Name: Établissement de modèles de xénogreffe dérivés du cancer gastrique et de lignées cellulaires primaires (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-19T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 42 s
Description: Apprenez à établir des modèles de xénogreffe dérivés de patients et des lignées cellulaires primaires à partir d'échantillons de cancer gastrique chirurgical. Ces méthodes utilisent des souris NSG pour améliorer l'évaluation préclinique des thérapies anticancéreuses.

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Ce travail a été soutenu par la National Natural Science Foundation of China (81572392); le National Key Research and Development Program of China (2016YFC1201704); Conseils scientifiques et techniques des jeunes talents innovateurs du Programme de soutien spécial du Guangdong (2016TQ03R614).
Nous remercions particulièrement Guangzhou Sagene Biotech Co., Ltd. pour son aide dans la préparation des chiffres.

Cette étude humaine a été approuvée par le Comité d'examen de l'éthique institutionnelle du Sun Yat-sen University Cancer Center (SYSUCC, Guangzhou, Chine). L'étude sur les animaux a été approuvée par le Comité institutionnel de soins et d'utilisation des animaux de l'Université Sun Yat-sen. Remarque : toutes les expériences ont été réalisées conformément aux lois pertinentes et aux lignes directrices institutionnelles, y compris la Ligne directrice pour la protection de l'exposition professionnelle contre les agents pathogènes transmis par le sang.
1. Préparation de l'échantillon
<ol><li>Obtenir des tissus cancéreux gastriques (P0 et passage 0) directement de l'opération. Le spécimen de tumeur devrait êtreplus grand que 0.5 cm 3.</li>
	<li>Préparer 3-4 ml de solution de stock: par exemple, RPMI-1640 moyen (1x) complété par 10% de sérum bovin fœtal (FBS), 100 U/mL pénicilline et 0,1 mg/mL de streptomycine.</li>
	<li>Mettre le spécimen de tumeur fraîche dans le stock-solution à 4 oC pendant pas plus de 4 heures.</li>
</ol>2. Établissement du modèle PDX (Figure 1)
<ol><li>Pour assurer une zone chirurgicale stérile, désinfectez tous les matériaux à l'ultraviolet pendant plus de 30 minutes avant d'être transférés dans le laboratoire animalier. Note: la salle d'opération doit être désinfectée avec la lumière ultraviolette pendant 30 min, avant que nous nettoyons le bureau avec dichloro isocyanurique acide suppositoria désinfectant. Ensuite, le povidone-iode est utilisé pour désinfecter la peau.</li>
	<li>À l'aide de forceps et de ciseaux, disséquez soigneusement les tissus tumoraux et coupez-les en plusieurs petits morceaux (environ 1 mm3 cubes) dans des conditions stériles.</li>
	<li>Anesthésiez les souris femelles NOD-SCID-IL2rg (NSG) femelles de 5 à 7 semaines par l'exposition à 1-1.5% d'isoflurane avec une machine d'anesthésie.<ol>
<li>Anesthésiez la souris jusqu'à ce qu'elle cesse de lutter, mais maintient même la respiration. REMARQUE : Le tube de 50 ml est un équipement simple qui fonctionne semblable à une machine d'anesthésie. L'utilisation de la pommade vétérinaire d'oeil pour empêcher la sécheresse est inutile due au temps court d'opération.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Faire une incision de 1 cm sur les deux flancs dorsaux à l'aide de ciseaux stériles, et implanter une pièce de tumeur dans chaque flanc de la souris.<ol>
<li>Pour s'assurer que la pièce de tumeur ne glisse pas dehors, employer les forceps stériles pour perturber le tissu sous-cutané. Ensuite, clip un morceau du tissu tumoral, et le placer dans le site profond.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fermer la zone de l'implant par suture sous-cutanée avec des aiguilles de suture chirurgicales, et marquer les oreilles de souris avec des étiquettes d'oreille étiquetées</li>
	<li>Stérilisez la plaie avec de l'iode.</li>
	<li>Placez délicatement les souris dans une cage vide après la chirurgie tout en maintenant la charge sternale. Portez une attention particulière à l'état des souris; ils se réveillent et commencent à marcher environ 3-4 minutes plus tard. Placez les souris qui ont subi une intervention chirurgicale dans une autre nouvelle cage séparée de celles qui ne sont pas soumises à la chirurgie.</li>
	<li>Évaluer la taille de la tumeur par palpation du site d'implantation. Mesurer les tumeurs avec un étrier Vernier deux fois par semaine.</li>
	<li>Une fois que la tumeur atteint 10 mm de diamètre, l'état animal s'aggrave, ou les ulcères de tumeur, euthanasient la souris avec une méthode approuvée par iRB. Réimplanter des fragments de tumeur frais récoltés dans 2 nouvelles souris pour le passage, ou stocker temporairement les spécimens dans PBS sur la glace pour l'isolement des lignées cellulaires primaires.</li>
</ol>3. Cryoconservation de tissu
REMARQUE : Cette partie fait principalement référence aux méthodes du Kit de tissus vivants Cryo Kit Kit. Les principaux kits et équipements sont répertoriés dans le Tableau des Matériaux.
<ol><li>Euthanasier les souris avec une méthode approuvée par l'IRB lorsque la tumeur est supérieure à 10 mm de diamètre.</li>
	<li>À l'aide de forceps et de ciseaux stériles, isolez lentement la tumeur des souris.</li>
	<li>Laver les tissus tumoraux avec DPBS dans un plat de 10 cm. Disséquer et enlever les zones nécrotiques, les tissus adipeux, les caillots sanguins et les tissus conjonctifs avec des forceps et des ciseaux.</li>
	<li>Couper les tissus tumoraux à une épaisseur maximale de 1 mm avec un moule.</li>
	<li>Laver les tranches avec dPBS dans un plat de 10 cm. REMARQUE : Le processus de vitrification implique l'utilisation de tubes étiquetés V1/V2/V3 dans les étapes 3.6-3.8. Les principaux ingrédients sont le DMSO et le saccharose.</li>
	<li>Transférer les tranches dans le tube V1 avec des forceps, et couver le tube à 4 oC pendant 4 min. Rouler et inverser le tube brièvement, et le placer à 4 oC pendant 4 min.</li>
	<li>Verser la solution V1 et les tranches dans un plat de 10 cm. Transférer les tranches dans le tube V2 avec des forceps, et incuber le tube V2 à 4 oC pendant 4 min. Rouler et inverser le tube brièvement, et le placer à 4 oC pendant 4 min.</li>
	<li>Verser la solution V2 et les tranches dans un plat de 10 cm. Transférer les tranches dans le tube V3 avec des forceps, et couver le tube à 4 oC pendant 5 min. Rouler et inverser le tube brièvement, et le placer à 4 oC pendant au moins 5 min. Assurez-vous que les tranches coulent toutes au fond du tube.<ol>
<li>Si plusieurs tranches restent flottantes, rouler et inverser brièvement le tube, et placer le tube à 4 oC à nouveau jusqu'à ce que toutes les tranches coulent complètement; si nécessaire, jetez les tranches flottantes.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verser la solution V3 et les tranches dans un plat de 10 cm.</li>
	<li>Couper les supports de tissu à la longueur appropriée, et les placer sur la gaze stérile. Transférer les tranches sur les supports. Envelopper les supports avec la gaze et les placer dans de l'azote liquide à l'aide de forceps, puis d'incubation pendant 5 min.</li>
	<li>Étiqueter les flacons cryogéniques avec les informations tissulaires.</li>
	<li>Transférer les supports avec des tranches de tissu en flacons cryogéniques, qui sont stockés dans de l'azote liquide.</li>
</ol>4. Isolement des cellules primaires (Figure 2)
<ol><li>Stériliser les forceps et les ciseaux à haute pression à la vapeur à 121 oC pendant 30 min.</li>
	<li>Reséquez des échantillons de cancer gastrique à partir de spécimens réséqués ou de tissus PDX récoltés. Placer les tissus sur la glace, puis, transférer les tissus dans un plat de culture stérile de 10 cm.</li>
	<li>Disséquer et enlever les zones nécrotiques, les tissus adipeux, les caillots sanguins et les tissus conjonctifs avec des forceps et des ciseaux.</li>
	<li>Laver les tissus tumoraux une fois avec DPBS contenant 100 U/mL de pénicilline et 0,1 mg/mL de streptomycine dans un plat de 10 cm.</li>
	<li>Couper le tissu tumoral en morceaux de 1 mm3 sur le couvercle du plat; l'épaisseur maximale de chaque pièce doit être de 1 mm.</li>
	<li>Transférer les tissus dans un tube centrifugeuse de 50 ml avec environ 7 ml de collagène de type 1 et la solution de trypsine (1:14). Vortex le mélange brièvement.</li>
	<li>Incuber le tube dans un bain d'eau à 37 oC pendant 30-40 min. Vortex le mélange toutes les 5 min.</li>
	<li>Ajouter un volume égal de RPMI-1640 moyen (1x) complété par 10% FBS au tube. Vortex le mélange à fond.</li>
	<li>Transférer le mélange dans un nouveau tube de centrifugeuse de 50 ml par filtration lente à travers un filtre de 40 m. REMARQUE : Utilisez des filtres de 40 m pour assurer un ratio plus élevé de cellules cancéreuses. Si nécessaire, des filtres de 100 m peuvent être utilisés pour préserver plus de types de cellules, telles que les cellules immunologiques.</li>
	<li>Centrifugeles les filtrates à 113-163 x g pendant 5-7 min à RT. Soigneusement enlever le supernatant.</li>
	<li>Laver la pastille avec 5 ml de PBS, et retirer soigneusement le supernatant.</li>
	<li>Si la pastille est rouge, elle contient de nombreux érythrocytes. Resuspendre doucement la pastille avec 500 ll de tampon de lyse des globules rouges. Après une incubation de 5 min, ajouter 5 ml de PBS et retirer soigneusement le supernatant.</li>
	<li>Resuspendre la pastille avec le milieu de culture, et transférer le mélange dans un plat stérile de 10 cm.</li>
	<li>Remplacer le milieu par un milieu contenant du sérum tous les 2-3 jours.</li>
	<li>Passer les cellules primaires à l'aide de trypsine/ EDTA lorsqu'elles atteignent 50 % de confluence.</li>
</ol>

<ol><li>Bray, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+cancer+statistics+2018%3A+GLOBOCAN+estimates+of+incidence+and+mortality+worldwide+for+36+cancers+in+185+countries%5BTitle%5D)+AND+%22Ca-a+Cancer+Journal+for+Clinicians%22%5BJournal%5D)">Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries.</a> Ca-a Cancer Journal for Clinicians. 68 (6), 394-424 (2018).</li>
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<li>Liu, X., Meltzer, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gastric+Cancer+in+the+Era+of+Precision+Medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Gastroenterology+and+Hepatology%22%5BJournal%5D)">Gastric Cancer in the Era of Precision Medicine.</a> Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 3 (3), 348-358 (2017).</li>
<li>Shultz, L. D., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aShultz%2C+LD+%22Human+cancer+growth+and+therapy+in+immunodeficient+mouse+models%22">Human cancer growth and therapy in immunodeficient mouse models</a>. (7), Cold Spring Harbor. 694-708 (2014).</li>
<li>McDermott, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+human+cord+blood+engraftment+between+immunocompromised+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains.</a> Blood. 116 (2), 193-200 (2010).</li>
<li>Ito, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NOD%2FSCID%2Fgamma+%28c%29+%28null%29+mouse%3A+an+excellent+recipient+mouse+model+for+engraftment+of+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">NOD/SCID/gamma (c) (null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells.</a> Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).</li>
<li>Wege, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Co-transplantation+of+human+hematopoietic+stem+cells+and+human+breast+cancer+cells+in+NSG+mice%3A+a+novel+approach+to+generate+tumor+cell+specific+human+antibodies%5BTitle%5D)+AND+%22MAbs%22%5BJournal%5D)">Co-transplantation of human hematopoietic stem cells and human breast cancer cells in NSG mice: a novel approach to generate tumor cell specific human antibodies.</a> MAbs. 6 (4), 968-977 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Le cancer gastrique est une maladie agressive avec des options thérapeutiques limitées; ainsi, les modèles de cancer gastrique sont devenus une ressource essentielle pour permettre des études de recherche fonctionnelle avec la traduction directe à la clinique4,8,17. Ici, nous avons décrit les méthodes et le protocole d'établir des modèles gastriques de PDX de cancer et des lignées primaires de cellules. Fait important, les carac...

Le cancer gastrique est le cinquième cancer le plus fréquent dans le monde et la troisième cause de décès par cancer. En 2018, plus d'un million de nouveaux cas de cancer gastrique ont été diagnostiqués dans le monde, et on estime que 783 000 personnes ont été tuées par cette maladie1. L'incidence et la mortalité du cancer gastrique restent très élevées dans les pays du nord-est de l'Asie2,3. Malgré des progrès significatifs dans le domaine de la thérapeutique du cancer, le pronostic des patients atteints d'un cancer gastrique avancé demeure faible, avec un taux de survie à cinq ans d'environ 25 %4,5,6, 7,. Il est donc urgent de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour le cancer gastrique
Le traitement du cancer gastrique est difficile en raison de sa haute hétérogénéité8,9. Ainsi, la question de savoir comment relever les défis de l'hétérogénéité tumorale pour réaliser la médecine de précision est au cœur de la recherche sur le cancer. Les modèles in vitro et in vivo jouent un rôle crucial dans l'élucidation des mécanismes hétérogènes et de la biologie du cancer gastrique. Cependant, bien qu'il existe de nombreuses lignées de cellules cancéreuses gastriques et de nombreux modèles de souris transgéniques conventionnels pour la recherche préclinique, les inconvénients de ces modèles limitent leurs applications10. Parce que les caractéristiques de ces modèles ont changé dans la culture, ils ne modélisent plus l'hétérogénéité tumorale, et leurs réponses n'ont pas été en mesure de prédire les réponses chez l'homme11. Ces problèmes limitent considérablement la possibilité d'identifier des sous-groupes de patients atteints de cancer qui répondront aux médicaments ciblés. La culture à court terme des tumeurs primaires fournit un moyen relativement rapide et personnalisé d'étudier les propriétés pharmacologiques anticancéreuses, qui seront probablement la marque du traitement personnalisé du cancer.
Les xénogreffes dérivées du patient (PDX) sont préférées comme modèle préclinique alternatif pour le profilage de réponse de drogue12. En outre, les modèles PDX offrent un outil puissant pour étudier l'initiation et la progression du cancer13,14. Les modèles De PDX préservent l'aspect histologique des cellules cancéreuses, conservent l'hétérogénéité intratumorale, et reflètent mieux les composants humains pertinents du microenvironnement de tumeur15,16. Cependant, la limitation des modèles largement utilisés de PDX est le faible taux de succès pour établir et propager en série des tumeurs solides humaines. Dans cette étude, des méthodes décemment réussies pour établir des modèles de PDX et des lignées cellulaires primaires sont décrites.

<table><tbody><tr><td>40 &mu ; m Cell Strainer</td><td>Biologix, Shandong, Chine</td><td>15-1040</td><td></td></tr><tr><td>Microscope biologique</td><td>OLYMPUS, Tokyo, Japon</td><td>OLYMPUS CKX41</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td>Eppendorf, Mittelsachsen, Allemagne.</td><td>5427R</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur CO2</td><td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, Californie, États-Unis</td><td>HERACELL 150i</td><td></td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Basalmedia Technology, Shanghai, Chine</td><td>L40601</td><td></td></tr><tr><td>Armoire à eau électro-thermostatique</td><td>Yiheng, Shanghai, Chine</td><td>DK-8AXX</td><td></td></tr><tr><td>Sérum bovin fœtal</td><td>Wisent Biotechnology, Vancouver, Canada</td><td>86150040</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter, Chine</td><td>CN2L9100</td><td></td></tr><tr><td>Kit de tissus vivants Kit cryo</td><td>Celliver Biotechnology, Shanghai, Chine</td><td>LT2601</td><td></td></tr><tr><td>Kit de décongélation de tissus vivants</td><td>Celliver Biotechnology, Shanghai, Chine</td><td>LT2602</td><td></td></tr><tr><td>NSG</td><td>Biocytogen, Pékin, Chine</td><td>B-CM-002-4-5W</td><td></td></tr><tr><td>Péniciline et streptomycine</td><td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, Californie, États-Unis</td><td>15140122</td><td></td></tr><tr><td>Tampon de lyse des globules rouges</td><td>Solarbio, Pékin, Chine</td><td>R1010</td><td></td></tr><tr><td>RPMI-1640 moyen</td><td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, Californie, États-Unis</td><td>8118367</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles de suture chirurgicale avec fil</td><td>LingQiao, Ningbo, Chine</td><td>3/8 arc 4& fois ; 10</td><td></td></tr><tr><td>Moules et lames auxiliaires traités par les tissus</td><td>Celliver Biotechnology, Shanghai, Chine</td><td>LT2603</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine-EDTA</td><td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, Californie, États-Unis</td><td>2003779</td><td></td></tr><tr><td>Collagénase de type 1</td><td>Thermo Fisher Scientific, Carlsbad, Californie, États-Unis</td><td>17100017</td><td></td></tr></tbody></table>

Établissement de modèles de xénogreffe dérivés du cancer gastrique et de lignées cellulaires primaires

Establishment of Gastric Cancer Patient-derived Xenograft Models and Primary Cell Lines

L'utilisation de modèles précliniques pour faire progresser notre compréhension de la biologie tumorale et d'étudier l'efficacité des agents thérapeutiques est la clé de la recherche sur le cancer. Bien qu'il existe de nombreuses lignées cellulaires cancéreuses gastriques établies et de nombreux modèles de souris transgéniques conventionnels pour la recherche préclinique, les inconvénients de ces modèles in vitro et in vivo limitent leurs applications. Parce que les caractéristiques de ces modèles ont changé dans la culture, ils ne modélisent plus l'hétérogénéité tumorale, et leurs réponses n'ont pas été en mesure de prédire les réponses chez l'homme. Ainsi, des modèles alternatifs qui représentent mieux l'hétérogénéité tumorale sont en cours de développement. Les modèles de xénogreffe (PDX) dérivés du patient préservent l'aspect histologique des cellules cancéreuses, conservent l'hétérogénéité intratumorale, et reflètent mieux les composants humains pertinents du microenvironnement de tumeur. Cependant, il faut habituellement 4-8 mois pour développer un modèle de PDX, qui est plus long que la survie prévue de beaucoup de patients gastriques. Pour cette raison, l'établissement de lignées cellulaires cancéreuses primaires peut être une méthode complémentaire efficace pour les études de réponse médicamenteuse. Le protocole actuel décrit les méthodes d'établissement des modèles De PDX et des lignées cellulaires cancéreuses primaires à partir d'échantillons chirurgicaux de cancer gastrique. Ces méthodes constituent un outil utile pour le développement de médicaments et la recherche en biologie du cancer.

Ici, les tissus tumoraux d'une opération ont été préservés dans la solution de stock jusqu'à l'étape suivante. Dans les 4 heures, les tissus tumoraux ont été coupés en petits morceaux et implantés dans les flancs dorsaux des souris DeNSQui avaient été anesthésiés à l'aide de coton imbibé d'isoflurane. Les tumeurs de plus de 1 cm3 pourraient être réséquées pour l'implantation chez de nouvelles souris (figure1) ou tranchées soigneusement et conservées dans de l'azote liquide suivant...

Le protocole actuel décrit les méthodes pour établir des modèles de xénogreffe (PDX) dérivés du patient et des lignées cellulaires cancéreuses primaires à partir d'échantillons chirurgicaux de cancer gastrique. Les méthodes fournissent un outil utile pour le développement de médicaments et la recherche en biologie du cancer.

The use of preclinical models to advance our understanding of tumor biology and investigate the efficacy of therapeutic agents is key to cancer research. ...

Les modèles xénogreffes et les lignées cellulaires primaires dérivés du patient font désormais partie intégrante du développement de médicaments et de l’initiation et de la progression de la recherche en biologie tumorale. Les modèles Xenograft dérivés du patient préservent l’aspect histologique des cellules cancéreuses, conservent l’hétérogénéité intratumorale et reflètent mieux les composants humains pertinents du microenvironnement tumoral. Ses modèles sont pour des représentations plus précises du cancer humain que les lignées cellulaires cancéreuses traditionnelles et ont le potentiel d’améliorer l’évaluation préclinique de nouvelles thérapies anticancéreuses.En outre, ces modèles peuvent être utiles en comparant les caractéristiques moléculaires ou les signatures tumorales entre différents sous-groupes de patients atteints de cancer. Les souris NSG sont recommandées comme modèle immunodéficient de souris. En raison de l’immunodéficience grave des souris, la stérilité doit être maintenue dans toutes les expériences.Dans des conditions stériles, utilisez des forceps et des ciseaux pour disséquer soigneusement les tissus tumoraux et les couper en plusieurs petits morceaux. Après

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Recherche sur le cancer

Cette vidéo décrit le protocole de génération de métastases par les organoïdes CRC dérivés de PDX marqués avec le lentivirus GFP dans la rate d’une souris immunodéficiente. Les micrométastases cancéreuses colonisant d’autres organes peuvent être détectées à l’aide d’un microscope à fluorescence pour évaluer l’expression de la GFP.

Établissement d’un modèle murin expérimental de métastases : implantation de cellules organoïdes CRC exprimant la GFP dans un modèle PDX pour détecter les micrométastases

Nous décrivons une méthode pour l'étiquetage stable de xénogreffes dérivées de patients (PDXs) avec des particules lentiviraux exprimant la protéine et la luciférase reporters vert fluorescent. Cette méthode permet de suivre la croissance de PDXs au niveau du site primaire, ainsi que la détection des métastases spontanées et expérimentales en utilisant des systèmes d'imagerie in vivo.

Étiquetage des xénogreffes de patients dérivés cancer du sein avec traçables Reporters pour la croissance tumorale et la métastase études

Nous décrivons ici un protocole pour l’établissement et la mise en culture-anthropique et souris 3 Dimensions (3D) organoïdes gastrique et la méthode de transfert d’organoïdes 3D à une monocouche 2 dimensions. L’utilisation de la couche épithéliale gastrique comme un nouveau dosage zéro-plaie pour études de régénération est également décrite.

Souris - et anthropique de Culture monocouche épithéliales gastriques primaire pour l’étude de la régénération

Ce protocole décrit la génération des modèles de xénogreffe orthotopic-dérivés du patient en inculquant intra-vesically les cellules de carcinome urothelial de haut grade ou les cellules de cancer colorectal intra-rectally injectant dans le diabétique non-obèse/grave combiné Souris d'immunodéficience (NOD/SCID) pour la croissance primaire de tumeur et les métastases spontanées sous l'influence des cellules stromal de ganglion lymphatique, qui imite la progression des maladies métastatiques...

Modèles de xénogreffe orthopiques dérivés du patient pour le carcinome humain de cellules urotheliales et la croissance de tumeur de cancer colorectal et la métastasie spontanée

Une méthode est décrite pour créer des organoïdes à l’aide de xénogreffes dérivées du patient (PDX) pour le dépistage in vitro, ce qui donne des paires appariées de modèles in vivo/in vitro. Des tumeurs de PDX ont été moissonnes/traitées en petits morceaux mécaniquement ou enzymatiquement, suivies du Clevers' méthode pour cultiver des organoids de tumeur qui ont été passaged, cryopreserved et caractérisés contre le PDX original.

Création de paires de modèles appariés in vivo/in vitro dérivés du patient d’organoïdes dérivés de PDX et de PDX pour la recherche en pharmacologie du cancer

Les modèles PDX de métastases du système nerveux central représentent les caractéristiques phénotypiques et moléculaires des métastases humaines, ce qui en fait d’excellents modèles pour les études précliniques. Décrit ici comment établir des modèles PDX et les voies d’inoculation qui sont les mieux utilisées pour les études précliniques.

L’établissement et l’utilisation de modèles de xénogreffes dérivés de patients de métastases du système nerveux central

Le présent protocole établit et caractérise un modèle de xénogreffe (PDX) dérivé du patient du carcinome anaplasique de la thyroïde (ATC) et du carcinome épidermoïde de la tête et du cou (HNSCC), car les modèles PDX deviennent rapidement la norme dans le domaine de l’oncologie translationnelle.

Établissement et caractérisation de modèles de xénogreffe dérivés de patients de carcinome anaplasique de la thyroïde et de carcinome épidermoïde de la tête et du cou

Ce protocole décrit l’implantation orthotopique de cellules cancéreuses dérivées de patients dans la paroi du caecum de souris immunodéficientes. Le modèle récapitule la maladie métastatique du cancer colorectal avancé et permet l’évaluation de nouveaux médicaments thérapeutiques dans un scénario cliniquement pertinent de métastases pulmonaires et hépatiques.

L’implantation orthotopique de cellules cancéreuses dérivées de patients chez la souris récapitule le cancer colorectal avancé

Les organoïdes dérivés de patients gastriques sont de plus en plus utilisés dans la recherche, mais il n’existe pas de protocoles formels pour générer des organoïdes gastriques humains à partir de digestats unicellulaires avec une densité d’ensemencement standardisée. Ce protocole présente une méthode détaillée pour créer de manière fiable des organoïdes gastriques à partir de tissus de biopsie obtenus lors de l’endoscopie haute.

Etablissement et caractérisation d’organoïdes gastriques dérivés de patients à partir de biopsies d’épithélium gastrique bénin et d’épithélium antral

Le protocole suivant est axé sur la mise en place d’une culture primaire de sarcome des tissus mous dérivé de patient (STS). Ce modèle pourrait nous aider à mieux comprendre la base moléculaire et le profil pharmacologique de ces tumeurs malignes rares et pourrait constituer un point de départ pour poursuivre les recherches visant à améliorer la gestion de STS.

Mise en place d’une Culture primaire de sarcome des tissus mous dérivé de Patient

Apprenez à établir des modèles de xénogreffe dérivés de patients et des lignées cellulaires primaires à partir d'échantillons de cancer gastrique chirurgical. Ces méthodes utilisent des souris NSG pour améliorer l'évaluation préclinique des thérapies anticancéreuses.

Établissement de modèles de xénogreffe dérivés du cancer gastrique et de lignées cellulaires primaires

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