Name: Prélèvement sanguin par piqûre de veine Subclavienne chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: Découvrez la ponction de la veine sous-claviculaire pour le prélèvement sanguin chez la souris. Cette méthode sécurisée permet de collecter environ 200 microlitres de sang tout en minimisant le stress animal.

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Ce travail a été appuyé par la subvention de la National Natural Science Foundation de la Chine no 81670269, no 81500355 et no 81500226.

Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique de l’Université centrale du Sud pour la recherche animale du second Xiangya Hospital (Changsha, Chine). Le manuscrit a été préparé selon les directives d’arrivée (recherche animale: rapports d’expériences in vivo)12.
1. matériel et animal
<ol><li>Préparer les matériaux requis: 75% éthanol, ruban adhésif, agent d’épilation, tube de 2 mL, seringue de 1,0 mL reliée à l’aiguille (26G), à l’échelle électronique, à l’héparine et à la solution saline (voir tableau des matériaux).</li>
	<li>Animaux: Préparez 10 souris Kunming, âgées de 6-8 semaines et pesant 21,6 à 28,3 g (voir tableau des matériaux). Maintenir les souris conformément au guide pour l’entretien et l’utilisation des animaux de laboratoire13.</li>
</ol>2. anesthésie et positionnement des animaux
<ol><li>Peser la souris pour calculer la posologie requise de l’agent anesthésique.</li>
	<li>Injecter du pentobarbital de sodium (60 mg/kg) par injection intrapéritonéale pour induire une anesthésie générale14 (figure 1). Appliquez une pommade de lubrification oculaire stérile au début de la procédure pour éviter d’endommager les yeux exposés. Remarque: les souris sont considérées comme suffisamment anesthésiées lorsqu’elles ne montrent aucune réponse motrice à l’essai du réflexe de retrait de la pédale, du pincement de queue ou de la pincée abdominale.</li>
	<li>Placez la souris dans la table d’opération en position décubitus dorsal et à 2-4 cm du bord de la table pour faciliter la perforation veineuse (figure 2). Fixez les membres dans une position confortable comme illustré à la figure 2. Aucune intubation ou ventilation mécanique n’est nécessaire dans l’ensemble de la procédure.</li>
	<li>Appliquez un agent épilateur autour de l’espace infraclaviculaire avec un coton-tige.</li>
	<li>Trois minutes plus tard, lavez l’agent épilateur avec un coton-tige humide pour enlever la fourrure et toute saleté visible.</li>
	<li>Stériliser l’espace infraclaviculaire avec 75% d’éthanol puis sécher avec de la gaze propre.</li>
</ol>3. ponction veineuse subclavienne et prélèvement sanguin
<ol><li>Identifiez l’emplacement de l’os de la clavicule et de la fosse sternale supérieure avec un doigt.</li>
	<li>Localisez le site de ponction près du milieu de l’os de la clavicule et caudale à elle. Placer l’index gauche latéralement sur le site de ponction pour fixer la peau et le tissu sous-cutané (figure 3).</li>
	<li>Déplacez l’aiguille vers le haut et la crânienne vers la fosse sternale supérieure. Une fois que l’aiguille pénètre dans le tissu sous-cutané, déplacez l’annulaire de la main droite vers l’arrière pour former une pression négative (figure 3). Remarque: au cours de cette étape, la position de la main droite de l’opérateur doit être légèrement inférieure à la table d’opération pour faire bouger l’aiguille vers le haut et supérieure au plan horizontal. C’est pourquoi l’animal est placé près du bord de la table.</li>
	<li>Déplacez la seringue vers l’avant 3-4 mm mais arrêtez s’il n’y a pas de fuite de sang dans la seringue. Ensuite, tirez lentement la seringue et maintenez la pression négative en elle. Dans la plupart des cas, le sang entrerait dans la seringue lors du retrait.</li>
	<li>Une fois que le sang pénètre dans la seringue, fixez la seringue et maintenez la pression négative jusqu’à ce que le volume requis (200 μL) de sang soit prélevé dans la seringue.</li>
	<li>Après prélèvement sanguin, retirer l’aiguille de perforation et presser légèrement le site de ponction avec un coton-tige pendant 1-2 minutes pour arrêter le saignement. Ensuite, retournez les souris à la cage. Remarque: occasionnellement, on ne pouvait pas obtenir le sang lors de sa première tentative. Ajustez la direction de l’aiguille latéralement et répétez les étapes 3.3-3.5. Si 3 tentatives ne parviennent pas à obtenir l’échantillon sanguin, passez de l’autre côté.</li>
	<li>Transférer l’échantillon sanguin dans un tube hépariné.</li>
</ol>4. récupération des souris
<ol><li>Alors que l’anesthésie pentobarbital est en vigueur, la récupération de la vitesse en fournissant un soutien thermique jusqu’à ce que la souris se déplace à nouveau.</li>
</ol>

<ol><li>McCosh, R. B., Kreisman, M. J., Breen, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequent+Tail-tip+Blood+Sampling+in+Mice+for+the+Assessment+of+Pulsatile+Luteinizing+Hormone+Secretion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Frequent Tail-tip Blood Sampling in Mice for the Assessment of Pulsatile Luteinizing Hormone Secretion.</a> Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).</li>
<li>Regan, R. D., Fenyk-Melody, J. E., Tran, S. M., Chen, G., Stocking, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Submental+Blood+Collection+with+the+Retroorbital+and+Submandibular+Methods+in+Mice+%28Mus+musculus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Comparison of Submental Blood Collection with the Retroorbital and Submandibular Methods in Mice (Mus musculus).</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 55 (5), 570-576 (2016).</li>
<li>Park, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+in+unstressed%2C+conscious%2C+and+freely+moving+mice+through+implantation+of+catheters+in+the+jugular+vein%3A+a+new+simplified+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reports%22%5BJournal%5D)">Blood collection in unstressed, conscious, and freely moving mice through implantation of catheters in the jugular vein: a new simplified protocol.</a> Physiological Reports. 6 (21), e13904(2018).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Laboratory Animals. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+%26+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology & Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>van Herck, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orbital+sinus+blood+sampling+in+rats+as+performed+by+different+animal+technicians%3A+the+influence+of+technique+and+expertise%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Orbital sinus blood sampling in rats as performed by different animal technicians: the influence of technique and expertise.</a> Laboratory Animals. 32 (4), 377-386 (1998).</li>
<li>Tsai, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+blood+collection+methods+on+indicators+of+welfare+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Effects of different blood collection methods on indicators of welfare in mice.</a> Lab Anim (NY). 44 (8), 301-310 (2015).</li>
<li>Holmberg, H., Kiersgaard, M. K., Mikkelsen, L. F., Tranholm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+blood+sampling+technique+on+blood+quality+and+animal+welfare+in+haemophilic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Impact of blood sampling technique on blood quality and animal welfare in haemophilic mice.</a> Laboratory Animals. 45 (2), 114-120 (2011).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+efficacy+of+a+modified+axillary+vein+technique+for+pacemaker+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+Plus%22%5BJournal%5D)">Safety and efficacy of a modified axillary vein technique for pacemaker implantation.</a> Cardiology Plus. 3, 104-107 (2018).</li>
<li>Yang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclavian+Vein+Puncture+As+an+Alternative+Method+of+Blood+Sample+Collection+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats.</a> Journal of Visualized Experiments. (141), (2018).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Laboratory Animals. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Research, I. fL. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aResearch%2C+IfLA+%22Guide+for+the+care+and+use+of+laboratory+animals%22">Guide for the care and use of laboratory animals</a>. , National Academies Press. Washington (DC). (1996).</li>
<li>Redel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+ischemia+and+reperfusion+times+on+myocardial+infarct+size+in+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Biology+and+Medicine+%28Maywood%2C+N.J.%29%22%5BJournal%5D)">Impact of ischemia and reperfusion times on myocardial infarct size in mice in vivo.</a> Experimental Biology and Medicine (Maywood, N.J.). 233 (1), 84-93 (2008).</li>
<li>Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vital+signs+monitoring+during+injectable+and+inhalant+anesthesia+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice.</a> Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
</ol>

Aucun n’a été déclaré.

Ce rapport représente une extension des recherches antérieures sur l’échantillonnage sanguin par la perforation de la veine subclavienne chez le rat11. Comme la souris est l’animal de recherche le plus couramment utilisé, il serait utile de voir si cette technique peut également être appliquée à des souris. Le défi provient du diamètre relativement plus petit de la veine subclavienne.
Dans les recherches actuelles, nous avons constaté que la ponction subclavienne chez la souris est un moyen faisable et fiable de collecter du sang. Par rapport aux méthodes conventionnelles telles que la coupe de veine de queue ou la collecte de sang orbital, il n’y a pas de questions éthiques de la méthode actuelle. Tous les animaux ont survécu après cette procédure sans suppléments liquides après environ 200 μL d’extraction sanguine, et les animaux pourraient être utilisés pour d’autres études expérimentales. Théoriquement, l’extraction totale du volume d’échantillonnage n’a pas pu atteindre plus de 10% du volume sanguin circulant total à chaque fois et le volume total d’un animal adulte est de 55 à 70 mL/kg de poids corporel5. Pour les souris utilisées dans cette recherche (21,6-28,3 g), l’extraction du volume maximal devrait être d’environ 200 μL. Nous avons donc fixé la quantité d’échantillonnage sanguin autour de 200 μL pour chaque souris. L’incapacité de mesurer la pression artérielle, la fréquence cardiaque et d’autres paramètres de stress sont les principales limitations de ce rapport.
Une anesthésie générale suffisante est une autre question importante pour garantir le succès de la ponction. Les souris doivent rester calmes pendant la procédure de perforation pour éviter le risque de blesser le récipient par l’aiguille. Nous avons constaté que le pentobarbital sodique à 60 mg/kg pour l’anesthésie générale pourrait satisfaire la profondeur idéale de l’anesthésie. Un inconvénient de cet agent est le temps de récupération relativement long (moyenne d’environ 30 minutes). Dans certains instituts, l’inhalation d’isoflurane est utilisée pour le temps de récupération court et doit être prise en considération comme choix d’anesthésie alternative15.
L’emplacement de la veine subclavienne est illustré à la figure 4. En raison de la paroi mince et de la faible pression dans la veine, la paroi antérieure et postérieure de la veine subclavienne se rattachait l’une à l’autre sous la pression d’une aiguille pendant que l’aiguille se déplace vers l’avant (figure 5A). Tout en retirant le piston lentement vers l’arrière, les parois attachées se sépareront spontanément, et la pointe de l’aiguille pourrait pénétrer dans la véritable cavité du vaisseau et le sang pourrait s’écouler dans la seringue sous une pression négative soutenue (figure 5B). Utilisation d’un système de prélèvement sanguin sous vide16 pourrait également favoriser la collecte de sang. En raison du diamètre relativement faible de la veine sous-clavière de souris, il peut y avoir des défaillances même pour un opérateur expérimenté. Pour un novice, nous recommandons la ponction veineuse subclavienne chez le rat comme rapporté11. Après plusieurs tentatives de ponction réussies chez les rats, le taux de réussite de la perforation de la veine subclavienne chez la souris pourrait être significativement amélioré. Assurez-vous que l’emplacement exact de la perforation est juste caudale au milieu de l’os de la clavicule. L’aiguille se déplaçant vers le haut et crânien à la fosse sternale supérieure sont d’autres points clés pour garantir une ponction réussie.
En conclusion, la ponction veineuse subclavienne est une méthode sûre et efficace pour la collecte de sang chez la souris. Outre la coupe de veine de queue et la collecte de sang de plexus rétro-orbitale, cette méthode est faisable, sûre, et appropriée pour des recherches observationnelles à plusieurs points de temps chez les souris.

La collecte des échantillons sanguins de souris est essentielle dans la plupart des laboratoires de recherche. Les approches conventionnelles pour la collecte de sang chez les souris sont la coupe de la queue lorsque moins de 100 μL d’échantillon est nécessaire1. Cependant, si plus de 100 μl de sang sont nécessaires à un point de temps non terminal, les techniques de prélèvement rétroorbital, de saignement sous-mandibulaire ou de sang mentonnier sont les plus couramment considérées2. Dans certaines occasions, le cathétérisme de la veine jugulaire par une incision chirurgicale a été adopté comme méthode alternative3.
Néanmoins, les méthodes ci-dessus sont nuisibles pour les souris. Au meilleur de notre connaissance, la méthode rétroorbitale n’est pas largement acceptée en raison du risque potentiel de complications4,5. Le traumatisme lié à l’opération se produit non seulement dans la zone visible6,7, mais aussi au fond de l’orbite6. En outre, la collecte de sang sous-mandibulaire est stressante8 et pourrait être associée à un saignement excessif de2,9. Sur la base de nos recherches antérieures10,11, nous introduisons ici une nouvelle stratégie de prélèvement sanguin de la veine subclavienne chez la souris. La sécurité, la faisabilité et le volume sanguin obtenu avec cette technique sont présentés et discutés.

<table><tbody><tr><td>Seringue de 1,0 ml</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd (Weihai, province du Shandong, Chine)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>75 %</td><td>d’éthanol Département de pharmacie, Le deuxième hôpital Xiangya de l’Université centrale du Sud</td><td>fabriqué dans le Département de pharmacie, Le deuxième hôpital Xiangya de l’Université</td><td></td>du Centre-Sud</tr><tr><td>Ruban adhésif</td><td>3M Deutschland GmbH (Kamen, Allemagne)</td><td>1534-1</td><td></td></tr><tr><td>gants en toile</td> pour balance électronique <td>d’anesthésie</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Dongguan Shengheng Electronics Co. Ltd (Dongguan, province du Guangdong, Chine)</td><td>KP-3000</td><td></td></tr><tr><td>agent épilant</td><td>France Yi Sha Cosmetics Co. Ltd (Guangzhou, province du Guangdong, Chine)</td><td>8281744</td><td></td></tr><tr><td>héparine (concentration utilisée 10 U/mL, 2 mL, 12500 UI)</td><td>Nanjing Xinbai Pharmaceutical Co. Limited (Nanjing, province du Jiangsu, Chine)</td><td>H32025851</td><td></td></tr><tr><td>souris</td><td>Hunan SJA Laboratory Animal Co. Ltd (Changsha, province du Hunan, Chine)&nbsp ;</td><td>Aiguille Kunming spcies</td><td></td></tr><tr><td>, 26G, 0,45 mm x 16 mm</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co. Ltd (Weihai, province du Shandong, Chine)</td><td>20163151593</td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital sodique (solution utilisée 1 %)</td><td>Merck</td><td>P-010-1ML</td><td></td></tr><tr><td>solution saline physiologique, 100 mL</td><td>Hunan Kelun Pharmaceutical Co. Ltd (Yueyang, province du Hunan, Chine)</td><td>H43020454</td><td></td></tr><tr><td>logiciel</td> <td>statiqueInternational Business Machines</td><td>SPSS Statistics 25</td><td></td></tr><tr><td>tube, 2 mL</td><td>Hubei Jinxing Technology & Development Co. Ltd (province de Wuhan Hubei, Chine)</td> <td>MCT-150-C</td><td></td></tr></tbody></table>

prélèvement sanguin par piqûre de veine subclavienne chez la souris

Blood Collection Through Subclavian Vein Puncture in Mice

La souris est le principal modèle de mammifères pour l’étude des maladies humaines et de la santé humaine. Cependant, la collecte d’échantillons de sang de souris est difficile dans les travaux de recherche. La collecte de sang de queue est une méthode populaire quand une petite quantité d’échantillon sanguin est nécessaire. L’artère orbitale pourrait être envisagée si une grande quantité de sang est nécessaire, mais cette méthode de prélèvement sanguin a des problèmes éthiques. Autrefois, nous avons démontré la faisabilité et la sécurité de la collecte des échantillons de sang par ponction de veine sous-clavière chez le rat, et nous étudions ici si cette méthode pourrait être utilisée chez la souris. Nous rapmettons que cette méthode est sûre et pratique pour la collecte de sang chez la souris. La collecte de sang par la perforation de la veine subclavienne chez la souris peut être une méthode pratique dans les travaux de recherche quotidiens.

Nous avons répété cette procédure chez 10 souris Kunming (mâle n = 5, femelle n = 5, poids 25,4 ± 2,0 g). Neuf procédures ont réussi sur le côté droit. Un cas a échoué dans les 3 tentatives dans le côté droit et la collecte de sang a réussi sur le côté gauche. Le cours de temps (de la perforation à l’obtention du volume sanguin requis) variait entre 35-126 secondes (moyenne 68,4 ± 26,4 s). Le volume de prélèvement sanguin a été fixé à environ 200 μL (moyenne 203 ± 11,6 μL). La collecte de sang a réussi dans 1 à 4 tentatives. L’échantillonnage sanguin a réussi à la première tentative de deux souris et après 4 tentatives d’une souris; l’échantillonnage a pris 2-3 tentatives chez les autres souris. Toutes les données ont été illustrées dans le tableau 1. Tous les animaux ont survécu et récupérés dans les 30 minutes suivant l’échantillonnage sanguin. Il n’y a pas de différence significative entre les sexes pour tous les paramètres observés (tableau 1).
<img alt="Procédure d’injection de souris de laboratoire, aiguille de seringue, manche de gant, dispositif expérimental." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig1.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 1"> Figure 1 : Anesthésie générale par injection intrapéritonéale <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Configuration de l’étude de la souris ; tester des procédures chirurgicales sur une souris, fixée pour examen sur une surface bleue." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig2.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 2"> La figure 2 : La position décubitus dorsal de la souris. Notez la distance entre la marge et la souris est 2-4 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig2large.jpg" target="_blank">s’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Configuration de l’anesthésie chez la souris, méthode d’injection, expérience biomédicale, préparation pré-chirurgicale, recherche en laboratoire." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig3.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 3"> Figure 3 : Le site de ponction et la posture des mains de l’opérateur. Notez que l’annulaire de la main droite se déplace vers l’arrière pour former une pression négative. La main gauche est placée latéralement au site de ponction pour fixer la peau et les tissus sous-cutanés. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Schéma anatomique de la souris montrant la fosse suprasternale, l’os de la clavicule, la voie de la veine sous-clavière." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig4.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 4"> Figure 4 : L’emplacement de la veine subclavienne, de la clavicule et de la fosse sternale supérieure. Les cours de veine sous-clavière sous l’os de la clavicule et s’écoule dans la veine cave supérieure sous la fosse sternale supérieure. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig4large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Schéma de prélèvement de sang artériel montrant l’insertion d’un cathéter pour le processus d’extraction du sang." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59556/59556fig5.jpg" data-altupdatedat="1754922859000" data-alt="Figure 5"> Figure 5 : La relation entre la paroi du navire et l’aiguille pendant la procédure. (A) les parois de la veine subclavienne s’attachent l’une à l’autre à mesure que l’aiguille se déplace vers l’avant, de sorte qu’aucun sang ne peut être prélevé. (B) tout en retirant l’aiguille vers l’arrière, les parois se séparent les unes des autres et le sang peut être prélevé. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59556/59556fig5large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>variable</td>
			<td>Total (n = 10)</td>
			<td>Mâle (n = 5)</td>
			<td>Femelle (n = 5)</td>
			<td>Valeur P</td>
		</tr>
<tr>
<td>Poids corporel (g)</td>
			<td>25,3 ± 2,2</td>
			<td>25,3 ± 3,0</td>
			<td>25,4 ± 1,3</td>
			<td>0,926</td>
		</tr>
<tr>
<td>Volume sanguin (μL)</td>
			<td>203,0 ± 11,6</td>
			<td>208 ± 13,0</td>
			<td>198 ± 8,4</td>
			<td>0,187</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cours (s) de temps</td>
			<td>68,4 ± 26,4</td>
			<td>70,6 ± 35,1</td>
			<td>66,2 ± 18,0</td>
			<td>0,809</td>
		</tr>
<tr>
<td>Retraits</td>
			<td>2,3 ± 0,9</td>
			<td>2,4 ± 1,1</td>
			<td>2,2 ± 0,8</td>
			<td>0,760</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="4">Il n’y avait pas de différences significatives entre les sexes pour tous les paramètres observés, toutes les valeurs P &gt; 0,05.</td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1: paramètres observés entre les sexes

Ici, nous présentons un protocole pour prélever des échantillons sanguins de la veine subclavienne des souris.

Prélèvement sanguin par piqûre de veine Subclavienne chez la souris

The mouse is the foremost mammalian model for studying human disease and human health. However, blood sample collection from mice is challenging in ...

Collecte de sang par perforation subclavienne de veine chez la souris. La collecte d’échantillons de sang chez la souris est essentielle dans la plupart des laboratoires de recherche. Les approches conventionnelles pour la collecte de sang chez la souris est la coupe de la queue, lorsque moins de 100 microlitres d’échantillon sont nécessaires.Toutefois, si plus de 100 microlitres de sang sont nécessaires à un moment non terminal, les saignements rétroorbitaux, submandibulaires ou submentaux de sang sont les techniques les plus couramment considérées. Dans certains endroits, l’incision ou le cathétérisme jugulaire de veine ont été adoptés comme méthodes alternatives. Néanmoins, les méthodes ci-dessus sont blessantes pour les souris.Sur la base de nos recherches formelles, nous introduisons ici une nouvelle stratégie économique et douce pour la collecte de sang de la veine subclavienne chez la souris. L’innocuité et la faisabilité, et le volume sanguin obtenu avec cette technique, sont présentés et discutés. Après anesthésie générale, allongez la souris en position supine.Nettoyez l’espace infraclavicular avec 75% d’éthanol. Confirmer la clavicule et le fossae suprasternal avant la perforation. Identifier le site de perforation au milieu de la clavicule.Déplacez les aiguilles supérieures et vers le haut vers le fossae suprasternal, juste postérieur à la clavicule. Après avoir avancé de trois à quatre millimètres, maintenez la pression négative dans la seringue et reculez lentement l’aiguille. Le sang s’écoulera dans la seringue au cours du retrait.Après la collecte de sang, appuyez doucement sur le site de perforation pendant une à deux minutes pour arrêter de saigner. Préparer les matériaux nécessaires, y compris 75 % d’éthanol, de ruban adhésif, d’agent épilateur, de tubes, de seringue de 1,0 millilitre reliée à l’aiguille, à l’écaille électronique, à l’héparine et à la solution saline. Après une anesthésie générale satisfaisante, placez la souris sur la table d’opération en position supine, et à deux à quatre centimètres du bord de la table pour faciliter la perforation des veines.Fixez les membres dans une position confortable, comme le montre la figure 2. Aucune intubation ou ventilation mécanique n’a été nécessaire dans l’ensemble de la procédure. Appliquer l’agent épilateur autour de l’espace infraclavicular avec l’écouvillon de coton.Trois minutes plus tard, laver l’agent épilateur avec un coton-tige humide, pour enlever la fourrure et toute saleté visible. Stériliser l’espace infraclavicular avec 75% d’éthanol, puis sécher avec de la gaze propre. Identifier l’emplacement de l’os de la clavicule et du fossae suprasternal avec un doigt.Localiser le site de perforation, près du milieu de l’os de la clavicule, et l’attraper. Placez l’index gauche latéral au site de perforation pour fixer la peau et le tissu sous-cutané. Déplacez l’aiguille vers le haut dans un crâne se jeter vers le fossae suprasternal.Une fois que l’aiguille entre dans le tissu sous-cutané, l’annulaire de la main droite doit reculer pour former une pression négative. Avancez la seringue de trois à quatre millimètres, mais arrêtez-vous s’il n’y a pas de fuite de sang dans la seringue. Puis lentement tirer en arrière de la seringue, et de garder la pression négative en elle.Dans la plupart des cas, le sang entrera dans la seringue au cours du recul. Une fois que le sang entre dans la seringue, fixez la seringue et maintenez la pression négative, jusqu’à ce que le volume de sang nécessaire soit recueilli dans la seringue. Après la collecte de sang, retirer l’aiguille de perforation, et appuyez sur le site de perforation avec un coton-tige légèrement pendant une à deux minutes pour arrêter le saignement, puis renvoyer les souris dans des cages.Transférez l’échantillon de sang dans notre tube d’héparine. Nous avons répété cette procédure chez 10 souris Quimi. Neuf procédures ont réussi dans le côté droit.Un cas a échoué dans trois tentatives dans le côté droit, et la collecte de sang a réussi dans le côté gauche. Le temps s’est d’une distance comprise entre 35 et 126 secondes. Le volume de collecte de sang a été fixé à environ 200 microlitres.La collecte de sang a été réussie avec une à quatre tentatives. L’échantillonnage de sang a réussi à la première tentative chez deux souris, et à quatre tentatives dans une souris, à deux à trois tentatives chez d’autres souris. Toutes les données ont été illustrées dans le tableau 1.Tous les animaux ont survécu et se sont rétablis dans les 30 minutes suivant l’échantillonnage sanguin. Il n’y avait pas de différence significative entre les rapports sexuels pour tous les paramètres observés. En conclusion, la perforation subclavian de veine est une méthode sûre et efficace pour la collecte de sang chez les souris.Outre la coupe des veines de queue et la collecte de sang rétro-orbitale de plexus, cette méthode est faisable et appropriée pour des recherches observationnelles à plusieurs moments chez la souris.

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