traitements exogènes exogènes de dysfonctionnement cardio-vasculaire après la ménopause.

Les modèles de laboratoire impliquant des souris déficientes d’oestrogène présentant des données de pons d’artériosclérose font défaut. Cette procédure est particulièrement utile pour le criblage des traitements exogènes d’oestrogène du dysfonctionnement cardio-vasculaire après ménopause. Le principal avantage de cette technique est que l’ovariectomie sans double incision dorsolateral est une méthode plus facile et moins longue qui évite l’adhérence et l’inflammation abdominales graves de cavité.

Yue-Zhang Yin, un étudiant diplômé de mon laboratoire, démontrera la procédure. Pour effectuer une ovariectomie bilatérale chez les souris APOE KNOCKOUT, d’abord confirmer un manque de réponse au réflexe de la pédale et placer l’animal dans la position couchée sur un coussin chauffant. Appliquer de l’onguent sur les yeux de l’animal et couvrir l’animal d’un drapé chirurgical.

Faire une incision latérale d’un centimètre à la ligne médiane, et un centimètre latéral aux côtes costales, et utiliser des forceps pour disséquer émousser le tissu sous-cutané. À l’aide de lunettes dissecting, identifier le tissu adipeux blanc dans la cavité abdominale. À l’aide de micro ciseaux et de micro forceps, faire une incision de 0,5 à un centimètre à travers le fascia, jusqu’à ce que la cavité abdominale est atteinte, et utiliser les micro forceps pour rétracter doucement le tissu adipeux blanc.

Un ovaire rose en forme de mûrier, enveloppé dans du tissu adipeux, doit être observé dans la cavité abdominale. Utilisez une suture monofilament pour ligate le vaisseau proximal de 0,5 à un centimètre et la corne utérine, et utilisez les micro ciseaux pour récolter l’ovaire. Retournez le tissu restant dans la cavité abdominale et utilisez des sutures individuelles de monofilament pour fermer séparément les couches musculaires et cutanées.

Puis récolter l’ovaire sur le côté contralatéral de l’animal, comme il vient de le démontrer, et permettre à la souris de récupérer sur un coussin chauffant avec surveillance, jusqu’à ce que la charge complète. Une fois par semaine, de la semaine avant à 12 semaines après la chirurgie, mesurer le poids corporel de chaque imposture et animal expérimental sur un équilibre. Pour la mesure totale du cholestérol plasmatique et du triglycéride, à la semaine 12, préparez la poitrine ventrale avec 70 % d’éthanol et insérez une aiguille de calibre 25 dans le ventricule droit.

Aspirez lentement, jusqu’à ce qu’un millilitre de sang s’écoule dans la seringue, et distribuez l’échantillon dans un tube de collecte de 1,5 millilitre contenant dix microlitres de 0,5 molaire EDTA. Inverser le tube plusieurs fois à fond pour mélanger l’EDTA dans le sang, et placer immédiatement le tube sur la glace. Dans les 30 minutes qui ont fait l’effet de la collecte, centrifugez l’échantillon pendant 20 minutes à 400 fois G et quatre degrés Celsius.

Recueillir soigneusement le supernatant plasmatique pour le stockage à moins 80 degrés Celsius. Pour isoler l’aorte, à la semaine 12, fixez une aiguille de calibre 25 à une seringue de 50 millilitres remplie de PBS et insérez l’aiguille dans le ventricule gauche de l’animal expérimental. Coupez l’atrium droit pour éviter la haute pression de la perfusion, et perfusez le tissu cardiaque à un taux de 05 à 08 millilitres de PBS par minute de débit.

Absorbez le liquide de perfusion avec des tissus de laboratoire et utilisez des ciseaux et des forceps pour enlever les côtes et les poumons. Ouvrez la cavité abdominale pour enlever les organes internes, pour une meilleure vue de l’aorte. Saisir le cœur avec des micro forceps pour permettre la séparation de l’aorte dorsalement, de la colonne vertébrale, jusqu’à la bifurcation iliaque.

Puis fixer le cœur et l’aorte pendant 48 heures en paraformaldéhyde à 4%, avant de stocker l’échantillon de tissu en solution saline à température ambiante ou à deux à huit degrés Celsius pendant quelques heures. Après douze semaines d’un régime à cholestérol élevé, les souris ovariectomized démontrent une augmentation remarquable des concentrations totales de cholestérol et de triglycéride de plasma. Les souris ovariectomized, par oralement administrées avec l’oestradiol 17-bêta, ou PPD par la propagation de noisette, montrent des concentrations totales significativement inférieures de cholestérol de plasma que les souris sham-operated.

Les niveaux de triglycéride de plasma diminuent chez les souris ovariectomisées, par oralement administrées avec l’oestradiol 17-bêta, mais pas avec PPD. Tandis qu’une tendance vers un poids corporel accru est observée chez les souris ovariectomized, comparées aux souris sham-operated, aucun changement significatif du poids corporel n’est observé globalement, entre les quatre groupes d’animaux. La plaque maximale de l’aorte ascendante est augmentée chez les souris ovariectomisées, par rapport à tous les autres groupes, en conjonction avec une diminution globale de la fonction cardiaque, observée chez ces animaux.

En outre, le pourcentage moyen de zone de lésion aortique, par rapport à la zone aortique entière, est sensiblement augmenté chez les souris ovariectomized. Comme prévu, la présence de ces lésions est diminuée avec l’oestradiol 17-bêta, ou traitement de PPD. Le principal risque pour l’opération d’ovariectomie est ligature uréteral, qui a comme conséquence une mortalité élevée.

N’oubliez pas non plus de couper profondément près des branches de l’artère rénale, afin d’éviter les dommages aortiques.