Name: Enregistrement électrophysiologique sans fil des neurones par les tetrodes mobiles dans les poissons nageant librement (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 14 s
Description: Découvrez l'enregistrement électrophysiologique sans fil des neurones chez les poissons nageant librement. Cette méthode utilise des tétrôdes mobiles et un microdrive pour étudier l'activité neuronale pendant les comportements naturels.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous sommes reconnaissants à Nachum Ulanovsky et aux membres du laboratoire Oulanovsky pour toute leur aide. De plus, nous sommes reconnaissants à Tal Novoplansky-Tzur pour son assistance technique utile. Nous remercions le soutien financier de THE ISRAEL SCIENCE FOUNDATION - FIRST Program (grant no 281/15), et du Helmsley Charitable Trust par l'intermédiaire de l'Initiative de robotique agricole, biologique et cognitive de l'Université Ben-Gourion du Néguev.

Toutes les interventions chirurgicales doivent être approuvées par les comités d'éthique locaux sur le bien-être animal (p. ex., l'IACUC).
1. Construction du microdrive Housing
<ol><li>Pour construire le boîtier, couper une plaque en laiton de 1 mm de large dans une plaque de 19 mm x 29 mm x 1 mm à l'aide d'une scie. Couper deux fentes de 5,5 mm sur chacun des longs côtés perpendiculaires au bord, de sorte que chaque fente est de 6,5 mm des côtés étroits (Figure 2A).</li>
	<li>À l'aide de pinces, pliez la zone entre les fentes sur les longs côtés vers l'intérieur, puis pliez la partie inférieure vers l'intérieur et la partie supérieure vers l'extérieur pour obtenir le logement (Figure 2B,C).</li>
	<li>À l'aide d'une perceuse de 3 mm, faire des trous pour les vis dans le boîtier de microdrive. REMARQUE: Ces trous seront utilisés plus tard pour attacher le boîtier à la boîte de bûcherons (Figure 2D).</li>
	<li>Souder les côtés du boîtier.</li>
	<li>À l'aide d'un fichier circulaire fin, générer un petit rayon de 1,5 mm, semi-circulaire, en bas du boîtier (Figure 2E). REMARQUE: Ceci sera utilisé plus tard pour insérer le tube en acier inoxydable pour guider les électrodes.</li>
	<li>Utilisez un morceau de perceuse de 1 mm pour faire un trou à l'arrière du boîtier pour les tétrodes (Figure 2F). REMARQUE: Un modèle 3D du logement se trouve dans le dossier Logement supplémentaire.</li>
</ol>2. Construction du Microdrive
<ol><li>À l'aide d'un cutter, briser une pièce à trois broches d'une bande d'en-tête mâle à une seule rangée (Figure 1H). À l'aide de pinces, retirez la goupille du milieu.</li>
	<li>À l'aide d'un cutter, couper les broches restantes à 10 mm de longueur (2 mm de moins que la longueur de la vis). Une autre possibilité est d'utiliser une vis plus longue (voir l'étape 2.4).</li>
	<li>Percer un trou à l'aide d'un #65 forer le trou de l'épingle du milieu. Percer un fil à l'aide d'un robinet 00 à 99.</li>
	<li>Assembler le microdrive et les plaques de laiton (7,5 mm x 2,5 mm x 0,6 mm, voir Figure supplémentaire 4) de sorte que les plaques de laiton touchent les broches. Insérer une vis (#00-90 tête ronde, 12 mm, laiton) à travers la première plaque de laiton, puis à travers le fil d'en-tête de broche et la deuxième plaque en laiton. Enfin, placez un écrou sur la vis et serrez doucement le microdrive assemblé.</li>
	<li>Souder les broches avec les plaques de laiton, et l'écrou avec le bout de la vis.</li>
	<li>Souder le microdrive dans le boîtier microdrive à quatre points sur les côtés des plaques de laiton microdrive.</li>
	<li>Coupez un tube en acier inoxydable de 6 mm de long avec un diamètre intérieur de 1,5 mm et un autre tube en acier inoxydable de 3 mm de long avec un diamètre intérieur de 1,2 mm. Polonais les extrémités des tubes pour éviter les extrémités pointues.</li>
	<li>Collez le tube de 6 mm de long à la petite éboulement semi-circulaire au fond du boîtier de microdrive à l'aide d'époxy. Collez l'acier inoxydable de 3 mm de long à l'en-tête de la broche, aligné avec le tube de 6 mm de long sur le boîtier.</li>
	<li>Coupez deux segments de tubes en silicone de 5 cm de long d'un diamètre de 0,64 mm et un tube en polyimide de 5 cm de long d'un diamètre de 0,250 mm.</li>
	<li>Insérez les trois tubes dans les deux tubes en acier inoxydable. Collez les tubes au tube en acier inoxydable fixé à l'en-tête de la broche à l'aide de colle cyanoacrylate. Visser le microdrive tout le chemin vers le haut et couper l'excès de tubes du haut et du bas des deux tubes d'acier. REMARQUE: Le microdrive avec le boîtier est maintenant prêt à l'emploi (Figure 1C).</li>
</ol>3. Préparation du tableau tetrode
<ol><li>Pour fabriquer un implant à deux tétrodes avec quatre électrodes sur chaque tétrode, préparez huit fils, chacun de 12 cm de long, protégé par Formvar, sur un fil de tungstène de 25 m de diamètre. REMARQUE: La même conception peut accueillir quatre tétrodes.</li>
	<li>Placez un support pour un panneau d'interface d'électrode de 16 canaux (BEI-16) PCB (voir tableau des matériaux)sous le microscope.</li>
	<li>À l'aide d'une pince à pointe molle et d'un briquet, retirer le revêtement de chacun des huit fils d'un côté à l'aide de la flamme. REMARQUE: Il s'agit de s'assurer que le fil sera correctement connecté au connecteur PCB plus tard.</li>
	<li>Poussez un fil dans l'un des trous de la BEI-16 avec le côté enduit dans le trou. Placez une épingle et appuyez dessus à l'aide de pinces. Vérifiez la connectivité en mesurant la résistance entre la broche et le côté non couché du fil. REMARQUE: La résistance est de l'ordre de dizaines d'Ohms.</li>
	<li>Répétez l'étape 3.4 avec les huit fils.</li>
	<li>Tapez deux groupes de quatre fils ensemble à l'aide de ruban adhésif à l'extrémité de chaque fil. REMARQUE: Chaque groupe sera collé ensemble plus tard pour former un tétrode.</li>
	<li>Couper un morceau de fil de tungstène de 12 cm de long avec un diamètre de 50 m. Connectez-le à l'une des connexions DE la BEI-16. REMARQUE: Ce fil servira d'électrode de référence.</li>
	<li>Coupez deux fils d'argent nus de 12 cm de long d'un diamètre de 75 m qui serviront de terrain à l'enregistreur. Souder les deux fils à la connexion au sol dans la BEI-16.</li>
	<li>Tenez la BEI-16 au-dessus d'un dispositif de rotation motorisé et placez l'extrémité du ruban adhésif d'un groupe de quatre fils sur le dispositif de tuning motorisé. Appliquer 130 tours dans le sens des aiguilles d'une montre suivis de 20 rotations dans le sens inverse des aiguilles d'une montre. Appliquer de la colle cyanoacrylate pour couvrir le tétrode.</li>
	<li>Attendez que la colle guérisse. Couper le tétrode près du ruban adhésif.</li>
	<li>Répétez les étapes 3.9 et 3.10 avec le deuxième tetrode. REMARQUE: Cela produit le tableau fini à deux tétrodes (Figure 1D).</li>
</ol>4. Assemblage de l'implant
<ol><li>Visez le microdrive jusqu'a u bas.</li>
	<li>À l'aide de vis rondes Phillips de 1 x 3M, attachez la BEI-16 à la plaque de PVC.</li>
	<li>À l'aide d'une pince à épiler à extrémité souple, tirer tous les tétrodes et les fils à travers le trou à l'avant du couvercle de la boîte de bûcheron.</li>
	<li>À l'aide des vis plates de tête Phillips de 2 x 6 M, attachez la plaque de PVC au couvercle de la boîte d'enregistreur. Maintenez le connecteur BEI-16 dans la bonne orientation afin que l'enregistreur puisse être monté sur la BEI-16. Assurez-vous que la BEI-16 est fixée en place pour éviter les artefacts de mouvement dans le signal enregistré.</li>
	<li>Scellez les fils à la boîte à l'aide d'époxy. Appliquer le moins possible parce que l'étanchéité primaire se fera plus tard par la vulcanisation à température ambiante (VFR).</li>
	<li>Fixez le boîtier de microdrive au couvercle de la boîte d'enregistreur à l'aide de vis de 2 mm.</li>
	<li>Enfiler les tétrodes et tous les fils à travers le trou à l'arrière du boîtier de microdrive. Enfiler les tétrodes à travers les deux tubes de silicone dans le microdrive. Enfiler le fil de tungstène de 50 m à travers le tube de polyimide dans le microdrive.</li>
	<li>Collez les tétrodes et les fils à leurs tubes en appliquant de la colle cyanoacrylate à l'extrémité supérieure des tubes, pour s'assurer que le mouvement est compatible avec le microdrive. Vislez le microdrive jusqu'au sommet.</li>
	<li>Appliquer du pétrole doux (voir Tableau des matériaux)sur le tétrode exposé et les fils à l'intérieur du boîtier de microdrive pour empêcher le mouvement.</li>
	<li>Couper une fenêtre de 12 mm x 14,5 mm à fond de boîte Petri à l'aide d'une lame de rasoir chauffée. Fixez la fenêtre à l'avant du boîtier de microdrive avec époxy. Gardez les fils au sol à l'extérieur de la fenêtre.</li>
	<li>Appliquer le revêtement RTV sur les tétrodes et les fils exposés entre le couvercle de la boîte d'enregistreur et le boîtier de microdrive.</li>
	<li>Après la guérison du RTV, fermez la boîte avec un petit poids à l'intérieur, et immerger dans l'eau pendant la nuit pour s'assurer qu'il n'y a pas de fuite d'eau dans la boîte.</li>
	<li>Couper les tétrodes et le fil de référence à la longueur désirée à l'aide de ciseaux pointus.</li>
	<li>Fixez la mousse de polystyrène extrudée marquée (voir Tableau des matériaux)à la boîte. Ajustez sa taille afin que sa flottabilité soit équilibrée lorsqu'elle est immergée dans un bain d'eau.</li>
	<li>Trempez les pointes de tétrode dans une solution noire platine et utilisez un courant direct (-0,2 A) pour enrober les électrodes et définir l'impédance des électrodes comme vous le souhaitez. Utilisez un testeur d'impedance multiélectrode (voir Tableau des matériaux) pour les mesures de revêtement et d'impédance. REMARQUE: Dans le pallium de poisson rouge, une valeur de 40 kOhm est la meilleure. Selon l'application, l'impedance d'électrode peut être ajustée en modifiant le revêtement noir de platine10,11.</li>
</ol>5. Préparation à l'anesthésie — 1 % MS-222 Stock Solution
MISE EN GARDE: La préparation à l'anesthésie comprend l'utilisation de MS-222 en poudre, un cancérogène. Par conséquent, les étapes 5.2 et 5.3 doivent être faites dans une hotte chimique à l'aide de gants.
<ol><li>Ajouter 100 ml d'eau à un tube qui peut contenir plus de 100 ml.</li>
	<li>Dans une hotte chimique, placer une plaque de pondération jetable sur une balance. Ajouter 1 g de poudre MS-222 à l'aide d'une spatule, puis ajouter la poudre au tube.</li>
	<li>Secouez bien le tube. REMARQUE: Sous forme liquide, MS-222 peut être utilisé à l'extérieur du capuchon chimique portant des gants, mais ne nécessite pas de masque.</li>
	<li>Placer une plaque de pondération jetable sur une balance. Ajouter 2 g de bicarbonate de sodium à l'aide d'une spatule, puis ajouter la poudre au tube. Secouez bien le tube.</li>
</ol>6. Préparation du crâne de poisson
REMARQUE: À ce stade, le poisson est prêt pour la chirurgie implantaire. Avant la chirurgie, assurez-vous que tous les composants et fournitures ont été stérilisés par les procédures appropriées. Pour cette étape, un porte-poisson en forme de U hors de l'eau est nécessaire. Dans ce protocole, un support en aluminium qui s'adapte à une tête de 15 cm à la queue long poisson rouge est utilisé. Ce système maintient le poisson hors de l'eau tout en perfusant les branchies avec de l'eau oxygénée. Pour plus de détails voir Vinepinsky et coll.8.
<ol><li>Placer le poisson dans un bain d'eau MS-222 de 0,02 % pendant 20 min jusqu'à ce que le poisson dorme.</li>
	<li>À l'aide de gants stériles, sortir le poisson de l'eau et le placer dans le support. REMARQUE: L'eau oxygénée perfusant le poisson contient MS-222 à une concentration de 0,02%, de sorte que le poisson reste anesthésié pendant la chirurgie.</li>
	<li>À l'aide d'une spatule stérile, appliquer la lidocaïne 5% coller sur la peau au-dessus de l'endroit désigné pour la chirurgie pendant 10 min, puis enlever la lidocaïne. REMARQUE: Consultez un atlas cérébral approprié pour cibler la région spécifique du cerveau.</li>
	<li>À l'aide d'un scalpel stérile de 15 lames, enlever la peau au-dessus du crâne dans la région de l'implant.</li>
	<li>À l'aide d'une perceuse dentaire avec des bits de forage de 0,7 mm, percer 4 trous dans le crâne. Insérez une vis de 1 mm (3 mm de long) dans chaque trou et appliquez de la colle cyanoacrylate sur les trous juste avant d'insérer la vis.</li>
	<li>À l'aide d'un brûleur dentaire, appliquer du ciment dentaire sur les vis et à la périphérie du crâne exposé.</li>
	<li>À l'aide de la perceuse dentaire, faire un trou de 5 mm de diamètre dans le crâne au-dessus de la région du cerveau d'intérêt. Enlever le tissu adipeux entre le crâne et le cerveau et exposer la cible de la région du cerveau à l'aide de pincettes fines et de papier de soie molle. Veillez à ne pas endommager les gros vaisseaux sanguins sous le crâne. REMARQUE: À la fin de cette étape, le poisson est prêt à implanter la sonde. Seules les principales étapes spécifiques à ce protocole sont décrites ici. Plusieurs procédures postopératoires (telles que la documentation détaillée sur la santé de l'animal et la stérilisation des outils et de la zone de chirurgie) ne sont pas présentées ou discutées parce qu'elles s'appliquent à toutes les chirurgies avec des poissons ou de petits animaux.</li>
</ol>7. Implantation de la sonde
REMARQUE: Pour compléter l'étape finale du protocole, un manipulateur qui peut maintenir l'implant en place pendant qu'il est inséré dans le cerveau est nécessaire.
<ol><li>Utilisez le manipulateur pour tenir le couvercle de la boîte de bûcheronavec les tétrodes pointant vers le cerveau du poisson.</li>
	<li>Pliez l'électrode de référence de telle sorte que lorsque les tétrodes sont abaissées dans le cerveau, la référence reste en dehors du cerveau.</li>
	<li>Couper les motifs de telle sorte qu'ils s'insèrent dans le crâne. En option, connectez un fil au sol à l'une des vis du crâne.</li>
	<li>Abaissez l'implant de telle sorte que les électrodes sont insérées dans le cerveau tandis que la partie inférieure du boîtier de microdrive est près du crâne.</li>
	<li>Commencez à attacher l'implant au crâne en appliquant une petite quantité de ciment dentaire entre le boîtier et la vis du crâne la plus proche.</li>
	<li>Après que la première partie du ciment dentaire soit guérie, appliquez le ciment dentaire et fermez le trou au-dessus du crâne et du crâne exposé entier. REMARQUE: Habituellement, plusieurs séries d'applications de ciment dentaire sont nécessaires afin de couvrir l'ensemble du crâne exposé.</li>
	<li>Installez l'enregistreur et la batterie dans la boîte et scellez la boîte avec toutes les vis.</li>
	<li>Appliquer des antibiotiques et des analgésiques locaux en fonction du type de poisson utilisé pour les expériences.</li>
	<li>Rincer les branchies du poisson avec de l'eau douce jusqu'à ce que le poisson commence à se réveiller. Retirez le poisson du support et placez-le dans son réservoir d'attache. REMARQUE: Le poisson est complètement récupéré dans les 60 minutes après la chirurgie.</li>
	<li>Assurez-vous que le poisson est capable de nager librement avec l'implant (Figure 3, Vidéo supplémentaire 1). Si nécessaire, réajuster la taille de la mousse de polystyrène extrudée au-dessus de la boîte de bûcheron de sorte que le poisson peut équilibrer facilement.</li>
</ol>

<ol><li>Jacobson, M., Gaze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Types+of+visual+response+from+single+units+in+the+optic+tectum+and+optic+nerve+of+the+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Quarterly+Journal+of+Experimental+Physiology+and+Cognate+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Types of visual response from single units in the optic tectum and optic nerve of the goldfish.</a> Quarterly Journal of Experimental Physiology and Cognate Medical Sciences. 49 (2), 199-209 (1964).</li>
<li>Ben-Tov, M., Donchin, O., Ben-Shahar, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pop-out+in+visual+search+of+moving+targets+in+the+archer+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Pop-out in visual search of moving targets in the archer fish.</a> Nature Communications. 6, 6476(2015).</li>
<li>Zottoli, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+the+startle+reflex+and+Mauthner+cell+auditory+responses+in+unrestrained+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Correlation of the startle reflex and Mauthner cell auditory responses in unrestrained goldfish.</a> Journal of Experimental Biology. 66 (1), 243-254 (1977).</li>
<li>Canfield, J. G., Rose, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+Mauthner+neurons+during+prey+capture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Activation of Mauthner neurons during prey capture.</a> Journal of Comparative Physiology A. 172 (5), 611-618 (1993).</li>
<li>Canfield, J. G., Mizumori, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+chronic+neural+recording+in+the+telencephalon+of+freely+behaving+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Methods for chronic neural recording in the telencephalon of freely behaving fish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 133 (1-2), 127-134 (2004).</li>
<li>Orger, M. B., de Polavieja, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+behavior%3A+opportunities+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Zebrafish behavior: opportunities and challenges.</a> Annual Review of Neuroscience. 40, 125-147 (2017).</li>
<li>Vanwalleghem, G. C., Ahrens, M. B., Scott, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrative+whole-brain+neuroscience+in+larval+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Integrative whole-brain neuroscience in larval zebrafish.</a> Current Opinion in Neurobiology. 50, 136-145 (2018).</li>
<li>Vinepinsky, E., Donchin, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+electrophysiology+of+the+brain+of+freely+swimming+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Wireless electrophysiology of the brain of freely swimming goldfish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 278, 76-86 (2017).</li>
<li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+%28Journal+of+Visualized+Experiments%29%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (61), e3568(2012).</li>
<li>Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creating+low-impedance+tetrodes+by+electroplating+with+additives%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors+and+Actuators+A%3A+Physical%22%5BJournal%5D)">Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives.</a> Sensors and Actuators A: Physical. 156 (2), 388-393 (2009).</li>
<li>Arcot Desai, S., Rolston, J. D., Guo, L., Potter, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+impedance+of+implantable+microwire+multi-electrode+arrays+by+ultrasonic+electroplating+of+durable+platinum+black%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroengineering%22%5BJournal%5D)">Improving impedance of implantable microwire multi-electrode arrays by ultrasonic electroplating of durable platinum black.</a> Frontiers in Neuroengineering. 3, 5(2010).</li>
<li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+spike+sorting%3A+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Network%3A+Computation+in+Neural+Systems%22%5BJournal%5D)">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network: Computation in Neural Systems. 9 (4), R53-R78 (1998).</li>
<li>Teixeira, F. B., Freitas, P., Pessoa, L. M., Campos, R. L., Ricardo, M. Evaluation of IEEE 802.11 underwater networks operating at 700 MHz, 2.4 GHz and 5 GHz. Proceedings of the 10th International Conference on Underwater Networks & Systems. , Arlington, VA. (2015).</li>
<li>Sendra, S., Lloret, J., Rodrigues, J. J., Aguiar, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Underwater+wireless+communications+in+freshwater+at+2.4+GHz%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Communications+Letters%22%5BJournal%5D)">Underwater wireless communications in freshwater at 2.4 GHz.</a> IEEE Communications Letters. 17 (9), 1794-1797 (2013).</li>
<li>Lloret, J., Sendra, S., Ardid, M., Rodrigues, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Underwater+wireless+sensor+communications+in+the+2.4+GHz+ISM+frequency+band%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Underwater wireless sensor communications in the 2.4 GHz ISM frequency band.</a> Sensors. 12 (4), 4237-4264 (2012).</li>
<li>Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+three-dimensional+microelectrode+array+for+chronic+neural+recording%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).</li>
<li>Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+data+quality+in+neuronal+population+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Improving data quality in neuronal population recordings.</a> Nature Neuroscience. 19 (9), 1165(2016).</li>
</ol>

Les auteurs n'ont rien à révéler.

Ce protocole détaille les étapes impliquées dans l'implantation d'un tableau de tétrodes dans le téencéphale du poisson rouge nageant librement. Cette technique met en œuvre un enregistreur neuronal qui amplifie et enregistre les signaux acquis à partir de jusqu'à 16 canaux avec un microdrive qui peut ajuster la position du tétrode dans le cerveau. Le micropropulsion permet d'ajuster la position dans le cerveau pour optimiser l'enregistrement.
Ce protocole peut facilement être modifié pour l'e...

Les poissons sont le groupe de vertébrés le plus grand et le plus diversifié, et comme les autres vertébrés, ils présentent des capacités cognitives complexes telles que la navigation, la socialisation, le sommeil, la chasse, etc. Néanmoins, les mécanismes neuronaux régissant le comportement des poissons restent pour la plupart inconnus.
Au cours des dernières décennies, les enregistrements extracellulaires de poissons immobilisés ont principalement été mis en œuvre pour étudier différents aspects de la base neuronale du comportement1,2. Bien que cette technique soit appropriée pour certains systèmes sensoriels, l'étude du spectre complet de la base neuronale du comportement est difficile, voire impossible chez les animaux immobilisés. Les premières avancées ont consisté à enregistrer à partir des cellules Mauthner des poissons nageurs attachés3,4. Cependant, les cellules Mauthner sont disproportionnellement grandes et les amplitudes potentielles d'action enregistrées, qui peuvent aller aussi haut que quelques mV, facilitent l'enregistrement. Plus tard, Canfield et coll. ont décrit une preuve de concept lors de l'utilisation d'un animal attaché pour enregistrer à partir du téencéphale du poisson5. Une autre technique récente pour enregistrer l'activité neuronale des poissons est l'imagerie calcique (voir les commentaires de Orger et de Polavieja6, et Vanwalleghem et al.,7). Cette technique a été développée pour une utilisation avec des larves de poissons zèbres parce que la peau et le crâne sont transparents pendant le stade larvaire. Cependant, cette technique ne peut pas être utilisée pour étudier des comportements complexes dans les stades ultérieurs du développement.
Ici, nous présentons une nouvelle technique pour enregistrer l'activité neuronale extracellulaire du cerveau des poissons nageant librement. Il s'agit d'une version modifiée du protocole décrit dans Vinepinsky et al.8. La principale innovation est l'ajout d'un microdrive qui permet de contrôler la position des électrodes après la chirurgie. La technique est conçue pour l'enregistrement à partir du ténencéphale de poissons rouges à l'aide d'un ensemble de tétrodes qui sont connectés à un enregistreur de données neuronales via un microdrive. L'ensemble de la configuration est sans fil et ancré au crâne du poisson. Le poids spécifique du système est égalisé au poids spécifique à l'eau en ajoutant un petit flotteur qui permet aux poissons de nager librement.
La technique est basée sur l'utilisation d'un enregistreur de données neuronales qui amplifie, numérise et stocke le signal dans un dispositif de mémoire embarqué. Le système de télémétrie des enregistreurs est utilisé pour démarrer et arrêter les enregistrements, et pour la synchronisation avec la caméra vidéo. Dans ce protocole, un enregistreur neuronal de 16 canaux est utilisé, intégré dans une boîte imperméable à l'eau avec le microdrive.
L'assemblage de micropropulsion est fabriqué à partir de deux composants principaux : le microdrive lui-même et le boîtier de micropropulsion (Figure 1A,B). Le boîtier contient le microdrive et les tétrodes, et agit également comme l'ancre entre le crâne et la boîte de bûcherons (Figure 1C). La boîte d'enregistreur en PVC est fabriquée à l'aide d'un procédé machine et est scellée à l'aide d'un anneau O(figure 1E-G, voir aussi La figure supplémentaire 1, la figure 2 supplémentaireet la figure 3 supplémentaire pour un diagramme tridimensionnel [3D]). À une extrémité, un morceau de mousse de polystyrène est fixé à la boîte d'enregistreur pour compenser le poids de l'implant et fournir au poisson un implant neutre en flottabilité. La construction du microdrive décrit dans le protocole suit la procédure présentée par Vandecasteele et al.9 avec une modification pour attacher le microdrive au boîtier (Figure 1A). Toutes les étapes majeures sont présentées.
La procédure décrite dans le protocole pour préparer le crâne de poisson est semblable à celle présentée dans Vinepinsky et autres8 et est décrite brièvement dans le protocole. Un jour après la chirurgie, les poissons sont normalement complètement récupérés des effets de l'anesthésie et sont prêts pour les expériences comportementales. Notez que l'emplacement du tétrode peut être ajusté en tournant la vis microdrive. La vis a un espacement de 300 m par rotation complète et un avancement de 75 m est recommandé jusqu'à ce que l'emplacement du cerveau cible soit atteint. Un atlas cérébral approprié devrait être consulté pour cibler la région spécifique du cerveau d'intérêt. Il est conseillé de tester l'entrave à l'électrode chaque fois que le poisson est anesthésié pour le remplacement de la batterie ou de la carte mémoire.

<table><tbody><tr><td>Mèches rondes</td><td></td><td></td> de 0,7 mm <td>Compatible avec la perceuse.</td></tr><tr><td>Scalpel à 15 lames</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carte PCB 16 canaux</td><td>Neurlynx</td><td>EIB-16</td><td></td></tr><tr><td>1x3M vis</td><td></td><td></td> à tête plate Phillips <td>Acier inoxydable. Tout type.</td></tr><tr><td>1x3M vis</td><td></td><td></td> cruciformes à tête ronde <td>en acier inoxydable. Tout type.</td></tr><tr>Plaque <td></td><td></td><td>en laiton de 27 cm x 19 cm x 1 mm</td><td>Voir la figure 2</td></tr><tr><td>vis</td><td></td><td></td> cruciformes 2x6M à tête plate <td>en acier inoxydable. Tout type.</td></tr><tr><td>3140 Revêtement RTV</td><td>Dow Crowning</td><td>2767996</td><td></td></tr><tr><td>75 & micro ; m Fil d’argent</td><td>A-M Systems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vis à métaux en laiton #00-90</td><td></td><td>947-1006</td><td></td></tr><tr><td>Plaques en laiton 7,5 mm x 2,5 mm x 0,6 mm</td><td></td><td></td><td>Un dessin 3D est fourni. Voir supplémentaire 1</td></tr><tr><td>fil de tungstène enduit 25&micro ; m</td><td>California Fine Wire Company</td><td>5000160</td><td>Selon l’application, les tétrodes peuvent être fabriquées à partir de n’importe quel type de fil. Les fils populaires sont des fils nicrome que l’on peut trouver avec des diamètres inférieurs (par exemple. A-M systems, 762000)</td></tr><tr><td>Fil de tungstène revêtu 50 &micro ; m</td><td>A-M Systems</td><td>795500</td><td>Peut être remplacé par n’importe quel autre fil à faible impédance</td></tr><tr><td>Colle</td><td></td><td></td><td></td>cyanoacrilique</tr><tr><td>Burnisher</td><td>dentaire ComDent UK</td><td></td><td>N’importe quel petit outil stérile en acier inoxydable fera l’affaire.</td></tr><tr><td>Ciment dentaire - GCFujiPLUS</td><td>GC</td><td>431011</td><td>D’autres ciments dentaires fonctionneraient probablement aussi bien, bien que nous n’en ayons jamais essayé d’autres.</td></tr><tr><td>Foret dentaire ou foret</td><td></td><td></td> à vernis à ongles Les <td>forets dentaires sont chers, une forceuse à vernis à ongles peut être un remplacement bon marché.</td></tr><tr><td>Mèche #65</td><td></td><td>947-65</td><td></td></tr><tr>Époxy <td></td><td></td><td>à durcissement rapide N’importe</td><td>quel époxy à durcissement de 5 minutes peut être utilisé ici.</td></tr><tr><td>Boîte d’enregistrement avec joint</td><td></td><td></td> torique <td>Un dessin 3D est fourni. Voir les questions supplémentaires 1-3. La boîte doit être fabriquée à la machine (n’utilisez pas d’imprimantes 3D). Utilisez un matériau transparent pour pouvoir voir les LED indicatrices sur l’enregistreur.</td></tr><tr>Dispositif <td></td><td></td><td>de retournement motorisé</td><td>Fabriqué sur mesure comme décrit sur le site « open ephys ». Peut également être acheté à neurolynx (« Tetrode Spinner 2.0 ») ou bulit par d’autres moyens.</td></tr><tr><td>Mouselog-16 Neural logger</td><td>Deuteron Technologies Ltd</td><td></td><td>Il existe plusieurs enregistreurs neuronaux disponibles sur le marché, notamment : SpikeGadget (UH32 32 canaux) et Neurologger 2/2A/2B d’Alexei Vyssotski. Il convient de noter que le poids n’est pas un obstacle majeur puisqu’il peut être contrebalancé par de la mousse de polystyrène flottante</td></tr><tr><td>MS-222</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E10521</td><td>Ethtl 3-aminobenzoate méthanesulfonate 98 %</td></tr> <tr><td>Nano-Z placage</td><td>White Matter LLC</td><td></td><td>Le nano-Z peut être acheté auprès de plusieurs fournisseurs. N’importe quel impédancemètre peut être utilisé, par exemple IMP-1 / 6662 / 2788, BAK Electronics.</td></tr><tr><td>Broches PCB</td><td>Neurlynx</td><td>Neuralynx Broches EIB Polymide</td><td></td></tr><tr><td>tubing 250 &micro ; m</td><td>A-M Systems</td><td>822000</td><td></td></tr><tr><td>Batterie</td><td></td><td></td> rechargeable <td>Batterie 3.7 Lipo, 370 mAh. Contient environ 6 heures d’enregistrement. Des batteries plus petites ou plus grandes peuvent être utilisées pour réduire le poids ou prolonger le temps d’enregistrement.</td></tr><tr><td>Tube en silicone 0,64 mm</td><td>A-M Systems</td><td>806100</td><td></td></tr><tr><td>Acier inoxydable 1,5 mm</td><td>A-M Systems</td><td>846000</td><td></td></tr><tr><td>Sudium Bicarbonate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Robinet #00-90</td><td></td><td>947-1301</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td></td><td></td><td>Tout type de protecteur cutané doux en pétrole peut être utilisé ici.</td></tr></tbody></table>

enregistrement électrophysiologique sans fil des neurones par les tetrodes mobiles dans les poissons nageant librement

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Les mécanismes neuronaux régissant le comportement des poissons restent pour la plupart inconnus, bien que les poissons constituent la majorité de tous les vertébrés. La capacité d'enregistrer l'activité cérébrale des poissons en mouvement libre ferait avancer la recherche sur la base neuronale du comportement des poissons considérablement. En outre, le contrôle précis de l'emplacement d'enregistrement dans le cerveau est essentiel à l'étude de l'activité neuronale coordonnée à travers les régions dans le cerveau des poissons. Ici, nous présentons une technique qui enregistre sans fil à partir du cerveau des poissons nageant librement tout en contrôlant la profondeur de l'emplacement d'enregistrement. Le système est basé sur un enregistreur neuronal associé à un nouvel implant compatible avec l'eau qui peut ajuster l'emplacement de l'enregistrement par des tétrodes contrôlées par micropropulsion. Les capacités du système sont illustrées par des enregistrements du ténencéphale du poisson rouge.

Au cours d'une session d'enregistrement, le poisson rouge nageait librement dans un réservoir d'eau carré tandis que l'activité neuronale dans son telencephalon était enregistrée. Le but de ces expériences était d'étudier comment l'activité neuronale des cellules individuelles détermine le comportement du poisson. Pour ce faire, l'activité de pointe devait être identifiée dans les données enregistrées. L'activité cérébrale, pendant qu'elle était enregistrée, a été numérisée à 31 250 Hz et...

Une nouvelle technique sans fil pour enregistrer les signaux neuronaux extracellulaires du cerveau des poissons rouges nageant librement est présentée. Le dispositif d'enregistrement est composé de deux tétrodes, un microdrive, un enregistreur de données neuronales et un boîtier étanche. Toutes les pièces sont faites sur mesure, sauf pour l'enregistreur de données et son connecteur.

Enregistrement électrophysiologique sans fil des neurones par les tetrodes mobiles dans les poissons nageant librement

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Nous avons développé une nouvelle méthode pour enregistrer le signal neuronal extracellulaire à partir du cerveau des poissons nageant librement. Cela ouvre la porte à l’étude des mécanismes neuronaux à la fin de la journée le comportement des poissons. Cette méthode est valide et étanche et permet donc l’enregistrement pendant que les poissons nagent librement dans le réservoir d’eau.En outre, l’emplacement d’enregistrement peut être contrôlé par le lecteur micro intégré. Tal Zoor-Novoplansky, notre technicien de laboratoire, m’aidera à démontrer cette procédure. Pour construire le boîtier, utilisez une plaque en laiton avec des dimensions de 19 millimètres par 29 millimètres par millimètres par millimètre.Avec deux fentes de 5,5 millimètres sur les côtés longs, perpendiculairement au bord. Les fentes doivent être à 6,5 millimètres du côté étroit. À l’aide de pinces, plier la zone entre les fentes sur les longs côtés vers l’intérieur.Pliez ensuite la partie inférieure vers l’intérieur et le côté supérieur vers l’extérieur pour obtenir le logement. Ensuite, utilisez un morceau d’aneth de trois millimètres pour faire des trous dans le boîtier micro drive pour les vis et souder les côtés du boîtier. Utilisez un fichier circulaire fin pour créer une petite fente semi-circulaire au bas du boîtier qui a un rayon de 1,5 millimètre.À l’aide d’un foret d’un millimètre, faire un trou à l’arrière du boîtier pour les tétrodes. Tout d’abord, utilisez un coupeur pour détacher un morceau de trois broches à partir d’une bande d’en-tête mâle à simple rangée. À l’aide de pinces sortir la goupille du milieu.Ensuite, utilisez un coupeur pour couper les broches restantes à 10 millimètres de longueur. Utilisez un foret numéro 65 pour percer un trou à travers le trou de goupille du milieu et utilisez un double zéro 99 robinet pour percer un fil. Assembler le micro entraînement et les plaques de laiton.Insérez une vis à travers la première plaque de laiton, à travers le fil d’en-tête de broche, puis à travers la deuxième plaque de laiton. Enfin, placez un écrou sur la vis et serrez doucement le micro disque assemblé. Souder les broches avec les plaques de laiton et souder l’écrou avec le bout de la vis.Après cela, soudeur le lecteur micro dans le boîtier micro drive à quatre points sur les côtés des plaques de cuivre micro lecteur. À l’aide de colle époxy, un tube en acier inoxydable de six millimètres de long à la petite fente semi-circulaire au bas du boîtier du micro entraînement. Collez un tube en acier inoxydable de trois millimètres de long à la tête de broche de sorte qu’il soit aligné avec le tube de six millimètres de long sur le boîtier.Insérez les tubes de silicone et de polyimide préparés dans les deux tubes en acier inoxydable et utilisez de la colle cyanoacrylate pour les coller au tube de vol inoxydable fixé à l’en-tête de broche. Ensuite, vissez le lecteur micro tout le chemin vers le haut et couper l’excès de tuyaux à partir du haut et le bas des deux tubes en acier. Ensuite, coupez deux fils d’argent nu d’un diamètre de 75 micromètres sur une longueur de 12 centimètres et soudez-les à la fois à la connexion au sol dans le tableau d’interface électrode et à tous les canaux inutilisés.Poussez l’un des fils de tungstène préparés dans l’un des trous d’un tableau d’interface d’électrode de 16 canaux. Placez une épingle dans le trou et appuyez dessus avec une paire de pinces. Mesurez la résistance entre la goupille et le côté non codé du fil pour vérifier la connectivité.Répétez ce processus pour tous les fils préparés, y compris un fil de 50 micromètres pour l’électrode de référence. Ensuite, regroupez les fils d’électrode en deux groupes de quatre fils chacun et collez-les ensemble à l’aide de ruban adhésif à l’extrémité de chaque fil laissant le fil de référence seul. Maintenez le tableau d’interface de l’électrode au-dessus d’un dispositif de rotation motorisé et placez l’extrémité du ruban adhésif d’un groupe de quatre fils sur l’appareil.Appliquer 130 tours dans le sens des aiguilles d’une montre suivis de 20 rotations dans le sens inverse des aiguilles d’une montre. Ensuite, appliquez de la colle cyanoacrylate pour couvrir la tétrode. Une fois la colle durcie, couper la tétrode près du ruban adhésif.Répétez ce processus de rotation, de collage et de coupe à l’autre tétrode. Tout d’abord, fixez le boîtier micro drive à la logger avec deux vis millimétriques. Enfilez les tétrodes et l’électrode de référence à travers le trou à l’arrière du boîtier micro drive.Enfiler les tétrodes à travers les deux tubes de silicone et enfiler le fil de tungstène de 50 micromètres à travers le tube de polyimide. Vissez la micro plongée tout le chemin vers le bas et appliquer de la colle cyanoacrylate sur le dessus des tubes pour coller les tétrodes et les fils à leurs tubes et de s’assurer que le mouvement est compatible avec le lecteur micro. Vissez le lecteur micro tout le chemin vers le haut.Appliquez du pétrole souple sur les tétrode et les fils exposés à l’intérieur du boîtier du micro entraînement pour éviter le mouvement. Fixez une fenêtre inférieure de boîte de Pétri précoupée à l’avant du boîtier de lecteur micro avec l’époxy tout en s’assurant de garder les fils de sol à l’extérieur de la fenêtre. Ensuite, appliquez le revêtement vulcanisant à température ambiante sur les tétrodes et les fils exposés entre le couvercle de la boîte de bûcheron et le boîtier en micropropulsion.Utilisez des ciseaux pointus pour couper les tétrodes et le fil de référence à la longueur désirée. Après cela attacher la marque, mousse de polystyrène exsudée à la boîte. Ajustez sa taille de façon à ce que sa flottabilité soit équilibrée lorsqu’elle est immergée dans le bain d’eau.Après avoir anesthésié le poisson, sortez le poisson de l’eau et placez-le dans le support. Utilisez une spatule stérile pour appliquer une pâte de lidocaïne à cinq pour cent sur la peau au-dessus du site de chirurgie désigné pendant 10 minutes. Retirez ensuite la lidocaïne.Utilisez un scalpel stérile à lame numéro 15 pour enlever la peau au-dessus du crâne dans la région désignée pour l’implant. Ensuite, utilisez une perceuse dentaire avec des foreuses de 0,7 millimètre pour percer quatre trous dans le crâne. Appliquez de la colle cyanoacrylate sur l’un des trous et insérez immédiatement une vis d’un millimètre.Répétez ce processus pour les trous de forage restants. Après cela, utilisez un brûleur dentaire pour appliquer du ciment dentaire sur les vis et à la périphérie du crâne exposé. À l’aide de la perceuse dentaire faire un trou qui est de cinq millimètres de diamètre au-dessus de la région du cerveau d’intérêt.Utilisez des pinces fines et du papier de soie molle pour enlever les tissus adipeux entre le crâne et le cerveau et exposer la cible de la région du cerveau en prenant soin de ne pas endommager les gros vaisseaux sanguins sous le crâne. Tout d’abord, abaissez l’implant de telle sorte que les électrodes sont insérées dans le cerveau tandis que la partie inférieure du boîtier micro drive est près du crâne. Commencez à attacher l’implant au crâne en appliquant une petite quantité de ciment dentaire entre le boîtier et la vis crânne la plus proche.Après la première partie du ciment dentaire est guéri appliquer du ciment dentaire addition et fermer le trou au-dessus du crâne et l’ensemble du crâne exposé. Après avoir rincé les branchies du poisson avec de l’eau douce pour le réveiller, retirez le poisson du support et placez-le dans son réservoir d’origine. Assurez-vous que le poisson est capable de nager librement avec l’implant.Le but de ces expériences est d’étudier comment l’activité neuronale des cellules individuelles code le comportement du poisson. Pour ce faire, un réseau de tétrode est implanté dans le télencéphale du poisson rouge nageant librement, ce qui permet d’enregistrer l’activité neuronale. L’activité cérébrale enregistrée est numérisée à 31 250 Hertz et la passe haute filtrée à 300 Hertz par l’enregistreur de données.Ensuite, hors ligne, un filtre de passage d’interdiction est appliqué aux signaux et les données brutes présortées sont séparées dans le canal de chaque tetrode et le canal de référence. Les algorithmes de tri des pointes suivant sont utilisés pour caractériser l’activité d’une seule cellule. Tout d’abord, chaque canal est filtré manuellement par le seuil minimal d’amplitude des pointes.Les pointes apparues dans plus d’un tetrode ou dans le canal de référence sont également filtrées. Les pointes détectées sont ensuite regroupées manuellement et filtrées par la forme, la longueur, l’intervalle inter-pointes et l’analyse des composants principaux. Il est important de vérifier l’intégrité de l’implant avant la chirurgie.La tétrode peut être cochée à l’aide d’un compteur d’impédance standard et la boîte doit être vérifiée pour les fuites sous l’eau. Cette méthode peut être modifiée pour fonctionner avec de nombreux animaux aquatiques tant qu’ils sont assez grands pour contenir le système. Cela permet d’étudier le mécanisme neuronal qui sous-tend leur comportement.

wireless-electrophysiological-recording-neurons-movable-tetrodes

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Dans ce protocole, nous montrer comment fabriquer et tétrodes condition pour une utilisation avec un éventail de micro-disque, qui a été conçu pour les enregistrements électrophysiologiques chroniques chez le rat. De plus, nous illustrons les étapes finales de la construction de micro-array disque, qui comprend l'installation de câbles de terre et d'un cône de protection.

Micro-drive tableau pour les maladies chroniques In vivo Enregistrement: Assemblée Tétrode

Enregistrements extracellulaires de l'activité neuronale en utilisant des sondes de silicium chez le rat anesthésié seront décrites. Cette technique permet d'obtenir des informations à travers de multiples zones du cerveau de plus de 100 neurones simultanément. Il fournit des informations avec une résolution cellule unique sur la dynamique des ensembles neuronaux dans de multiples circuits locaux.

Enregistrement à grande échelle ensembles neuronaux avec des sondes en silicone chez le rat anesthésié

Une méthode simple pour enregistrer les potentiels de champ extracellulaires dans le cerveau antérieur larvaire du poisson zèbre est décrite. La méthode fournit une...

Prosencéphale enregistrement électrophysiologique des larves dans le poisson-zèbre

Dans cette vidéo, nous allons démontrer comment enregistrer l'activité électrique de neurones isolés identifiés dans une préparation de tout le cerveau, ce qui préserve les circuits neuronaux complexes. Nous utilisons des poissons transgéniques dans lesquelles la gonadolibérine (GnRH neurones) sont génétiquement marquées avec une protéine fluorescente pour l'identification dans la préparation du cerveau intact.

Enregistrement de l&#39;activité électrique de neurones identifiés dans le cerveau intact des poissons transgéniques

Nous décrivons un ensemble de techniques pour étudier le comportement spontané de nager librement poissons faiblement électriques sur une période de temps prolongée, en mesurant de manière synchrone électrique organe décharge le calendrier, la position du corps et la posture de l'animal à la fois précise et fiable dans un aquarium spécialement conçu dans un sensorielle chambre d'isolement.

À long terme de suivi comportemental de librement piscine faiblement poisson électrique

Ce document décrit comment un poisson zèbre adulte peut être immobilisé, intubé, et utilisé pour des expériences électrophysiologiques in vivo pour permettre des enregistrements et de la manipulation de l'activité neuronale chez un animal intact.

Enregistrement électrophysiologique dans le cerveau d&#39;Intact poisson zèbre adulte

Apprendre de nouvelles associations stimulus-réponse engage un large éventail de processus neuronaux qui sont finalement pris en compte dans l'évolution sortie de pic de neurones individuels. Nous décrivons ici un protocole de comportement permettant un enregistrement continu de l'activité unique neurone tandis que les animaux acquièrent, éteindre, et réacquérir une réponse conditionnée dans une seule session expérimentale.

L&#39;enregistrement des potentiels d&#39;action unique neurones de se déplacer librement à travers Pigeons Trois étapes de l&#39;apprentissage

Nous avons déjà développé une technique d'implantation fils tétrode dans le complexe central de cerveau de cafards qui nous permet de surveiller l'activité en unités individuelles de cafards captifs. Nous présentons ici une version modifiée de cette technique qui nous permet d'enregistrer également l'activité du cerveau en se déplaçant librement insectes.

Extracellulaire fil Tetrode enregistrement dans le cerveau des insectes Marcher librement

Un réseau sans fil, système bidirectionnel pour les neurones enregistrements multicanaux et la stimulation en comportement librement des rats est introduit. Le système est léger et compact, ayant ainsi un impact minimal sur le répertoire comportemental du animal´s. En outre, ce système bidirectionnel fournit un outil sophistiqué afin d’évaluer les relations causales entre les modèles d’activation de cerveau et le comportement.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

Ce protocole décrit la construction d'un réseau hybride de micropropulsion qui permet l'implantation de neuf tétrodes réglables indépendamment et d'une sonde opto-silicium réglable dans deux régions du cerveau chez des souris en mouvement libre. Une méthode de récupération et de réutilisation sécuritaire de la sonde opto-silicium à des fins multiples est également démontrée.

Système hybride de micropropulsion avec sonde opto-Silicon récupérable et tetrode pour l'enregistrement à haute densité de dual-Site dans les souris en mouvement libre

Ici, nous présentons un système d’implant de sonde léger et rentable pour l’électrophysiologie chronique chez les rongeurs, optimisé pour la facilité d’utilisation, la récupération de la sonde, la polyvalence expérimentale et la compatibilité avec le comportement.

L’implant DREAM : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre

Découvrez l'enregistrement électrophysiologique sans fil des neurones chez les poissons nageant librement. Cette méthode utilise des tétrôdes mobiles et un microdrive pour étudier l'activité neuronale pendant les comportements naturels.

Enregistrement électrophysiologique sans fil des neurones par les tetrodes mobiles dans les poissons nageant librement

Explorer plus de vidéos