Name: Un modèle cryo-blessure pour étudier linfarctus du myocarde chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-19T14:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 29 s
Description: Découvrez un modèle de cryolésion myocardique chez la souris pour étudier le remodelage cardiaque après infarctus. Cette méthode permet de générer des infarctus de taille uniforme de manière reproductible.

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Nous remercions Christiane Pahrmann pour son assistance technique. D.W. a été soutenu par la Fondation Max Kade. T.D. a reçu des subventions de la Fondation Else Kr'ner (2012-EKES.04) et de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1). S. S. a reçu des subventions de recherche de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3- 1, SCHR992/4-1).

Les animaux ont reçu des soins humains conformément au Guide des principes des animaux de laboratoire, préparé par l'Institut des ressources animales de laboratoire et publié par les National Institutes of Health. Tous les protocoles sur les animaux ont été approuvés par l'autorité locale responsable (University of California San Francisco (UCSF) Institutional Animal Care and Use Committee).
1. Soins aux animaux
<ol><li>Obtenir des souris à l'âge de 14 semaines pesant environ 27 g (p. ex., de l'Institut des animaux de laboratoire). REMARQUE: Les souris BALB/c sont utilisées pour cet article.</li>
	<li>Gardez les souris dans des conditions conventionnelles dans des armoires ventilées, en leur donnant des souris standard chow et de l'eau autoclaved ad libitum.</li>
</ol>2. Préparation de la souris
<ol><li>Utilisez une chambre d'induction pour anesthésier la souris avec de l'isoflurane (3,5 %).</li>
	<li>Enlever les cheveux sur la poitrine et le cou à l'aide d'un taille-cheveux.</li>
	<li>Placez la souris en position de supine sur un coussinet chauffé et maintenez l'anesthésie avec un masque couvrant la bouche et le nez de la souris.</li>
	<li>Vérifiez la profondeur suffisante de l'anesthésie en pinçant les pattes postérieures et la queue pour vérifier l'absence de réflexes.</li>
	<li>Injecter de la buprénorphine sous-cutanée (0,03 mg/kg) pour l'analgésie.</li>
	<li>Étendre les membres postérieurs et avant et fixer leur position à l'aide de ruban adhésif.</li>
	<li>Avec de l'iode de povidone, désinfecter la zone rasée, puis frotter avec 80% d'éthanol. Répétez cette étape deux fois.</li>
	<li>Utilisez un petit ciseaux pour faire une incision de la peau médiane du tiers inférieur du sternum au menton.</li>
	<li>Utilisez des forceps incurvés et séparez soigneusement les muscles autour du cou pour exposer la trachée.</li>
	<li>Utilisez un micro-ciseaux pour effectuer une trachéotomie entre les deuxième et troisième anneaux de cartilage.</li>
	<li>Régler le ventilateur à une fréquence de ventilation de 110/min avec un volume de marée de 0,5 ml.</li>
	<li>Retirez le masque facial et insérez une canule en plastique (20 G), reliée au ventilateur, dans la trachée. Ventiler l'animal. REMARQUE : Assurez-vous que la canule de ventilation n'est pas insérée trop profondément en confirmant la ventilation pulmonaire bilatérale.</li>
	<li>Utilisez la cautérisation pour détacher le muscle pectoralis droit de son origine sternale entre les troisième et septième côtes.</li>
	<li>Utilisez des ciseaux de ressort inclinés latéralement pour couper les quatrième à sixième côtes aussi près que possible du sternum.</li>
	<li>Cauteriser l'artèremammaire, si le saignement est visible.</li>
	<li>Diminution isoflurane à 2,5%.</li>
	<li>Disséquer le tissu conjonctif sous-jacent pour obtenir une vue claire dans la cavité thoracique.</li>
	<li>Utilisez des forceps émoussés pour ouvrir le péricarde et exposer le cœur.</li>
	<li>Utilisez un mini rétracteur Goldstein pour écarter les côtes et garder la cavité thoracique ouverte.</li>
	<li>Soulevez le cœur de la cavité thoracique à l'aide d'une tige émoussée.</li>
	<li>Diminuer la tension du rétracteur pour réduire l'ouverture de la poitrine et pour empêcher le cœur de retomber.</li>
	<li>Prérefroidir la cryosonde (3 mm de diamètre) pendant 10 s.</li>
	<li>Appliquer la cryosonde sur la paroi ventriculaire gauche antérieure et congeler pendant 10 s pour générer un infarctus de cryo-blessure ventriculaire gauche. REMARQUE : La cryosonde peut être appliquée à différentes parois de coeur selon la question scientifique et le besoin.</li>
	<li>Irriguer la cryosonde avec la saline à température ambiante pour détacher la sonde de la paroi ventriculaire gauche.</li>
	<li>Utilisez le rétracteur pour agrandir l'ouverture de la poitrine.</li>
	<li>Remettre doucement le cœur dans la cavité thoracique à l'aide d'une tige émoussée.</li>
	<li>Retirez le rétracteur et connectez la sténotomie avec un seul noeud en utilisant la suture 6-0.</li>
	<li>Fermer la cavité thoracique à l'aide de 6-0 suture en cours d'exécution. Utilisez une seringue de 10 ml pour évacuer l'air restant de la poitrine avant de lier le noeud.</li>
	<li>Adapter la peau au bord caudal et la suturer jusqu'au point de l'ouverture trachéale avec la suture en cours d'exécution (5-0).</li>
	<li>Définir isoflurane à 1,5% et attendre jusqu'à ce que l'animal gagne respiration spontanée.</li>
	<li>Retirez le cathéter trachéal et réappliquez le masque facial sur la bouche et le nez des animaux pour maintenir l'anesthésie.</li>
	<li>Fermer l'incision trachéale avec un 8-0 suture.</li>
	<li>Repositionnez les muscles ventral du cou à leur position pour couvrir la trachée.</li>
	<li>Complétez la suture de la peau.</li>
	<li>Ajouter le métamétzole à l'eau potable (50 mg de métamétazole par 100 ml) pour l'analgésie de la douleur pendant 3 jours et surveiller l'animal tous les jours. REMARQUE : La période d'observation de ce modèle est de 8 semaines. Assurez-vous de suivre les directives de votre établissement concernant le régime d'analgésie.</li>
</ol>

<ol><li>Writing Group. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics-2016+Update%3A+A+Report+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 133 (4), 38-360 (2016).</li>
<li>de Alencar Neto, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphine%2C+Oxygen%2C+Nitrates%2C+and+Mortality+Reducing+Pharmacological+Treatment+for+Acute+Coronary+Syndrome%3A+An+Evidence-based+Review%5BTitle%5D)+AND+%22Cureus%22%5BJournal%5D)">Morphine, Oxygen, Nitrates, and Mortality Reducing Pharmacological Treatment for Acute Coronary Syndrome: An Evidence-based Review.</a> Cureus. 10 (1), 2114(2018).</li>
<li>Detry, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiology+of+myocardial+ischaemia%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">The pathophysiology of myocardial ischaemia.</a> European Heart Journal. 17, Suppl G 48-52 (1996).</li>
<li>Ertl, G., Frantz, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Healing+after+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Healing after myocardial infarction.</a> Cardiovascular Research. 66 (1), 22-32 (2005).</li>
<li>Jugdutt, B. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventricular+remodeling+after+infarction+and+the+extracellular+collagen+matrix%3A+when+is+enough+enough%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Ventricular remodeling after infarction and the extracellular collagen matrix: when is enough enough.</a> Circulation. 108 (11), 1395-1403 (2003).</li>
<li>Velagaleti, R. S., Vasan, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+failure+in+the+twenty-first+century%3A+is+it+a+coronary+artery+disease+or+hypertension+problem%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+Clinics%22%5BJournal%5D)">Heart failure in the twenty-first century: is it a coronary artery disease or hypertension problem.</a> Cardiology Clinics. 25 (4), 487-495 (2007).</li>
<li>Benjamin, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics-2017+Update%3A+A+Report+From+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics-2017 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 135 (10), 146-603 (2017).</li>
<li>Morrissey, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+standardized+myocardial+infarction+in+aged+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A novel method of standardized myocardial infarction in aged rabbits.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 312 (5), 959-967 (2017).</li>
<li>Degabriele, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Critical+appraisal+of+the+mouse+model+of+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Physiology%22%5BJournal%5D)">Critical appraisal of the mouse model of myocardial infarction.</a> Experimental Physiology. 89 (4), 497-505 (2004).</li>
<li>Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variability+in+coronary+artery+anatomy+affects+consistency+of+cardiac+damage+after+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).</li>
<li>Reichert, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+Left+Anterior+Descending+%28LAD%29+Coronary+Artery+Ligation%3A+An+Improved+and+Simplified+Model+for+Myocardial+Infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (122), e55353(2017).</li>
<li>Kim, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+closed-chest+model+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion.</a> Journal of Visualized Experiments : JoVE. (65), e3896(2012).</li>
<li>Antonio, E. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricle+radio-frequency+ablation+in+the+rat%3A+a+new+model+of+heart+failure+due+to+myocardial+infarction+homogeneous+in+size+and+low+in+mortality%5BTitle%5D)+AND+%22J+Card+Fail%22%5BJournal%5D)">Left ventricle radio-frequency ablation in the rat: a new model of heart failure due to myocardial infarction homogeneous in size and low in mortality.</a> J Card Fail. 15 (6), 540-548 (2009).</li>
<li>Ovsepyan, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+myocardial+infarction+in+mice%3A+methodology%2C+monitoring%2C+pathomorphology%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Naturae%22%5BJournal%5D)">Modeling myocardial infarction in mice: methodology, monitoring, pathomorphology.</a> Acta Naturae. 3 (1), 107-115 (2011).</li>
<li>Ciulla, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+remodeling+after+experimental+myocardial+cryoinjury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Left ventricular remodeling after experimental myocardial cryoinjury in rats.</a> Journal of Surgical Research. 116 (1), 91-97 (2004).</li>
<li>Grisel, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+MRL+mouse+repairs+both+cryogenic+and+ischemic+myocardial+infarcts+with+scar%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Pathology%22%5BJournal%5D)">The MRL mouse repairs both cryogenic and ischemic myocardial infarcts with scar.</a> Cardiovascular Pathology. 17 (1), 14-22 (2008).</li>
<li>Duerr, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+myocardial+remodeling+between+cryoinfarction+and+reperfused+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedicine+and+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Comparison of myocardial remodeling between cryoinfarction and reperfused infarction in mice.</a> Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 961298(2011).</li>
<li>Ma, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramyocardial+delivery+of+human+CD133%2B+cells+in+a+SCID+mouse+cryoinjury+model%3A+Bone+marrow+vs.+cord+blood-derived+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Intramyocardial delivery of human CD133+ cells in a SCID mouse cryoinjury model: Bone marrow vs. cord blood-derived cells.</a> Cardiovascular Research. 71 (1), 158-169 (2006).</li>
<li>Takagawa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+infarct+size+measurement+in+the+mouse+chronic+infarction+model%3A+comparison+of+area-+and+length-based+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches.</a> Journal of Applied Physiology (1985). 102 (6), 2104-2111 (2007).</li>
<li>van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+cryoinjury-induced+myocardial+infarction+in+the+mouse%3A+a+comparison+with+coronary+artery+ligation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: a comparison with coronary artery ligation.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).</li>
</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Cet article décrit un modèle de cryomutilation de souris pour étudier ACS et les options pharmacologiques et thérapeutiques connexes.
L'étape la plus cruciale est l'application de la cryosonde sur le tissu cardiaque. La durée du contact doit être étroitement contrôlée afin d'obtenir la taille optimale de l'infarctus et de garantir des résultats reproductibles. Un refroidissement prolongé du myocarde entraînera des infarctus surdimensionnés ou une perforation ventriculaire. En revanche, le temp...

Le syndrome coronarien aigu (SCA) est la principale cause de décès dans le monde occidental1,2. L'occlusion aigue des artères coronaires mène à l'activation de la cascade ischémique et de la nécrose du tissu cardiaque affecté3. Le myocarde endommagé est progressivement remplacé par le tissu cicatriciel non contractile, qui se manifeste cliniquement comme une insuffisance cardiaque4,5. Malgré les progrès récents dans le traitement de l'ACS, la prévalence de l'ACS et de l'insuffisance cardiaque liée à l'ACS est en hausse, et les options thérapeutiques sont limitées6,7. Par conséquent, le développement de modèles animaux pour étudier l'ACS et ses complications est d'un immense intérêt.
À ce jour, le modèle animal le plus largement utilisé pour étudier le remodelage myocardique induit par l'ACS et l'ACS est la ligature de l'artère coronaire descendante gauche (LAD). La lignation de la LAD mène à l'ischémie aigue du myocarde, semblable au tissu myocardique humain pendant ACS.  Cependant, les tailles incohérentes d'infarctus restent le talon d'Achille de la ligature de LAD. La variation chirurgicale et la variabilité anatomique de la LAD conduisent à des tailles infarctus incohérentes et entravent la reproductibilité et la reproductibilité de cette procédure8,9,10. En outre, la ligature de LAD a une mortalité intra- et post-chirurgicale élevée. Malgré les efforts récents pour améliorer la reproductibilité et réduire la mortalité11,12, un grand nombre d'animaux sont encore nécessaires pour évaluer correctement les thérapies anti-remodelage.
D'autres modèles d'ACS ont été proposés et étudiés au cours des dernières années, y compris la radiofréquence13, thermique14 ou les blessures cryogéniques15,16,17,18. Les méthodes actuelles de cryo-blessure appliquent une tige de métal pré-refroidie dans l'azote liquide pour endommager le tissu cardiaque du sujet15,16. Cependant, cette procédure doit être répétée plusieurs fois pour générer une taille infarctus suffisante. En raison de la conductivité élevée et de la faible capacité de chaleur de la tige par rapport au tissu, la sonde se réchauffe rapidement, et le tissu est refroidi (et donc infarctus) hétérogènement. Pour surmonter ces limitations, nous décrivons ici un modèle de cryoinfarction utilisant un système portatif de livraison d'azote liquide. Ce modèle est reproductible, facile à exécuter et peut être établi rapidement et de manière fiable. Une lésion infarctus transmurale reproductible indépendante de l'anatomie coronaire est produite, qui mène par la suite à l'échec cardiaque. Cette méthode est particulièrement appropriée pour étudier le processus de remodelage pour l'évaluation de nouvelles stratégies pharmacologiques thérapeutiques et basées sur l'ingénierie tissulaire.

<table><tbody><tr><td>Seringue 10 ml</td><td>Thermo Scientific</td><td>03-377-23</td><td></td></tr><tr><td>Suture prolène 5-0</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Suture prolène 6-0</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>Suture 8-0 Ethilon</td><td>Suture Ethicon</td><td>2808G</td><td></td></tr><tr><td>Lances d’absorption</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>18105-01</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c</td><td>Le laboratoire Jackson</td><td>Numéro de stock 000651</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Eye and Nose pommade</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Eye onguent</td></tr><tr><td>Betadine Solution</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC :67618-152</td><td></td></tr><tr><td>Blunt</td><td>Forceps Fine Science Tools</td><td>18025-10</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>NDC Codes :&nbsp ; 12496-0757-1, 12496-0757-5</td> Cryosonde de <td>buprénorphine</td></tr><tr><td>3mm</td><td>Brymill Cryogenic Systems</td><td>Cry-AC-3 B-800</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 70 %</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Pince incurvée</td><td>S& T</td><td>00284</td><td></td></tr><tr><td>Pince fine</td><td>Outils pour les sciences fines</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Pince standard</td><td>pour les sciences fines</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>Sonde d’anatomie grossière</td><td>Outils pour les sciences fines</td><td>10088-15</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuse à cheveux</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Kit de cautérisation haute température</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>ISOFLURANE</td><td>Henry Schein Santé Animale</td><td>029405</td><td></td></tr><tr><td>Cathéter IV 20G</td><td>B. Braun</td><td>603028</td><td></td></tr><tr><td>Mini-Goldstein Retractor</td><td>Outils Scientifiques Fins</td><td>17002-02</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0.9 %</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; Art. Nr. : Porte-aiguille</td><td>3570160 saline</td></tr><tr><td></td><td>Outils de science fine</td><td>12075-14</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille, appareil</td><td>Harvard</td> incurvé <td>72-0146</td><td></td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizole</td></tr><tr><td>Operating Board&nbsp ;</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux remplaçables à pointe fine</td><td>Bovie</td><td>H101</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Outils de science fine</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Ventilateur pour petits animaux</td><td>Kent Scientific</td><td>RV-01</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort - inclinés sur le côté</td><td>Outils de science fine</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Microscope chirurgical</td><td>Leica&nbsp ;</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Transpore Ruban Chirurgical</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Ciseaux à ressort</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>15400-12</td><td></td></tr><tr><td>Vaporisateur&nbsp ;</td><td>Kent Scientific</td><td>VetFlo-1205S</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle cryo-blessure pour étudier l'infarctus du myocarde chez la souris

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

L'utilisation de modèles animaux est essentielle pour développer de nouvelles stratégies thérapeutiques pour le syndrome coronarien aigu et ses complications. Dans cet article, nous démontrons un modèle d'infarctus de cryoblessure de murine qui génère des tailles précises d'infarctus avec la reproductibilité et la replicabilité élevées. En bref, après l'intubation et la sénotomie de l'animal, le cœur est soulevé du thorax. La sonde d'un système portatif de livraison d'azote liquide est appliquée sur la paroi myocardique pour induire la cryoblessure. La fonction ventriculaire altérée et la conduction électrique peuvent être surveillées avec l'échocardiographie ou la cartographie optique. Le remodelage myocardique transmural de la zone infarctus est caractérisé par le dépôt de collagène et la perte des cardiomyocytes. Comparativement à d'autres modèles (p. ex., la ligature laLaD), ce modèle utilise un système portatif de distribution d'azote liquide pour générer des infarctus plus uniformes.

Le modèle d'infarctus de cryomutilation est approprié pour étudier ACS et ses complications. De faibles taux de mortalité et un rétablissement postchirurgical efficace sont observés dans ce modèle. Les dommages myocardiques induits de cryoblessure mènent à la fonction cardiaque réduite, au découplage électrique, et au remodelage transmural.
L'échocardiographie peut être utilisée pour surveiller la fonction cardiaque non invasive in vivo. Dans les cœurs cryo-blessés, l'échocardiographie démontr...

Cet article démontre un modèle pour étudier le remodelage cardiaque après cryoinjury myocardique chez les souris.

Un modèle cryo-blessure pour étudier l'infarctus du myocarde chez la souris

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Cette méthode est fiable pour étudier la génération de l’infarctus du myocarde et une excellente plate-forme à utiliser pour étudier la récupération cardiaque après, par exemple, la transplantation de cellules souches. Le principal avantage de cette procédure est qu’elle peut être utilisée pour générer des tailles d’infarctus uniformes d’une manière rapide, facile et reproductible. De nouvelles interventions expérimentales, telles que pharmacologique, ou les stratégies basées sur l’ingénierie tissulaire, peuvent être testées dans ce modèle.Et tester avec succès que les options peuvent être confirmées dans les grands modèles animaux. Après avoir confirmé un manque de réponse au réflexe de douleur chez une souris anesthésiée de 27 grammes, vieille de 14 semaines, utilisez une tondeuse à cheveux pour enlever la fourrure de la poitrine et du cou de l’animal et placer la souris dans une position de supination sur un coussin chauffant. Tapez l’arrière et les membres antérieurs dans une position d’aigle à tartiner et utilisez du povidone-iode séquentiel et des gommages à 80 % d’éthanol pour désinfecter la peau exposée.Faire une incision de la peau midline du tiers inférieur du sternum au

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Cette vidéo montre comment utiliser un modèle rapide et fiable pour étudier les processus pathobiologiques et physiopathologiques de l'ischémie myocardique.

DAL-Ligature: un modèle murin d&#39;infarctus du myocarde

De nombreuses manipulations génétiques et / ou injections intra-myocardique de gènes, de protéines, de cellules et / ou biomatériaux sont superposées la dimension du temps dans des études de l'ischémie aiguë / reperfusion et le remodelage chronique chez la souris. Cette vidéo illustre les procédures de microchirurgie de l'ischémie / reperfusion, la ligature des artères coronaires permanente, et les études d'injection intramyocardique.

Ligature de l&#39;artère coronaire et injection intramyocardique dans un modèle murin d&#39;infarctus

Un traumatisme chirurgical induit une réponse inflammatoire. Les cytokines et les ligands endogènes sont connus pour moduler la taille infarctus du myocarde après une ischémie et la reperfusion. Nous présentons une version modifiée à thorax fermé modèle murin d'ischémie et la reperfusion en utilisant les pondérations suspendus pour minimiser les effets de la thoracotomie.

Un murin à thorax fermé Modèle d&#39;ischémie myocardique et la reperfusion

Nous introduisons une méthode chirurgicale pour induire expérimental d'ischémie / reperfusion (I / R) des blessures pour simuler un infarctus du myocarde (IM) dans les modèles de souris qui permet une plus grande clarté dans le positionnement de la ligature sur l'artère interventriculaire antérieure gauche (LAD) d'augmenter la reproductibilité d'expériences MI chez la souris.

Un modèle murin d&#39;ischémie myocardique-reperfusion par ligature de l&#39;artère interventriculaire antérieure

Ce protocole décrit un modèle hautement reproductible de régénération cardiaque par induction chirurgicale d’un infarctus du myocarde dans le ventricule gauche de souris postnatales du jour 1. La méthode implique l’induction d’une anesthésie hypothermique et la ligature de l’artère coronaire descendante antérieure gauche.

Infarctus du myocarde chez les souris néonatales, Un modèle de régénération cardiaque

Au cours de la chirurgie d’ischémie/reperfusion myocardique murine, le placement correct de la ligature occlusive est généralement confirmé par l’observation visible de la pâleur myocardique. Ici, une méthode de confirmation électrocardiographique de l’ischémie et de la reperfusion, pour compléter la pâleur myocardique observée, est mise en évidence chez des souris mâles C57Bl/6.

Confirmation de Ischémie myocardique et reperfusion chez des souris à l&#39;aide Pad Surface électrocardiographie

Ici nous décrivons une procédure chirurgicale montrant comment réaliser la ligature permanente de l'artère coronaire descendante gauche-antérieure chez les souris. Ce modèle est d'une grande pertinence pour étudier la pathophysiologie de l'infarctus du myocarde et les processus biologiques concomitants.

Modèle d'infarctus myocarde de Murine utilisant la ligation permanente de l'artère coronaire descendante antérieure gauche

Sous anesthésie adéquate, le cœur de la souris a été extériorisé par l’espace intercostal, et l’infarctus du myocarde a été induit avec succès en ligaturant l’artère descendante antérieure gauche (LAD) à l’aide de matériaux facilement disponibles dans la plupart des laboratoires.

Méthode simple modifiée pour l’induction d’un infarctus du myocarde chez la souris

Nous décrivons ici une méthode simple et reproductible qui peut induire un infarctus du myocarde ou une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris par ligature de précision de l’artère coronaire descendante antérieure gauche par micromanipulation.

Induction d’un infarctus du myocarde et d’une lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez la souris

Présenté ici est une procédure chirurgicale pour la ligature permanente de l’artère coronaire gauche chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour étudier la physiopathologie et la réponse inflammatoire associée après un infarctus du myocarde.

Ligature de l’artère coronaire gauche: un modèle murin chirurgical d’infarctus du myocarde

Découvrez un modèle de cryolésion myocardique chez la souris pour étudier le remodelage cardiaque après infarctus. Cette méthode permet de générer des infarctus de taille uniforme de manière reproductible.

Un modèle cryo-blessure pour étudier l'infarctus du myocarde chez la souris

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