Name: Un modèle préclinique pour évaluer le rétablissement du cerveau après un AVC aigu chez les rats (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Découvrez un modèle préclinique d'occlusion/réperfusion de l'artère cérébrale moyenne chez le rat pour évaluer le rétablissement cérébral post-AVC. Cette méthode stable et fiable permet d'étudier les mécanismes de récupération neurologique sur des périodes allant jusqu'à 90 jours.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Ce travail a été soutenu par la National Natural Science Foundation of China (81603315, 81603316), le plan de recherche et développement clé de la province du Jiangxi en Chine (20171ACH80001), des projets de coopération industrielle et académique dans les collèges et universités de la province du Fujian en Chine (2018Y41010011).

La procédure et l'utilisation de sujets animaux ont été approuvées par l'Institut national de la santé pour les soins et l'utilisation d'animaux de laboratoire. Ce protocole est spécifiquement ajusté pour les essais de l'occlusion/reperfusion d'artère cérébrale moyenne (MCAO/R) et de la fonction sensorimotrice.
1. Conception expérimentale et regroupement
<ol><li>Utilisez un modèle de rat MCAO/R pour dépister une méthode de modèle ischémique de cerveau de rat avec des dommages de cerveau plus graves et un plus grand rapport de succès de modèle utilisant le score de Longa et la coloration de TTC.<ol>
<li>Effectuez l'expérience sur des rats mâles de Sprague-Dawley pesant 260 à 330 g qui sont âgés de 7 à 9 semaines. Le poids réel du rat est de 275 à 15 g pour 275 g, de 300 à 10 g pour 300 g, et de 320 à 10 g pour 320 g.</li>
		<li>Utiliser les sept groupes suivants (poids, type de boulon de fil, temps d'infarctus) : groupe 1 avec 15 rats (275 g, 2636, 2 h); groupe 2 avec 15 rats (275 g, 2636, 3 h); groupe 3 avec 15 rats (275 g, 2838, 2 h); groupe 4 avec 15 rats (275 g, 2838, 3 h); groupe 5 avec 13 rats (300 g, 3040, 3 h); groupe 6 avec 10 rats (320 g, 3040, 3 h); groupe 7 avec 13 rats (300 g, 3043, 3 h).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Étudier l'état de récupération du cerveau par la coloration TTC, et utiliser des tests de fonction sensorimotrice appropriés pour indiquer les déficits fonctionnels à long terme par l'essai bilatéral d'asymétrie, l'essai de grille-marche, l'essai rotarod et l'essai de corde de levage après 1, 35, 60, 90 jours de MCAO/R.<ol>
<li>Utilisez des rats mâles Sprague-Dawley pesant 300 à 10 g d'âge de 8 à 9 semaines.</li>
		<li>Utilisez les cinq groupes suivants : un groupe témoin (normal) avec 20 rats; un groupe de 1 jour avec 16 rats; un groupe de 35 jours avec 16 rats; un groupe de 60 jours avec 17 rats; et un groupe de 90 jours avec 19 rats.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après le score de la Longa dans l'étape 1.1 ou sensorimotor tests fonctionnels dans l'étape 1.2, anesthésiser et décapiter tous les rats pour la coloration TTC.</li>
</ol>2. Mise en place d'un modèle unilatéral MCAO/R chez les rats9
REMARQUE : Pendant l'opération, utilisez les microforceps doucement pour prévenir la rupture du vaisseau sanguin. Évitez d'endommager les nerfs et autres vaisseaux sanguins dans le cou du rat lorsque le vaisseau est isolé. Il faut prendre soin de présenter la technique aseptique appropriée pour toutes les interventions chirurgicales de survie. La technique illustrée plus loin dans la vidéo doit être pratiquée tout au long de la procédure.
<ol><li>Tout au long de la chirurgie, maintenir la température corporelle des rats à 37,0 ' 0,5 oC dans un thermostat pour les petits animaux. Préparer quatre sutures de 6 cm 5-0.</li>
	<li>Fixez le débit d'oxygène d'une petite machine d'anesthésie animale (avec un dispositif de traitement des déchets de gaz) à 0,4 à 0,6 L/min et la concentration d'isoflurane à 5 %. Placez le rat dans la machine d'anesthésie.</li>
	<li>Après que l'animal s'est évanoui, placez le rat sur une table de fixation chirurgicale. Connectez la bouche du rat au masque de la machine d'anesthésie (le débit d'oxygène reste inchangé; ajustez la concentration d'isoflurane à 3%). Confirmez que l'animal est entré dans l'anesthésie profonde en observant un manque de tension d'extrémité, réflexes cornéens, et douleur.</li>
	<li>Fixez ses membres pour qu'ils se trouvent sur la table d'opération avec des bandages en papier (ou d'autres outils).</li>
	<li>Retirez le manteau du cou à l'eau avec un rasage électrique et stérilisez avec 75 % d'alcool (l'iodophor est meilleur). Fixer la bouche du rat avec un crochet.</li>
	<li>Couper 2 à 3 cm le long de la forme longitudinale centrale du cou avec des ciseaux ophtalmiques.</li>
	<li>Séparer l'artère carotide commune. Séparer le muscle sous-cutané avec des forceps ophtalmiques. Utilisez un rétracteur fait maison pour exposer pleinement le champ de vision. Après avoir séparé le muscle antérieur de la trachée avec des forceps ophtalmiques, séparer le long du tendon sternocleidomastoid droit jusqu'à ce que l'artère carotide commune soit visible.</li>
	<li>Isolez l'artère carotide commune, l'artère carotide externe et l'artère carotide interne avec des forceps ophtalmiques. Ligate l'artère carotide commune (noeud dur), l'artère carotide externe loin de l'extrémité du coeur (noeud dur), et l'artère carotide interne (noeud lâche) avec 5-0 sutures. Tapisser l'artère carotide externe près de l'extrémité du cœur avec 5-0 sutures.</li>
	<li>Insérez un boulon de fil. Couper une petite ouverture dans l'artère carotide externe à l'aide de ciseaux ophtalmiques et insérer délicatement un boulon de fil. Ligate la suture de l'artère carotide externe qui a été en noeud lâche et couper l'artère carotide externe.<ol>
<li>Desserrer le noeud lâche de l'artère carotide interne et continuer à insérer le boulon de fil au début de l'artère cérébrale moyenne (suture marquée). Coupez ensuite le boulon de thread exposé.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après que le temps ischémique soit atteint (2-3 h), fixez la rupture de l'artère carotide externe avec un microforceps, et sortez doucement le boulon de fil avec un autre microforceps. Lorsque l'extrémité avant du boulon de fil est complètement retiré de l'artère carotide interne, ligate l'artère carotide externe qui a été doublée de sutures 5-0, puis retirer le boulon de fil complètement.</li>
	<li>Desserrer l'artère carotide commune, et daub 50.000 U de poudre de sodium de pénicilline sur la surface de la blessure pour empêcher l'infection. Suturer les muscles sous-cutanés et la peau avec 4 sutures.</li>
	<li>Donnez 0,2 ml de salin stérile au rat par orale à l'aide d'une seringue de 1 ml (l'injection SQ-PEN est meilleure) pour prévenir la pénurie d'eau postopératoire après avoir remis le rat dans la cage.</li>
	<li>Choisissez les animaux après 24 heures de réperfusion selon le score de Longa10. Sélectionnez les animaux avec un score de Longa de 1 à 3 pour la prochaine coloration TTC à l'étape 1.1, et les animaux avec un score longa de 2-3 pour l'étude 1, 35, 60, 90 jours dans l'étape 1.2. REMARQUE: Longa's score10: 0 score, pas de déficit neurologique; 1 score, défaut d'étendre l'avant-griffe gauche; 2 score, encerclant vers la gauche; 3 score, tombant à gauche; 4 score, ne peut pas marcher spontanément et a une conscience déprimée.</li>
	<li>Analyser la partition de longa par ANOVA à sens unique. Les valeurs indiquées représentent la moyenne de S.D. P 'lt; 0.05 indiquent la différence.</li>
</ol>3. Coloration TTC
REMARQUE : La moisissure et la lame de tranche de cerveau de rat doivent être pré-refroidies dans un réfrigérateur de -20 oC avant d'employer pour empêcher l'adhérence provoquée par une grande différence de température. Pendant la coloration, empêcher l'adhérence entre les tranches de cerveau et la plaque de culture, qui peut avoir comme conséquence la coloration insuffisante.
<ol><li>Anesthésiez le rat par injection intrapéritonéale de 400 mg/kg d'hydrate de chloral après le score de longa à l'étape 1.1 ou des tests fonctionnels sensorimoteurs à l'étape 1.2.</li>
	<li>Décapiter le rat avec des ciseaux chirurgicaux ou avec un appareil de décapitation de rat. Retirez le cerveau avec des ciseaux chirurgicaux et des forceps hémostatiques.</li>
	<li>Mettre le cerveau au réfrigérateur à -20 oC pendant 30 min pour faciliter le découpage.</li>
	<li>Retirer le cerveau du réfrigérateur et le placer dans un moule à tranches de cerveau de rat pré-réfrigéré. Couper le cerveau en six sections consécutives de 2 mm d'épaisseur avec une lame pré-réfrigérée.</li>
	<li>Tachez les sections avec 2% 5-triphenyl-2H-tetrazolium chlorure (TTC) dans une plaque de culture de 6 puits.</li>
	<li>Culture les sections pour 30-60 min à 37 oC dans un lit secouant. Retournez les sections toutes les 10 min jusqu'à ce que la zone d'ischémie cérébrale et la zone normale soient clairement blanches et rouges.</li>
	<li>Tapisser les tranches de cerveau verticalement dans l'ordre de l'arrière à l'avant du cerveau. Utilisez une règle pour vous assurer que la longueur totale de chaque ligne est la même. Prenez des photos avec l'appareil photo numérique.</li>
	<li>Analyser le volume infarctus.<ol>
<li>Pré-traitement de la photo avec un logiciel photoshop<ol>
<li>Importer la photo à l'aide de photoshop CS6. 00:00-00:14</li>
			<li>Cliquez sur Sélectionnez pour sélectionner les tranches de cerveau, cliquez sur Sélectionner Inverse. 00:15-00:36</li>
			<li>Cliquez sur le premier plan pour sélectionner le noir et cliquez sur OK. 00:37-00:42</li>
			<li>Appuyez sur Alt 'Supprimer pour remplir la couleur de fond, et CTRL 'D pour désélectionner. 00:43-00:46</li>
			<li>Cliquer sur Le Fichier Enregistrer sur le bureau. 00:47-01:08</li>
		</ol>
</li>
		<li>Pré-traitement de la photo avec le logiciel Image Pro Plus.<ol>
<li>Ouvrez le logiciel Image Pro Plus 6.0 et importez la photo. 01:09-01:24</li>
			<li>Pour la modification des défauts, ajustez la luminosité avec l'outil d'amélioration du contraste, de sorte que l'arrière-plan soit noir. 01:25-01:37</li>
			<li>Utilisez l'outil médian dans Filtre pour supprimer les faits saillants. 01:38-01:46</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calculer la zone cérébrale gauche (normale) avec le logiciel Image Pro Plus<ol>
<li>Sélectionnez la couleur en utilisant la segmentation et ajustez la valeur de H/S/I, de sorte que les tranches de cerveau soient séparées du fond noir. 01:47-02:12</li>
			<li>Retour au compte (en anglais) Taille. 02:13-02:16</li>
			<li>Cliquer sur Comptez Divisez les objets dans Modifier pour séparer le cerveau de la ligne médiane. Le logiciel distinguera automatiquement les zones du cerveau gauche et droite. 02:17-02:49</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calculez la bonne zone du cerveau infarctus avec le logiciel Image Pro Plus<ol>
<li>Mise en œuvre de l'étape 3.8.1-3.8.2. 02:50-03:14</li>
			<li>Sélectionner le compte à rebours Taille. 03:15-03:21</li>
			<li>Cliquez sur Dessiner (en anglais seulement) Merge Objects tool in Edit. Sélectionnez manuellement la zone ischémique et cliquez sur Compter pour calculer la zone ischémique. 03:16-05:31</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calculez la zone du cerveau de la santé avec le logiciel Image Pro Plus<ol>
<li>Mise en œuvre de l'étape 3.8.1-3.8.2. 05:32-06:44</li>
			<li>Sélectionnez la couleur en utilisant la segmentation et ajustez la valeur de H/S/I, de sorte que la partie normale des tranches de cerveau soit séparée du fond noir. 06:45-07:10</li>
			<li>Retour au compte (en anglais) Taille et cliquez sur Compte pour calculer cette zone. 07:11-07:21</li>
			<li>Cliquez sur Les objets fractionnés dans Modifier pour séparer le cerveau de la ligne médiane. Le logiciel distinguera automatiquement les zones du cerveau gauche et droite. 07:22-08:08</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Calculer le volume infarctus (%) et infarctus et réduire le volume (%): Volume d'infarctus (%) - [zone d'infarctus droit/(2 x zone gauche du cerveau)] x 100. Infarctus et réduire le volume (%) - [(zone du cerveau gauche - zone de la santé droite du cerveau) / (2 x zone du cerveau gauche)] x 100. REMARQUE: Le cerveau droit est la partie blessée. Les données ont été analysées par ANOVA à sens unique. Les valeurs indiquées représentent la moyenne de S.D. P 'lt; 0.05 indiquent la différence.</li>
</ol>4. Évaluation de la fonction sensorimotrice
REMARQUE : Les rats (300 g, 3040 boulons de fil, temps d'infarctus du cerveau de 3 h) avec un score de Longa de 2-3 ont été choisis pour effectuer les expériences de fonction sensorimotrice de 1-90 jours. Restez silencieux et ne dérangez pas les animaux pendant cette période d'étude. Les données ont été analysées par ANOVA bidirectionnelle. Les valeurs indiquées représentent la moyenne de S.D. P 'lt; 0.05 indiquent la différence.
<ol><li>Essai d'asymétrie bilatérale11<ol>
<li>Envelopper le ruban de papier (5 cm de long, 0,8 cm de large) sur la partie saphenous de chaque prégriffe d'un rat trois fois avec une pression égale.</li>
		<li>Pour chaque rat, enregistrez le nombre de fois que chaque pince avant est contactée et le ruban adhésif enlevé en 5 min avec la caméra, y compris les temps de patte non affectés et les temps de patte affectés.</li>
		<li>Après 30 min, répétez à nouveau les étapes 4.1.1 et 4.1.2.</li>
		<li>Calculer la valeur moyenne du biais sensorimoteur (%): Biais sensorimoteur (%) (temps de patte non affectés - temps de patte affectés)/(temps de patte non affectés - temps affectés de patte) x 100</li>
	</ol>
</li>
	<li>Test de marche sur grille<ol>
<li>Placez le rat au centre d'une plate-forme de surface de grille élevée (zone : 1 m2; hauteur : 90 cm) avec des ouvertures de grille de 2,5 cm2.</li>
		<li>Poussez légèrement les hanches du rat pour l'encourager à traverser la surface de la grille.</li>
		<li>Enregistrez le nombre de défauts de pied effectués par les membres non affectés (à droite) et affectés (à gauche) et le nombre total d'étapes en 1 min avec la caméra.</li>
		<li>Calculez les temps d'erreur : Temps d'erreur (%) - [membre non affecté (droite) - membre affecté (gauche) /nombre total d'étapes x 100. REMARQUE : Le nombre total d'étapes inférieures à 20 étapes a été supprimé.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Rotarod test12,13<ol>
<li>Configurez l'appareil de fatigue de la barre tournante de rat (diamètre 90 mm) des rats utilisant le logiciel de support à une vitesse de 13 tr/min sur une période de 5 min sur l'ordinateur.</li>
		<li>Démarrez les programmes informatiques et placez le rat sur les barreaux rotarod en même temps.</li>
		<li>Terminez un essai si le rat tombe de l'échelon ou continue à marcher pendant 5 min et enregistrez le temps de rotation.</li>
		<li>Reposez-vous sur le rat pendant 30 min.</li>
		<li>Répétez les étapes 4.3.2-4.3.4 deux fois plus et choisissez la valeur maximale pour être le dernier temps de rotation.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Essai de corde de levage14<ol>
<li>Placez l'instrument de corde de levage (70 cm de haut; la corde mesure 0,2 cm de diamètre et 40 cm de long) sur le bureau.</li>
		<li>Demandez au rat de saisir la corde avec ses membres antérieurs et pendez le rat.</li>
		<li>Enregistrez l'heure de la pendaison et calculez les scores. REMARQUE: Un score de 3: 0-2 s sur la corde; Un score de 2: 3-4 s sur la corde; Un score de 1: 5-6 s sur la corde; Un score de 0: plus de 7 s sur la corde.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Kong, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutralization+of+chemokine-like+factor+1%2C+a+novel+C-C+chemokine%2C+protects+against+focal+cerebral+ischemia+by+inhibiting+neutrophil+infiltration+via+MAPK+pathways+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Neutralization of chemokine-like factor 1, a novel C-C chemokine, protects against focal cerebral ischemia by inhibiting neutrophil infiltration via MAPK pathways in rats.</a> Journal of Neuroinflammation. 11, 112(2014).</li>
<li>Jiang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotective+effects+of+bilobalide+on+cerebral+ischemia+and+reperfusion+injury+are+associated+with+inhibition+of+pro-inflammatory+mediator+production+and+down-regulation+of+JNK1%2F2+and+p38+MAPK+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroinflammation%22%5BJournal%5D)">Neuroprotective effects of bilobalide on cerebral ischemia and reperfusion injury are associated with inhibition of pro-inflammatory mediator production and down-regulation of JNK1/2 and p38 MAPK activation.</a> Journal of Neuroinflammation. 11, 167(2014).</li>
<li>Thomas, A., Detilleux, J., Flecknell, P., Sandersen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+Stroke+Therapy+Academic+Industry+Roundtable+%28STAIR%29+Guidelines+on+Peri-Anesthesia+Care+for+Rat+Models+of+Stroke%3A+A+Meta-Analysis+Comparing+the+Years+2005+and+2015%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Impact of Stroke Therapy Academic Industry Roundtable (STAIR) Guidelines on Peri-Anesthesia Care for Rat Models of Stroke: A Meta-Analysis Comparing the Years 2005 and 2015.</a> PLoS One. 12, e0170243(2017).</li>
<li>Kumar, A., Aakriti,, Gupta, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+on+animal+models+of+stroke%3A+An+update%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research+Bulletin%22%5BJournal%5D)">A review on animal models of stroke: An update.</a> Brain Research Bulletin. 122, 35-44 (2016).</li>
<li>Tong, F. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+enhanced+model+of+middle+cerebral+artery+occlusion+in+nonhuman+primates+using+an+endovascular+trapping+technique%5BTitle%5D)+AND+%22AJNR+Am.+Journal+of+Neuroradiology%22%5BJournal%5D)">An enhanced model of middle cerebral artery occlusion in nonhuman primates using an endovascular trapping technique.</a> AJNR Am. Journal of Neuroradiology. 36, 2354-2359 (2015).</li>
<li>Li, F., Omae, T., Fisher, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+hyperthermia+and+its+mechanism+in+the+intraluminal+suture+middle+cerebral+artery+occlusion+model+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Spontaneous hyperthermia and its mechanism in the intraluminal suture middle cerebral artery occlusion model of rats.</a> Stroke. 30, 2464-2470 (1999).</li>
<li>Herson, P. S., Traystman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+stroke%3A+translational+potential+at+present+and+in+2050%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Neurology%22%5BJournal%5D)">Animal models of stroke: translational potential at present and in 2050.</a> Future Neurology. 9, 541-551 (2014).</li>
<li>Abrahám, H., Somogyvári-Vigh, A., Maderdrut, J. L., Vigh, S., Arimura, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Filament+size+influences+temperature+changes+and+brain+damage+following+middle+cerebral+artery+occlusion+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Filament size influences temperature changes and brain damage following middle cerebral artery occlusion in rats.</a> Exp. Brain Res. 142, 131-138 (2002).</li>
<li>Sun, M. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coumarin+derivatives+protect+against+ischemic+brain+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Coumarin derivatives protect against ischemic brain injury in rats.</a> European Journal of Medicinal Chemistry. 67, 39-53 (2013).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20, 84-91 (1989).</li>
<li>Smith, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+site+and+lesion+topology+determine+efficacy+of+a+human+neural+stem+cell+line+in+a+rat+model+of+chronic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Implantation site and lesion topology determine efficacy of a human neural stem cell line in a rat model of chronic stroke.</a> Stem Cell. 30, 785-796 (2012).</li>
<li>Zhang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protective+effects+of+Forsythia+suspense+extract+with+antioxidant+and+anti-inflammatory+properties+in+a+model+of+rotenone+induced+neurotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Neurotoxicology%22%5BJournal%5D)">Protective effects of Forsythia suspense extract with antioxidant and anti-inflammatory properties in a model of rotenone induced neurotoxicity.</a> Neurotoxicology. 52, 72-83 (2016).</li>
<li>Milani, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Poly-arginine+peptides+reduce+infarct+volume+in+a+permanent+middle+cerebral+artery+rat+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Poly-arginine peptides reduce infarct volume in a permanent middle cerebral artery rat stroke model.</a> BMC Neuroscience. 17, 19(2016).</li>
<li>DeGraba, T. J., Ostrow, P., Hanson, S., Grotta, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motor+performance%2C+histologic+damage%2C+and+calcium+influx+in+rats+treated+with+NBQX+after+focal+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Motor performance, histologic damage, and calcium influx in rats treated with NBQX after focal ischemia.</a> Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 14, 262-268 (1994).</li>
<li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+a+preclinical+animal+model+to+assess+brain+recovery+after+acute+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Validation of a preclinical animal model to assess brain recovery after acute stroke.</a> European Journal of Pharmacology. 835, 75-81 (2018).</li>
<li>Zuo, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IMM-H004+prevents+toxicity+induced+by+delayed+treatment+of+tPA+in+a+rat+model+of+focal+cerebral+ischemia+involving+PKA-and+PI3K-dependent+Akt+activation%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">IMM-H004 prevents toxicity induced by delayed treatment of tPA in a rat model of focal cerebral ischemia involving PKA-and PI3K-dependent Akt activation.</a> European Journal of Neuroscience. 39, 2107-2118 (2014).</li>
<li>Yang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((L-3-n-butylphthalide+Promotes+Neurogenesis+and+Neuroplasticity+in+Cerebral+Ischemic+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Neuroscience+%26+Therapeutics%22%5BJournal%5D)">L-3-n-butylphthalide Promotes Neurogenesis and Neuroplasticity in Cerebral Ischemic Rats.</a> CNS Neuroscience & Therapeutics. 21, 733-741 (2015).</li>
</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Beaucoup de modèles établissant des méthodes et des indicateurs comportementaux qui sont bien utilisés dans l'ischémie cérébrale aigue peuvent ne pas avoir des changements significatifs dans les étapes de rétablissement et de séquela de l'ischémie de cerveau16,17. Cependant, le nombre de patients présentant le cerveau ischémique dans les étapes de rétablissement et de séquençament est le plus grand. Il est essentiel de choisir un modèle animal approprié pour les ...

L'ischémie cérébrale est divisée en trois étapes avec différents indicateurs post-AVC : le stade aigu (dans une semaine), le stade de récupération (1 semaine à 6 mois) et le stade des séquelles (plus de 6 mois). Actuellement, la plupart des études se concentrent sur le stade aigu de l'ischémie cérébrale en raison de son effet significatif et des modèles de recherche multi-relatifs1,2,3. Cependant, les étapes de rétablissement et de séquelatif de l'ischémie de cerveau ne peuvent pas être ignorées en raison de leur complication à long terme des incapacités. Par conséquent, le but de cette étude est d'explorer un modèle animal stable, fiable et relativement simple pour rechercher les étapes de récupération et de séquela de l'ischémie cérébrale.
Parmi les nombreux modèles expérimentaux d'ischémie cérébrale, nous utilisons l'occlusion cérébrale moyenne d'artère (MCAO) par l'insertion de boulon de fil dans l'artère cérébrale moyenne droite (MCA). Ce modèle est similaire à l'AVC humain, qui peut produire de plus grands volumes d'infarctus, entraîner de nombreux troubles du comportement liés à l'AVC, et peut permettre la réperfusion sanguine (R) en supprimant le boulon de fil4,5,6. MCAO/R est également considéré comme le modèle animal standard de l'ischémie cérébrale7. En outre, la gravité de la lésion cérébrale dépend du diamètre et de la longueur d'insertion du boulon de fil, de la durée de l'ischémie cérébrale, et du poids animal (de plus grands rats ont de plus grands cerveaux et des vaisseaux cérébraux plus épais)8. Par conséquent, en changeant le type de boulon de fil, le temps d'infarctus, et le poids de rat, un modèle approprié peut être trouvé pour les étapes de récupération et de séquela de l'ischémie de cerveau chez les rats de MCAO/R. Pour valider le modèle de rat, nous avons effectué une étude d'un jour, 35 jours, 60 jours, et 90 jours du modèle MCAO/R utilisant des expériences de coloration et de fonction sensorimotrice de TTC (un essai bilatéral d'asymétrie, un essai de grille-marche, un essai de rotarod et un essai de corde de levage).

<table><tbody><tr><td>Microscope anatomique</td><td>Leica (Allemagne)</td><td>S8</td><td>Instrument de commande microscopique</td></tr><tr><td>Lame</td><td>Gellette</td><td>/</td><td>Découpe de sections de cerveau</td></tr><tr><td>Lit secouant à température constante</td><td>Taicang Usine d’équipement expérimental</td><td>THZ-C</td><td>Pour maintenir les sections de cerveau colorées uniformément et à une température constante</td></tr><tr><td>Appareil photo numérique</td><td>Canon</td><td>700D</td><td>Pour la prise photos de TTC coloration</td></tr><tr><td>Rasoir électrique</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>3000#</td><td>Épilation des poils du cou des rats</td></tr><tr><td>Forceps Hamostatic</td><td>Shanghai Medical device Co., Ltd.</td><td>14 cm</td><td>Utilisation pour l’élimination du cerveau</td></tr><tr><td>Image Pro Plus Software</td><td>Media Cybernetics Inc.</td><td>6.0</td><td>Analyser le volume de l’infarctus</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD Life Science</td><td>217170702</td><td>Gaz anesthésique</td></tr><tr><td>Microforceps</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulation vasculaire Microshear</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Micromanipulation vasculaire</td></tr><tr><td>Pince ophtalmique</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Anatomie auxiliaire de la peau et</td></tr><tr><td>des muscles Ciseaux phtalmiques</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Utilisation pour couper la peau du cou</td></tr><tr><td>Rat Brain Slice Mold</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>400 g</td><td>Pour la coupe standard et uniforme du tissu cérébral Appareil de</td></tr><tr><td>fatigue à barre rotative de rat</td><td>Anhui Zhenghua Biological Instrument and Equipment Co., Ltd.</td><td>ZH-300B</td><td>Pour tester la fonction sensorimotrice de l’appareil d’anesthésie</td></tr><tr><td>pour petits animaux</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>ABM3000</td><td>Un appareil d’anesthésie gazeuse</td></tr><tr><td>Thermostat pour petits animaux</td><td>Beijing Damida Technology Co., Ltd.</td><td>DM.7-YLS-20A</td><td>Pour maintenir la température corporelle de l’animal constante pendant</td></tr><tr><td>le fonctionnement Ciseaux chirurgicaux</td><td>Shanghai Medical device Co., Ltd.</td><td>16 cm</td><td>Utilisation pour la décapitation et l’élimination du cerveau</td></tr><tr><td>Suture</td><td>Shanghai Jinhuan Medical Devices Co., Ltd.</td><td>4-0 / 5-0</td><td>Utilisation pour les sutures cutanées et musculaires / Utilisation pour les ligatures vasculaires</td></tr><tr><td>Thread Bolt</td><td>Beijing Cinontech Co. Ltd.</td><td>2636/2838/3040/3043-A4</td><td>Blocage de l’artère cérébrale moyenne chez le rat</td></tr><tr><td>Chlorure de 5-triphényl-2H-tétrazolium (TTC)</td><td>Sigma</td><td>LOT#BCBP3272V</td><td>Réactif de coloration de section cérébrale</td></tr></tbody></table>

un modèle préclinique pour évaluer le rétablissement du cerveau après un avc aigu chez les rats

A Preclinical Model to Assess Brain Recovery After Acute Stroke in Rats

Le but de cette étude était d'établir et de valider un modèle d'ischémie de cerveau animal dans les étapes de rétablissement et de séquela. Un modèle moyen d'occlusion/reperfusion d'artère cérébrale (MCAO/R) chez les rats mâles de Sprague-Dawley a été choisi. En modifiant le poids du rat (260-330 g), le type de boulon de fil (2636/2838/3040/3043) et le temps d'infarctus du cerveau (2-3 h), un score plus élevé de Longa, un volume d'infarctus plus grand et un plus grand rapport de succès de modèle ont été examinés en utilisant le score de Longa et la coloration de TTC. L'état optimal du modèle (300 g, 3040 boulon s'il enfilé, 3 h de temps infarctus du cerveau) a été acquis et utilisé au cours d'une période d'observation de 1 à 90 jours après la reperfusion par l'évaluation des fonctions sensorimotrices et du volume infarctus. À ces conditions, l'essai bilatéral d'asymétrie a eu une différence significative de 1 à 90 jours, et l'essai de grille-marche a eu une différence significative de 1 à 60 jours ; les deux différences pourraient être un test fonctionnel sensorimoteur approprié. Ainsi, l'état le plus approprié d'un nouveau modèle de rat dans les étapes de récupération et de séquençament de l'ischémie de cerveau a été trouvé : 300 g rats qui ont subi MCAO avec un boulon de fil 3040 pour un infarctus de cerveau de 3 h et puis reperfusé. Les essais fonctionnels sensorimoteurs appropriés étaient un essai bilatéral d'asymétrie et un essai de grille-marche.

En utilisant la procédure susmentionnée pour un modèle MCAO/R avec le score de Longa et la coloration TTC, différents traitements de poids moyen (275/300/320 g), types de boulons (2636/2838/3040/3043; Tableau 1) et des temps ischémiques (2-3 h) et 1 jour de réperfusion ont été employés pour dépister le modèle optimal d'ischémie de cerveau chez les rats. Les paramètres de modèle de 300 g de poids, 3040 boulon de fil, et le temps d'infarctus de cerveau de 3 h étaient les pl...

Le but de cette étude est d'établir et de valider un modèle animal pour la recherche dans les étapes de récupération et de séquençament de l'ischémie cérébrale en testant l'infarctus du cerveau et la fonction sensorimotrice après l'occlusion/reperfusion d'artère cérébrale moyenne (MCAO/R) après 1-90 jours chez les rats.

Un modèle préclinique pour évaluer le rétablissement du cerveau après un AVC aigu chez les rats

The purpose of this study was to establish and validate an animal brain ischemia model in the recovery and sequela stages. A middle cerebral artery ...

Cette étude utilise un modèle animal établi pour rechercher la récupération et les stades des séquelles de l’ischémie cérébrale. Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle est stable, fiable et relativement simple. Commencez par placer un rat anesthésié sur une table de fixation chirurgicale.Tout au long de la chirurgie, maintenir la température corporelle du rat à 37 degrés Celsius dans un thermostat pour petits animaux. Connectez la bouche au masque de la machine d’anesthésie et confirmez l’anesthésie profonde par manque de tension d’extrémité, réflexes cornéens et douleur. Fixez les membres du rat à la table d’opération à l’aide de bandages en papier.À l’aide d’un rasoir électrique, retirer le manteau cervical et stériliser le cou avec 75 % d’alcool. Utilisez des ciseaux ophtalmiques pour couper de deux à trois centimètres le long de la forme longitudinale centrale du cou. Et puis avec des forceps ophtalmiques, séparez le muscle sous-cutané.Utilisez rétracteur maison pour exposer pleinement le champ de vision. Il faut prendre soin de présenter une technique aseptique appropriée pour toutes les interventions chirurgicales de survie. La technique illustrée plus tard

a-preclinical-model-to-assess-brain-recovery-after-acute-stroke

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

L'induction chirurgicale d'une lésion cérébrale ischémique chez le rat est un modèle largement utilisé pour la recherche sur les AVC. Ici nous démontrons l'induction d'une ischémie cérébrale focale par occlusion de l'artère cérébrale moyenne. Visualisation de l'infarctus entraînant par coloration histologique et l'imagerie par résonance magnétique est également représentée.

Focale modèle d&#39;ischémie cérébrale par occlusion suture endovasculaire de l&#39;artère cérébrale moyenne chez le rat

Afin de comprendre la physiopathologie de la course, il est important d'utiliser des modèles fiables. Ce document décrira l'un des modèles de course les plus fréquemment utilisés chez la souris, appelé le modèle milieu occlusion de l'artère cérébrale (MCAo) (également appelé le filament intraluminal ou d'un modèle de suture) avec reperfusion.

Approche chirurgicale pour Occlusion de l&#39;artère cérébrale moyenne et reperfusion induite par des maladies chez les souris

Présenté ici est un protocole pour établir l’infarctus aigu de pontine dans un modèle de rat par stimulation électrique avec une seule impulsion.

Établissement de l’infarctus aigu des pontines chez les rats par stimulation électrique

Ce protocole décrit une nouvelle technique de mesure des trois paramètres les plus importants des lésions cérébrales ischémiques sur le même ensemble d’échantillons de cerveau de rongeurs. L’utilisation d’un seul échantillon de cerveau est très avantageuse en termes de coûts éthiques et économiques.

Mesure de l’œdème cérébral post-AVC, de la zone infarctus et de la dégradation de la barrière céphalo-cérébrale dans un seul ensemble d’échantillons de cerveaux de rongeurs

Décrit ici est le modèle d’AVC photothrombotique, où un AVC est produit à travers le crâne intact en induisant une occlusion microvasculaire permanente à l’aide d’un éclairage laser après administration d’un colorant photosensible.

Modélisation de l’AVC chez la souris: lésions corticales focales par photothrombose

Différents modèles d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAo) sont utilisés dans la recherche expérimentale sur les accidents vasculaires cérébraux. Ici, un modèle expérimental d’AVC de MCAo transitoire via l’artère carotide externe (ECA) est décrit, qui vise à imiter l’AVC humain, dans lequel le thrombus cérébrovasculaire est enlevé en raison d’une lyse spontanée du caillot ou d’un traitement.

Modélisation de l’AVC chez la souris: occlusion transitoire de l’artère cérébrale moyenne via l’artère carotide externe

Ce protocole démontre un modèle unique d’AVC chez la souris avec un infarctus de taille moyenne et un excellent taux de survie. Ce modèle permet aux chercheurs en AVC préclinique de prolonger la durée de l’ischémie, d’utiliser des souris âgées et d’évaluer les résultats fonctionnels à long terme.

Un modèle modifié d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne transcrânienne pour étudier les résultats de l’AVC chez des souris âgées

Les modèles in vivo chez le rat sont des outils indispensables pour étudier les mécanismes pathologiques et les cibles thérapeutiques de l’AVC ischémique. Ce travail décrira la réalisation d’une coloration par immunofluorescence dans des coupes de cerveau infarctus après une occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) chez le rat.

Évaluation de la signalisation de la mort cellulaire par immunofluorescence dans un modèle d’AVC ischémique chez le rat

Cellules olfactives engainantes (OECO) sont des cellules de la crête neurale qui permettent la croissance des neurones olfactifs primaires. Cette propriété spécifique peut être utilisé pour la transplantation cellulaire. Nous présentons ici un modèle de transplantation cellulaire basé sur l'utilisation de la COE dans un modèle de lésion du nerf laryngé.

La transplantation de cellules olfactives engainantes à évaluer la récupération fonctionnelle après des nerfs périphériques blessures

Ce protocole illustre l’implémentation d’un optimisé N-méthyl-D-glucamine (NMDG) méthode de recouvrement protecteur de préparation de tranches de cerveau. Une formulation unique de médias est utilisée pour obtenir fiable des tranches de cerveau sain provenant d’animaux de tout âge et pour diverses applications expérimentales.

Préparation de tranches de cerveau aiguë en utilisant un optimisé N-méthyl-D-glucamine méthode de recouvrement protecteur

Découvrez un modèle préclinique d'occlusion/réperfusion de l'artère cérébrale moyenne chez le rat pour évaluer le rétablissement cérébral post-AVC. Cette méthode stable et fiable permet d'étudier les mécanismes de récupération neurologique sur des périodes allant jusqu'à 90 jours.

Un modèle préclinique pour évaluer le rétablissement du cerveau après un AVC aigu chez les rats

Explorer plus de vidéos