Name: Évaluation de la réponse immunitaire cellulaire de la drosophile, Drosophila melanogaster, à l’aide d’un test In Vivo la phagocytose (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 50 s
Description: Découvrez un test de phagocytose in vivo chez Drosophila melanogaster pour quantifier l'activité des phagocytes lors d'infections microbienes. Cette méthode permet d'identifier les gènes régulant la réponse immunitaire.

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Les auteurs remercient Dr Beth Gonzalez et Dr Aprajita Garg de soutien dans la réalisation des expériences in vivo de la phagocytose. Une subvention de démarrage de NSF UMD avance et UMD NIH T32 subventions de formation, cellulaire et biologie moléculaire (CMB) et les Interactions hôte-pathogène (HPI), a financé ce travail.

1. préparer les particules de fluorescéine injectable
<ol><li>10 mg de bactéries tuées par la chaleur disponibles dans le commerce de reconstituer particules marqués à la fluorescéine (voir Table des matières) à une concentration de stock de 10 mg/mL en ajoutant 990 µL stérile 1 x PBS et azide de sodium 10 µL 50 mM. Vortex pour mélanger.<ol>
<li>Diviser en 8 µL d’extraits non réutilisables dans des tubes de 0,2 mL et les stocker dans une boîte sombre à 4 ° C, afin de minimiser la sensibilité associée à la lumière. Remarque : L’azoture de Sodium conservateur est facultative et peut être omis si les stocks de 10 mg/mL sont faites avec du PBS stérile 1 x de 1 mL, aliquotés et conservé à-20 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer une solution de 10 mL de colorant dans du PBS 1 x en mélangeant 500 µL seringue filtré nourriture verte coloration et 9,5 mL stérile 1 x PBS d’alimentaire de 5 %.</li>
	<li>Laver les particules avant l’injection pour enlever l’azoture de sodium. Mix 42 µL stérile 1 x PBS et 8 µL de 10 mg/mL dans un tube de 1,7 mL. Centrifuger à vitesse maximum pendant 2,5 min à température ambiante.<ol>
<li>Retirer le surnageant, ajouter 50 µL 1 x PBS et centrifugeuse à vitesse maximum pendant 2,5 min à température ambiante.</li>
		<li>Répétez les étapes 1.3 et 1.3.1 x 2, pour un total de 3 lavages.</li>
		<li>Après le lavage final, éliminer le surnageant et remettre en suspension les particules à 1,6 mg/mL dans 50 µL de 5 % de colorant dans du PBS 1 x alimentaire.</li>
		<li>Enrouler le tube en papier d’aluminium pour protéger de la lumière. Conserver à 4 ° C, mettre au rebut après 1 semaine.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. préparer le poste d’injection et les mouches
<ol><li>Préparer la garniture de l’injection. D’injecter jusqu'à 4 génotypes de mouches en même temps, utiliser du ruban laboratoire de diviser une mouche de2 CO rectangulaire pavé en 4 sections. Sur le banc près du microscope, désigner des zones de placer les flacons une fois que les mouches ont été alignés sur le clavier (un pour chaque coin du pad).</li>
	<li>Préparer les flacons de même âge, 4-7 jours-vieux, mouches pour injection. Pour chaque souche à tester, transfert 5 males et 5 femelles dans un flacon frais, marqué des aliments préparés de mouche et garder à 25 ° C.</li>
	<li>Préparer l’injecteur pneumatique (voir Table des matières) en affectant à l’instrument un mode temporisé de 100 ms (saccades de pression de gaz pour expulser le liquide – permettant la livraison de sub-nanolitres volumes).</li>
	<li>Préparer des lames de microscope. Couper des bandes de 1,5 po de ruban électrique, incorporer une boucle avec le côté adhésif sur et placer sur une lame de microscope étiquetée.</li>
</ol>3. préparer les aiguilles capillaires de verre
<ol><li>Tirer des aiguilles de verre (capillaires en verre à paroi fine) à l’aide d’un extracteur de l’aiguille.<ol>
<li>Tenez l’aiguille sous le microscope avec un micromètre et casser la pointe avec une pincette en acier inoxydable de fine pointe #5. 100 µm conseils ne suffisent pas à percer la cuticule de la mouche tout en minimisant les blessures.</li>
		<li>Mesurer le volume de liquide qui est injecté dans chaque volée. Chargez l’aiguille stérile 5 % nourriture à colorier dans du PBS 1 x et expulser le liquide sur une goutte d’huile minérale sur un micromètre de 0,01 mm. Remarque : Si la goutte de liquide est sphérique, le volume en picolitre est calculé comme (taille)3/1910. 30 une aiguille d’un diamètre de 100 µm éjecte 2 ~ nL à 100 ms.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. injecter mouches
<ol><li>Déposer 10µl de particules de 1,6 mg/mL sur un petit carré de parafilm.<ol>
<li>Tirer le liquide dans l’aiguille et monter dans la buse de l’injecteur (voir Table des matières).</li>
		<li>Anesthésier les mouches avec du CO2 et les aligner dans leur région désignée sur la flypad, avec la face ventrale vers le haut et la tête orientée vers l’avant du coussin. Placer les flacons dans les zones correspondantes sur le banc.</li>
		<li>Injecter des mouches dans le coin supérieur de l’abdomen avec 5, ms 100 pompes de liquide (au total 10 ~ nL).</li>
		<li>Transférer les mouches injectés dans les flacons appropriés, noter l’heure sur le flacon. Conserver à 25 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Charger une nouvelle aiguille avec 0,4 % Solution de bleu de Trypan.</li>
	<li>Affectez l’injecteur pneumatique GATED, qui permet un débit constant d’air pour pousser le liquide hors de l’aiguille.</li>
	<li>Anesthésier les mouches après que qu’ils ont reposé pendant 30 min et injecter avec le bleu Trypan, jusqu'à ce que l’abdomen est plein et distendu. Remarque : Lorsqu’on examine la maturation phagosome avec particules marqués par un agent sensibles au pH, permettent des mouches se reposer pendant 1 h et ne pas injecter avec trypan bleu avant le montage de mouches.</li>
	<li>Monter les mouches sur lames de microscope avec du chatterton, la face ventrale vers le bas. Pousser les ailes sur le côté de la mouche et les fixer au ruban. En outre, poussez doucement la tête dans le ruban adhésif pour s’assurer que la mouche ne bougera pas.</li>
	<li>Passer immédiatement à l’étape 5.</li>
</ol>5. imagerie mouches
<ol><li>Image d’oiseau, un à la fois, à 25 x ou 32 x grossissement, à l’aide d’un microscope à fluorescence inversé attaché à un appareil photo numérique et l’ordinateur (voir Table des matières). Mettre l’accent sur le vaisseau dorsal de la volée en utilisant des logiciels pour l’appareil photo numérique.</li>
	<li>Enregistrer le temps d’exposition et de grossissement entre les expériences. NOTE : Perdre la trace des génotypes est une source potentielle d’erreur lorsque vous photographiez des souches multiples en une seule séance. Pour éviter un étiquetage erroné de mouches, notez le numéro de l’image de la première et la dernière photographie de mouche pour chaque génotype.</li>
</ol>6. quantification et normaliser la fluorescence
<ol><li>Ouvrez le logiciel et ouvrir une image à la fois.<ol>
<li>Mesurer l’intensité de la fluorescence du vaisseau dorsal. Dessiner un polygone autour du vaisseau dorsal. Sélectionnez la mesure et enregistre l’intensité de fluorescence à l’intérieur du polygone.</li>
		<li>Déterminer l’intensité de fluorescence de fond. Copiez le premier polygone et le déplacer dans une zone adjacente au vaisseau dorsal de la mouche. Sélectionnez la mesure et l’intensité de fluorescence record de la zone d’arrière-plan.</li>
		<li>Normaliser la fluorescence de vaisseau dorsal de la fluorescence de fond : Fond de ÷ vaisseau dorsal.</li>
		<li>Calculer que la moyenne normalisée d’intensité de fluorescence du vaisseau dorsal de toutes les mouches dans une souche.</li>
		<li>Répétez l’expérience 2 fois plus.</li>
		<li>Utiliser un étudiant de non appariés t-test pour comparer les intensités de fluorescence relative moyenne des mouches de contrôle et d’essai à partir les trois expériences. Calculer la taille de l’effet en utilisant la formule : Cohen d = (M - M12) ÷ SDmis en commun, où M1 correspond à la moyenne de génotype 1 et M2 correspond à la moyenne du génotype 2 &amp; SD mise en commun =<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/59543/59543eq1.jpg"> où SD1 est l’écart-type de génotype 1 et SD2 est l’écart-type du génotype 2.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Akira, S., Uematsu, S., Takeuchi, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogen+recognition+and+innate+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Pathogen recognition and innate immunity.</a> Cell. 124 (4), 783-801 (2006).</li>
<li>Kim, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+host-pathogen+interactions+and+innate+immunity+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Studying host-pathogen interactions and innate immunity in Caenorhabditis elegans.</a> Disease Models & Mechanisms. 1 (4-5), 205-208 (2008).</li>
<li>Lemaitre, B., Hoffmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+host+defense+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+Immunology%22%5BJournal%5D)">The host defense of Drosophila melanogaster.</a> Annual Review Immunology. 25, 697-743 (2007).</li>
<li>Wu, L. P., Choe, K. M., Lu, Y., Anderson, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+Immunity%3A+Genes+on+the+Third+Chromosome+Required+for+the+Response+to+Bacterial+Infection%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Drosophila Immunity: Genes on the Third Chromosome Required for the Response to Bacterial Infection.</a> Genetics. 159 (1), 189-199 (2001).</li>
<li>De Gregorio, E., Spellman, P. T., Tzou, P., Rubin, G. M., Lemaitre, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Toll+and+Imd+pathways+are+the+major+regulators+of+the+immune+response+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Journal%22%5BJournal%5D)">The Toll and Imd pathways are the major regulators of the immune response in Drosophila.</a> EMBO Journal. 21 (11), 2568-2579 (2002).</li>
<li>Michel, T., Reichhart, J. M., Hoffmann, J. A., Royet, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+Toll+is+activated+by+Gram-positive+bacteria+through+a+circulating+peptidoglycan+recognition+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Drosophila Toll is activated by Gram-positive bacteria through a circulating peptidoglycan recognition protein.</a> Nature. 414 (6865), 756-759 (2001).</li>
<li>Choe, K. M., Werner, T., Stoven, S., Hultmark, D., Anderson, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Requirement+for+a+peptidoglycan+recognition+protein+%28PGRP%29+in+Relish+activation+and+antibacterial+immune+responses+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Requirement for a peptidoglycan recognition protein (PGRP) in Relish activation and antibacterial immune responses in Drosophila.</a> Science. 296 (5566), 359-362 (2002).</li>
<li>Wu, J., Randle, K. E., Wu, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ird1+is+a+Vps15+homologue+important+for+antibacterial+immune+responses+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">ird1 is a Vps15 homologue important for antibacterial immune responses in Drosophila.</a> Cellular Microbiology. 9 (4), 1073-1085 (2007).</li>
<li>Lemaitre, B., Nicolas, E., Michaut, L., Reichhart, J. M., Hoffmann, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dorsoventral+regulatory+gene+cassette+spatzle%2FToll%2Fcactus+controls+the+potent+antifungal+response+in+Drosophila+adults%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The dorsoventral regulatory gene cassette spatzle/Toll/cactus controls the potent antifungal response in Drosophila adults.</a> Cell. 86 (6), 973-983 (1996).</li>
<li>Zambon, R. A., Nandakumar, M., Vakharia, V. N., Wu, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Toll+pathway+is+important+for+an+antiviral+response+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">The Toll pathway is important for an antiviral response in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 102 (20), 7257-7262 (2005).</li>
<li>Lemaitre, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+recessive+mutation%2C+immune+deficiency+%28imd%29%2C+defines+two+distinct+control+pathways+in+the+Drosophila+host+defense%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">A recessive mutation, immune deficiency (imd), defines two distinct control pathways in the Drosophila host defense.</a> Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 92 (21), 9465-9469 (1995).</li>
<li>Leulier, F., Rodriguez, A., Khush, R. S., Abrams, J. M., Lemaitre, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+caspase+Dredd+is+required+to+resist+gram-negative+bacterial+infection%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Reports%22%5BJournal%5D)">The Drosophila caspase Dredd is required to resist gram-negative bacterial infection.</a> EMBO Reports. 1 (4), 353-358 (2000).</li>
<li>Meister, M., Lagueux, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophilablood+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Drosophilablood cells.</a> Cellular Microbiology. 5 (9), 573-580 (2003).</li>
<li>Flannagan, R. S., Jaumouille, V., Grinstein, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cell+biology+of+phagocytosis%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+Pathology%22%5BJournal%5D)">The cell biology of phagocytosis.</a> Annual Review Pathology. 7, 61-98 (2012).</li>
<li>Anderson, R. A., Sando, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cloning+and+expression+of+cDNA+encoding+human+lysosomal+acid+lipase%2Fcholesteryl+ester+hydrolase.+Similarities+to+gastric+and+lingual+lipases%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Cloning and expression of cDNA encoding human lysosomal acid lipase/cholesteryl ester hydrolase. Similarities to gastric and lingual lipases.</a> Journal of Biological Chemistry. 266 (33), 22479-22484 (1991).</li>
<li>Ross, G. D., Reed, W., Dalzell, J. G., Becker, S. E., Hogg, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage+cytoskeleton+association+with+CR3+and+CR4+regulates+receptor+mobility+and+phagocytosis+of+iC3b-opsonized+erythrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Leukocyte+Biology%22%5BJournal%5D)">Macrophage cytoskeleton association with CR3 and CR4 regulates receptor mobility and phagocytosis of iC3b-opsonized erythrocytes.</a> Journal of Leukocyte Biology. 51 (2), 109-117 (1992).</li>
<li>Elrod-Erickson, M., Mishra, S., Schneider, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+between+the+cellular+and+humoral+immune+responses+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Interactions between the cellular and humoral immune responses in Drosophila.</a> Current Biology. 10, 781-784 (2000).</li>
<li>Ramet, M., Pearson, A. M., Manfruelli, P., Li, X., Koziel, H., Gobel, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+Scavenger+Receptor+CI+Is+a+Pattern+Recognition+Receptor+for+Bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Drosophila Scavenger Receptor CI Is a Pattern Recognition Receptor for Bacteria.</a> Immunity. 15 (6), 1027-1038 (2001).</li>
<li>Ramet, M., Manfruelli, P., Pearson, A. M., Mathey-Prevot, B., Ezekowitz, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+genomic+analysis+of+phagocytosis+and+identification+of+a+Drosophila+receptor+for+E.+coli%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Functional genomic analysis of phagocytosis and identification of a Drosophila receptor for E. coli.</a> Nature. 416 (6881), 644-648 (2002).</li>
<li>Philips, J. A., Rubin, E. J., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+RNAi+screen+reveals+CD36+family+member+required+for+mycobacterial+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Drosophila RNAi screen reveals CD36 family member required for mycobacterial infection.</a> Science. 309, 1251-1253 (2005).</li>
<li>Agaisse, H., Burrack, L. S., Philips, J. A., Rubin, E. J., Perrimon, N., Higgins, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome-wide+RNAi+screen+for+host+factors+required+for+intracellular+bacterial+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Genome-wide RNAi screen for host factors required for intracellular bacterial infection.</a> Science. 309 (5738), 1248-1251 (2005).</li>
<li>Stuart, L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+to+Staphylococcus+aureus+requires+CD36-mediated+phagocytosis+triggered+by+the+COOH-terminal+cytoplasmic+domain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Response to Staphylococcus aureus requires CD36-mediated phagocytosis triggered by the COOH-terminal cytoplasmic domain.</a> Journal of Cell Biology. 170 (3), 477-485 (2005).</li>
<li>Stroschein-Stevenson, S. L., Foley, E., O’Farrell, P. H., Johnson, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Drosophila+gene+products+required+for+phagocytosis+of+Candida+albicans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Identification of Drosophila gene products required for phagocytosis of Candida albicans.</a> PLoS Biology. 4 (1), e4(2006).</li>
<li>Kocks, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eater%2C+a+transmembrane+protein+mediating+phagocytosis+of+bacterial+pathogens+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Eater, a transmembrane protein mediating phagocytosis of bacterial pathogens in Drosophila.</a> Cell. 123 (2), 335-346 (2005).</li>
<li>Nehme, N. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relative+roles+of+the+cellular+and+humoral+responses+in+the+Drosophila+host+defense+against+three+gram-positive+bacterial+infections%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Relative roles of the cellular and humoral responses in the Drosophila host defense against three gram-positive bacterial infections.</a> PLoS One. 6 (3), e14743(2011).</li>
<li>Garver, L. S., Wu, J., Wu, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+peptidoglycan+recognition+protein+PGRP-SC1a+is+essential+for+Toll+signaling+and+phagocytosis+of+Staphylococcus+aureus+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Science+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">The peptidoglycan recognition protein PGRP-SC1a is essential for Toll signaling and phagocytosis of Staphylococcus aureus in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 103 (3), 660-665 (2006).</li>
<li>Garg, A., Wu, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+Rab14+mediates+phagocytosis+in+the+immune+response+to+Staphylococcus+aureus%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Drosophila Rab14 mediates phagocytosis in the immune response to Staphylococcus aureus.</a> Cellular Microbiology. 16 (2), 296-310 (2014).</li>
<li>Gonzalez, E. A., Garg, A., Tang, J., Nazario-Toole, A. E., Wu, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+glutamate-dependent+redox+system+in+blood+cells+is+integral+for+phagocytosis+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">A glutamate-dependent redox system in blood cells is integral for phagocytosis in Drosophila melanogaster.</a> Current Biology. 23 (22), 2319-2324 (2013).</li>
<li>Nazario-Toole, A. E., Robalino, J., Okrah, K., Corrada-Bravo, H., Mount, S. M., Wu, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Splicing+Factor+RNA-Binding+Fox+Protein+1+Mediates+the+Cellular+Immune+Response+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology+%28Baltimore%2C+Md%3A+1950%29%22%5BJournal%5D)">The Splicing Factor RNA-Binding Fox Protein 1 Mediates the Cellular Immune Response in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Immunology (Baltimore, Md: 1950). 201 (4), 1154-1164 (2018).</li>
<li>Guille, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGuille%2C+M+%22Molecular+Methods+in+Developmental+Biology%3A+Xenopus+and+Zebrafish%22">Molecular Methods in Developmental Biology: Xenopus and Zebrafish</a>. , Springer Science & Business Media. (1999).</li>
<li>Koundakjian, E. J., Cowan, D. M., Hardy, R. W., Becker, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Zuker+collection%3A+a+resource+for+the+analysis+of+autosomal+gene+function+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The Zuker collection: a resource for the analysis of autosomal gene function in Drosophila melanogaster.</a> Genetics. 167 (1), 203-206 (2004).</li>
<li>Horn, L., Leips, J., Starz-Gaiano, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phagocytic+ability+declines+with+age+in+adult+Drosophila+hemocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+Cell%22%5BJournal%5D)">Phagocytic ability declines with age in adult Drosophila hemocytes.</a> Aging Cell. 13 (4), 719-728 (2014).</li>
<li>Brennan, C. A., Delaney, J. R., Schneider, D. S., Anderson, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Psidin+is+required+in+Drosophila+blood+cells+for+both+phagocytic+degradation+and+immune+activation+of+the+fat+body%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Psidin is required in Drosophila blood cells for both phagocytic degradation and immune activation of the fat body.</a> Current Biology. 17 (1), 67-72 (2007).</li>
<li>Akbar, M. A., Tracy, C., Kahr, W. H., Kramer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+full-of-bacteria+gene+is+required+for+phagosome+maturation+during+immune+defense+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">The full-of-bacteria gene is required for phagosome maturation during immune defense in Drosophila.</a> Journal of Cell Biology. 192 (3), 383-390 (2011).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Disponibles dans le commerce, fluorescent étiquetés de particules sont utilisés pour évaluer la phagocytose en général (0,2 µm carboxylate-modified microsphères) ou la phagocytose des microbes (chaleur - fluorescent-étiquetés ou chimiquement tués bactéries ou levures). Afin d’évaluer la maturation phagosome, chercheurs peuvent sélectionner des particules marqués par un agent sensibles au pH qui émet une fluorescence quand le pH diminue de neutre à acide, comme dans le phagolysosome. Alternativement, pour exa...

Défenses immunitaires innées constituent la première ligne de défense contre les microbes pathogènes. Ces réponses se divisent sur le plan fonctionnel en immunité innée humorale et cellulaire, qui sont médiés par les récepteurs de reconnaissance de modèle codé en lignée germinale (SDRP) qui détectent les profils moléculaires associés aux pathogènes (PAMPs)1. Bon nombre des voies de signalisation et les mécanismes effecteurs de l’immunité innée sont conservés chez les mammifères et les invertébrés, tels que le nématode, Caenorhabditis elegans et la drosophile, Drosophila melanogaster,2. La mouche des fruits est devenue un système puissant pour étudier la défense de l’hôte contre les microorganismes infectieux3. Drosophile est génétiquement tractable, facilement et à moindre coût élevés dans les laboratoires et a un temps de génération court. Par ailleurs, la mouche à fruit présente des défenses très efficaces contre un tableau de microbes, ce qui permet l’examen de l’immunité contre les agents pathogènes virales, bactériennes, fongiques ou parasitaires hôte.
Drosophila immunologistes ont historiquement utilisé avant écrans génétiques, génome-large-mediated RNA interférence (Arni) sélection de lignées cellulaires insectes et préexistant des souches mutantes de mouche afin d’examiner l’immunité innée – menant à la identification et caractérisation de plusieurs voies immunitaires humorales évolutivement conservés4,5,6,7,8. La réponse immunitaire innée humorale est, sans doute, le mieux caractérisé des défenses immunitaires chez la drosophile. Suite à une infection, la réponse humorale aboutit à la production et la libération systémique de peptide antimicrobien des molécules (AMP) dans l’hémolymphe, le sang équivalent chez les insectes. Ampères sont produites par hautement conservée sans frais et de l’Imd, voies de signalisation. La voie de péage est homologue aux mammifères récepteurs TLR/IL-1R de signalisation, et la voie de l’IDM est homologue au facteur de nécrose tumorale-alpha chez les mammifères de signalisation. Drosophila, péage signalisation est induite par des bactéries gram-positives, les champignons et X de la drosophile virus6,9,10 et Imd signalisation est induite par des bactéries à gram négatif11 ,,12.
L’immunité cellulaire, composée d’encapsulation, de mélanisation et phagocytose des pathogènes invasifs, réalisée par des cellules spécialisées de sang appelées hémocytes13. Il existe trois classes d’hémocytes chez la drosophile : crystal cellules, lamellocytes et plasmatocytes13. Crystal cellules, qui représentent 5 % des hémocytes circulants chez les larves, libèrent des enzymes Phénoloxydase (proPO) conduisant à la mélanisation des pathogènes et des tissus de l’hôte au sites de plaie. Lamellocytes, qui ne sont pas normalement trouvés dans les embryons sains ou des larves, sont des cellules adhérentes qui encapsulent des objets étrangers. Ces cellules sont induites sur puparium ou lorsque les oeufs de guêpe parasite sont déposés chez les larves. Plasmatocytes phagocytaires, qui représentent 95 % de diffuser les hémocytes chez les larves et tous les hémocytes restants chez l’adulte, jouent un rôle dans le tissu transformant au cours du développement et, notamment, servir la cellule principal effecteur de l’immunité cellulaire de drosophile .
Phagocytose une ligne immédiate et cruciale de défense immunitaire innée ; les microbes qui violent la barrière épithéliale de l’hôte sont rapidement engloutis et éliminés par les cellules phagocytaires de sang (pour un examen complet de la biologie cellulaire de phagocytose voir référence 14). Ce processus se lance en reconnaissance des formes codées germline récepteurs (SDRP) sur les hémocytes reconnaissent pathogène lié profils moléculaires (PAMPs) des microbes. Une fois lié à leurs cibles, SDRP initier des cascades de signalisation qui conduisent à la formation des pseudopodes par actine cytosquelette remodelage. Les pseudopodes entourent le microbe, qui est ensuite englouti et intériorisé dans un organite naissant, le phagosome. Les microbes sont détruits comme le phagosome subit le processus de maturation du phagosome lorsque le phagosome est victimes de la traite vers l’intérieur des hémocytes et acidifie à travers une série d’interactions avec les lysosomes. In vitro et la cellule des études de biologie des cellules mammaliennes primaires ont grandement contribués à identifier et à caractériser les facteurs qui régissent la phagocytose, tels que les mammifères récepteurs Fc-gamma et C3b récepteurs15,16. Néanmoins, la possibilité d’exécuter de grands écrans ou études in vivo sont limitées dans les systèmes mammaliens.
Nous présentons ici un essai in vivo pour phagocytose chez la drosophile adulte, qui repose sur une procédure introduite par le laboratoire de David Schneider en 2000,17. Le laboratoire de Schneider a montré que sessiles hémocytes groupées le long du vaisseau dorsal abdominal facilement phagocytent les bactéries et les billes de polystyrène. Afin de visualiser la phagocytose, les mouches sont injectées avec des particules fluorescent étiquetés (comme e. coli étiquetés avec l’isothiocyanate de fluorescéine (e. coli -FITC)), incuber pendant 30 minutes pour laisser le temps de hemocytes à phagocyter les particules, puis par injection trypan blue, qui apaise la fluorescence des particules ne pas phagocytées au cours de la période d’incubation. Bateaux mouche de dorsale est imagés puis à l’aide d’un microscope inversé à fluorescent. Cet article fondamental, à l’aide d’une expérience relativement simple, ont démontré que les hémocytes phagocytent les bactéries et billes de latex, cette phagocytose bactérienne peuvent être inhibées par l’injection de pré vole avec des billes de latex, et qui vole sans cellulaires et humorales réponses immunitaires sont sensibles même à e. coli. L’analyse présentée dans le présent rapport s’appuie sur les travaux du laboratoire Schneider pour quantifier la phagocytose in vivo en mesurant l’intensité de la fluorescence des particules englouti par les hémocytes vaisseau dorsal associé.
Semblable à l’approche adoptée dans les systèmes mammaliens, Drosophila généticiens initialement utilisé génome-large in vitro Arni écrans afin d’identifier les gènes nécessaires à la réponse immunitaire cellulaire18,,19,20 ,21,22,23. Cependant, le développement du dosage adulte phagocytose in vivo a permis des expériences suivis à effectuer facilement dans des animaux entiers, ce qui permet aux chercheurs de vérifier le biologique le rôle des facteurs identifiés dans les études in vitro. Ce fut le cas avec le récepteur transmembranaire Eater, qui fut d’abord identifié comme un récepteur bactérien dans un écran d’Arni en utilisant S2 cellules24 et puis plus tard montré à la médiation d' Escherichia coli (e. coli),, Enterococcus faecalis, et la phagocytose staphylocoque doré (Staphylococcus aureus) adultes25.
Notre laboratoire employé l’essai in vivo de la phagocytose dans avancer les écrans génétiques et études d’association pangénomique (en utilisant le panneau de référence génétiques Drosophila (DGRP)) pour identifier de nouveaux gènes qui régulent la phagocytose dans les hémocytes adultes. Ces études conduisirent à la caractérisation des récepteurs PGRP-SC1A et PGRP-SA26, la vésicule intracellulaire traite des protéines Rab1427, le glutamate transporteur Polyphème28et protéines de liaison à l’ARN Fox-129.
Nous prévoyons que les futurs écrans intégrant la phagocytose in vivo pourraient conduire à l’identification de gènes supplémentaires qui sont importants pour la réponse immunitaire cellulaire chez la drosophile. Écrans à l’aide de lignées autofécondées-séquencé, tels que la DGRP ou la drosophile synthétique Population Resource (DSPR), peuvent d’identifier les variantes naturelles qui affectent le développement de phagocytose ou hémocytes. En outre, la technique pourrait être adoptée dans d’autres espèces de drosophile ou utilisée aux nouvelles ressources communautaires d’écran, telles que la collection de 250 espèces de drosophile , maintenu par la drosophile National espèces Stock Center (NDSSC ) à Cornell. Ces expériences peuvent être effectuées à l’aide de fluorescent marqué bactérienne ou fongique-mur bioparticules qui sont disponibles dans le commerce ou peuvent être effectuées à l’aide de n’importe quel nombre de bactéries ou de champignons – visé que le microbe exprime les marqueurs fluorescents .

<table><tbody><tr><td>0,2&mu ; m Rouge Fluorescent Carboxylate Modifié FluoSpheres</td><td>Invitrogen</td><td>F8810</td><td>Perles de latex marquées par fluorescence pour tester la capacité phagocytaire générale des phagocytes. (~580/~605 nm) Injecter une dilution de 1:20 dans du PBS avec 5 % de colorant.</td></tr><tr><td>5430-10 PicoNozzle</td><td>Kit World Precision Instruments</td><td>5430-10</td><td>Support pour pipette</td></tr><tr><td>E. coli (K-12 Strain) BioParticules, conjugué Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>E13231</td><td>Killed E. coli étiqueté avec Alexa Fluor 488. À utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption des bactéries à Gram négatif. (~495/~519 NM)</td></tr><tr><td>Bioparticules E. coli (souche K-12), conjuguée Alexa Fluor 594</td><td>Invitrogen</td><td>E23370</td><td>tuée E. coli étiquetée avec Alexa Fluor 594. À utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption des bactéries à Gram négatif. (~590/~617 nm)</td></tr><tr><td>Bioparticules E. coli (souche K-12), conjuguée à la fluorescéine</td><td>Invitrogen</td><td>E2861</td><td>tuée E. coli marquée avec FITC (fluorescéine). À utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption des bactéries à Gram négatif. (~494/~518 nm)</td></tr><tr><td>E. coli (souche K-12) BioParticules, conjugué Texas Red</td><td>Invitrogen</td><td>E2863</td><td>Tué E. coli marqué avec Texas Red. À utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption des bactéries à Gram négatif. (~595/~615 nm)</td></tr><tr><td>E. coli (souche K-12) BioParticules, conjugué Texas Red</td><td>Invitrogen</td><td>E2863</td><td>Tué E. coli marqué avec Texas Red. À utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption des bactéries à Gram négatif. (~595/~615 nm)</td></tr><tr><td>Extracteur de pipette à aiguille</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Modèle 725</td><td></td></tr><tr><td>pHrodo Red E. coli BioParticles Conjugué pour la phagocytose</td><td>Invitrogen</td><td>P35361</td><td>Killed E. coli marqué avec pHrodo Red. À utiliser pour tester la reconnaissance, l’absorption et la maturation des phagosomes des bactéries à Gram négatif. (~560/~585 nm). Pas besoin de se tremper avec Trypan Blue.</td></tr><tr><td>pHrodo Red S. aureus BioParticles Conjugué pour la phagocytose</td><td>Invitrogen</td><td>A10010</td><td>Tué S. aureus marqué avec pHrodo Red. À utiliser pour tester la reconition, l’absorption et la maturation des phagosomes des bactéries à Gram positif. (~560/~585 nm). Pas besoin de se tremper avec Trypan Blue.</td></tr><tr><td>PicoPump pneumatique PV820</td><td>World Precision Instruments</td><td>SYS-PV820</td><td>La PicoPump pneumatique PV820 de World Precision Instruments utilise des pressions différentielles pour retenir le liquide dans l’aiguille de verre entre les injections. L’utilisateur contrôle manuellement de courtes rafales de pression de gaz pour expulser le liquide &ndash ; permettant la livraison de volumes inférieurs au nanolitre. La quantité de liquide délivrée dépend de deux variables principales : la taille de l’ouverture de l’aiguille en verre et la durée pendant laquelle la pression d’injection est appliquée. Réglez l’instrument sur 100 ms " CHRONOMÉTRÉ" mode.</td></tr><tr><td>S. aureus (Souche de bois sans protéine A) Bioparticules, conjugué Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>S23371</td><td>Tué S. aureus marqué avec Alexa Fluor 488. À utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption des bactéries à Gram positif. (~495/~519 NM)</td></tr><tr><td>S. aureus (Souche de bois sans protéine A) Bioparticules, conjugué Alexa Fluor 594</td><td>Invitrogen</td><td>S23372</td><td>Tué S. aureus marqué avec Alexa Fluor 594. À utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption des bactéries à Gram positif. (~590/~617 nm)</td></tr><tr><td>S. aureus (Souche de bois sans protéine A) Bioparticules, conjugué à la fluorescéine</td><td>Invitrogen</td><td>E2851</td><td>Tué S. aureus marqué avec FITC (Fluorescéine). À utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption des bactéries à Gram positif. (~494/~518 nm)</td></tr><tr><td>Capillaires en verre à paroi mince</td><td>World Precision Instruments</td><td>TW100F-3</td><td>Aiguilles pour injection. OD = 1,0 mm</td></tr><tr><td>de solution de bleu de trypan (0,4 %)</td><td>Sigma</td><td>T8154</td><td>Utilisé pour éteindre la fluorescence extracellulaire des particules marquées à la fluorescéine, à l’Alexa Fluor ou au Texas Red.</td></tr><tr><td>Microscope ZEISS SteREO (Discovery.V8)</td>Microscope à fluorescence inversée <td>Zeiss</td><td>SteREO Discovery.V8</td><td>pour l’imagerie des mouches. Utilisez un appareil photo numérique (par exemple, la caméra AxioCam HC) et le logiciel qui l’accompagne (par exemple : le logiciel AxioVision 4.7) pour prendre des photos.</td></tr><tr><td>Bioparticules de Zymosan A (Saccharomyces cerevisiae), conjugué Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>Z23373</td><td>Tué marqué avec Alexa Fluor 488. Utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption de la levure. (~495/~519 NM)</td></tr><tr><td>Bioparticules de Zymosan A (Saccharomyces cerevisiae), conjugué Alexa Fluor 594</td><td>Invitrogen</td><td>Z23374</td><td>Tué marqué avec Alexa Fluor 594. Utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption de la levure. (~590/~617 nm)</td></tr><tr><td>Bioparticules de Zymosan A (Saccharomyces cerevisiae), conjuguée à la fluorescéine</td><td>Invitrogen</td><td>Z2841</td><td>Tué marqué avec FITC (fluorescéine). Utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption de la levure. (~494/~518 nm)</td></tr><tr><td>Bioparticules de Zymosan A (Saccharomyces cerevisiae), Texas Red</td><td>Invitrogen</td><td>Z2843</td><td>Tué étiqueté avec Texas Red. Utiliser pour tester la reconnaissance des phagocytes et l’absorption de la levure. (~595/~615 nm)</td></tr></tbody></table>

Évaluation de la réponse immunitaire cellulaire de la drosophile, drosophila melanogaster, à l’aide d’un test in vivo la phagocytose

Assessing the Cellular Immune Response of the Fruit Fly, Drosophila melanogaster, Using an In Vivo Phagocytosis Assay

Chez tous les animaux, l’immunité innée fournit une défense immédiate et robuste contre un large spectre d’agents pathogènes. Réponse immunitaire humorale et cellulaire sont les branches principales de l’immunité innée, et bon nombre des facteurs régulant ces réponses sont conservées évolutionnaires entre les invertébrés et mammifères. La phagocytose, l’élément central de l’immunité innée cellulaire, est effectuée par des cellules de sang spécialisées du système immunitaire. La drosophile, Drosophila melanogaster, est devenue un puissant modèle génétique pour étudier les mécanismes moléculaires et les effets physiologiques de la phagocytose dans animaux entiers. Nous démontrons une analyse axée sur l’injection de phagocytose in vivo afin de quantifier l’absorption de particules et de la destruction de cellules de sang de drosophile , hemocytes. La procédure permet aux chercheurs de contrôler avec précision la concentration des particules et la dose, ce qui permet d’obtenir des résultats très reproductibles dans un court laps de temps. L’expérience est quantitative, facile à exécuter et pourront être utilisés pour dépister les facteurs de l’hôte cette influence pathogène reconnaissance, absorption et dégagement.

Une représentation schématique de l’essai de phagocytose in vivo à l’aide de particules marqué à la fluorescéine est montrée dans la Figure 1 a. Les mouches sont monté sur la face ventrale vers le bas sur un morceau de ruban isolant et les deux premiers segments de l’abdomen, où se trouve le vaisseau dorsal, est clairement visible (Figure 1 b). Principales sources d’erreurs expérimentales se posent à l’injection et l’imagerie des...

Ce protocole décrit un essai de phagocytose in vivo chez l’adulte Drosophila melanogaster pour quantifier la reconnaissance phagocyte et apurement des infections microbiennes.

Évaluation de la réponse immunitaire cellulaire de la drosophile, Drosophila melanogaster, à l’aide d’un test In Vivo la phagocytose

In all animals, innate immunity provides an immediate and robust defense against a broad spectrum of pathogens. Humoral and cellular immune responses are ...

Cet essai in vivo de phagocytose permet aux chercheurs de réaliser des dépistages génétiques et des études d’association à l’échelle du génome afin d’identifier de nouveaux gènes qui régulent la phagocytose dans les cellules sanguines adultes. Cette expérience est quantitative, facile à réaliser et peut être appliquée au dépistage des animaux vivants pour les facteurs d’hôte qui influencent la reconnaissance, l’absorption et le dégagement des pathogènes. Après avoir tiré des capillaires en verre à parois minces à l’aide d’un tire-aiguille, utilisez un micromètre pour tenir l’aiguille au microscope et utilisez la pince à épiler en acier inoxydable à point fin numéro cinq pour briser la pointe à un diamètre de pointe de 100 micromètres.Pour mesurer le volume de liquide qui sera injecté dans chaque mouche, chargez une aiguille capillaire avec une coloration stérile de 5 % des aliments dans PBS et expulsez le liquide sur une goutte d’huile minérale sur un micromètre de stade de 0,01 millimètre. Distribuez 10 microlitres de 1,6 milligramme par millilitre de particules sur un petit carré de parafilm, et tirez le liquide dans l’aiguille. Monter l’aiguille dans la buse injecteur, et tapisser les mouches anesthésiées le long de leur zone désignée sur la plaquette de vol, côté ventral vers le haut, avec les têtes orientées vers l’avant de la garniture.Placez les flacons dans les zones correspondantes sur le banc, et injectez les mouches dans le coin supérieur de l’abdomen avec cinq pompes de 100 millisecondes de liquide pour livrer environ 10 nanolitres de particules au total. Transférez chaque mouche dans le flacon approprié au fur et à mesure qu’il est injecté, en notant l’heure sur le flacon. Ensuite, chargez une nouvelle aiguille avec la solution 0.4%Trypan Blue, et réglez l’injecteur pneumatique à la porte, pour permettre un flux constant d’air pour pousser le liquide hors de l’aiguille.30 minutes après l’injection initiale, injectez chaque abdomen volant avec Trypan Blue jusqu’à ce que les abdomens soient pleins et distendus. Montez les mouches sur des glissières au microscope avec du ruban électrique, côté ventral vers le bas, poussant les ailes sur le côté de la mouche pour les fixer à la bande. Ensuite, poussez doucement la tête dans la bande pour vous assurer que la mouche ne bouge pas.Immédiatement après que toutes les mouches ont été fixées, imagez les insectes, un à la fois, à un grossissement 25 ou 32 fois sur un microscope à fluorescence inversé attaché à un appareil photo numérique et un ordinateur, en se concentrant sur le récipient dorsale de chaque mouche en utilisant le logiciel pour l’appareil photo numérique. Ensuite, enregistrez le temps d’exposition et le grossissement entre les expériences. Pour quantifier la fluorescence, ouvrez un programme d’analyse d’imagerie approprié et ouvrez une image.Pour mesurer l’intensité de fluorescence du vaisseau dorsal, dessinez un polygone autour du vaisseau dorsal et sélectionnez Mesure pour enregistrer l’intensité de fluorescence à l’intérieur du polygone. Pour déterminer l’intensité de fluorescence de fond, copiez le premier polygone et déplacez-le vers une zone adjacente au navire dorsal de chaque mouche. Ensuite, sélectionnez Mesurer et enregistrez l’intensité de fluorescence de la zone de fond.Pour normaliser la fluorescence dorsale du vaisseau par fluorescence de fond, après avoir mesuré les intensités de fluorescence du reste des mouches, divisez la fluorescence dorsale du vaisseau par fluorescence de fond et calculez l’intensité moyenne normalisée de fluorescence des vaisseaux dorsal de toutes les mouches dans une seule souche. Après avoir été monté côté ventral vers le bas sur un morceau de ruban électrique, les deux premiers segments de l’abdomen, où le vaisseau dorsal est situé, sont clairement visibles. Les principales sources d’erreur expérimentale surviennent aux étapes d’injection et d’imagerie de la procédure.L’utilisation de la même aiguille pour injecter plusieurs mouches peut l’obstruer avec du tissu volant ou des particules. Les mouches qui ne reçoivent pas suffisamment de fluorescence Trypan Blue brillamment dans tout leur abdomen, ce qui peut réduire le rapport du vaisseau dorsal à la fluorescence de fond, diminuant ainsi le véritable rapport d’intensité de fluorescence de l’animal. Les mouches doivent être photographiées lorsqu’elles sont immobilisées par le dioxyde de carbone, car les mouches qui se déplacent activement produisent des images floues qui ne peuvent pas être quantifiées.Une lignée mutante de la collection Zuker de mouches traitées au méthane éthylique est incapable de phagocytose gram-négatif et gram-positif bactéries et affiche presque aucune fluorescence des vaisseaux dorsal dans l’essai in vivo phagocytosis, jumelé à l’arrière-plan isogénique Zuker souche et une autre souche commune de contrôle de laboratoire. Gardez une trace de l’heure et de l’ordre dans lequel les mouches sont injectées pour s’assurer que les mouches sont à des stades comparables de reconnaissance et d’absorption d’agents pathogènes lorsqu’elles sont photographiées. Les mécanismes moléculaires sous-jacents aux défauts phagocytiques peuvent être déterminés en étudiant les hémocytes simples avec microscopie confoccale ou après le tri cellulaire activé par fluorescence ou par isolement magnétique des hémocytes adultes.

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Évaluation de la réponse immunitaire cellulaire de la drosophile, Drosophila melanogaster, à l’aide d’un test In Vivo la phagocytose

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