Name: Méthodes pour les tests biomécaniques In Vivo sur le plexus brachial chez les porcelets néonatals (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-12-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Découvrez les méthodes de tests biomécaniques in vivo sur le plexus brachial chez les porcelets néonatals. Cette approche permet d'évaluer les mécanismes de blessure par étirement et de déterminer les seuils de lésion dans le plexus brachial néonatal.

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La recherche rapportée dans cette publication a été soutenue par l'Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development des National Institutes of Health sous le numéro de prix R15HD093024 et par le Prix CARRIÈRE de la National Science Foundation Numéro 1752513.

Le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux de l'Université Drexel a approuvé toutes les procédures (#20704).
1. Arrivée et acclimatation des animaux
<ol><li>Quarantaine 1/2 porcelets d'un jour pendant au moins 24 h après l'arrivée.</li>
	<li>Loger les porcelets dans des cages en acier inoxydable propres et ariolisées (36 po x 48 x 36 po) sur la literie à copeaux de tremble et nourrir le libitum d'ad avec le remplacement du lait de porc.</li>
	<li>Maintenir la température ambiante à 85 oF afin d'assurer un environnement thermoneutre.</li>
</ol>2. Journée d'expérience
<ol><li>Retirez l'alimentation 2 h avant l'expérience.</li>
	<li>Injecter des porcelets avec une injection intramusculaire de kétamine (10 à 40 mg/kg)/xylazine (1,5 à 3,0 mg/kg de IM) et transporter par une cage de transport vers l'espace chirurgical.</li>
</ol>3. Induction et entretien de l'anesthésie
<ol><li>Administrer 4% d'anesthésique par inhalation d'isoflurane mélangé à l'oxygène par cône nasal et confirmer que l'animal est profondément anesthésié en évaluant l'absence de réflexes palpébrals et de sevrage.</li>
	<li>Intuber l'animal en le plaçant en position de supine et utiliser un laryngoscope (lame droite) pour guider le tube d'intubation (diamètre de 2,5 à 2 mm) dans la trachée.</li>
	<li>Placez l'animal sur le ventilateur une fois que le tube d'intubation est fixé.</li>
	<li>Assurez-vous que les porcelets reçoivent un mélange d'isoflurane (0,25 % à 3 % d'entretien), d'oxygène et d'oxyde nitreux.</li>
	<li>Fournir une dose de fentanyl (10 g/kg) et continuer à donner une dose tous les 1 à 2 h afin d'assurer une profondeur adéquate continue d'analgésie et de sédation et d'éviter les artefacts de mouvement qui pourraient risquer de dislodgment du tube endotrachéal.</li>
	<li>Établir l'accès intraveineux (IV) dans la veine abdominale sous-cutanée ou toute autre veine périphérique.</li>
	<li>Établir la ligne artérielle à travers l'artère fémorale. Cela peut être fait de façon non invasive ou en effectuant une réduction.</li>
</ol>4. Surveillance et soins
<ol><li>Surveillez la profondeur de l'anesthésie en confirmant l'absence de réflexe canthal et l'absence de réponse de sevrage au pincement des orteils.</li>
	<li>Effectuer une surveillance continue des paramètres physiologiques pendant l'anesthésie et tout au long de l'expérience, qui comprend la pression artérielle artérielle, l'électrocardiographie (ECG), le CO2de marée, l'oxymétrie des impulsions et la température corporelle.</li>
	<li>Surveillez les gaz sanguins et les sucres dans le sang tous les 0,5 à 1 h et donnez des liquides intraveineux (50 % de dextrose et 50 % de salin normal) aux animaux anesthésiés plus de 1 h à 100 cc/kg/jour, au besoin, pour assurer l'euglycémie.</li>
	<li>Surveillez de près le plan anesthésique de l'animal et fréquemment. Fournir une analgésie et/ou augmenter l'anesthésie inhalante.</li>
	<li>Maintenir l'animal à une tension d'oxygène normale en contrôlant les paramètres du ventilateur et les doses de médicaments au besoin pour assurer la normoxie, puis placez l'animal sur une couverture d'eau circulante régulée par la température de sorte que la température normale du corps est maintenue à 39 oC pour la durée de l'expérience.</li>
</ol>5. Chirurgie du plexus brachial
<ol><li>Placez l'animal en position de supine sur la table d'opération après une anesthésie appropriée, tel que décrit à la section 3, avec le membre supérieur en enlèvement, exposant la région axillaire.</li>
	<li>Utilisez n'importe quel drapé chirurgical pour couvrir l'animal. Utilisez des techniques propres mais non stériles.</li>
	<li>Exposer le complexe de plexus brachial des deux côtés de la colonne vertébrale en faisant une incision de ligne médiane (à l'aide d'une lame de #10) sur la peau et le fascia qui recense la trachée, jusqu'au tiers supérieur du sternum, correspondant aux niveaux de la colonne vertébrale entre C3-T3.</li>
	<li>Extrapolez l'incision à l'aide des forceps et de l'hémostat horizontalement de chaque côté de l'encoche suprasternale le long du bord de la clavicule au bras supérieur, tout en épargnant les veines céphaliques et basiliques.</li>
	<li>Relâchez les volets supérieurs et inférieurs par dissection émoussée à l'aide de ciseaux et de forceps, permettant l'accès aux régions cervicales et thoraciques du plexus brachial, respectivement.</li>
	<li>Identifier l'axe (C2) et la première côte au T1. À l'aide de ces repères, identifiez les trois plus faibles foramen vertébraux cervicaux (C6-C8) et premiers thoracaux (T1), puis examinez attentivement le plexus pour localiser les bifurcations des divisions (forme M) afin d'obtenir une exposition.</li>
	<li>Étiquetez (à l'aide de boucles nerveuses) les régions de plexus brachiaux au-dessus de ces bifurcations plus près de la colonne vertébrale comme racine/tronc et étiquetez celles situées en dessous de ces bifurcations comme des accords suivis du nerf, qui sont situés plus près du bras.</li>
</ol>6. Essais biomécaniques
<ol><li>Mise en place du dispositif d'essai biomécanique REMARQUE: Un dispositif d'essai mécanique sur mesure a été conçu et fabriqué pour effectuer in vivo tronçon de la BP (Figure 1).<ol>
<li>Fixez la base de la configuration à un chariot.</li>
		<li>Fixez l'actionneur électromécanique sur la base à l'aide de grandes pinces C. L'actionneur est capable de fournir 150 lb de force, 10 " course, et la vitesse de 15 mm/s. La vitesse peut être réduite à 0,2 mm/s et fonctionner toujours comme souhaité.</li>
		<li>Fixez la cellule de charge de 200 N à l'actionneur.</li>
		<li>Attachez (vis-in) une pince à la cellule de charge qui se compose de plexiglas rembourré, ce qui empêche la concentration de stress au site de serrage.</li>
		<li>Fixez un appareil photo à un trépied. Assurez-vous que la caméra a la capacité d'enregistrer jusqu'à 120 f/s à une résolution de 658 x 4926 pixels.</li>
		<li>Fixez les câbles USB de la caméra, de l'actionneur et de la cellule de charge à l'ordinateur pour intégrer et synchroniser tous les composants de la configuration.</li>
		<li>Branchez l'ordinateur, l'actionneur et chargez la cellule dans une source d'alimentation.</li>
	</ol></li>
	<li>Calibrer la cellule de charge avant d'enregistrer les charges appliquées. Pour ce faire, effectuez les étapes ci-dessous :<ol>
<li>Réglez l'actionneur à un angle de 90 degrés à l'aide de la poignée réglable et vérifiez l'angle avec un protracteur.</li>
		<li>Ouvrez le logiciel qui fonctionne avec la cellule de charge (Table des Matériaux). Appuyez sur le bouton Démarrer pour afficher une lecture en direct de la tension.</li>
		<li>Accrochez les poids de la pince allant de 0 à 1 000 g par incréments de 100 g à partir de la configuration et enregistrez les tensions mesurées.</li>
		<li>Calculer l'équation linéaire des tensions et des poids en trouvant la pente (m) et en interceptant (b). Cela se fait à l'aide d'un programme de feuille de calcul et de la fonction de pente incluse pour calculer b à partir de l'équation 1 ci-dessous. Insérez l'équation 2 ci-dessous dans le code de configuration mécanique. Équation 1 : b et y - mx Où: y est le poids, x est la tension, m est la pente, et b est l'interception (constante). Équation 2 : y et mx b Où: y est le poids, x est la tension, m est la pente, et b est la constante.</li>
	</ol></li>
	<li>Test : le nerf BP est coupé et ancré à la mise en place d'essai par la pince sur mesure.<ol>
<li>Couper le nerf BP à l'aide de ciseaux fins.</li>
		<li>Clamp le côté coupé du nerf BP dans la pince sur mesure comme indiqué dans la figure 1.</li>
		<li>Placez manuellement de la peinture acrylique noire ou de l'encre de Chine sur le segment BP serré (Figure 2).</li>
		<li>Placez une grille d'étalonnage, qui est une règle de 1 cm, à plat dans l'animal pour définir la balance pour l'analyse des données.</li>
		<li>Utilisez le logiciel de la caméra pour visualiser le placement de la caméra directement sur les segments testés, permettant ainsi la surveillance du mouvement/déplacement des marqueurs et de déterminer la souche tissulaire réelle à n'importe quel moment.</li>
		<li>Enregistrez les mesures initiales telles que la hauteur à laquelle le nerf s'insère dans le corps à partir de la table et la hauteur de la pince de la table, l'angle de l'actionneur, et toute la longueur du tissu.</li>
		<li>Ouvrez le logiciel de programmation (tableau contenant l'interface utilisateur graphique [GUI] comme indiqué dans la figure 3).</li>
		<li>Exécutez l'interface graphique en appuyant sur le bouton Run.</li>
		<li>Initialize le système en appuyant sur le bouton Initialize.</li>
		<li>Tare le système en appuyant sur le bouton Tare.</li>
		<li>Étirez le segment BP en appuyant sur le bouton de test de démarrage. Ceci tire le tissu à un taux assigné de 500 mm/min jusqu'à ce que l'échec complet se produise dans n'importe quel segment du BP. Ce taux d'étirement est sélectionné sur la base de la littérature disponible4,8,18. Le programme enregistre également un fichier vidéo, la charge de tension appliquée, le déplacement du tissu et la durée du test.</li>
		<li>Enregistrez le site d'échec, qui est le point où le tissu se rompt.</li>
	</ol></li>
	<li>Euthanasie : euthanasier les porcelets à la fin de l'expérience avec une dose létale de pentobarbital (120 mg/kg i.v.).</li>
	<li>Analyse des données : utiliser un logiciel de suivi des mouvements pour l'analyse des vidéos acquises lors des tests.<ol>
<li>Ouvrez le fichier vidéo de l'expérience dans le logiciel de suivi des mouvements en sélectionnant le fichier . Ouvrez le fichier vidéo.</li>
		<li>Utilisez la grille d'étalonnage pour configurer la balance dans le logiciel de suivi des mouvements à l'aide de l'outil Line, en cliquant à droite sur la ligne après qu'elle est dessinée, en sélectionnant la mesure Calicali ,et en entrant une valeur connue en centimètres ( Figure4).</li>
		<li>Suivre les marqueurs sur le tissu dans le logiciel de suivi des mouvements en cliquant à droite sur la vidéo et en sélectionnant Track Path et en alignant le centre du marqueur avec le marqueur sur le tissu et en le tapant jusqu'à la rupture.</li>
		<li>Exporter les coordonnées x et y des marqueurs en sélectionnant l'exportation de fichiers à la feuille de calcul afin qu'il puisse être utilisé pour calculer les souches.</li>
		<li>Importer les données dans un logiciel de programmation pour calculer la distance entre les coordonnées x et y au fil du temps pour calculer les souches.</li>
		<li>Calculez les valeurs de la souche à chaque point de temps en divisant la variation de distance par la distance d'origine après avoir tenu compte des changements d'inclinaison pendant l'étirement. Les valeurs réelles de la souche sont déterminées entre chaque paire de marqueurs adjacents à chaque point de temps. La moyenne de ces souches est également calculée.</li>
	</ol></li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

La littérature disponible sur les réponses biomécaniques de l'étirement sur le tissu BP présentent un large éventail de valeurs seuils ainsi que des écarts méthodologiques4,6,8,18,19,20,21,22,23. Les variations des résulta...

Malgré les progrès récents en obstétrique, le problème du PPNB causé par des lésions extensibles au complexe BP continue d'être un fardeau sanitaire mondial, avec une incidence de 1,5 cas pour 1 000 naissances vivantes1,2. Les facteurs de risque associés peuvent être maternels (c.-à-d. poids excessif, diabète maternel, anomalies utérines, antécédents de paralysie de BP), foetal (c.-à-d. macrosomie foetale), ou liés à la naissance (c.-à-d., dystocie d'épaule, travail prolongé, accouchement assisté avec des forceps ou des extracteurs d'aspirateur, présentation de culasse3). Bien que ces complications soient inévitables dans certaines circonstances, la prévention et le traitement du PPNB justifient une compréhension des réponses biomécaniques et physiologiques du BP néonatal lorsqu'il est soumis à l'étirement.
Les études biomécaniques rapportées sur le BP ont employé des animaux adultes et le tissu cadavérique humain et montrent des écarts significatifs4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. La pertinence clinique des propriétés biomécaniques du tissu COMPLEXE de BP justifie un modèle animal néonatal aussi bien qu'une approche d'essai biomécanique in vivo. En outre, les limitations avec l'étude des dommages d'étirement de BP dans les scénarios compliqués de livraison de monde réel augmentent la dépendance sur des modèles d'ordinateur qui fournissent des méthodes qui permettent d'étudier les effets des diverses complications et techniques d'accouchement. La clé de la pertinence clinique de ces modèles est leur biofidélité (réponse humaine). Les modèles de calcul disponibles par Gonik et coll.16 et Grimm et coll.17 reposent sur le tissu nerveux du lapin et du rat, mais non sur le tissu BP néonatal. L'exécution d'essais biomécaniques in vivo dans un modèle animal néonatal cliniquement pertinent peut combler l'écart critique des données néonatales non disponibles de BP.
L'étude actuelle décrit un dispositif d'essai mécanique in vivo et une procédure pour effectuer des essais biomécaniques chez des porcelets néonatals mâles du Yorkshire de 3 à 5 jours. L'appareil se compose d'une pince, d'un actionneur, d'une cellule de charge et d'un système de caméra qui appliquent et surveillent les souches et les charges in vivo pendant la défaillance. Le système de caméra permet également de surveiller l'emplacement de la défaillance pendant la rupture. Dans l'ensemble, le système permet une caractérisation biomécanique détaillée du BP néonatal lorsqu'il est soumis à l'étirement, fournissant ainsi les contraintes de seuil de bp et les contraintes pour la défaillance mécanique in vivo. Les données obtenues peuvent encore améliorer le comportement humain (biofidélité) des modèles de calcul existants qui sont conçus pour étudier les effets des forces exogènes et endogènes sur l'étirement BP dans les scénarios de livraison associés à NBPP.

<table><tbody><tr><td>Omega Subminature Tension & Capteur de charge</td><td>à compression Omega</td><td>LCM201-200N Capteur de</td><td>charge 200N</td></tr><tr><td>Basler acA640-120uc caméra</td><td>Basler</td><td>acA640-120uc</td><td></td></tr><tr><td>Actionneur linéaire à rétroaction Automatisations</td><td>progressives</td><td>PA-14P</td><td>Course de 10 pouces, force de 150 lb, vitesse de 15 mm/s</td></tr><tr><td>Logiciel de suivi de mouvement</td><td>Kinovea</td><td>N/A</td> Logiciel de <td></td></tr><tr><td>proramming open source - MATLAB</td><td>Mathworks</td><td>N/A</td><td>version 2018A</td></tr><tr>Instruments <td></td><td></td><td></td><td>chirurgicaux</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11006-12 et 11027-12 ou 11506-12</td><td></td></tr><tr><td>Hemostats</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14094-11 ou 14060-09</td><td></td></tr></tbody></table>

méthodes pour les tests biomécaniques in vivo sur le plexus brachial chez les porcelets néonatals

Methods for In Vivo Biomechanical Testing on Brachial Plexus in Neonatal Piglets

La paralysie néonatale du plexus brachial (NBPP) est une lésion extensible qui se produit pendant le processus d'accouchement dans les complexes nerveux situés dans les régions du cou et de l'épaule, collectivement appelée plexus brachial (BP). Malgré les progrès récents dans les soins obstétricaux, le problème du PPNB continue d'être un fardeau mondial pour la santé avec une incidence de 1,5 cas pour 1 000 naissances vivantes. Les types plus graves de cette blessure peuvent causer la paralysie permanente du bras de l'épaule vers le bas. La prévention et le traitement du NBPP justifient une compréhension des réponses biomécaniques et physiologiques des nerfs bp nouveau-nés lorsqu'ils sont soumis à l'étirement. La connaissance actuelle du BP nouveau-né est extrapolée à partir de l'animal adulte ou du tissu cadavérique de BP au lieu du tissu néonatal in vivo de BP. Cette étude décrit un dispositif et une procédure d'essai mécanique in vivo pour effectuer des essais biomécaniques in vivo dans les porcelets néonatals. L'appareil se compose d'une pince, d'un actionneur, d'une cellule de charge et d'un système de caméra qui appliquent et surveillent les souches et les charges in vivo jusqu'à ce qu'elles soient en panne. Le système de caméra permet également de surveiller l'emplacement de la défaillance pendant la rupture. Dans l'ensemble, la méthode présentée permet une caractérisation biomécanique détaillée de BP néonatal lorsqu'il est soumis à l'étirement.

Une parcelle représentative de temps de chargement et des souches de quatre segments de plexus BP (entre quatre marqueurs) sont représentées dans la figure 5 et la figure 6,respectivement. La charge de défaillance obtenue de 8,3 N à 35% de souche de défaillance moyenne signale les réponses biomécaniques de BP néonatal lorsqu'il est soumis à l'étirement. Certaines régions du nerf subissent des souches plus élevées que d'autres, ce...

Présentés ici sont des méthodes pour effectuer des tests biomécaniques in vivo sur le plexus brachial dans un modèle de porcelet néonatal.

Méthodes pour les tests biomécaniques In Vivo sur le plexus brachial chez les porcelets néonatals

Neonatal brachial plexus palsy (NBPP) is a stretch injury that occurs during the birthing process in nerve complexes located in the neck and shoulder ...

Cette technique reproduit l’essai biomécanique in vivo d’étirement du plexus brachial dans un porcelet, servant de grand modèle animal néonatal clinique très pertinent. Ces méthodes peuvent non seulement aider à comprendre les mécanismes de blessure d’étirement, mais peuvent également rapporter les valeurs seuil de blessure pour les déficits fonctionnels et structurels dans le plexus brachial néonatal. Rachel Magee, une étudiante diplômée de mon laboratoire, démontrera la procédure.Après avoir confirmé un manque de réflexes palpébraux et de sevrage, placez le porc anesthésié dans la position supine sur la table d’opération, avec le membre supérieur dans l’enlèvement pour exposer à la région axillaire. Placez un drapé sur l’animal et utilisez une lame de scalpel numéro 10 pour faire des incisions sur la peau marquée. L’incision de midline survole la trachée jusqu’au tiers supérieur du sternum, exposant le complexe brachial de plexus des deux côtés de la colonne vertébrale.Pour exposer un côté du plexus brachial de l’animal, une incision supérieure est faite de l’extrémité supérieure de l’incision de midline, correspondant au C3, au bras supérieur, et une incision inférieure est faite de l’extrémité inférieure de l’incision de midline, correspondant au T3, au bras supérieur. Utilisez des forceps de chaque côté de l’incision pour séparer le tissu de l’encoche suprasternale le long du bord de la clavicule jusqu’au bras supérieur tout en épargnant les veines céphaliques et basilic. À l’aide de ciseaux, de forceps et de dissection émoussée, relâchez le volet supérieur pour accéder à la région cervicale du plexus brachial et au volet inférieur pour accéder à la région thoracique du plexus brachial.Effectuez une dissection émoussée sur les muscles superficiels pour exposer le plexus brachial. Examinez ensuite attentivement le plexus pour localiser les bifurcations des divisions et identifier les régions brachiales du plexus sous les bifurcations, plus près du bras, comme le cordon et le nerf et les régions au-dessus des bifurcations, plus près de la colonne vertébrale, comme la racine ou le tronc. Pour configurer le dispositif d’essai biomécanique, fixez la base de l’appareil à un chariot et utilisez de grandes pinces C pour fixer l’actionneur électromécanique à la base.Fixez une cellule de charge de 200 newtons à l’actionneur et vissez dans une pince avec du plexiglas rembourré pour éviter la concentration de stress sur le site de serrage. À l’aide d’un trépied, fixez une caméra qui peut enregistrer jusqu’à 100 images par seconde à une résolution de 658 par 492 pixels et fixez les câbles USB de la caméra, de l’actionneur et de la cellule de charge à l’ordinateur pour intégrer et synchroniser tous les composants de la configuration. Branchez ensuite l’ordinateur, l’actionneur et la cellule de charge dans une source d’énergie.Pour calibrer la cellule de charge avant d’enregistrer les charges appliquées, utilisez la poignée réglable pour régler l’actionneur à un angle de 90 degrés de sorte qu’il soit aligné verticalement et vérifiez l’angle avec un protracteur. Ouvrez le logiciel de cellule de charge et cliquez sur Démarrer pour afficher une lecture en direct de la tension. Ensuite, accrochez des poids de zéro à 1000 grammes de la pince par incréments de 100 grammes, enregistrant les tensions mesurées à chaque charge.Lorsque les tensions ont été enregistrées pour les 10 poids, calculer la pente et intercepter pour déterminer l’équation linéaire des tensions et des poids. Pour l’essai biomécanique du nerf brachial isolé de plexus, utilisez les ciseaux fins pour couper le nerf et employer une pince faite sur commande pour serrer le côté coupé du nerf. Étiquetez le segment nerveux serré avec de la peinture acrylique noire et placez une règle d’un centimètre à plat dans l’animal pour définir l’échelle pour l’analyse des données.Dans le logiciel de la caméra, placez le champ de vision de la caméra directement sur les segments testés pour permettre la surveillance du mouvement et/ou du déplacement des marqueurs et pour déterminer la tension tissulaire réelle à un moment précis. Enregistrez les mesures de base telles que la hauteur à laquelle le nerf s’insère dans le corps à partir de la table, la hauteur de la pince de la table, l’angle de l’actionneur, et toute la longueur du tissu. Ouvrez le logiciel de programmation et cliquez sur Exécuter.Entrez le nom et le déplacement du fichier et cliquez sur Initialize et TARE. Cliquez sur Démarrer pour étirer le segment du plexus brachial. Le tissu sera tiré à un taux assigné de 500 millimètres par minute jusqu’à ce que l’échec complet se produise dans n’importe quel segment du tissu nerveux.Enregistrez ensuite un fichier vidéo, la charge tensile appliquée, le déplacement du tissu et la durée du test, et enregistrez le site de défaillance comme le segment auquel le tissu se rompt. Dans cet essai représentatif de quatre segments brachial de plexus, la charge obtenue d’échec était 8.3 newtons et l’échec moyen de contrainte était 35% pour les échantillons néonatals de tissu nerveux une fois soumis à l’étirement. Certaines régions du nerf ont subi une tension plus élevée que d’autres, indiquant une blessure non uniforme le long de la longueur du nerf.Les données de la caméra ont permis d’identifier l’emplacement de l’échec dans cette expérience comme proximal pour les contre-hommes. Il est important de s’assurer que d’abord, l’animal est profondément anesthésié et ne montre aucun signe de douleur ou d’inconfort, deuxièmement, pour calibrer la cellule de charge, et troisièmement, pour serrer fermement le tissu. Ce modèle animal in vivo peut être utilisé pour étudier les changements fonctionnels et histologiques dans le tissu brachial du plexus après divers degrés d’étirements et pour étudier des scénarios d’accouchement compliqués.

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Un modèle porcin de l&#39;asphyxie néonatale

Cette vidéo décrit une intervention chirurgicale in vivo visant à exposer le plexus brachial, un réseau neuronal qui fournit des interventions cutanées et musculaires au membre supérieur. Cette chirurgie permet de localiser le plexus et éventuellement d’évaluer l’étendue de la lésion nerveuse impliquant le membre supérieur.

Exposition du plexus brachial : une technique chirurgicale pour visualiser le plexus brachial chez le porcelet néonatal

Dans cette vidéo, nous démontrons le test biomécanique du nerf du plexus brachial dans un modèle de porc pour mesurer la résistance à la traction seuil du nerf lorsqu’il est soumis à un étirement. Cette technique aide à déterminer les propriétés structurelles et mécaniques du nerf.

Test biomécanique in vivo du nerf : une procédure d’analyse biomécanique des lésions du nerf du plexus brachial dans un modèle de porc néonatal

Cette vidéo montre la mesure des niveaux de glutamate dans le cerveau d’un porcelet nouveau-né anesthésié à l’aide d’un réseau de microélectrodes (MEA). La procédure consiste à créer une fenêtre de craniotomie dans le crâne de porc et à insérer le MEA dans la région cérébrale d’intérêt. Les sites d’enregistrement recouverts de glutamate oxydase de la MEA convertissent le glutamate cérébral extracellulaire en peroxyde d’hydrogène, ce qui génère un courant mesurable. Ce courant est mesuré et...

Mesure des niveaux de glutamate dans le cerveau sous anesthésie chez des porcelets nouveau-nés à l’aide d’un réseau de microélectrodes

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Utilisation d&#39;un modèle Piglet pour l&#39;étude de la neurotoxicité du développement induite par l&#39;anesthésie (AIDN): une approche de la neurologie translationnelle

Les résultats fonctionnels optimaux après reconstruction bionique dans les patients présentant des dommages brachial globaux de plexus dépendent d'un protocole structuré de réadaptation. La formation guidée électromyographique de surface peut améliorer l'amplitude, la séparation et la cohérence des signaux EMG, qui - après l'amputation élective d'une main sans fonction - contrôlent et conduisent une main prothétique.

Biofeedback électromyographique de surface comme outil de réadaptation pour les patients présentant la blessure globale de Plexus brachial recevant la reconstruction bionique

Le présent protocole décrit des détails expérimentaux concis sur l’évaluation et l’interprétation des données de couple in vivo obtenues par stimulation électrique du nerf péronier commun chez les porcs anesthésiés.

In vivo Mesure du couple isométrique du dorsiflexeur des membres postérieurs du porc

Ce modèle de porcelet implique l’instrumentation chirurgicale, l’asphyxie jusqu’à l’arrêt cardiaque, la réanimation et l’observation post-réanimation. Le modèle permet des prélèvements multiples par animal et, en utilisant la pression artérielle invasive continue, l’ECG et la surveillance non invasive du débit cardiaque, il fournit des connaissances sur l’hémodynamique et la physiopathologie cardiaque dans l’asphyxie périnatale et la réanimation cardiorespiratoire néonatale.

Un modèle d’asphyxie périnatale chez le porcelet pour étudier les lésions cardiaques et l’hémodynamique après un arrêt cardiaque, la réanimation et le retour de la circulation spontanée

Ce protocole propose une instruction étape par étape pour créer une lésion néonatale du plexus brachial chez les rats, à utiliser comme modèle dans la recherche sur les lésions à la naissance du plexus brachial.

Développement d’un modèle néonal de rat pour la lésion du plexus brachial

Découvrez les méthodes de tests biomécaniques in vivo sur le plexus brachial chez les porcelets néonatals. Cette approche permet d'évaluer les mécanismes de blessure par étirement et de déterminer les seuils de lésion dans le plexus brachial néonatal.

Méthodes pour les tests biomécaniques In Vivo sur le plexus brachial chez les porcelets néonatals

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