Name: Purkinje Cell Survival in Organotypic Cerebellar Slice Cultures (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-12-18T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 31 s
Description: Découvrez la culture de tranches organotypiques du cervelet de souris pour modéliser la mort des cellules de Purkinje. Cette méthode préserve l'architecture tissulaire et permet le criblage rapide d'agents neuroprotecteurs.

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Les travaux d'imagerie ont été réalisés au Northwestern University Center for Advanced Microscopy généreusement soutenu par NCI CCSG P30 CA060553 décerné au Robert H Lurie Comprehensive Cancer Center. Nous remercions Sean McDermott pour son assistance technique et son soutien, et Maya Epstein pour les illustrations dessinées à la main présentées à la figure 1.

Toutes les expériences impliquant des animaux ont été réalisées conformément au comité d'études animales de l'Université Northwestern.
1. Préparation avant les cultures de tranches de cervelateur organotypiques
<ol><li>Dans une hotte de culture cellulaire pulvérisée avec 70% d'éthanol à l'avance, préparer 200 ml de milieu de culture dans un filtre à vide de 250 ml fixé à un récepteur de bouteille stérile. Ajouter 100 ml d'aigle moyen basal (BME), 50 ml de solution de sel équilibré (HBSS) de Hanks, 50 ml de sérum de cheval inactivé par la chaleur, 1 ml de 200 mL de L-Glutamine (concentration finale 1 mM) et 5 ml de glucose de 200 g/L (concentration finale de 5 mg/ml). Filtrer sous vide le milieu de culture et le maintenir à 4 oC pendant un mois.</li>
	<li>Dans l'armoire de biosécurité stérilisée, retirez une plaque de culture de 6 puits de son emballage. Remplissez chaque puits avec 1 ml de milieu de culture. Si un traitement est testé, ajouter l'agent pharmacologique au puits traité, et le même volume de solution de véhicule pour le bien de contrôle. Dans la présente étude, nous avons ajouté une solution stérile de 3 M KCl au puits traité (30 mM final) et 1 l d'eau stérile aux puits de contrôle.</li>
	<li>Apportez à l'intérieur du capuchon de culture cellulaire le nombre nécessaire d'inserts de culture cellulaire emballés individuellement avec membrane hydrophile de polytétrafluoroéthylène (PTFE) (taille des pores de 0,4 m). Déballez-les soigneusement et sortez les inserts de culture cellulaire avec des forceps stériles. Déposez-les un par un dans un puits d'une plaque de 6 puits, en évitant les bulles à l'interface entre la membrane d'insertion et le milieu de culture cellulaire. Laisser les inserts équilibrer dans le milieu dans un incubateur de CO2 de 37 oC et 5 % pendant au moins 2 h avant la culture. REMARQUE: L'hélico de tissu réside en permanence dans le capot de culture cellulaire.</li>
	<li>Préparer deux béchers de 200 ml, l'un rempli d'eau stérile de 150 ml, et l'autre rempli de 150 ml d'éthanol à 70 %. Trempez les outils chirurgicaux dans le bain d'éthanol à 70 %, puis dans l'eau avant de les utiliser. REMARQUE: N'utilisez pas d'outils chirurgicaux immédiatement après le contact avec l'éthanol.</li>
	<li>Désinfecter la lame à double tranchant dans le bécher à l'éthanol à 70 %. Placez-le sur le support de la lame à l'aide de forceps stériles et maintenez-le en place à l'aide de la clé de pince à lame. Laisser sécher jusqu'à utilisation.</li>
	<li>Désinfecter le disque de plastique fourni avec l'hélico de tissu dans le bécher d'éthanol de 70%. Vaporiser la table de coupe avec 70% d'éthanol avant de placer le disque dessus. Laisser sécher jusqu'à utilisation.</li>
</ol>2. Dissection et cultures de tranches organotypic de cervelateur
<ol><li>Apportez le chiot de souris à l'intérieur du capot de culture cellulaire pour effectuer la dissection.</li>
	<li>Décapiter le chiot rapidement à l'aide de ciseaux de fonctionnement droit (Figure 1A).</li>
	<li>Tout en tenant la tête du chiot par le nez avec des forceps de pansement droit, couper le cuir chevelu à l'aide de ciseaux pour les yeux droits, à partir de l'extrémité postérieure, et aller latérale à la ligne médiane.</li>
	<li>Procédez à l'identique pour le crâne. REMARQUE: Assurez-vous de pointer les pointes de ciseaux vers l'extérieur pour éviter d'endommager le cervelet pendant la dissection.</li>
	<li>Sortez le cerveau et transférez-le dans un plat de 60 mm rempli de HBSS froid de 5 mg/mL de glucose.</li>
	<li>Disséquez soigneusement le cervelet à l'aide de forceps fins droits stériles (figure 1B). Transférez-le sur le disque en plastique placé sur la table de coupe de l'hélico tissulaire à l'aide de forceps fins incurvés stériles.</li>
	<li>Orientez le tissu en tournant la table de coupe pour effectuer des sections parasagittales.</li>
	<li>Déplacez la table de coupe en tirant le bouton de dégagement de table vers la droite, ainsi la lame est placée au bord du tissu.</li>
	<li>Ajuster l'épaisseur de la tranche à 350 m et la vitesse de la lame à moyen.</li>
	<li>Démarrez l'hélico. Une fois que le cervelet entier a été tranché (Figure 1C), éteignez l'hélico.</li>
	<li>Retirer le disque en plastique avec des forceps stériles.</li>
	<li>Apportez soigneusement le disque en plastique près d'un plat de 60 mm contenant hbSS 5 mg/mL de glucose. Pipette HBSS froid 5 mg/mL de glucose sur le tissu à l'aide d'une pipette de transfert stérile pour permettre la récolte des tranches de cérévelateur dans le plat rempli de tampons.</li>
	<li>Séparez les tranches de cervelateur les unes des autres à l'aide d'une microsonde. Sortez les sections de bonne qualité avec la pipette de transfert (il est recommandé d'utiliser des sections de tissus qui sont proches du vermis) et déposez-les dans un insert pré-équilibriste de culture cellulaire (Figure 1D).</li>
	<li>Placez les tranches de cervelateur sur l'insert de culture cellulaire à l'aide de la microsonde, puis retirez soigneusement l'excès de HBSS - 5 mg/mL de glucose avec la pipette de transfert. REMARQUE: À ce stade, le tissu est extrêmement tendre et sujette à des dommages physiques. Le nombre maximal de tranches de cervelage par insertion de culture cellulaire dépend de l'âge de l'animal donneur. Les tranches de 6 à 8 peuvent être cultivées pour un animal vieux p0-P4, et de 4 à 6 tranches pour les animaux de plus de 5 ans.</li>
	<li>Placer le plat de culture dans l'incubateur, en changeant complètement le milieu tous les 2 à 3 jours.</li>
	<li>Pour évaluer la survie des cellules de Purkinje, des tranches peuvent être prélevées dès 5 jours in vitro. À d'autres fins, ils peuvent être maintenus en culture pendant plusieurs semaines(figure 1F). REMARQUE: Dans le cas des expériences de survie cellulaire de Purkinje, il n'est pas nécessaire de renouveler le traitement pharmacologique lors du changement de milieu de culture cellulaire(figure 1F).</li>
</ol>3. Immunofluorescence
<ol><li>Sortez l'assiette de 6 puits de l'incubateur. Retirez le milieu de culture cellulaire, lavez l'insert de culture cellulaire avec 1x PBS, et fixez les tranches avec la solution froide de paraformaldéhyde de 4% pendant 1 h, avec 1 ml sous l'insert de culture cellulaire et 500 l sur le dessus de l'insert de culture cellulaire.</li>
	<li>Laver les inserts 4x 10 min avec 1x PBS, avec 1 ml sous et 500 l sur le dessus de l'insert, sur un shaker orbital.</li>
	<li>À l'aide d'un pinceau, transférer les tranches de cérévelateur d'un insert de culture cellulaire à 1 puits d'un puits prérempli de 1x PBS, 0,25 % de Triton X-100 et 3 % de BSA (PBS-TB), 500 l/puits.</li>
	<li>Perméabilize et bloquer les tranches par incubation en PBS-TB pendant 1 h à température ambiante.</li>
	<li>Incuber avec des anticorps primaires dilués dans la solution PBS-TB, pendant la nuit à 4 oC, sur un shaker orbital, 200 l/puits.</li>
	<li>Le lendemain, effectuer quatre lavages de 10 min avec 1x PBS, sur un shaker orbital, 500 l/puits.</li>
	<li>Incuber avec des anticorps secondaires dilués dans la solution PBS-TB, deux heures à température ambiante, sur un shaker orbital, et protégé de la lumière, 200 l/puits.</li>
	<li>Effectuer quatre lavages de 10 min avec 1x PBS, sur un shaker orbital, 500 l/puits.</li>
	<li>Contre-tache des tranches à l'aide de Hoechst 33342, diluées en 1x PBS (2 g/mL), pendant 10 min à température ambiante, à l'abri de la lumière, 500 l/puits.</li>
	<li>Monter les tranches de cervelateur sur une diapositive de microscopie avec une pipette de transfert. Laissez-les sécher complètement à l'air, à l'abri de la lumière. Réhumidifiez-les à l'arme 1x PBS et appliquez un bordereau recouvert de quelques gouttes de milieu de montage (80 l). Évitez de faire des bulles.</li>
	<li>Une fois que le support de montage a guéri, les sections de cervelateur sont prêtes à être image.</li>
</ol>4. Imagerie et quantification de la survie cellulaire
<ol><li>Allumez le microscope et les lasers selon les instructions du fabricant et/ou du noyau d'imagerie.</li>
	<li>Démarrer le logiciel d'acquisition.</li>
	<li>À l'aide d'un objectif 10X, localiser les tranches de cervelateur non altérées qui présentent 9 à 10 lobules (généralement des sections cérévelaires proches du verme).</li>
	<li>Activer l'acquisition z-stack. Définissez la gamme de la z-stack pour inclure toutes les cellules Purkinje présentes dans la tranche de cervelateur. Définir une taille d'étape de 2 m et commencer l'acquisition. Enregistrer l'image acquise dans le format du fabricant de logiciels d'acquisition pour préserver les métadonnées associées.</li>
	<li>Ouvrez le fichier acquis dans ImageJ à l'aide du plugin Bio-formats18.</li>
	<li>Aller à l'image 'gt; Stacks 'gt; Z-project... (Figure 2A).</li>
	<li>Choisissez l'intensité maximale dans le menu de déroulant de type Projection et cliquez sur OK (Figure 2B).</li>
	<li>Une image 2D aplatie sera générée. Double clic sur l'outil Multi-point pour laisser la fenêtre Point Tool s'affiche. Dévérifier l'option points d'étiquette pour faciliter la visualisation des cellules comptées. Ensuite, cliquez directement sur un soma d'une cellule Purkinje pour commencer à compter (Figure 1E). Le nombre total de cellules comptées sera indiqué au bas de la fenêtre Point Tool (figure 3). REMARQUE: Habituellement, au moins 3 sections non endommagées contenant 9 à 10 lobules par insertion de culture cellulaire peuvent être quantifiées. Pour évaluer l'effet neuroprotecteur d'un agent pharmacologique, au moins 3 expériences indépendantes devraient être effectuées.</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

La culture de tranches de céveltove est un outil puissant pour étudier la mort cellulaire programmée de Purkinje pendant le développement postnatal. Cette technique peut être utilisée pour dépister rapidement les molécules candidates pour leur potentiel neuroprotecteur. Le principal avantage est que la configuration est simple et très rentable, et ne nécessite qu'un investissement modeste dans l'équipement (un vibratome peut coûter jusqu'à 3 fois plus cher qu'un hélico de tissu). En outre, 10 à 15 tranches saines peuvent...

La modélisation in vitro est un outil essentiel de la recherche biomédicale. Il permet aux chercheurs d'étudier et de contrôler étroitement des mécanismes spécifiques dans les types de cellules restreintes, ou dans des systèmes/organes isolés. La culture de tranches organotypiques est une technique in vitro largement utilisée, en particulier dans le domaine des neurosciences1. La méthode a d'abord été mise en place par le président Dehwiler, qui a cultivé des tranches de cerveau en utilisant la technique du tube à rouleaux2, puis modifiée par Yamamoto et coll., qui ont introduit l'utilisation d'une membrane microporeuse pour effectuer des cultures de tranches corticales3. Comparéaux aux cultures cellulaires primaires, les cultures de tranches organotypiques présentent l'avantage de préserver la cytoarchitecture du tissu, ainsi que les connexions cellulaires-cellules indigènes dans le plan de la section tissulaire.
Les tranches organotypiques ont été cultivées à partir de nombreuses parties du système nerveux central, comme l'hippocampe4, cortex5, striatum6, cervelet4,7, et la moelle épinière8,9, entre autres. Ils se sont avérés être un outil puissant dans les études de découverte de médicaments10. Les effets des molécules neuroactives peuvent être évalués de plusieurs façons : survie et neurodégénérescence à l'aide d'analyses d'immunostaining et de biochimie, formation de circuits neuronaux ou perturbation à l'aide de l'électrophysiologie et de l'imagerie vivante.
Le but de ce travail est de décrire une méthode simple pour effectuer la culture de tranche de cervelateur organotypic, qui est connu pour être un modèle pertinent pour imiter le développement cérécolal in vitro. En particulier, nous nous sommes concentrés sur l'étude de la mort développementale de cellules de Purkinje. In vivo, les cellules de Purkinje subissent l'apoptose au cours de la première semaine postnatale, avec un pic au jour postnatal 3 (P3)11. Le même modèle est observé dans la culture de tranche de céveineux, avec des neurones purkinje mourir par apoptose quand les cerveleux sont pris des animaux entre P1 et P8, avec un pic à P34,12. L'utilisation des cultures de tranches de cervelage organotypiques a permis d'identifier plusieurs molécules neuroprotectrices7,13, ainsi que de comprendre une partie des mécanismes impliqués dans cette mort cellulaire programmée14,15,16. Ici, nous décrivons un protocole basé sur l'étude de Stoppini et autres17 dans l'hippocampe, et adapté au cervelet par Dusart et autres4 Il inclut la dissection rapide et le hachage du cerebella postnatal ; trancher la culture sur un insert de culture cellulaire contenant une membrane microporeuse, avec ou sans traitement neuroprotecteur; et la coloration d'immunofluorescence pour évaluer la survie neuronale.

<table><tbody><tr><td>Alexa Fluor 594 Donkey anti-Mouse IgG anticorps secondaire</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>A21203</td><td></td></tr><tr><td>Basal Medium Eagle (BME)</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>21010046</td><td></td></tr><tr><td>Biosafety box Class II, Type A2</td><td>NuAire</td><td>NU-540-400</td><td></td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine</td><td>Millipore Sigma</td><td>A2153</td><td></td></tr><tr><td>Brush</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>anticorps anti-Calbindin D-28K (CB-955)</td><td>Abcam</td><td>ab82812</td><td></td></tr><tr><td>Incubateur CO2</td><td>NuAire</td><td>NU-5700</td><td></td></tr><tr><td>Corning Costar Flat Bottom 6-well Cell Culture Plates Fisher</td><td>Scientific</td><td>07-200-83</td><td></td></tr><tr><td>Coverslips, 22 x 50 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-545-E</td><td></td></tr><tr><td>Pince à pansement, droite</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-8949</td><td></td></tr><tr><td>Lames à double tranchant</td><td>Fisher Scientific</td><td>50949411</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 200 proof</td><td>Decon Labs, Inc</td><td>2701</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux pour les yeux, droits</td><td>Appareil Harvard</td><td>72-8428</td><td></td></tr><tr><td>Pince fine</td><td>Fisher Scientific</td><td>16-100-127</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine 100X</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>25030149</td><td></td></tr><tr><td>Solution de glucose</td><td>ThermoFisher scientifique</td><td>A2494001</td><td></td></tr><tr><td>Hanks' Solution saline équilibrée</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>14025092</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342, trichlorhydrate trihydraté</td><td>Fisher Scientific</td><td>H21492</td><td></td></tr><tr><td>Sérum pour cheval, inactivé par la chaleur, origine néo-zélandaise</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>26050088</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>McIlwain Tissue Chopper</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9914528</td><td></td></tr><tr><td>Microsondes</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-850</td><td></td></tr><tr><td>Inserts de culture cellulaire Millicell Millipore</td><td>Sigma</td><td>PICM0RG50</td><td></td></tr><tr><td>Nalgene Unités de filtration stériles jetables à débit rapide avec membrane PES, 250 mL</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>168-0045</td><td></td></tr><tr><td>Système de microscope laser confocal Nikon A1R</td><td></td> Logiciel d’imagerie Nikon <td></td><td></td></tr><tr><td>NIS-Elements</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldéhyde</td><td>Acros Organics</td><td>41678-0010</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20D</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP366-500</td><td></td></tr><tr><td>ProLong Gold Antifade Mountant</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>P10144</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux opératoires, droits</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-8403</td><td></td></tr><tr><td>Vibrateur orbital Belly Dancer</td><td>IBI Scientific</td><td>BDRLS0003</td><td></td></tr><tr><td>Prism 8</td><td>GraphPad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Superfrost Plus Lames de microscope</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de culture tissulaire, 60 mm avec anneau de préhension</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB012921</td><td></td></tr><tr><td>Plaque de culture tissulaire, 24 puits</td><td>Falcon/Corning</td><td></td><td></td>353047</tr><tr><td>Pipettes de transfert, stériles</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>13-711-21</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>ThermoFisher scientific</td><td>BP151-500</td><td></td></tr></tbody></table>

purkinje cell survival in organotypic cerebellar slice cultures

Purkinje Cell Survival in Organotypic Cerebellar Slice Cultures

La culture de tranches organotypiques est un modèle in vitro puissant qui mimicks in vivo conditions plus étroitement que les cultures cellulaires primaires dissociées. Au début du développement postnatal, les cellules cérévelaires de Purkinje sont connues pour passer par une période vulnérable, au cours de laquelle elles subissent la mort cellulaire programmée. Ici, nous fournissons un protocole détaillé pour effectuer la culture de tranche de cervelateur organotypic de souris pendant ce temps critique. Les tranches sont également étiquetées pour évaluer la survie des cellules de Purkinje et l'efficacité des traitements neuroprotecteurs. Cette méthode peut être extrêmement utile pour dépister de nouvelles molécules neuroactives.

Comme le montre la figure 4, ce protocole produit des cultures de tranches de cervelateurs organotypiques dans lesquelles la survie des cellules de Purkinje peut être évaluée après les étapes d'immunofluorescence et d'acquisition d'image. Les cellules purkinje ont été étiquetées avec une combinaison d'anticorps anti-Calbindin D-28K (dilution 1/200) et d'anticorps anti-souris Alexa594 (dilution 1/300). La couture d'image a été faite automatiquement par le logiciel d'acquisition de microscope ...

Les cultures de tranches organotypiques sont un outil puissant pour étudier les processus neurodéveloppementaux ou dégénératifs/régénérateurs. Ici, nous décrivons un protocole qui modélise la mort neurodéveloppementale des cellules de Purkinje dans les cultures de tranche de cévedrillon de souris. Cette méthode peut bénéficier à la recherche dans la découverte de médicaments neuroprotecteurs.

Organotypic slice culture is a powerful in vitro model that mimicks in vivo conditions more closely than dissociated primary cell cultures. In early ...

La culture des tranches organotypiques est un outil puissant pour étudier les processus neurodéveloppementaux et dégénératifs ou régénérateurs. Cette technique peut être utilisée pour dépister rapidement les molécules candidats pour leur potentiel neuroprotecteur. Cette méthode imite étroitement les conditions in vivo, par rapport aux cultures cellulaires primaires dissociées, car l’architecture des ensembles tissulaires et les connexions cellulaires indigènes sont préservées dans les plans des sections.Ici nous démontrons l’étude de la mort cellulaire de Purkinje dans le cervelet en développement. Mais la culture organotypique de tranche est également appropriée pour modéliser des maladies neurodegenerative dans presque chaque région centrale de système nerveux. Sean McDermott, technicien de mon laboratoire, démontrera la procédure avec Jennifer Rakotomamonjy.Avant de récolter les tranches de cerebellar, dans une armoire de biosécurité stérilisée, remplissez chaque puits d’une plaque de culture de six puits d’un millilitre de milieu de culture filtré sous vide, et ajoutez l’agent pharmacologique d’intérêt aux puits de traitement, et un volume égal de véhicule aux puits de contrôle

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Cette méthode décrit la génération de cultures organotypiques cérébelleux et l'effet de certains stimuli apoptotiques sur la viabilité des différents types de cellules du cervelet.

Cultures organotypiques cérébelleuse: Défis apoptotiques et détection

Nous présentons un protocole qui permet de visualiser et d'évaluer quantitativement la morphologie de l'arbre dendritique des cellules de Purkinje individuelles cultivées en culture organotypique de tranche de cervelet. Ce protocole a pour but de promouvoir les études sur les mécanismes de développement de Purkinje cellules dendritiques.

L&#39;analyse de la morphologie de Purkinje cellules dendritiques dans les cultures organotypique

Cette vidéo illustre une technique permettant d'obtenir des tranches organotypiques cérébelleuses du cerveau d'un bébé souris et de cultiver les tranches dans un milieu complété par des nutriments et des facteurs de croissance pour imiter le développement cérébelleux in vitro. De plus, des tranches cérébelleuses spécifiques sont traitées avec un composé testé, et la capacité neuroprotectrice du composé est analysée à l'aide d'une technique de coloration par immunofluorescence.

Analyse de la survie des cellules de Purkinje dans des cultures de coupes cérébelleuses organotypiques

Une technique d’étude des cellules NG2 et des oligodendrocytes à l’aide d’un système de culture en tranches du cerveau antérieur et du cervelet est décrite.  Cette méthode permet d’examiner la dynamique de prolifération et de différenciation des cellules au sein de la lignée des oligodendrocytes où l’environnement extracellulaire peut être facilement manipulé tout en maintenant la cytoarchitecture tissulaire.

Cultures organotypique de tranche d&#39;étudier Oligodendrocyte Dynamics et myélinisation

Nous décrivons ici une technique pour étudier la neurogenèse postnatale hippocampe en utilisant la technique de culture organotypique. Cette méthode permet la manipulation in vitro de la neurogenèse adulte et permet l'application directe d'agents pharmacologiques à l'hippocampe en culture.

Trancher les cultures organotypiques d&#39;études de neurogenèse postnatale

La couche de granules cérébelleux externe est le site de la plus grande amplification de transit dans le cerveau en développement. Ici, nous présentons un protocole de cibler la modification génétique de cette couche au sommet de la prolifération utilisant ex électroporation et la culture de tranches de cervelet vivo à partir embryonnaires Jour 14 embryons de poulet.

Culture ex vivo de Chick cervelet tranches et spatialement ciblées électroporation de granules précurseurs de cellules

Nous présentons ici une méthode pour préparer organotypique cultures tranche de cervelet de souris et de la gaine de myéline, la coloration par immunohistochimie approprié pour enquêter sur les mécanismes de la myélinisation et remyélinisation du système nerveux central.

Préparation et Immunostaining des cérébelleux Myélinisantes Organotypiques

Mener des expériences in vitro pour refléter les conditions in vivo aussi adéquatement que possible n'est pas une tâche facile. L'utilisation des cultures cellulaires primaires est une étape importante vers la compréhension de la biologie cellulaire dans un organisme entier. Le protocole fourni décrit comment se développer avec succès et cultiver les neurones cérévelaires embryonnaires de souris.

Culture primaire des neurones isolés du cervelet de souris embryonnaire

Ce protocole décrit un système de culture dynamique pour produire des agrégats de taille contrôlée des cellules souches pluripotentes humaines et stimuler davantage la différenciation des organoïdes cérébellaires dans des conditions chimiquement définies et sans alimentation à l’aide d’un bioréacteur à usage unique.

Génération évolutive d’Organoïdes cérébellaires matures à partir de cellules souches pluripotentes humaines et caractérisation par immunostaining

Dans cet article, nous proposons une méthode reproductible pour générer et maintenir à long terme des coupes organotypiques de la moelle épinière transplantées avec des cellules souches neurales comme modèle ex vivo pour tester des thérapies de remplacement cellulaire.

Culture à long terme de coupes organotypiques de moelle épinière de souris comme plate-forme de validation de la transplantation cellulaire dans les lésions de la moelle épinière

Les cellules cérébelleuses de Purkinje (PC) sont particulièrement sensibles aux déficiences de la réponse aux dommages de l’ADN. Un protocole est présenté pour l’évaluation visuelle de la dynamique de la réponse de la PC aux dommages à l’ADN, ce qui implique la coloration des chaînes poly(ADP-ribose) liées aux protéines dans des cultures organotypiques cérébelleuses.

Visualisation de la réponse aux dommages de l’ADN dans les cellules de Purkinje à l’aide de cultures organotypiques cérébelleuses

Découvrez la culture de tranches organotypiques du cervelet de souris pour modéliser la mort des cellules de Purkinje. Cette méthode préserve l'architecture tissulaire et permet le criblage rapide d'agents neuroprotecteurs.

Purkinje Cell Survival in Organotypic Cerebellar Slice Cultures

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