Name: Étude du remodelage inverse ventriculaire gauche par débandage aortique chez les rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 26 s
Description: Découvrez le débandage aortique chez la souris pour étudier le remodelage cardiaque inverse. Cette technique chirurgicale permet d'explorer les mécanismes de récupération myocardique et d'évaluer de nouvelles thérapies.

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Les auteurs remercient la Fondation portugaise pour la science et la technologie (FCT), l’Union européenne, quadro de referência estratégico nacional (QREN), Fundo Europeu de Desenvolvimento Regional (FEDER) et Programa Operacional Factores de Competitividade (COMPETE) pour le financement de l’unité de recherche UnIC (UID/IC/00051/2013). Ce projet est soutenu par FEDER à travers COMPETE 2020 – Programa Operacional Competitividade E Internacionalização (POCI), le projet DOCNET (NORTE-01-0145-FEDER-000003), soutenu par le programme opérationnel régional Norte Portugal (NORTE 2020), dans le cadre de l’accord de partenariat Portugal 2020, à travers le Fonds européen de développement régional (FEDER), le projet NETDIAMOND (POCI-01-0145-FEDER-016385), soutenu par les Fonds structurels et d’investissement européens, le programme opérationnel régional 2020 de Lisbonne. Daniela Miranda-Silva et Patrícia Rodrigues sont financées par la Fundação para a Ciência e Tecnologia (FCT) par des bourses (SFRH/BD/87556/2012 et SFRH/BD/96026/2013 respectivement).

Toutes les expérimentations animales sont conformes au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire (publication des NIH n° 85–23, révisée en 2011) et à la loi portugaise sur le bien-être des animaux (DL 129/92, DL 197/96; P 1131/97). Les autorités locales compétentes ont approuvé ce protocole expérimental (018833). Des souris mâles C57B1/J6 âgées de sept semaines ont été maintenues dans des cages appropriées, avec un environnement régulier de cycle clair-foncé de 12/12 h, une température de 22 °C et une humidité de 60 % avec accès à l’eau et un régime alimentaire standard ad libitum.
1. Préparation du champ chirurgical
<ol><li>Désinfectez le site opératoire avec 70 % d’alcool et placez un couvercle de table de salle d’opération jetable sur la zone chirurgicale.</li>
	<li>Stérilisez tous les instruments avant la chirurgie. REMARQUE: Cette procédure nécessite des ciseaux microchirurgicaux, 2 pinces courbes fines, 3 pinces droites fines, un scalpel, une petite pince, un ciseau dissecteur incliné, un porte-aiguille, une aide à la ligature ultrafine, 2 hémostats et, enfin, un système de rétraction de fixateur magnétique est fortement recommandé(Figure 1A).</li>
	<li>Courber la pointe d’une aiguille émoussée de 26 G à 90° pour une approche plus facile de l’aorte. Une aiguille de 26 G créera un rétrécissement aortique de 0,45 mm de diamètre(figure 1B).</li>
	<li>Régler la température du coussin chauffant à 37 ± 0,1 °C.</li>
</ol>2. Préparation et intubation des souris
<ol><li>Anesthésier les jeunes souris C57B1/J6 (20-25 g) par inhalation de 8% de sévoflurane avec 0,5 - 1,0 L/min 100%O2 dans un tube conique.</li>
	<li>Vérifiez la profondeur de l’anesthésie à l’aide du réflexe de retrait du pincement des pincements.</li>
	<li>Placez la souris à la réamence dorsale sur une plaque inclinée et procédez à l’intubation orotracheal.</li>
	<li>Déplacez la souris sur le coussin chauffant et connectez rapidement le tube orotracheal au ventilateur pour lancer la ventilation mécanique.</li>
	<li>Régler les paramètres du ventilateur à une fréquence de 160 respirations/min et à un volume de marée de 10 mL/kg.</li>
</ol>3. Préparation à la chirurgie (pour les chirurgies de baguage et de débandage)
<ol><li>Rasez et appliquez la crème dépilatoire de l’encolure au niveau de la poitrine moyenne des souris.</li>
	<li>Appliquez du gel ophtalmique sur les yeux des animaux pour éviter le dessèchement de la cornée.</li>
	<li>Placez une sonde rectale et l’oxymètre à la patte ou à la queue pour surveiller la température et l’oxygénation du sang, ainsi que la fréquence cardiaque, respectivement. REMARQUE: L’anesthésie induit une hypothermie importante, par conséquent, il est important de maintenir une température corporelle normale pendant la chirurgie pour éviter une diminution rapide de la fréquence cardiaque.</li>
	<li>Maintenir l’anesthésie avec le sévoflurane (2,0 - 3,0%). Vérifiez le niveau correct d’anesthésie par l’absence du réflexe pincement des interteils.</li>
	<li>Placez les souris dans un décubitus latéral droit sur un coussin chauffant et fixez les membres au système de rétraction du fixateur magnétique à l’aide d’un ruban adhésif pour maintenir l’animal dans la bonne position pendant la chirurgie(figure 2, figure 3A).</li>
	<li>Désinfectez la poitrine de la souris avec de l’alcool à 70% suivi d’une solution de providone-iode.</li>
</ol>4. Chirurgie de baguage aortique ascendante
NOTA : Pour une description détaillée du protocole, consultez les sections 2,3,4,13.
<ol><li>Avec une lame jetable, effectuez une petite incision cutanée (~0,5 cm) sur le côté gauche immédiatement en dessous du niveau de l’aisselle et disséquez la peau.</li>
	<li>Disséquer et séparer doucement le muscle pectoral et les autres couches musculaires jusqu’à ce que les côtes deviennent visibles. Utilisez une pince fine et évitez de couper le muscle.</li>
	<li>Au microscope, identifier les espaces intercostaux et ouvrir une petite incision entre le 2ème et le3ème espace intercostal avec une pince fine.</li>
	<li>Rétracter les côtes en plaçant le rétracteur thoracique(figure 2A).</li>
	<li>Utilisez une petite pince pour disséquer et séparer doucement les lobes thymiques jusqu’à ce que l’aorte ascendante devienne visible. REMARQUE: Les applicateurs de coton devraient être pratiques en cas de saignement. Une solution saline stérile chaude doit être administrée par voie sous-cutanée en cas de saignement important (p. ex. l’artère mammaire).</li>
	<li>Utilisez une petite pince pour disséquer doucement l’aorte. REMARQUE: L’aorte est considérée comme disséquée lorsqu’il n’y a pas de graisse ou d’autres adhérences autour d’elle et il est possible d’encercler facilement le récipient avec une petite pince courbe.</li>
	<li>Après une dissection aortique, placez une ligature de polypropylène 7-0 autour de l’aorte à l’aide à la ligature et d’une pince incurvée(figure 2B).</li>
	<li>Placer l’aiguille émoussée de 26 G parallèlement à l’aorte (pointe pointée vers la tête de la souris)(figure 2B). Pour les souris pesant 20-25 g, cette aiguille induit une constriction aortique reproductible de 65-70%.</li>
	<li>Faire 2 nœuds lâches autour de l’aorte et de l’aiguille de 26 G à l’aide de 2 pinces(Figure 2B).</li>
	<li>Serrez le 1er nœud et, rapidement après, le 2e nœud. Confirmez brièvement le bon positionnement de la constriction et retirez rapidement l’aiguille pour rétablir le flux sanguin aortique. Enfin, faire un3ème nœud (groupe BA).</li>
	<li>Repositionnez le thymus et les muscles dans leur position initiale.</li>
	<li>Effectuez la procédure de trompe-l’œil identique à la procédure de constriction, mais en gardant la suture lâche autour de l’aorte (groupe SHAM).</li>
	<li>Coupez les extrémités de la suture et retirez le rétracteur thoracique. REMARQUE: Les extrémités courtes de suture peuvent augmenter la probabilité que les nœuds se desserrent avec la pression aortique, tandis que les extrémités longues rendent la procédure de débandage plus risquée puisque des adhérences peuvent se produire entre la suture et l’oreillette gauche.</li>
	<li>Fermez la paroi thoracique à l’aide d’une suture de polypropylène 6-0 avec une suture simple interrompue ou continue en utilisant le plus petit nombre possible de points de suture. Serrez le dernier nœud de poitrine avec les poumons gonflés à l’inspiration d’extrémité en pincé l’écoulement du ventilateur pendant 2s pour re-gonfler les poumons.</li>
	<li>Fermez la peau avec une suture de soie/polypropylène 6-0 dans un motif de suture continu. NOTES: Si un ventilateur plus récent est utilisé, il est possible de le programmer pour faire une pause dans l’inspiration (Setup-Advanced-Pause-Inspiration)</li>
</ol>5. Soins postopératoires
<ol><li>Appliquer une solution de providone-iode sur le site de suture de la peau.</li>
	<li>Pour une analgésie appropriée, administrer de la buprénorphine par voie sous-cutanée à 0,1 mg/kg, deux fois par jour, jusqu’à ce que l’animal se rétablisse complètement (généralement 2 à 3 jours après la chirurgie).</li>
	<li>Injecter une solution saline stérile par voie intrapéritonéale pour prévenir la déshydratation en cas de saignement important pendant la chirurgie.</li>
	<li>Éteignez l’anesthésie (sans désintubating la souris) et attendez que l’animal retrouve les réflexes (les mouvements des moustaches sont un signal d’éveil) et commence à respirer spontanément.</li>
	<li>Retirez la canule trachéale.</li>
	<li>Laissez l’animal récupérer dans un incubateur à 37 °C.</li>
	<li>Ramener l’animal dans une salle de cycle claire/sombre de 12 h après une récupération complète.</li>
</ol>6. Chirurgie de débandage aortique
<ol><li>Sept semaines plus tard, effectuer le debanding de l’aorte dans la moitié des animaux de BA et enlever la suture lâche de la moitié des souris sham, donnant lieu à 2 nouveaux groupes -- debanding (DEB) et debanding SHAMA (DESHAM), respectivement. DESHAM représente le contrôle du groupe DEB (Figure 4).</li>
	<li>Répétez toutes les étapes 2.1 à 3.6 mentionnées ci-dessus.</li>
	<li>Disséquer doucement les tissus, les adhérences et la fibrose autour de l’aorte jusqu’à ce que sa constriction devienne visible.</li>
	<li>Disséquer soigneusement l’aorte et séparer la suture de l’aorte. Couper la suture à l’aide de ciseaux à ressort inclinés à sonde unique(Figure 3B).</li>
	<li>Fermez la paroi thoracique à l’aide d’une suture de polypropylène 6-0 avec une suture simple interrompue ou continue en utilisant le nombre minimum de points de suture possible. REMARQUE: Essayez de serrer la dernière suture thoracique lorsque les poumons sont gonflés pour éviter le pneumothorax.</li>
	<li>Fermez la peau avec une suture de soie/polypropylène 6-0 dans un motif de suture continu.</li>
	<li>Effectuer toutes les procédures de soins postopératoires comme mentionné au 5.</li>
	<li>Sacrifiez les animaux 2 semaines plus tard.</li>
</ol>7. Échocardiographie pour évaluer la fonction cardiaque et l’hypertrophie ventriculaire gauche in vivo
<ol><li>Effectuer l’examen échocardiographique toutes les 2-3 semaines pour suivre la progression de l’hypertrophie et de la fonction cardiaque.</li>
	<li>Anesthésier les animaux, comme décrit, par inhalation de 5% de sévoflurane avec un cône de nez. Ajustez le niveau d’anesthésie en le diminuant à 2,5%.</li>
	<li>Rasez et appliquez la crème dépilatoire de l’encolure au niveau de la poitrine moyenne.</li>
	<li>Placez l’animal sur un coussin chauffant et placez les électrodes ECG. Assurer une bonne trace ECG et maintenir la fréquence cardiaque entre 300 et 350 battements/min.</li>
	<li>Surveillez la température (~ 37 °C).</li>
	<li>Appliquez du gel d’écho et positionnez l’animal au niveau du décubitus latéral gauche.</li>
	<li>Démarrez l’échocardiographe et ajustez les paramètres.</li>
	<li>Placez une sonde échographique sur le thorax.</li>
	<li>Évaluer le gradient de pression à travers la bande à 7 et 2 semaines après la chirurgie de bande et debanding, respectivement. Placez la sonde sur l’axe long LV et placez le faisceau sur l’aorte. Appuyez sur le bouton PW pour activer l’échocardiographie Doppler à ondes pulsées. Après sept semaines de baguage, les gradients aortiques seront >25 mmHg chez les animaux bagués.</li>
	<li>Enregistrez des images guidées bidimensionnelles de l’aorte montrant la présence ou l’absence de la constriction ascendante de l’aorte pour visualiser anatomiquement l’efficacité de la bande et du débandage. REMARQUE: Il est possible de visualiser l’écoulement turbulent au niveau de la constriction si le mode de couleur est disponible.</li>
	<li>Évaluer l’hypertrophie en positionnant la sonde à un axe court LV, au niveau des muscles papillaires, et appuyez sur le traçage en mode M pour visualiser la paroi antérieure LV (LVAW), le diamètre LV (LVD) et la paroi postérieure LV (LVPW) dans la diastole (D) et la systole (S)(Figure 5).</li>
	<li>Évaluer la fonction systolique, calculer la fraction d’éjection et le raccourcissement fractionnaire comme décrit précédemment14,15.</li>
	<li>Évaluer la fonction diastolique par 1) déterminer le pic de Doppler à ondes pulsées de la vitesse d’écoulement mitrale précoce et tardive (ondes E et A, respectivement) en utilisant une vue apicale apicale à 4 chambres juste au-dessus des feuillets mitraux; 2) enregistrement des vitesses diastoliques diastoliques précoces (E') et systoliques maximales (S') annulaires latérales latérales à l’aide de TDI pulsé et d’une vue apicale à 4 chambres apicale(Figure 5).</li>
	<li>Enregistrez au moins trois pulsations consécutives à chaque évaluation de paramètre. Ces valeurs feront l’suite l’état d’une moyenne.</li>
</ol>8. Évaluation hémodynamique
<ol><li>A la fin du protocole(figure 4),effectuer l’échocardiographie finale, comme décrit au point 7, avant l’évaluation hémodynamique terminale.</li>
	<li>Répétez les étapes 2.1 à 3.6.</li>
	<li>On peut onduler la veine jugulaire droite et perfuser une solution saline stérile à 64 mL/kg/h.</li>
	<li>Faites pivoter légèrement l’animal sur le côté gauche et faites une incision cutanée au niveau de l’appendice xiphoïde.</li>
	<li>Séparez la peau du muscle avec une pince ou avec un ciseau.</li>
	<li>Faire une incision latérale entre les côtes gauches au niveau de l’appendice xiphoïde.</li>
	<li>Effectuer une thoracotomie latérale gauche pour exposer complètement le cœur. REMARQUE: Pour éviter les saignements et les lésions pulmonaires, insérez un coton-tige dans la cavité thoracique et poussez doucement le poumon tout en insérant deux hémostatiques sur les côtés droit et gauche de l’endroit à couper.</li>
	<li>Préchauffer les cathéters à boucle P-V dans un bain-marie à 37 °C.</li>
	<li>Calibrer le cathéter (configuration, réglage du canal, choix du bon canal pour la pression et le volume, unités).</li>
	<li>Insérez un cathéter par l’apathie dans le V et assurez-vous que les capteurs de volume sont positionnés entre la valve aortique et l’apex. Les volumes peuvent être évalués par échocardiographie (Figure 5). La visualisation des boucles pression-volume permet de confirmer le positionnement correct du cathéter (Figure 6).</li>
	<li>Laissez l’animal se stabiliser 20-30 min sans changements significatifs dans la forme des boucles pression-volume.</li>
	<li>Avec la ventilation suspendue à l’expiration finale, acquérir des enregistrements de base (Figure 6). Acquérir continuellement des données à 1 000 Hz pour être ensuite analysées hors ligne par un logiciel approprié.</li>
	<li>Calculer la conductance parallèle après le bolus salin hypertonique (10 %, 10 μL).</li>
	<li>Pendant l’anesthésie, sacrifiez l’animal par exsanguination, collectez et centrifugez le sang.</li>
	<li>Enfin, exciser et récupérer le cœur. Peser le cœur, le ventricule gauche et le ventricule droit séparément et stocker immédiatement les échantillons dans de l’azote liquide ou du formol pour des études moléculaires ou histologiques ultérieures, respectivement.</li>
</ol>9. Procédure de baguage/débandage aortique chez les rats
<ol><li>Effectuer des bandes aortiques chez le jeune Wistar (70-90 g) à l’aide d’une aiguille de 22 G et d’une ligature de polypropylène 6-0 pour resserrer l’aorte.</li>
	<li>Assurer une procédure anesthésique et analgésique appropriée avec 3-4% de sévoflurane et 0,05 mg/kg de buprénorphine, respectivement.</li>
	<li>Lors de l’échocardiographie, assurer une fréquence cardiaque toujours supérieure à 300 fréquence/min (idéalement entre 300 et 350).</li>
	<li>Avant l’étape 8.9, disséquer doucement l’aorte du rat, placer une sonde d’écoulement autour d’elle pour mesurer le débit cardiaque. L’utilisation de la sonde à flux aortique est la procédure de référence pour les rats.</li>
	<li>Pour l’évaluation hémodynamique, on peut moduler la veine jugulaire ou fémorale pour l’administration liquide (32 mL/kg/h).</li>
	<li>Remplacer le cathéter à volume pression SPR-1035 par le SPR-847 ou le SPR-838, dont les tailles conviennent mieux aux dimensions ventriculaires du rat.</li>
</ol>

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<li>Li, Y. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+age+on+peripheral+vascular+response+to+transverse+aortic+banding+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Gerontology.+Series+A%2C+Biological+Sciences+and+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Effect of age on peripheral vascular response to transverse aortic banding in mice.</a> The Journal of Gerontology. Series A, Biological Sciences and Medical Sciences. 58 (10), 895-899 (2003).</li>
<li>Ruppert, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+reverse+remodeling+after+pressure+unloading+is+associated+with+maintained+cardiac+mechanoenergetics+in+a+rat+model+of+left+ventricular+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulation+Physiology%22%5BJournal%5D)">Myocardial reverse remodeling after pressure unloading is associated with maintained cardiac mechanoenergetics in a rat model of left ventricular hypertrophy.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulation Physiology. 311 (3), 592-603 (2016).</li>
<li>Treibel, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+Myocardial+Remodeling+Following+Valve+Replacement+in+Patients+With+Aortic+Stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Reverse Myocardial Remodeling Following Valve Replacement in Patients With Aortic Stenosis.</a> Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 860-871 (2018).</li>
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<li>McCann, G. P., Singh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revisiting+Reverse+Remodeling+After+Aortic+Valve+Replacement+for+Aortic+Stenosis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Revisiting Reverse Remodeling After Aortic Valve Replacement for Aortic Stenosis.</a> Journal of the American College of Cardiology. 71 (8), 872-874 (2018).</li>
<li>Miranda-Silva, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+biventricular+alterations+in+myocardial+%28reverse%29+remodelling+in+aortic+banding-induced+chronic+pressure+overload%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Reports%22%5BJournal%5D)">Characterization of biventricular alterations in myocardial (reverse) remodelling in aortic banding-induced chronic pressure overload.</a> Science Reports. 9 (1), 2956(2019).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont pas de conflit d’intérêts.

Le modèle proposé ici imite le processus de remodelage LV et rr après bande aortique et debanding, respectivement. Par conséquent, il représente un excellent modèle expérimental pour avancer notre connaissance sur les mécanismes moléculaires impliqués dans le remodelage défavorable de LV et pour tester des stratégies thérapeutiques originales capables d’induire le rétablissement myocardique de ces patients. Ce protocole détaille des étapes sur la façon dont créer un modèle animal de rongeur de bande et de débanding aorti...

La constriction de l’aorte transversale ou ascendante chez la souris est un modèle expérimental largement utilisé pour l’hypertrophie cardiaque induite par la surcharge de pression, le dysfonctionnement diastolique et systolique et l’insuffisance cardiaque1,2,3,4. L’aortique-constriction conduit initialement à une hypertrophie concentrique compensée du ventricule gauche (LY) pour normaliser le stress mural1. Cependant, dans certaines circonstances, telles qu’une surcharge cardiaque prolongée, cette hypertrophie est insuffisante pour diminuer le stress de la paroi, déclenchant un dysfonctionnement diastolique et systolique (hypertrophie pathologique)5. En parallèle, les changements de la matrice extracellulaire (ECM) conduisent au dépôt de collagène et à la réticulation dans un processus connu sous le nom de fibrose, qui peut être subdivisé en fibrose de remplacement et fibrose réactive. La fibrose est, dans la plupart des cas, irréversible et compromet la récupération myocardique après soulagement de surcharge6,7. Néanmoins, des études récentes d’imagerie par résonance magnétique cardiaque ont révélé que la fibrose réactive est capable de régresser à long terme8. Au total, la fibrose, l’hypertrophie et le dysfonctionnement cardiaque font partie d’un processus connu sous le nom de remodelage myocardique qui progresse rapidement vers l’insuffisance cardiaque (HF).
Comprendre les caractéristiques du remodelage myocardique est devenu un objectif majeur pour limiter ou inverser sa progression, ce dernier connu sous le nom de remodelage inverse (RR). Le terme RR comprend toute altération myocardique chroniquement inversée par une intervention donnée, une telle thérapie pharmacologique (p. ex. médicament antihypertenseur), une chirurgie valvulaire (p. ex. sténose aortique) ou des dispositifs d’assistance ventriculaire (p. ex. HF chronique). Cependant, le RR est souvent dû inachevé à l’hypertrophie dominante ou au dysfonctionnement systolique/diastolique. Ainsi, la clarification des mécanismes fondamentaux de RR et des stratégies thérapeutiques originales manquent toujours, qui est principalement due à l’impossibilité d’accéder et d’étudier le tissu myocardique humain pendant le RR dans la plupart de ces patients.
Pour surmonter cette limitation, les modèles de rongeurs ont joué un rôle important dans l’avancement de notre compréhension des voies de signalisation impliquées dans la progression de HF. Plus précisément, le débandage aortique de souris avec une constriction aortique représente un modèle utile pour étudier les mécanismes moléculaires sous-jacents au remodelage indésirable du RV9 et RR10,11 car il permet la collecte d’échantillons myocardiques à différents moments dans ces deux phases. De plus, il fournit un excellent cadre expérimental pour tester de nouvelles cibles potentielles qui peuvent promouvoir / accélérer le RR. Par exemple, dans le contexte de la sténose aortique, ce modèle pourrait fournir des informations sur les mécanismes moléculaires impliqués dans la grande diversité de la réponse myocardique sous-jacente à l'(in)complétion du RR6,12,ainsi que sur le moment optimal pour le remplacement des valves, ce qui représente une lacune majeure des connaissances actuelles. En effet, le timing optimal de cette intervention fait l’objet de débats, principalement parce qu’il est défini en fonction de l’ampleur des gradients aortiques. Plusieurs études préconisent que ce point de temps pourrait être trop tard pour la récupération myocardique car la fibrose et le dysfonctionnement diastolique sont souvent déjà présents12.
À notre connaissance, c’est le seul modèle animal qui récapitule le processus du remodelage myocardique et du RR ayant lieu dans des conditions telles que la sténose aortique ou l’hypertension avant et après le remplacement de valve ou le début du médicament antihypertenseur, respectivement.
Cherchant à relever les défis résumés ci-dessus, nous décrivons un modèle animal chirurgical qui peut être mis en œuvre à la fois chez les souris et les rats, en abordant les différences entre ces deux espèces. Nous décrivons les principales étapes et les détails impliqués lors de la réalisation de ces chirurgies. Enfin, nous rapportons les changements les plus importants qui ont lieu dans la RV immédiatement avant et tout au long du RR.

<table><tbody><tr><td>Lances d’absorption</td><td>F.S.T</td><td>18105-03</td><td>Pour absorber les fluides pendant la chirurgie</td></tr><tr><td>Lames</td><td>F.S.T</td><td>10011-00</td><td>Pour effectuer l’incision cutanée</td></tr><tr><td>Buprénorphine</td><td>Buprelieve</td><td></td><td>Analgésie</td></tr><tr><td>médicament Catutery</td><td>F.S.T</td><td>18010-00</td><td>Pour prévenir l’exsanguination</td></tr><tr><td>Embouts Catuter</td><td>F.S.T</td><td>18010-01</td><td>Pour prévenir exsanguination</td></tr><tr><td>coton-tige</td><td>Johnson’s</td><td></td><td>Pour absorber les fluides pendant l’intervention</td></tr><tr><td>Crème dépilatoire</td><td>Veet</td><td></td><td>Pour déliper l’animal</td></tr><tr><td>Housse de table jetable pour salle</td><td>d’opération MEDKINE</td><td>DYND4030SB</td><td>Pour couvrir la zone chirurgicale</td></tr><tr><td>Sonde d’écho</td><td>Siemens</td><td>Sequoia 15L8W</td><td>Acquisition du signal échographique</td></tr><tr><td>Échocardiographe</td><td>Siemens</td><td>Acuson Sequoia C512</td><td>Acquisition du signal par ultrasons Moniteur</td></tr><tr><td>CO2 de fin d’expiration</td><td>Kent Scientific</td><td>CapnoStat</td><td>Pour contrôler la saturation des gaz d’expiration</td></tr><tr><td>Forcep/Pince à épiler</td><td>F.S.T</td><td>11255-20</td><td>Pour disséquer les tissus et l’aorte</td></tr><tr><td>Pince/Pince à épiler</td><td>F.S.T</td><td>11272-30</td><td>Pour disséquer les tissus et l’aorte</td></tr><tr><td>Pince/Pince à épiler</td><td>F.S.T</td><td>11151-10</td><td>Pour disséquer les tissus et l’aorte</td></tr><tr><td>Pinces/Pinces à épiler</td><td>F.S.T</td><td>11152-10</td><td>Pour disséquer les tissus et l’aorte</td></tr><tr><td>Système gazeux</td><td>Penlon Sigma Delta</td><td></td><td>Pour l’anesthésie et la ventilation mécanique</td></tr><tr><td>Hémostases</td><td>F.S.T</td><td>13010-12</td><td>Pour tenir la suture avant de resserrer l’aorte</td></tr><tr><td>Hémostatiques</td><td>F.S.T</td><td>13011-12</td><td>Pour maintenir la suture avant de serrer l’aorte</td></tr> Aides à la <tr><td>ligature</td><td>F.S.T</td><td>18062-12</td><td>Pour placer une suture autour de l’aorte</td></tr><tr><td>Écarteur magnétique</td><td>F.S.T</td><td>18200-20</td><td>Pour aider à maintenir l’animal dans une bonne position</td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>F.S.T</td><td>12503-15</td><td>Pour suturer l’animal</td></tr><tr><td>Aiguille 26G</td><td>B-BRAUN</td><td></td> 4665457 <td>Pour servir de molécule de diamètre de constriction aortique</td></tr><tr><td>Oxygène</td><td>Air Liquide</td><td></td><td>Pour l’anesthésie et la ventilation mécanique</td></tr><tr><td>Suture du polipropilene</td><td>Vycril</td><td>W8304/W8597</td><td>Pour suturer l’animal et faire la constriction</td></tr> Solution <tr><td>de povidone iodée</td><td>Betadine&reg ; Antiseptique </td><td></td><td>Skin</td></tr><tr><td>PowerLab</td><td>Millar instruments</td><td>ML880 PowerLab 16/30</td><td>Boucle PV Signal Aquisition</td></tr><tr><td>Oxymètre de pouls</td><td>Kent Scientific</td><td>MouseStat</td><td>Pour contrôler la fréquence cardiaque et la saturation sanguine</td></tr><tr><td>Logiciel PVAN</td><td>Millar Instruments</td><td></td><td>Pour analyser les données hémodynamiques</td></tr><tr><td>Boucle PV Cathether</td><td>Millar instruments</td><td>SPR-1035. 1.4 F</td><td>PV loop Signal Aquisition</td></tr><tr><td>Retractor</td><td>F.S.T</td><td>17000-01</td><td>Pour donner une meilleure vue d’ensemble de l’aorte</td></tr><tr><td>Poignée du scalpet</td><td>F.S.T</td><td>10003-12</td><td>Pour effectuer l’incision cutanée</td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>F.S.T</td><td>15070-08</td><td>Pour couper la suture dans la chirurgie de débauchage</td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>F.S.T</td><td>14084-09</td><td>Pour couper d’autres matériaux pendant la chirurgie, par exemple la suture, papper</td></tr><tr><td>Sevoflurane</td><td>Baxter</td><td>533-CA2L9117</td><td></td></tr><tr><td>Module de contrôle de la température</td><td>Kent Scientific</td><td>RightTemp</td><td>Pour contrôler la température corporelle animale</td></tr><tr><td>Ventilateur</td><td>Kent Scientific</td><td>PhysioSuite</td><td>Pour ventiler l’animal</td></tr><tr><td>Bain-marie</td><td>Thermo Scientific&trade ;</td><td>TSGP02</td><td>Pour maintenir une température de l’eau adéquate pour chauffer les câbles de la boucle P-V</td></tr></tbody></table>

Étude du remodelage inverse ventriculaire gauche par débandage aortique chez les rongeurs

Studying Left Ventricular Reverse Remodeling by Aortic Debanding in Rodents

Pour mieux comprendre le remodelage inverse ventriculaire gauche (BT) (RR), nous décrivons un modèle de rongeur dans lequel, après le remodelage causé par bande aortique de BT, les souris subissent le RR sur le déplacement de la constriction aortique. En ce document, nous décrivons un procédé étape par étape pour exécuter un debanding aortique chirurgical d’une façon minimum invahissant chez les souris. L’échocardiographie a été plus tard employée pour évaluer le degré d’hypertrophie et de dysfonctionnement cardiaques pendant la retouche de LV et le rr et pour déterminer le meilleur moment pour le debanding aortique. À la fin du protocole, l’évaluation hémodynamique terminale de la fonction cardiaque a été conduite, et des échantillons ont été rassemblés pour des études histologiques. Nous avons prouvé que le debanding est associé aux taux de survie chirurgicaux de 70-80%. De plus, deux semaines après le débandage, la réduction significative de l’afterload ventriculaire déclenche la régression de l’hypertrophie ventriculaire (~20%) et la fibrose (~ 26%), la récupération du dysfonctionnement diastolique tel qu’évalué par la normalisation du remplissage ventriculaire gauche et des pressions fin-diastoliques (E / e ' et LVEDP). La débandage aortique est un modèle expérimental utile pour étudier le LV RR chez les rongeurs. L’ampleur du rétablissement myocardique est variable entre les sujets, donc, imitant la diversité du RR qui se produit dans le contexte clinique, tel que le remplacement de valve aortique. Nous concluons que le modèle aortique de bande/debanding représente un outil valable pour démêler les perspicacités originales dans les mécanismes du rr, à savoir la régression de l’hypertrophie cardiaque et le rétablissement du dysfonctionnement diastolique.

Survie postopératoire et tardive La survie perioperative du procédé de bande est de 80% et la mortalité pendant le premier mois est typiquement &lt;20%. Comme mentionné précédemment, le succès de la chirurgie de debanding dépend fortement de la façon dont la chirurgie précédente était invahissante. Après une courbe d’apprentissage, le taux de mortalité pendant les procédures de débandage est d’environ 25%. Pour cela, la mortalité explique principalement les décès au cours de la procédure chirurgicale,...

Ici nous décrivons un protocole étape par étape d’aorte chirurgicale débandant dans le modèle bien établi de souris de l’aortique-constriction. Ce procédé permet non seulement d’étudier les mécanismes à la base de la retouche et de la régression inverses ventriculaires gauches de l’hypertrophie mais également d’essayer les options thérapeutiques originales qui pourraient accélérer le rétablissement myocardique.

To better understand the left ventricular (LV) reverse remodeling (RR), we describe a rodent model wherein, after aortic banding-induced LV remodeling, ...

Le débandage aortique est un modèle expérimental utile pour étudier le remodelage inverse myocardique chez les rongeurs et pour se délecter de nouvelles connaissances sur les mécanismes de la régression des cardiomyocytes et de la récupération fonctionnelle iso lique. Ces métaux facilitent l’évolution de la modélisation inverse critique dans VIVO et la collecte d’échantillons biologiques pour des études in vitro et moléculaires à différents moments de la progression de la maladie. Cette technique imite la progression de la retouche myocardique et de la retouche inverse et permet d’explorer les mécanismes du rétablissement myocardique inachevé.Ce protocole fournit des aperçus dans les mécanismes et la ligne complète et inachevée remodelage inverse myocardique dans les pathologies connexes de surcharge chronique de pression telles que la prétention d’oeil ou la sténose aortique. Connectez le tube orotracheal au ventilateur pour amorcer la ventilation mécanique et régler le ventilateur à une fréquence de 160 respirations par minute et à un volume de marée de 10 millilitres par kilogramme. Avant de commencer la procédure de bande, confirmer un manque de réponse au réflexe de douleur da

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Cette vidéo démontre la technique de débanding aortique, qui peut conduire à un remodelage inverse pour limiter la progression vers l’insuffisance cardiaque dans un modèle murin. Après la débandation, une réduction significative de la postcharge ventriculaire déclenche une régression de l’hypertrophie ventriculaire et de la fibrose, provoquant une récupération de la fonction cardiaque.

Débandage aortique chirurgical : une procédure pour étudier le remodelage inverse du ventricule gauche dans un modèle murin de constriction aortique

Nous décrivons un procédé par étapes pour la création d'une surcharge de pression et de l'hypertrophie ventriculaire gauche chez des rats Wistar par constriction de l'aorte ascendante en utilisant une petite pince métallique. Ce modèle est largement utilisé pour étudier les changements de remodelage pendant l'hypertrophie cardiaque et pour identifier et évaluer les stratégies pour la régression de ces changements.

Aortique ascendant constriction chez les rats pour la création de la surcharge de pression hypertrophie cardiaque Modèle

L'objectif de ce protocole est d'évaluer de manière non invasive des changements structurels et fonctionnels cardiaques dans un modèle murin de maladie cardiaque créée par constriction aortique transverse, en utilisant B et M-Mode échocardiographie et la couleur / impulsion Doppler imagerie.

Évaluation des cardiaques morphologiques et fonctionnelles changements dans le modèle de souris de Transverse Aortic Constriction par échocardiographie Imaging

Un modèle de rat de constriction de l’aorte abdominale qui induit une hypertrophie et un remodelage cardiaques est décrit. Une méthode efficace, hautement reproductible et peu invasive est utilisée pour fournir une plate-forme simple mais utile pour la recherche sur l’hypertrophie et le dysfonctionnement du myocarde.

Un modèle de Cardiac Remodeling Grâce à constriction de l&#39;aorte abdominale chez les rats

Le but du présent protocole est de décrire étape par étape la technique de constriction aortique transversale peu invasive (TAC) chez la souris. Par élimination d’intubation et ventilation obligatoires pour la procédure standard couramment utilisée, TAC minimalement invasive simplifie l’intervention chirurgicale et réduit l’exercée sur l’animal.

Technique mini-Invasive transversal constriction aortique chez les souris pour l’Induction de l’hypertrophie ventriculaire gauche

Nous décrivons la création d’un modèle de rat de surcharge de pression induite transformant modéré et le dysfonctionnement systolique tôt où les voies de transduction de signal impliquées dans le déclenchement du processus de remodelage sont activées. Ce modèle animal aidera à identifier les cibles moléculaires pour l’application précoce des stratégies thérapeutiques anti-remodelage pour l’insuffisance cardiaque.

Un modèle de rat de surcharge de pression induit modéré remodelage et dysfonction systolique par opposition à l’insuffisance cardiaque systolique manifeste

Un modèle de rongeur de surcharge de volume de coeur gauche de la régurgitation mitrale est rapporté. La régurgitation mitrale de la sévérité contrôlée est induite en avançant une aiguille de dimensions définies dans le dépliant antérieur de la valve mitrale, dans un coeur battant, avec le guidage d’ultrason.

Une image guidée Transapical Mitral Valve Leaflet Perforation Modèle de surcharge de volume contrôlé de la régurgitation mitrale dans le rat

Le présent protocole décrit une intervention chirurgicale visant à enlever les bandes aortiques ascendantes dans un modèle d’hypertension pulmonaire chez le rat due à une maladie cardiaque gauche. Cette technique étudie les mécanismes endogènes de remodelage inverse dans la circulation pulmonaire et le cœur droit, éclairant ainsi les stratégies pour inverser l’hypertension pulmonaire et / ou le dysfonctionnement ventriculaire droit.

Un modèle de remodelage vasculaire inverse dans l’hypertension pulmonaire due à une maladie cardiaque gauche par dégroupage aortique chez le rat

Ce protocole présente un guide pratique sur la chirurgie de la création d’une régurgitation aortique (RA) chez la souris. L’évaluation de la souris RA par échocardiographie et mesure hémodynamique invasive récapitule ses caractéristiques cliniquement pertinentes de l’hypertrophie excentrique induite par une surcharge de volume, suggérant son application prometteuse dans l’étude de l’hypertrophie cardiaque.

Surcharge volumique cardiaque induite chirurgicalement par régurgitation aortique chez la souris

Ce protocole décrit une intervention chirurgicale mini-invasive pour le baguage aortique ascendant chez le porc.

Un modèle mini-invasif de sténose aortique chez le porc

L’insuffisance cardiaque droite (RHF) se caractérise par une dilatation et une hypertrophie cardiaques du côté droit, entraînant un dysfonctionnement ventriculaire et auriculaire. Les affections cardiopulmonaires associées à la FRH s’accompagnent d’un risque accru d’arythmies cardiaques. Cet article décrit un modèle standardisé de RHF induite par le cerclage de l’artère pulmonaire associé à une arythmogenèse ventriculaire et auriculaire améliorée.

Modèle de rat de remodelage cardiaque du côté droit et d’arythmie à l’aide d’un cerclage de l’artère pulmonaire

Découvrez le débandage aortique chez la souris pour étudier le remodelage cardiaque inverse. Cette technique chirurgicale permet d'explorer les mécanismes de récupération myocardique et d'évaluer de nouvelles thérapies.

Étude du remodelage inverse ventriculaire gauche par débandage aortique chez les rongeurs

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