Name: Évaluation des comportements photosynthétiques par des mesures simultanées de la réflectance des feuilles et des analyses de fluorescence de la chlorophylle (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-09T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 20 s
Description: Découvrez une méthode de mesure simultanée de la réflectance foliaire et de la fluorescence de la chlorophylle chez Arabidopsis. Cette approche permet le suivi en temps réel des comportements photosynthétiques des plantes.

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Nous sommes reconnaissants au Dr Kouki Hikosaka (Université de Tohoku) pour avoir stimulé les discussions, l'aide avec un espace de travail et des instruments pour des expériences. Le travail a été soutenu en partie par KAKENHI [numéros de subvention 18K05592, 18J40098] et la Fondation Naito.

1. Cultivation de plantes Arabidopsis
<ol><li>Tremper les graines d'Arabidopsis thaliana dans de l'eau déionisée stérilisée dans un microtube, et couver pendant 2 jours à 4 oC dans l'obscurité.</li>
	<li>Placer environ quatre des graines imbibées et traitées à froid sur la surface du sol à l'aide d'une micropipette. Incuber les pots plantés dans une chambre de croissance avec une lumière de 16 h (120 photons de mol m-2 s1) et 8 h de période sombre à 22 oC et 20 oC, respectivement.</li>
	<li>Cultivez une plante par pot en amincissant d'autres semis après la germination. Préparer au moins cinq pots. Incuber les plantes dans la chambre de croissance pendant 4 semaines supplémentaires. Trois plantes sont utilisées pour les expériences.</li>
	<li>Utilisez la feuille mature la plus jeune et entièrement ouverte pour les mesures de photosynthèse.</li>
</ol>2. Configuration de l'étape de l'échantillon, des instruments photosynthétiques et de la source de lumière
REMARQUE : Pour ce protocole, un échantillon construit sur mesure a été utilisé pour fixer les feuilles et les sondes de détection (figure 1).
<ol><li>Fixez une plaque d'acier de 10 cm2 avec un trou de 1 cm de diamètre sur l'étage de l'échantillon sur mesure. La taille du trou dans cette plaque peut être modifiée pour accueillir différents échantillons de feuilles ou d'espèces végétales. La scène dispose d'un clip pour fixer les sondes de détection et d'un ajusteur pour ajuster la distance entre les sondes et l'échantillon de feuilles.</li>
	<li>Préparer des sondes minces pour mesurer la fluorescence de la chlorophylle et la réflectoflace des feuilles. Ces sondes minces de fibre seront placées étroitement de sorte qu'elles mesurent des signaux de la même position de feuille. REMARQUE : Un fluoromètre de chlorophylle de PAM et un radiomètre spectral ont été adaptés pour la détection de signal de la chlorophylle une fluorescence et une réflectorque de feuille, respectivement. Les deux instruments utilisent des sondes en fibres minces avec des diamètres de 1 mm et 2 mm, respectivement.</li>
	<li>Adiez ces deux sondes bien ensemble et enveloppez-les avec du ruban adhésif en plastique.</li>
	<li>Clip les sondes scotchées sur l'étape de l'échantillon à l'aide d'un support de lentille coaxiale (voir Figure 1), et les positionner verticalement à la surface de la feuille. REMARQUE : Le champ de vision du câble de fibre optique dans le radiomètre spectral est de 25 euros. Dans cette méthode, la distance entre les extrémités de la sonde de fibre et la surface des feuilles est inférieure à 1 cm. Par conséquent, la zone de la feuille de mesure est presque la même que celle de la fibre.</li>
	<li>Fixez un guide de lumière biforked fait de fibres de verre à la source de lumière halogène et irradiez l'étape de l'échantillon des deux directions à des angles d'environ 45 degrés. REMARQUE : Une lampe halogène, qui est proche de la distribution de longueur d'onde de la lumière naturelle du soleil, est employée comme lumière actinique pour induire la photosynthèse. La source de lumière halogène a été adaptée à l'aide d'un filtre à froid intégré, qui élimine les longues longueurs d'onde de l'infrarouge proche, afin d'éviter l'augmentation de la température de surface des feuilles (400 à 800 nm).</li>
	<li>Ajustez la source de lumière de façon à ce que la lumière illumine uniformément la scène de l'échantillon sans projeter d'ombres.</li>
</ol>3. Mise en place simultanée de mesures de la réflectoflant des feuilles et de la fluorescence de la chlorophylle
REMARQUE : Toutes les étapes sont effectuées dans la pièce sombre pour éviter la détection de la lumière autre que la lumière actinique. Une lumière vert faible (p. ex., lumière verte-cellophaned) doit être éteinte avant les mesures réelles.
<ol><li>Mesurer la distance entre l'échantillon de feuilles et les sondes sur l'étape de l'échantillon.<ol>
<li>Placez une feuille d'essai sur le porte-feuilles de l'étape de l'échantillon dans l'obscurité. Appuyez sur la feuille contre une plaque d'acier sur la scène (carré noir dans la figure 1).</li>
		<li>Allumez le PAM et irradiez l'échantillon de feuilles à l'œil d'une lumière mesurante. Les valeurs des intensités de fluorescence de la chlorophylle sont confirmées à l'aide du logiciel de contrôle PAM (voir Tableau des matériaux).</li>
		<li>Déplacez l'ajusteur de sorte que l'intensité de fluorescence mesure environ 100. Mesurer la distance entre la sonde et la feuille. Fixez l'ajusteur et enregistrez la valeur de la distance sur l'ajusteur.</li>
		<li>Éteignez la lumière de mesure. Retirer la feuille d'essai.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Mesurer l'intensité de l'irradiation de la lumière actinique REMARQUE : Pour observer les comportements photosynthétiques dépendants de la lumière, la lumière actinique d'intensité variable est utilisée pour irradier l'échantillon de feuilles.<ol>
<li>Placez un compteur quantique léger à l'endroit où la feuille d'échantillon serait placée.</li>
		<li>Irradier la lumière de la source de lumière halogène et mesurer l'intensité.</li>
		<li>Déterminer quelles positions du cadran de la source de lumière générerait des intensités de 30, 60, 120, 240 et 480 photons de mol m2 s1. REMARQUE : Les plantes d'Arabidopsis sont cultivées sous 120 photons de mol m2 s1; par conséquent, les intensités d'irradiation de la lumière actinique sont choisies pour fournir une gamme de petites et grandes intensités.</li>
		<li>Marquez chaque intensité d'irradiation sur le cadran.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mesurer une norme de réflexion. REMARQUE : Une norme de réflexion est requise pour calculer le rapport de réflectation des feuilles à chaque intensité d'irradiation.<ol>
<li>Placez une plaque blanche comme norme de réflectoflante à la position de l'échantillon de feuilles.</li>
		<li>Allumez un radiomètre spectral. Le signal de réflecson est indiqué par le logiciel de contrôle du radiomètre spectral. À l'heure actuelle, il n'y a pas de données spectrales parce qu'il n'y a pas de lumière irradiante.</li>
		<li>Allumez la lampe halogène pour l'irradier avec 480 photons de mol m2 s1, la plus haute intensité d'irradiation dans ce test.</li>
		<li>Ajuster la force de détection du radiomètre pour éviter la saturation.</li>
		<li>Enregistrez la réflectance spectrale entre 450 et 850 nm à intervalles de 1 nm sous l'éclairage avec 30, 60, 120, 240 et 480 photons de mol m2 s1. REMARQUE : Un signal électrique de base (courant sombre) est corrigé et soustrait à chaque mesure spectrale.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Mesures simultanées de la réflectation des feuilles et de la chlorophylle d'une fluorescence, et calcul des paramètres photosynthétiques
<ol><li>Placez une plante à la position de l'échantillon de feuilles.<ol>
<li>Transférer la plante Arabidopsis de la chambre cultivée à la pièce sombre contrôlée avec la même température et l'humidité que celle de la chambre de croissance.</li>
		<li>Incuber la plante pendant 1 h dans l'obscurité à 22 oC pour dissiper les électrons du centre de réaction PSII et pour se détendre de l'étanchéité non photochimique.</li>
		<li>Placez l'usine entière adaptée à l'obscurité sur une prise de laboratoire sous l'étape de l'échantillon (figure 1).</li>
		<li>Fixez la feuille d'échantillon au support de feuille de sorte que la surface de feuille soit perpendiculaire aux sondes de détection.</li>
	</ol></li>
	<li>Mesure du rendement quantique maximal de PSII.<ol>
<li>Allumez le PAM et commencez à enregistrer la courbe. Cette valeur est appelée 0.</li>
		<li>Allumez la lumière de mesure et attendez environ 30 s pour que la courbe réponde. Cette valeur est appelée F0.</li>
		<li>Donnez une impulsion saturée de 4000 photons de mol m2 s1 pour 0,8 s du PAM.</li>
		<li>Obtenir la valeur la plus élevée de la pointe de la courbe avec une intensité de fluorescence accrue. Cette valeur est appelée FM.</li>
		<li>Calculer le rendement quantique maximum de PSII dans l'obscurité (FV/FM), en utilisant l'équation suivante. FV/FM (FM - F0) / FM 
</li>
	</ol></li>
	<li>Mesure des comportements photosynthétiques à l'état stable.<ol>
<li>Allumez la lampe halogène comme source de lumière externe avec la lumière de mesure allumée après l'enregistrement de FM (voir 4.2.4). Tout d'abord, irradier l'échantillon de feuilles avec la lumière la plus faible (30 photons de mol m2 s1).</li>
		<li>Allumez le radiomètre spectral en même temps pour surveiller la réflectoflance des feuilles.</li>
		<li>Attendez 20 min ou plus pour que la réaction photosynthétique atteigne un état stable dans les conditions de lumière. L'intensité de fluorescence de l'état stable est appelée Fs.</li>
		<li>Fournir une impulsion saturante à des intervalles de 1 min pendant l'éclairage avec la lumière actinique. La valeur maximale de fluorescence obtenue sous la lumière pulsée est appelée FM.</li>
		<li>Enregistrez les données de FMà 20 min après avoir allumé la lumière actinique.</li>
		<li>Prenez les données de réflectation des feuilles en faisant une moyenne de 10 scans à un temps d'intégration optimisé, avec une soustraction de courant sombre.</li>
	</ol></li>
	<li>Calcul des paramètres photosynthétiques à l'état stable.<ol>
<li>Calculer les rendements quantiques dela photochimie PSII (PSII), qui peut être estimé en irradiant avec des impulsions saturées sous la lumière actinique, en utilisant l'équation suivante. PSII (FM- F S) / FM</li>
		<li>Estimer le flux d'électrons linéaires (LEF) du centre de réaction PSII comme suit 4. LEF - L'intensité de l'irradiation de la lumière actinique -PSII 0,5 à 0,84</li>
		<li>Calculer le NPQ, qui peut être exprimé la dissipation thermique, en utilisant l'équation suivante. NPQ (FM - FM)/ FM REMARQUE : L'énergie lumineuse est principalement consommée par les réactions de photosynthèse. Cependant, lorsque les plantes absorbent plus d'énergie lumineuse que l'énergie consommée par la photosynthèse, les mécanismes de dissipation thermique sont induits pour éviter l'excès d'énergie.</li>
		<li>À l'aide des données spectrales acquises avec le radiomètre dans les mêmes conditions de lumière, calculez le rapport de réflectation des feuilles comme suit. Ratio de réflectance -Feuille R /Norme R
</li>
		<li>Calculez PRI à partir de 531 nm et 570 nm comme suit. Ces deux longueurs d'onde sont extraites du rapport de réflection. PRI (R531et R570) / (R531'R570) REMARQUE: R est une réflectrance.</li>
	</ol></li>
	<li>Mesure de la cinétique de relaxation de l'étanchéité non photochimique.<ol>
<li>Éteignez la lumière actinique après l'acquisition de F et de la réflectoflanisation des feuilles.</li>
		<li>Surveiller la fluorescence de la chlorophylle par PAM pendant 10 min après avoir éteint la lumière.</li>
		<li>Fournir une impulsion saturante à des intervalles de 1 min pendant la relaxation sombre. La valeur maximale de fluorescence induite par l'impulsion de saturation sous l'obscurité est appelée FM. Obtenir dix de FMdans un test.</li>
		<li>Enregistrer les données de FMà 2 min et 10 min après avoir éteint la lumière actinique.</li>
		<li>Tournez la lumière actinique sur le plateau à l'intensité d'irradiation suivante, 60 méns mol m2 s1.</li>
		<li>Répétez une adaptation de la lumière pendant 20 min et une relaxation sombre pendant 10 min avec une lumière de saturation pulsante à des intervalles de 1 min. Enregistrez toutes les données décrites ci-dessus. Répétez toutes les étapes et mesures à l'aide de l'irradiation à 120, 240 et 480 photons mol m2 s1.</li>
	</ol></li>
	<li>Calcul des paramètres de l'étanchéité non photochimique de la cinétique de relaxation. REMARQUE : L'induction dépendante de la lumière du NPQ est détendue en émettant la source de lumière13. Il est possible de fractionner chaque fonction NPQ en ajustant les échelles de temps de relaxation.<ol>
<li>Estimer la fraction qE (étanchéité dépendante de l'énergie) à l'aide de FMaprès une adaptation sombre de 2 min. qE (FM2m-FM) / FM REMARQUE : La fraction qE est rapidement inversée dans un délai de 1 à 2 minutes. Cette fraction comprend principalement la protonation de PsbS et une partie de la conversion de xanthophyll, qui dépendent du pH induit par la lumière à travers la membrane thylakoïde13. Les deux sont réversibles sur la ventilation du gradient.</li>
		<li>Calculer la fraction qZ (étanchéité dépendante de la zéaxanthine) à l'aide de FMaprès une adaptation sombre de 10 min. qZ (FM10m-FM) / FM REMARQUE : Une cinétique de relaxation du NPQ à environ 10 min après que la lumière actinique outre de reflète un cycle de xanthophyll14. La plupart de la conversion de xanthophyll est inversée à des échelles de temps plus longues d'environ 10 min (qZ) parce que la conversion nécessite une réaction enzymatique VDE (violaxanthin de-epoxidase). La fraction est également détendue par la dégradation de l'apH à travers la membrane thylakoid.</li>
		<li>Calculez le qI (état photoinhibitory) comme suit. qI (FM- FM10m)/ FM REMARQUE : On pense que la récupération la plus lente parmi les fractions de NPQ est photodamage de PSII (indiquant le chiffre d'affaires d'Indication De1). Cette fraction de l'état photoinhibitique (qI), qui ne récupère pas par 10 min15.</li>
	</ol></li>
</ol>

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</ol>

L'auteur n'a rien à révéler.

Dans cette étude, nous avons obtenu des preuves supplémentaires pour montrer que PRI représente les pigments xanthophyll en mesurant simultanément la fluorescence de la chlorophylle et la réflectoflace des feuilles.
Une lumière halogène, dont les longueurs d'onde sont semblables à la lumière du soleil, a été adaptée pour être utilisée comme source de lumière actinique pour activer la photosynthèse. Nous avons d'abord utilisé une source de lumière LED blanche pour éviter les dommages thermiques...

La réflectofloire des feuilles est utilisée pour détecter à distance les indices de végétation qui reflètent la photosynthèse ou les traits des plantes1,2. L'indice de végétation de différence normalisé (NDVI), qui est basé sur les signaux de réflexion infrarouge, est l'un des indices de végétation les plus connus pour la détection des propriétés liées à la chlorophylle, et il est utilisé dans l'écologie et les sciences agricoles comme un indicateur des réponses environnementales dans les arbres ou les cultures3. Dans les études sur le terrain, bien que de nombreux paramètres (p. ex. indice de chlorophylle (IC), indice de l'eau (WI), etc.) aient été élaborés et utilisés, peu de vérifications détaillées de ce que ces paramètres détectent directement (ou indirectement) ont été effectuées à l'aide de mutants.
L'analyse de la modulation de la chlorophylle par impulsions (PAM) est une méthode efficace pour mesurer les réactions et les processus photosynthétiques impliqués dans le photosystème II (PSII)4. La fluorescence de la chlorophylle peut être détectée avec un appareil photo et utilisée pour le dépistage des mutants de photosynthèse5. Cependant, la détection par caméra de la fluorescence de la chlorophylle nécessite des protocoles complexes tels que le traitement sombre ou les impulsions de saturation de la lumière, qui sont difficiles à mettre en œuvre dans les études sur le terrain.
L'énergie solaire absorbée par les feuilles est principalement consommée par des réactions photosynthétiques. En revanche, l'absorption de l'énergie lumineuse excédentaire peut générer des espèces réactives d'oxygène, ce qui cause des dommages aux molécules photosynthétiques. L'excès d'énergie lumineuse doit être dissipé sous forme de chaleur par des mécanismes d'étanchéité non photochimique (NPQ)6. L'indice de réflectance photochimique (PRI), qui reflète les changements dépendants de la lumière dans les paramètres de réflectance des feuilles, est dérivé de la réflectance à bande étroite à 531 et 570 nm (longueur d'onde de référence)7,8. Il est rapporté pour corrélé avec NPQ dans l'analyse de fluorescence de chlorophylle9. Cependant, puisque nPQ est un paramètre composite qui inclut le cycle de xanthophyll, la tradition d'état, et la photoinhibition, la validation détaillée est exigée pour comprendre ce que le paramètre de PRI mesure. Nous nous sommes concentrés sur le cycle xanthophyll, un système de dissipation thermique impliquant la désépoxidation des pigments xanthophyll (altoxanthine à l'anthéraxanthine et à la zéaxanthine) et un composant principal du NPQ parce que les corrélations entre PRI et la conversion de ces pigments a été rapporté dans les études précédentes8.
De nombreux mutants liés à la photosynthèse ont été isolés et identifiés dans L'Arabidopsis. Le mutant npq1 n'accumule pas de zéaxanthine parce qu'il porte une mutation en alpoxidase altoxidase (VDE), qui catalyse la conversion de la violaxanthine en zéaxanthine10. Pour établir si PRI ne détecte que les changements dans les pigments xanthophyll, nous avons simultanément mesuré pri et fluorescence de chlorophylle dans la même zone de feuille dans npq1 et le type sauvage et puis disséqué NPQ à différentes échelles de temps de relaxation foncée pour extraire la composante xanthophyll-connexe11. Ces mesures simultanées fournissent une technique précieuse pour l'attribution d'indices de végétation. En outre, puisque pri est en corrélation avec la productivité primaire brute (GPP), la capacité d'attribuer PRI précisément à un composant a des applications importantes dans l'écologie12.

<table><tbody><tr><td>Source lumineuse halogène</td><td>OptoSigma</td><td>SHLA-150</td><td></td></tr><tr><td>Quantum mètre de lumière</td><td>LI-COR</td><td>LI-1000</td><td></td></tr><tr><td>PAM fluorimètre chlorophylle</td><td>Walz</td><td>JUNIOR-PAM</td><td></td></tr><tr><td>PAM logiciel de contrôle</td><td>Walz</td><td>WinControl-3.27</td><td></td></tr><tr><td>Norme de réflectance</td><td>Labsphere, Inc.</td><td>SRT-99-050</td><td></td></tr><tr><td>Radiomètre spectral</td><td>ADS Inc.</td><td>Field Spec3</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel de contrôle de radiomètre spectral</td><td>ADS Inc.</td><td>RS3</td><td></td></tr></tbody></table>

Évaluation des comportements photosynthétiques par des mesures simultanées de la réflectance des feuilles et des analyses de fluorescence de la chlorophylle

Evaluation of Photosynthetic Behaviors by Simultaneous Measurements of Leaf Reflectance and Chlorophyll Fluorescence Analyses

Chlorophylle une analyse de fluorescence est largement utilisé pour mesurer les comportements photosynthétiques dans les plantes intactes, et a abouti à la mise au point de nombreux paramètres qui mesurent efficacement la photosynthèse. L'analyse de la réflectoflage des feuilles fournit plusieurs indices de végétation en écologie et en agriculture, y compris l'indice de réflectation photochimique (PRI), qui peut être utilisé comme indicateur de la dissipation de l'énergie thermique pendant la photosynthèse parce qu'il est en corrélation avec non-photochimique (NPQ). Toutefois, puisque le NPQ est un paramètre composite, sa validation est nécessaire pour comprendre la nature du paramètre PRI. Pour obtenir des preuves physiologiques pour l'évaluation du paramètre PRI, nous avons simultanément mesuré la fluorescence de chlorophylle et la réflectance de feuille dans le mutant défectueux de cycle de xanthophyll (npq1) et les usines sauvages-type d'Arabidopsis. En outre, le paramètre qZ, qui reflète probablement le cycle de xanthophyll, a été extrait des résultats de l'analyse de fluorescence de chlorophylle en surveillant la cinétique de relaxation du NPQ après l'arrêt de la lumière. Ces mesures simultanées ont été effectuées à l'aide d'un fluoromètre chlorophylle de modulation d'amplitude d'impulsion (PAM) et d'un radiomètre spectral. Les sondes de fibres des deux instruments ont été placées près l'une de l'autre pour détecter les signaux de la même position de feuille. Une source de lumière externe a été utilisée pour activer la photosynthèse, et les lumières de mesure et la lumière saturée ont été fournies à partir de l'instrument PAM. Ce système expérimental nous a permis de surveiller le PRI dépendant de la lumière dans la plante intacte et a révélé que les changements dépendants de la lumière dans PRI diffèrent considérablement entre le type sauvage et le mutant npq1. En outre, PRI a été fortement corrélé avec qZ, signifiant que qZ reflète le cycle de xanthophyll. Ensemble, ces mesures ont démontré que la mesure simultanée de la réflectation des feuilles et de la fluorescence de la chlorophylle est une approche valide pour l'évaluation des paramètres.

La figure 1 présente un diagramme schématique de l'expérimental mis en place pour mesurer simultanément la fluorescence de la chlorophylle et la réflectoflanisation des feuilles. Les sondes de fibre du PAM et du radiomètre spectral ont été fixées perpendiculairement à la surface de feuille au support de feuille sur le stade fait sur commande d'échantillon, et une lampe halogène a été employée pour l'irradiation actinique de lumière des directions gauche selle...

Nous décrivons une nouvelle approche technique pour étudier les réponses photosynthétiques dans les plantes supérieures impliquant des mesures simultanées de la chlorophylle une fluorescence et une réflectoflace de feuille utilisant un PAM et un radiomètre spectral pour la détection des signaux de la même zone de feuilles en Arabidopsis.

Chlorophyll a fluorescence analysis is widely used to measure photosynthetic behaviors in intact plants, and has resulted in the development of many ...

La mesure simultanée de la réflectance des feuilles avec l’analyse de fluorescence de chlorophylle à l’aide du modèle végétal mutant déjà connu facilite l’établissement de nouveaux paramètres de réflectance. La construction de nouveaux paramètres de réflectance des feuilles par notre méthode permet une surveillance en temps réel de l’évolution des comportements des plantes dans des conditions environnementales naturelles. Avant de commencer une expérience mis en place un système de mesure comme le montre ce schéma.Avec un stade d’échantillon, une source lumineuse, un fluoromètre PAM et un radiomètre spectral. Ensuite, fixez une plaque d’acier carrée de 10 cm avec un trou d’un cm de diamètre à l’étape de l’échantillon sur mesure. Et s’adapter à deux sondes minces en fibre étroitement ensemble.Envelopper les sondes de ruban adhésif en plastique. Ensuite, utilisez un support pour couper les sondes enregistrées sur l’étape de l’échantillon. Placez les sondes verticalement jusqu’au stade de l’échantillon.Et fixez un guide lumineux biforked fait de fibres de verre à la source de lumière halogène. Puis effacer l’étape de l’échantillon des deux directions à environ 45 degrés d’angle. Réglage de la source lumineuse de sorte que la lumière illumine uniformément le stade de l’échantillon sans projeter d’ombres.Pour la mesure simultanée de la réflectance gauche et de l’analyse de la florescence chlorophylle mise en place, dans une pièce sombre avec la lumière vert de cellophane placer une plante d’essai au porte-feuilles de l’étape de l’échantillon et toucher la feuille contre le trou de plaque d’acier sur la scène. Après avoir éteint la faible lumière verte, allumez le fluoromètre PAM et effacez l’échantillon de feuilles avec une lumière de mesure. Déplacez l’ajusteur de sorte que l’intensité de la florescence mesure environ 100 et mesure la distance entre la sonde et la feuille.Fixez l’ajusteur en place et enregistrez la valeur de la distance sur l’ajusteur. Éteignez ensuite la lumière de mesure et retirez la plante d’essai. Pour la mesure de l’intensité lumineuse actinique, placez un quantimètre lumineux à la position où la feuille de l’échantillon sera placée.Et irradier la lumière de la source de lumière halogène pour mesurer l’intensité de la source lumineuse. Déterminez quelles positions du cadran source lumineuse génèrent des intensités de 30, 60, 120, 240 et 480 protons micromolaires par mètre carré par seconde. Placez une plaque blanche comme norme réflectante à la position de l’échantillon de feuilles.Et allumez un radiomètre spectral. Ajustez la réflectance spectrale entre 350 et 850 nanomètres. Il n’y a pas de données spectrales pour le moment car il n’y a pas de lumière irradiante.Allumez la lampe halogène pour irradier avec 480 photons micromolaires par mètre carré par seconde. L’intensité d’irradiation la plus élevée dans ce test et ajuster la force de détection du radiomètre pour éviter la saturation. Enregistrez ensuite la réflectance spectrale sous illumination avec 30, 60, 120, 240 et 480 photons micromolaires par mètre carré par seconde.Pour la mesure simultanée de la réflectance des feuilles et de l’analyse de la florescence de la chlorophylle, transférez la plante de la chambre de croissance à la chambre noire avec la même température et humidité. Après une heure, placez une plante Arabidopsis à la position de l’échantillon de feuilles. Et fixer la feuille d’échantillon à la feuille de sorte que la surface de la feuille est perpendiculaire aux sondes de détection.Allumez le fluoromètre PAM et lancez l’enregistrement de la courbe. Cette valeur s’appelle zéro. Allumez la lumière de mesure et attendez environ 30 secondes que la courbe réponde.Cette valeur s’appelait F zéro. Offrez une impulsion saturée de 4000 photons micromolaires par mètre carré par seconde pendant 0,8 seconde à partir du PAM et obtenez la valeur la plus élevée du pic dans la courbe avec une intensité de fluorescence accrue. Cette valeur est appelée Fm.Then utiliser la formule pour calculer le rendement quantique maximum du système photo deux dans l’obscurité.Pour mesurer les comportements photosynthétiques à l’état stable, après avoir enregistré Fm irradier l’échantillon de feuilles avec les photons de 30 micromolaires par mètre carré par seconde. Tout en ralnonciant le radiomètre spectral pour surveiller la réflectance des feuilles. Attendez au moins 20 minutes pour que la réaction photosynthétique atteigne un état stable.Pendant cette période de réaction, l’impulsion de saturation sera fournie à intervalles d’une minute. L’intensité de florescence de l’état stable est appelée Fs.La valeur maximale de florescence atteinte après 20 minutes de lumière pulsée est appelée Fm prime. Enregistrez la réflectance spectrale à ce stade.Pour calculer l’activité de photosynthèse à l’état stable calculer les rendements quantiques du système photo deux qui peuvent être estimés en irradiant avec des impulsions saturées sous la lumière actinique. Estimer le flux d’électrons linéaires à partir du système photo deux centre de réaction. Calculez ensuite l’assaisage non photochimique et calculez l’indice de réflectance photochimique à partir de 531 et 570 nanomètres.Après l’acquisition de Fs et la réflectance des feuilles éteindre la lumière actinique et de fournir une impulsion saturante à intervalles d’une minute pendant la relaxation sombre. La valeur maximale de florescence induite par l’impulsion de saturation sous l’obscurité est appelée Fm double prime. Et enregistrer les données fm double prime à deux et 10 minutes après avoir éteint la lumière actinique.Pour calculer les paramètres de l’assaison non photochimique des connecteurs de relaxation, estimez le qE avec les deux minutes d’adaptation sombre Fm double données de premier choix. Calculez l’assaisons dépendant zanthoxylum, qZ, avec l’adaptation sombre de 10 minutes Fm données double prime. Calculez ensuite l’état inhibiteur de la photo.Comme une prochaine mesure allumer la lumière actinique à 60 photons micromolaires par mètre carré par seconde et répéter la même mesure. Dans cette expérience représentative, des plantes de type sauvage et mutantes d’Arabidopsis ont été comparées. Le changement dans l’indice de réflectance photochimique, PRI, calculé à partir de la réflectance des feuilles, a été tracé par rapport au flux linéaire d’électrons dépendant de la lumière du système photo deux tel qu’estimé par le fluoromètre PAM.Dans cette expérience, le changement dans le PRI a été négativement corrélé avec le flux linéaire d’électrons dans les plantes de type sauvage, mais pas dans les plantes mutantes. qZ qui représente le cycle de xanthophylle a été fractionné des connectics foncés de relaxation de l’assèchement non photochimique et a également été tracé contre le changement dans le PRI. Dans cette analyse, le qZ a également été fortement corrélé avec le changement de PRI pour les deux souches végétales, ce qui implique que le PRI reflète le cycle xanthophylle.Pour la mesure simultanée de la même zone foliique à l’aide de la même source de lumière ou de la même intensité, utilisez la même fibre de détection dans le dispositif de fixation pour positionner la feuille verticalement. La spectroscopie de réflectance a le potentiel d’être utilisée dans l’analyse d’une variété de phénotypes, dans le type sauvage et les plantes mutantes pour élucider les mécanismes moléculaires des plantes.

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