Name: Évaluation des effets métaboliques du jeûne isocalorique 2:1 intermittent chez les souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-27T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: Découvrez le jeûne intermittent isocalorique 2:1 chez la souris pour étudier l'obésité et le métabolisme du glucose. Cette méthode permet d'évaluer les effets du jeûne périodique indépendamment de l'apport calorique.

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K.-H.K a reçu l'appui de la Fondation canadienne des maladies du cœur (G-18-0022213), de la Fondation J. P. Bickell et du Fonds de démarrage de l'Institut de cardiologie de l'Université d'Ottawa; H.-K.S. a reçu l'appui de subventions des Instituts de recherche en santé du Canada (PJT-162083), du boursier Reuben et Helene Dennis et du Prix de recherche sur le diabète de la Financière Sun Life pour la recherche sur le diabète du Banting and Best Diabetes Centre (BBDC) et des Sciences naturelles. et Le Conseil de recherches en génie (CRSNG) du Canada (RGPIN-2016-06610). R.Y.K. a reçu l'appui d'une bourse du Fonds de dotation pour la recherche en cardiologie de l'Université d'Ottawa. J.H.L. a reçu l'appui de la Bourse de doctorat du CRSN et de la Bourse d'études supérieures de l'Ontario. Y.O. a reçu le prix uOHI de deuxième cycle et la bourse d'études supérieures en sciences et technologie de la reine Elizabeth II.

Toutes les méthodes et protocoles ici ont été approuvés par les comités de soins aux animaux du Service de soins aux animaux et vétérinaires (SCVS) de l'Université d'Ottawa et du Centre de phénogénomique (TCP) et conformes aux normes du Conseil canadien sur les soins aux animaux. Il convient de noter que toutes les procédures décrites ici doivent être exécutées sous l'approbation institutionnelle et gouvernementale ainsi que par le personnel qui est techniquement compétent. Toutes les souris étaient logées dans des cages ventilées standard dans des pièces contrôlées par la température et l'humidité avec des cycles de lumière/obscurité de 12 h/12 h (21 à 22 oC, 30 % à 60 % d'humidité pour un logement normal) et un accès gratuit à l'eau. Des souris mâles de C57BL/6J et d'ob/ob ont été obtenues du laboratoire de Jackson.
1. 2:1 Régime isocalorique DE la FI
<ol><li>Pour les modèles de souris maigres et induits par l'alimentation, préparez un régime alimentaire normal (17 % de matières grasses, ND) ou un régime riche en matières grasses (45 % de matières grasses, HFD). REMARQUE : 60% HFD peut être employé pour induire l'obésité diète-induite grave ; pourtant, en raison de la douceur des granulés alimentaires, il est relativement difficile de mesurer avec précision l'apport alimentaire quotidien. Un système automatisé de mesure continue peut améliorer la polyvalence pour plusieurs types de régimes.</li>
	<li>Mesurer le poids corporel de base et la composition corporelle de chaque souris à l'âge de 7 semaines à l'aide d'une balance et echoMRI, respectivement. REMARQUE: Consultez la section 3 pour mesurer la composition corporelle.</li>
	<li>Basé sur le poids corporel et les résultats de composition corporelle, aléatoirement et également diviser 7 souris mâles de 7 semaines C57BL/6J en deux groupes : ad libitum (AL) et les groupes intermittents de jeûne (IF).</li>
	<li>Placez deux à trois souris par cage et assurez-vous un accès gratuit à l'eau potable. REMARQUE: Le nombre de souris par cage peut affecter le comportement d'apport alimentaire. Il est recommandé de maintenir un nombre égal de souris par cage dans tous les groupes au cours de l'étude.</li>
	<li>Fournir 1 semaine d'acclimatation au nouvel environnement de cage et de régime avant de commencer le régime DE IF.</li>
	<li>Période de jeûne : déplacer les souris dans une cage propre avec literie fraîche à 12 h. N'ajoutez pas de nourriture pour le groupe SI, tout en fournissant une quantité de nourriture pesée au groupe AL. REMARQUE: Pour chaque cycle de jeûne, il est important de changer de cage pour les groupes AL et IF afin de s'assurer que les deux groupes sont exposés à la même quantité de temps de manipulation.</li>
	<li>Après 24 h, mesurer le poids des souris dans les deux groupes et les restes de nourriture dans les cages AL. REMARQUE: Assurez-vous d'inclure le poids des miettes de nourriture sur la trémie et le fond de la cage, en particulier lorsque vous utilisez hFD, que les souris souvent enlever de petites pastilles ou des fragments de nourriture de la trémie et de les garder près des sites de nidification. L'apport énergétique moyen par souris à la fin de chaque cycle de 2:1 (3 jours) est d'environ 35 kcal, soit 10 g pour un régime alimentaire normal (3,3 kcal/g) et 7 g pour le HFD (4,73 kcal/g).</li>
	<li>Période d'alimentation : fournir une quantité de nourriture pesée à 12 h pour les groupes AL et IF.</li>
	<li>Après 48 h de fournir la nourriture, mesurer le poids des restes de nourriture et de souris.</li>
	<li>Répétez les étapes 1,6 à 1,10 pour la durée de l'étude(p. ex. 16 semaines).</li>
</ol>2. Groupe de contrôle de l'alimentation par paires (PF)
REMARQUE: Pour une expérience SI dans laquelle un changement de comportement alimentaire est observé dans un modèle de souris (par exemple, l'hyperphagie chez les souris ob/ob), il est nécessaire d'avoir un groupe d'alimentation par paires comme un contrôle pour une comparaison calorique-indépendante appropriée à IF.
<ol><li>Pour le groupe témoin PF, échelonner le calendrier d'expérience de telle sorte que la même quantité d'aliments consommées par le groupe SI est offerte au groupe PF (figure 2).</li>
	<li>Mesurer la quantité d'aliments consommées par le groupe SI sur 2 jours de période de réalimentation.</li>
	<li>Divisez cette quantité d'aliments consommés dans le groupe SI uniformément en trois proportions et fournissez-la quotidiennement au groupe PF à 12 h. REMARQUE: Fournir une quantité égale de nourriture par jour est essentiel. Dans le cas des souris atteintes d'hyperphagie, si les souris nourries en couple reçoivent une quantité de nourriture inférieure à leur consommation volontaire à la fois, elles consommeront probablement tous les aliments fournis et se feront un jeûne efficace. Cela peut alors empêcher la comparaison appropriée aux souris SI-traitées et confondre le résultat.</li>
	<li>Répétez les étapes 2.1-2.3 pour la durée de l'étude.</li>
</ol>3. Analyse de la composition corporelle
REMARQUE: Étant donné que la FI à long terme affecte le poids corporel chez la souris, la composition corporelle peut être mesurée à des cycles appropriés (p. ex., tous les 3 ou 4 cycles) à l'aide d'un analyseur de composition corporelle pour quantifier la graisse et la masse maigre chez les souris vivantes non anesthésiées.
<ol><li>Allumez l'analyseur de composition corporelle. REMARQUE: Avant de commencer le programme, laissez la machine allumée pendant au moins 2 à 3 h pour vous réchauffer.</li>
	<li>Exécutez un test système sur l'analyseur de composition corporelle pour tester sa précision de mesure. Si nécessaire, calibrer le système à l'aide d'échantillons d'huile de canola et d'eau.</li>
	<li>Mesurez le poids corporel de chaque souris.</li>
	<li>Placez la souris dans un petit porte-bébé cylindrique animal.</li>
	<li>Insérez un délimiter pour limiter le mouvement physique de la souris pendant la mesure et placez le support dans l'analyseur de composition corporelle.</li>
	<li>Exécutez le programme de numérisation. REMARQUE: Il faut environ 90 à 120 s pour analyser.</li>
	<li>Après la mesure, retirez le support de l'équipement et ramenez la souris dans la cage. REMARQUE: Un protocole plus détaillé peut être trouvé dans une publication précédente9.</li>
</ol>4. Tests de tolérance au glucose et à l'insuline
<ol><li>Pour le test de tolérance au glucose (TGT), mesurez le poids corporel et la composition corporelle de chaque souris avant de soumettre au jeûne et marquez la queue avec un marqueur permanent pour une indexation facile et rapide.</li>
	<li>Placez les souris dans de nouvelles cages sans nourriture à 19 h pour le jeûne de nuit. REMARQUE: Le jeûne de nuit est le protocole standard, mais en raison de la physiologie de la souris (par exemple, l'utilisation accrue de glucose après le jeûne prolongé10,11), le jeûne plus court (6 h) peut être utilisé comme décrit pour ITT.</li>
	<li>Après le jeûne de 14 à 16 h (9 h le lendemain matin), mesurez le poids corporel et la composition corporelle de chaque souris et calculez la quantité de dosage de glucose en fonction du poids corporel. REMARQUE: Pour éviter la surestimation de l'intolérance au glucose chez les souris obèses, la masse maigre obtenue à partir de l'analyse de la composition corporelle peut être utilisée pour calculer la dose de glucose12,13.</li>
	<li>Pour chaque souris, couper le bout de la queue (0,5 à 1,0 mm) à l'aide de ciseaux chirurgicaux propres. Après avoir essuyé la première goutte de sang, tirer une goutte de sang frais de la queue et de mesurer le taux de glycémie de base à jeun avec le glucomètre. REMARQUE: La coupe supplémentaire de queue n'est pas exigée pour chaque mesure de glucose sanguin pendant GTT ou ITT. La plaie peut être rafraîchie en l'abrasant avec de la gaze pour tirer une goutte de sang.</li>
	<li>Soumettre les souris à une injection intrapéritonéale (i.p.) de glucose (1 mg/g de poids corporel). REMARQUE: Sur la base de l'objectif d'une expérience(p. ex., l'examen des effets de l'incrétine), l'administration orale du glucose peut être effectuée par gavage oral. Le protocole pour le GTT oral (OGTT) peut être trouvé dans une autre étude14.</li>
	<li>Mesurez la glycémie de la queue à 0, 5, 15, 30, 60 et 120 min d'injection post-glucose.</li>
	<li>Après avoir terminé le GTT, fournir une quantité suffisante de nourriture.</li>
	<li>Pour le test de tolérance à l'insuline (ITT), retirer les aliments à 9h00. REMARQUE: Étant donné que gtT et ITT sont des expériences induisant le stress pour les souris qui peuvent élever les niveaux de glucose sanguin et changer la physiologie, il est recommandé d'effectuer ITT après avoir fourni au moins 2 à 3 jours de récupération après l'expérience GTT.</li>
	<li>Après le jeûne pendant 6 h (3:00 PM), mesurez la glycémie de ligne de base de la queue comme décrit dans l'étape 4.4.</li>
	<li>Sujets de souris à l'injection d'insuline (0,65 mU/g de poids corporel).</li>
	<li>Mesurez la glycémie de la queue à 0, 15, 30, 60, 90 et 120 min d'injection post-insuline.</li>
	<li>Après avoir terminé ITT, fournir une quantité suffisante de nourriture.</li>
</ol>5. Calorimétrie indirecte
REMARQUE: Le métabolisme énergétique des souris traitées par IF peut être évalué davantage par calorimétrie indirecte sur un seul cycle de FI. Cela permettra de mesurer la consommation d'oxygène (VO2),la production de dioxyde de carbone (VCO2),le ratio d'échange respiratoire (RER) et la chaleur (kcal/h).
<ol><li>Activez la puissance du système calorimètre indirect d'au moins 2 h avant d'exécuter l'expérience. REMARQUE: Cet échauffement du système est important pour une mesure précise.</li>
	<li>Préparer les cages avec une literie propre, remplir les bouteilles d'eau et ajouter la quantité pré-pesée de chow aux trémies de nourriture.</li>
	<li>Vérifiez l'état du Drierite et du soda à la lime. Si un indicateur de couleur de la Drierite apparaît rose, ce qui indique que le Drierite a absorbé une grande quantité d'humidité, il est nécessaire de remplacer ou de garnir par drierite fraîche.</li>
	<li>Calibrer le système à l'aide d'un gaz avec la composition spécifique (0,5% CO2, 20,5% O2).</li>
	<li>Mesurer le poids corporel et la composition corporelle de chaque souris, qui sera utilisé pour normaliser les données VO2 et VCO2.</li>
	<li>Placez délicatement une souris par cage.</li>
	<li>Assembler les cages métaboliques, les placer dans la chambre de l'environnement à température contrôlée, et se connecter aux conduites de gaz et au câble du capteur d'activité.</li>
	<li>Après avoir mis en place le profil d'expérience en ajoutant des paramètres expérimentaux appropriés à l'aide du logiciel, exécutez le programme pour la mesure. Le but de la mesure du premier jour est de fournir une période d'acclimatation et de mesurer le métabolisme énergétique de base.</li>
	<li>À 12 h le lendemain, soumettez les souris à 24 h de jeûne en enlevant les aliments et les miettes de la trémie et du fond de la cage. Si nécessaire, remplacer par une literie propre.</li>
	<li>Après 24 h, ajouter la quantité pré-pesée de chow à la trémie de nourriture pour la période de réalimentation.</li>
	<li>Continuer à mesurer pendant les 48 prochaines heures. Vérifiez régulièrement si le système fonctionne sans interruption matérielle ou logicielle.</li>
	<li>Après avoir terminé la mesure, terminer le programme et ramener les souris à leurs cages d'origine. Mesurer la quantité de restes de nourriture pour examiner l'apport alimentaire.</li>
	<li>Le protocole détaillé pour la calorimétrie indirecte peut être trouvé dans une étude précédente9.</li>
</ol>

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<li>Toth, L. A., Trammell, R. A., Ilsley-Woods, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interactions+Between+Housing+Density+and+Ambient+Temperature+in+the+Cage+Environment%3A+Effects+on+Mouse+Physiology+and+Behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Interactions Between Housing Density and Ambient Temperature in the Cage Environment: Effects on Mouse Physiology and Behavior.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 54 (6), 708-717 (2015).</li>
</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Il a été bien documenté que la FI fournit des effets bénéfiques sur la santé sur diverses maladies chez les humains et les animaux8,15,16,17,18,19. Ses mécanismes sous-jacents, tels que l'autophagie et le microbiome intestinal, ont récemment été élucidés. Le protocole présenté décrit un régime isocalorique 2:1 IF chez les sou...

Le mode de vie moderne est associé à un temps d'apport alimentaire quotidien plus long et à des périodes de jeûne plus courtes1. Cela contribue à l'épidémie mondiale actuelle d'obésité, avec des inconvénients métaboliques observés chez l'homme. Le jeûne a été pratiqué tout au long de l'histoire humaine, et ses divers avantages pour la santé comprennent une durée de vie prolongée, des dommages oxydatifs réduits, et l'homéostasie de l'énergie optimisée2,3. Parmi plusieurs façons de pratiquer le jeûne, la privation d'énergie périodique, appelée jeûne intermittent (IF), est une méthode diététique populaire qui est largement pratiquée par la population générale en raison de son régime facile et simple. Des études récentes dans des modèles précliniques et cliniques ont démontré que la FI peut fournir des avantages pour la santé comparables à un jeûne prolongé et une restriction calorique, suggérant que la FI peut être une stratégie thérapeutique potentielle pour l'obésité et les maladies métaboliques2,3,4,5.
Les régimes IF varient en termes de durée et de fréquence de jeûne. Le jeûne de jour alternatif (c.-à-d., alimentation d'un jour/1 jour de jeûne ; 1:1 IF) a été le régime DE FI le plus couramment utilisé chez les rongeurs pour étudier ses impacts bénéfiques sur la santé sur l'obésité, les maladies cardio-vasculaires, les maladies neurodégénératives, etc.2,3. Cependant, comme indiqué dans les études précédentes6,7, et plus mécaniste confirmé dans notre analyse de l'apport énergétique8, 1:1 LES résultats DE SI dans la sous-alimentation (-80%) en raison du manque de temps d'alimentation suffisant pour compenser la perte d'énergie. Cela rend difficile à savoir si les avantages pour la santé conférés par 1:1 IF sont médiés par la restriction calorique ou la modification des habitudes alimentaires. Par conséquent, un nouveau régime DE FI a été développé et est montré ici, comprenant un modèle de jeûne de 2 jours/1 jour (2:1 IF), qui fournit aux souris le temps suffisant pour compenser l'apport alimentaire (99%) et le poids corporel. Ces souris sont ensuite comparées à un groupe ad libitum (AL). Ce régime permet d'examiner les effets de la FI isocalorique en l'absence de réduction calorique chez les souris de type sauvage.
En revanche, dans un modèle de souris qui présente un comportement alimentaire altéré, l'alimentation AL peut ne pas être une condition de contrôle appropriée pour comparer et examiner les effets de 2:1 IF. Par exemple, puisque les souris ob/ob (un modèle génétique couramment utilisé pour l'obésité) présentent l'hyperphagie due au manque de leptine régulant l'appétit et la satiété, ceux avec 2:1 SI présentent une consommation calorique réduite de 20% par rapport aux souris ob/ob avec l'alimentation D'AL. Ainsi, pour examiner et comparer correctement les effets de la FI chez les souris ob/ob, un groupe d'alimentation par paires comme un contrôle approprié doit être employé.
Dans l'ensemble, un protocole complet est fourni pour effectuer isocaloric 2:1 IF, y compris l'utilisation d'un contrôle de l'alimentation par paires. Il est en outre démontré que l'isocaloric 2:1 IF protège des souris contre l'obésité d'alimentation-induite de haut en graisse et/ou le dysfonctionnement métabolique dans les souris sauvages-type et ob/ob. Ce protocole peut être utilisé pour examiner les effets bénéfiques sur la santé de 2:1 IF sur diverses conditions pathologiques, y compris les troubles neurologiques, les maladies cardiovasculaires et le cancer.

<table><tbody><tr><td>Système complet de surveillance des animaux de laboratoire (CLAMS)</td><td>Columbus Instruments</td><td></td><td>Calorimètre</td></tr><tr><td>indirect D-(+)-Solution de glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8769</td><td>Pour GTT</td></tr><tr><td>EchoMRI 3-en-1</td><td>EchoMRI</td><td>EchoMRI 3-en-1</td><td>Analyse de la composition corporelle</td></tr><tr><td>Glucomètre et bandelettes</td><td>Bayer</td><td>Contour NEXT</td><td>Il s’agit d’expériences</td></tr> <tr><td>GTT et ITTRégime riche en graisses (45 % Kcal % de matières grasses)</td><td>Research Diets Inc.</td><td>#D12451</td><td>3,3 Kcal/g</td></tr><tr><td>Régime riche en matières grasses (60 % Kcal % de matières grasses)</td><td>Research Diets Inc.</td><td>#D12452</td><td>4,73 Kcal/g</td></tr><tr><td>d’insuline</td><td>El Lilly</td><td>Humulin R</td><td>pour ITT</td></tr><tr><td>Souche de souris : B6. Cg-Lepob/J</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>#000632</td><td>Souris Ob/Ob</td></tr><tr><td>Souris Souche : C57BL/6J</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>#000664</td><td></td></tr><tr><td>Normal chow (17 % Kcal % grasse)</td><td>Harlan</td><td>#2918</td><td></td></tr><tr><td>Balance</td><td>Mettler Toledo</td><td>Mesure du poids corporel et de l’apport alimentaire</td><td></td></tr></tbody></table>

Évaluation des effets métaboliques du jeûne isocalorique 2:1 intermittent chez les souris

Assessment of the Metabolic Effects of Isocaloric 2:1 Intermittent Fasting in Mice

Le jeûne intermittent (IF), une intervention diététique impliquant la restriction périodique d'énergie, a été considéré pour fournir de nombreux avantages et contrecarrer des anomalies métaboliques. Jusqu'à présent, différents types de modèles IF ayant des durées variables de jeûne et de périodes d'alimentation ont été documentés. Cependant, l'interprétation des résultats est difficile, car bon nombre de ces modèles impliquent des contributions multifactorielles provenant à la fois de stratégies de restriction du temps et des calories. Par exemple, le modèle alternatif de jeûne de jour, souvent utilisé comme régime de FI de rongeur, peut avoir comme conséquence la sous-alimentation, suggérant que les avantages pour la santé de cette intervention sont probablement négociés par la restriction calorique et les cycles de jeûne-refeeding. Récemment, il a été démontré avec succès que 2:1 IF, comprenant 1 jour de jeûne suivi de 2 jours d'alimentation, peut fournir une protection contre l'obésité induite par l'alimentation et les améliorations métaboliques sans une réduction de l'apport calorique global. Présenté ici est un protocole de cette intervention isocalorique 2:1 IF chez les souris. On décrit également un protocole d'alimentation par paires (PF) nécessaire pour examiner un modèle de souris avec des comportements alimentaires modifiés, tels que l'hyperphagie. Utilisant le régime 2:1 DE IF, il est démontré que la FI isocaloric mène au gain de poids corporel réduit, à l'homéostasie améliorée de glucose, et à la dépense énergétique élevée. Ainsi, ce régime peut être utile pour étudier les impacts de la FI sur la santé sur diverses conditions de la maladie.

La figure 1 montre les analyses d'alimentation après 24 h de jeûne et la comparaison entre 1:1 et 2:1 jeûne intermittent. Une période de jeûne de 24 h a entraîné une réduction de 10 % du poids corporel, qui a été entièrement rétabli après 2 jours de réalimentation (figure 1A). Une période de jeûne de 24 h a induit l'hyperphagie au cours des 2 jours suivants de réalimentation (Figure 1B). Néanmoins, ...

L'article actuel décrit un protocole détaillé pour le jeûne intermittent isocalorique 2:1 pour protéger et traiter contre l'obésité et le métabolisme altéré de glucose dans les souris sauvages-type et ob/ob.

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract ...

Deux à un régime intermittent de jeûne composé d’une journée de jeûne suivie de deux jours d’alimentation permet d’étudier les effets des interventions diététiques impliquant la restriction périodique d’énergie plutôt que les effets de l’apport calorique. Contrairement au jeûne alternatif de jour, qui a comme résultat sous l’alimentation deux à un jeûne intermittent fournit aux souris assez de temps pour compenser entièrement la perte d’énergie et la réduction de poids corporel, qui se produisent pendant le jeûne. Cela permet aux scientifiques d’examiner les effets du jeûne périodique indépendamment de l’apport calorique.Deux à un jeûne intermittent favorise un certain nombre d’avantages contre l’alimentation utilisée dans l’obésité et le dysfonctionnement métabolique associé, y compris l’homéostasie du glucose altérée et les maladies du foie gras. Ce protocole peut être facilement ajusté à un régime alimentaire de cinq à deux composé de cinq jours d’alimentation et de deux jours de jeûne ou d’alimentation limitée dans le temps où l’accès à la nourriture est limité à huit heures par jour. Si l’on utilise un modèle de souris, qui montre un comportement alimentaire alternatif, comme l’hyperphagie, l’alimentation ad libitum peut ne pas être une condition de contrôle appropriée.Dans ce cas, une règle d’alimentation en couple sera nécessaire pour examiner et comparer les effets du jeûne intermittent. Commencez par préparer un régime alimentaire normal ou un régime riche en graisses pour les modèles de souris d’obésité maigres et alimentaires induites. Mesurer le poids corporel de base et la composition de chaque souris C57BL/6J mâle de sept semaines à l’aide d’une balance et d’Un EchomRI, respectivement.Basé sur le poids et les résultats de composition corporelle au hasard et également diviser les souris en deux groupes: ad libitum ou AL, un jeûne intermittent ou des groupes IF. Ensuite, placez deux ou trois souris par cage pour vous assurer que les souris ont un accès gratuit à l’eau potable. Laissez les souris s’acclimater pendant une semaine au nouvel environnement de la cage avant de commencer le régime IF.Lorsque vous êtes prêt à commencer la période de jeûne, déplacez les souris dans une cage propre avec literie fraîche à 12 .m. Fournir une quantité pondérée de nourriture au groupe AL. Pas de nourriture pour le groupe IF.Après 24 heures, peser les souris dans les deux groupes ainsi que les restes de nourriture dans les cages AL. À 12 .m, fournir une quantité pondérée de nourriture aux groupes AL et IF.Une fois la période d’alimentation terminée mesurer le poids des souris et les restes de nourriture. Répétez le cycle pendant toute la durée de l’étude. Mettre en place une paire d’alimentation ou pf groupe contrôlé pour la durée de l’expérience afin d’assurer une comparaison indépendante des calories à if. Mesurer la quantité d’aliments consommés par le groupe IF.Divisez-le uniformément en trois parties et fournissez une portion par jour au contrôle PF. Lorsque vous travaillez avec des animaux ayant des comportements alimentaires modifiés, comme l’hyperphagie, il est essentiel de fournir une quantité égale de nourriture par jour au groupe témoin nourri par paires afin d’empêcher les souris de manger la nourriture en même temps. Pour analyser la composition corporelle des souris allumer l’analyseur de composition corporelle, et laisser la machine sur pendant deux à trois heures pour se réchauffer.Avant de l’utiliser, exécutez un test système pour assurer l’exactitude de la mesure. Et si nécessaire, calibrer le système avec de l’huile de canola. Mesurez le poids corporel de chaque souris.Ensuite, placez-le dans le petit support cylindrique animal. Insérez un délimiteur pour limiter le mouvement physique de la souris pendant la mesure. Placez le support dans l’analyseur de composition corporelle.Exécutez le programme de numérisation, qui devrait prendre de 90 à 120 secondes. Ensuite, retirez le support de l’équipement. Remettre la souris dans la cage.Effectuer un test de tolérance au glucose et à l’insuline pour examiner les effets du jeûne intermittent sur l’homéostasie du glucose. Après un jeûne d’une nuit ou de six heures, effectuez une injection intrapénitale de glucose ou d’insuline sur chaque souris. Ensuite, mesurez la glycémie à 0, 5, 15, 30, 60 et 120 minutes après injection à l’aide d’un glucomètre.Pour étudier les effets du jeûne intermittent sur le métabolisme énergétique, effectuez la calorimétrie indirecte sur un seul cycle de SI. Une fois que les souris se sont acclimatées au système, jeûner en enlevant la nourriture et les miettes de la trémie et du fond de la cage. Réintroduire les aliments après 24 heures pendant la période de réalimentation de deux jours. À la fin du cycle IF, ramenez les souris dans leur cage d’origine et recueillez des données du programme.Les souris qui ont jeûné pendant 24 heures ont connu jusqu’à 10% de réduction du poids corporel, qui a été entièrement récupéré après deux jours de réalimentation. En comparant l’apport énergétique entre un à un et deux à un jeûne intermittent, il a été constaté qu’un jour de période de réalimentation n’était pas suffisant pour compenser la perte calorique qui s’est produite pendant le jeûne. Comparé à AL, si le traitement a mené à l’augmentation inférieure de poids corporel chez les souris sauvages-type alimentées avec le chow normal ou le régime riche en graisses sans différences significatives dans l’apport alimentaire.L’analyse de composition corporelle a indiqué que si réduit la masse grasse sans changer la masse maigre chez les souris sauvages de type. Des expériences avec le contrôle de l’alimentation en couple ont confirmé que la diminution du gain de poids corporel par IF n’était pas due à une consommation d’énergie altérée chez les souris de type sauvage. Cependant, dans le groupe témoin génétiquement obèse, ob/ob, les souris paire-alimentées étaient indiscernables du groupe IF dans le poids corporel et la composition corporelle.Les essais de tolérance de glucose et d’insuline ont prouvé que les souris élevées de régime de graisse SI ont exhibé l’amélioration significative de l’homéostasie de glucose comparée au régime riche en graisses AL et aux souris paire-alimentées de régime à haute teneur en graisses. Chez les souris ob/ob, le groupe IF a montré la manipulation sensiblement améliorée de glucose avec de plus petites excursions de glucose comparées au groupe témoin pair-alimenté avec la sensibilité inchangée d’insuline. Un autre effet métabolique de la SI noté chez les souris de type sauvage était une consommation d’oxygène plus élevée indiquant la dépense énergétique spécifiquement pendant la période d’alimentation.Le comportement alimentaire des souris peut être affecté par des facteurs environnementaux, y compris la densité du logement. Par conséquent, il est important de garder le même nombre de souris logées par cage entre les groupes et au cours de l’étude. Lors de l’utilisation d’un nouveau modèle de souris, il est recommandé d’examiner le comportement alimentaire avant d’effectuer une expérience de jeûne intermittent.Le jeûne intermittent isocaloric deux à un peut être facilement appliqué à d’autres modèles de maladie comprenant le diabète, la maladie cardiaque, l’athérosclérose, et les maladies neurologiques.

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Biologie

L’article décrit la génération et la caractérisation métabolique de chez les souris nourries à la diète riche en gras comme un modèle de résistance à l’insuline induite par le régime alimentaire et l’obésité. Il dispose également des protocoles détaillés pour effectuer l’épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale et le test de tolérance de l’insuline, suivi des altérations du corps entier de glucose métabolisme in vivo.

Étude In Vivo du métabolisme du Glucose à haute teneur en graisses régime chez les souris nourries avec épreuve d’hyperglycémie provoquée par voie orale (HGPO) et Test de tolérance à l’insuline (ITT)

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Test de tolérance au Glucose intrapéritonéal, mesure de la fonction pulmonaire et la Fixation du poumon pour étudier l’Impact de l’obésité et des troubles du métabolisme sur résultats pulmonaires

Ce protocole décrit l’utilisation d’un analyseur de composition corporelle et le système de surveillance animale métabolique pour caractériser la composition corporelle et des paramètres métaboliques chez les souris. Un modèle de l’obésité induit par l’alimentation riche en graisses est utilisé à titre d’exemple pour l’application de ces techniques.

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