Name: Programmes de propagation des papillons captifs à risque pour améliorer les connaissances sur l’histoire de la vie et les techniques efficaces de conservation Ex Situ (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: Découvrez les protocoles de reproduction en captivité du papillon bleu de Miami Cyclargus thomasi bethunebakeri pour la conservation ex situ. Ces méthodes documentent les stades larvaires et améliorent les pratiques d'élevage en laboratoire.

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Ces travaux ont été appuyés par des subventions de la Conservation Recovery Initiative (F17AP00467) du U.S. Fish and Wildlife Service et du Disney Conservation Fund. Un soutien supplémentaire a été fourni par le Florida Museum of Natural History et le Department of Entomology and Nematology de l’Université de Floride.

1. Assurer la cour et l’accouplement adultes réussis
<ol><li>Après l’eclosion réussie, relâchez les papillons adultes viables dans une cage de vol sécurisée, sans rendez-vous et grillagée située dans une serre à température contrôlée(figure supplémentaire 2). REMARQUE : Les adultes peuvent être marqués sur la surface ventrale des ailes avec des marqueurs permanents d’encre si l’identification des individus spécifiques est désirée pour la séparation des lignes génétiques, l’origine de stock, ou pour la collecte spécifique de données liées à la longévité, au comportement, Etc.<ol>
<li>Bien que les dimensions exactes de la cage puissent varier, assurez-vous qu’il y a suffisamment d’espace pour accueillir le matériel végétal de nectar adéquat nécessaire pour soutenir la densité des papillons adultes logés et fournir de la place à un être humain pour se tenir librement debout et pivoter autour.</li>
		<li>Au-delà de la régulation de la température, assurez-vous que la serre est sécurisée afin qu’elle puisse fournir une deuxième couche de confinement ainsi qu’une protection contre les intempéries (p. ex. pluie abondante, vent).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Élever le matériel végétal de nectar en pot de sorte qu’il n’y ait pas plus de 30 cm d’espace du haut intérieur de la cage aux fleurs les plus fleurises(figure supplémentaire 2). Cela permet un accès optimal aux ressources de nectar disponibles, offre de nombreux perchoirs adultes et minimise l’activité de vol.</li>
	<li>Placer une plante hôte en pot dans la cage de vol. Cela garantit que même si un couple accouplé est manqué tous les œufs résultants pondus peuvent être recueillis.</li>
	<li>Fournir un flux d’air constant. Cela améliore l’activité de la cour et le succès de l’accouplement. Dans un serre, les souffleurs et les ventilateurs fixes de circulation de montage sont mieux employés pour aider à améliorer la ventilation et le mouvement d’air. Une ventilation portative plus petite, comme des ventilateurs de boîte ou de bureau, peut également être employée.</li>
	<li>Maintenir la température interne de la serre entre 27 et 32 oC afin de favoriser une activité optimale des adultes et le succès de l’accouplement. La température à l’intérieur de la cage est surveillée à l’aide d’un thermomètre de surveillance de la mémoire traçable.</li>
	<li>Brume zetez régulièrement la cage de vol grillagée (environ une fois tous les 2 h) avec de l’eau à l’aide d’une pompe à main, d’un pulvérisateur de réservoir en plastique ou d’un tuyau d’arrosage.</li>
	<li>Recueillir délicatement les paires d’accouplement individuels de la cage de vol grillagée à l’aide d’une fiole de bouchon en plastique transparent de 50 dram(tableau des matériaux),en plaçant une à deux paires par flacon, et le transport vers une salle d’élevage ou un laboratoire intérieur(figure supplémentaire 3).</li>
</ol>2. Maximiser la production d’œufs
<ol><li>Assembler la chambre d’oviposition.<ol>
<li>Prenez une tasse de papier blanc ordinaire de 12 onces et à l’aide d’un couteau utilitaire à lame, faites deux coupes horizontales de chaque côté de la tasse en face de l’autre. Chaque coupe doit être d’environ 1 cm au-dessous de la jante.</li>
		<li>Couper un seul coton-tige en deux et insérer l’extrémité de la tige de chacundans les deux coupes horizontales de chaque côté de la tasse en papier de sorte que la partie coton-tige s’étend d’environ 2 cm vers l’intérieur de la tasse.</li>
		<li>À l’aide d’un couteau utilitaire à lame, faire deux coupes « X » au fond de la tasse en papier. Chaque coupe diagonale doit être d’environ 1 cm de long.</li>
		<li>Prenez une tasse en plastique de 9 onces et remplissez le fond avec environ 2 cm d’eau du robinet.</li>
		<li>Placer une coupe fraîche, d’environ 15 cm de long, de la croissance de la plante hôte terminale dans la tasse en papier en insérant la tige à travers l’une des coupes « X » dans le fond. Poussez la tige à travers la coupe de sorte qu’environ 4-5 cm dépasse le fond.</li>
		<li>Placez la tasse en papier avec le matériau hôte dans la tasse en plastique, en veillant à ce que la tige de la plante est dans l’eau.</li>
		<li>Remplir une seringue sous-Q de 1 ml (0,45 mm x 16 mm) d’une boisson sportive aromatisée et saturer les deux cotons-tiges dans la tasse en papier. Ceux-ci agissent comme des fleurs artificielles. REMARQUE : La boisson sportive aromatisée au melon et au punch aux fruits offre la meilleure alternative au nectar.</li>
		<li>Une fois que chaque paire d’accouplement se sépare, placez 2-3 femelles gravid dans la configuration de tasse assemblée (c.-à-d., la chambre d’oviposition).</li>
		<li>Couvrir la tasse d’un fragment carré coupé de tulle noir (environ 15 cm x 15 cm) et le fixer avec un élastique autour du couvercle(figure supplémentaire 4). Le tulle noir offre la meilleure visibilité dans la tasse et l’identification facile de tous les œufs qui pourraient parfois être pondus sur le tulle.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stimuler l’activité et l’oviposition des papillons adultes.<ol>
<li>Placez chaque chambre d’oviposition sur un banc de laboratoire ou une table d’environ 19 cm au-dessous d’une lampe de pince de 8,5 pouces (21,59 cm) avec un réflecteur en aluminium abritant une ampoule à incandescence de 40 W(figure supplémentaire 5). REMARQUE : La lumière incandescente fournit la chaleur radiante nécessaire pour stimuler l’activité et l’oviposition des adultes.</li>
		<li>Placez un thermomètre de surveillance de mémoire traçable à côté des lumières et exécutez le capteur de température de sorte qu’il repose sur une chambre d’oviposition située directement sous une lumière de pince. REMARQUE : La plage de température cible se situe entre 27,5 et 29 oC.</li>
		<li>Ajouter des feux de pince supplémentaires au besoin en fonction du nombre total de chambres ovipositionnelles déployées.</li>
		<li>Branchez les feux de pince dans une minuterie mécanique de 15 amp 24 h à l’intérieur avec deux prises (programmables en intervalles chronométrés de 30 min).</li>
		<li>Mettre la minuterie pour allumer la lumière de la pince pendant 30 min d’intervalles (c.-à-d., un cycle répétable de 30 min, 30 min de plus). REMARQUE : Ce cycle de lumière aide à maximiser la production d’oeufs en fournissant des périodes répétables d’illumination pour stimuler l’activité et l’oviposition de papillon adulte suivies de courtes périodes de repos foncées.</li>
		<li>Rafraîchissez les cotons-tiges dans chaque tasse avec une boisson sportive aromatisée via la seringue sous-Q et de la brume régulièrement avec de l’eau à l’aide d’une bouteille de pulvérisation en plastique environ tous les 2-3 h ou au besoin. REMARQUE : Cela fournit suffisamment de nectar artificiel et d’humidité pour permettre aux papillons de se nourrir librement comme vous le souhaitez. Il améliore ainsi la longévité des adultes et la productivité de l’oviposition dans des conditions de laboratoire où le matériel végétal vivant et en fleurs ne peut pas facilement être utilisé.</li>
		<li>Surveillez régulièrement les tasses et remplacez l’usine hôte par des boutures fraîches au besoin.</li>
		<li>Lorsque les œufs commencent à éclore ou que la densité des œufs devient élevée, déplacez la femelle vers une nouvelle tasse avec un hôte frais et commencez le protocole des larves avec des nouveau-nés.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Soins et entretien larvaires
<ol><li>Répétez les étapes 2.3-2.6 pour assembler des tasses pour les larves.</li>
	<li>Lorsque les œufs commencent à éclore, déplacez le matériel végétal hôte avec des œufs et des larves de nouveau-nés dans une tasse nouvellement assemblée, en plaçant la tige à travers le deuxième « X » dans le fond en veillant à ce que la tige de la plante soit dans l’eau et que les feuilles touchent la coupe de l’hôte frais adjacente.</li>
	<li>Lorsque les larves sont jeunes (instar de nouveau-né-2), vérifiez quotidiennement les tasses larvaires pour décevoir la fraîcheur du matériel végétal hôte et la présence de moisissures ou de frass excessifs. REMARQUE : L’enlèvement quotidien du matériel hôte n’est pas recommandé lorsque les larves sont jeunes, car cela peut entraîner des blessures à l’organisme en raison de la manipulation et/ou du gaspillage inutile de matériel hôte frais.</li>
	<li>Si le matériel hôte est flétri ou en mauvais état, placez une autre coupe de matériel hôte frais dans une tasse de sorte qu’il touche le feuillage existant et permettez aux larves de se déplacer vers le nouvel hôte par elles-mêmes.</li>
	<li>Une fois que les larves atteignent la3e étoile, remplacez la tasse en papier et ajoutez du matériel hôte frais tous les jours.</li>
	<li>Utilisez un petit pinceau à l’aquarelle à poil de chameau pour déplacer doucement les larves de l’ancien matériau hôte ou de la surface de la tasse vers le matériau hôte frais dans la nouvelle tasse.</li>
	<li>Placez le vieux matériau hôte dans un contenant rectangulaire vide de stockage d’aliments.</li>
	<li>Répétez les étapes 3.5-3.7 par jour et jusqu’à ce que toutes les tasses avec des larves aient été traitées.</li>
	<li>Une fois terminé, ajouter une petite quantité de matériel hôte frais sur le dessus des déchets végétaux dans le contenant de stockage des aliments et placer lâchement un couvercle sur le dessus. REMARQUE : Cela sert de garantie au cas où les larves seraient négligées pendant le traitement quotidien parce qu’elles rampent sur le nouveau matériel hôte au-dessus des déchets végétaux et peuvent être enlevées le lendemain.</li>
	<li>Maintenir les tasses sous la température de laboratoire entre 25 et 28 oC pour une activité et un développement larvaires optimaux(figure supplémentaire 6). REMARQUE : Pour atteindre des températures d’élevage optimales dans des conditions intérieures, il est souvent nécessaire de placer des tasses sous des feux de pince avec des réflecteurs en aluminium abritant 40 ampoules à incandescence W. Les températures peuvent ensuite être surveillées activement à l’aide d’un thermomètre de surveillance de la mémoire traçable et de la hauteur de lumière ajustée pour atteindre des conditions d’élevage optimales.</li>
</ol>4. Construction de la chambre de pupaison
<ol><li>Couper un rouleau de papier ondulé à une seule face en carrés de 3,8 cm x 3,8 cm de taille égale.</li>
	<li>Placer un carré dans une tasse de portion en plastique transparent de 2 onces.</li>
	<li>Placez la tasse sur un plateau de tasse en plastique transparent(figure supplémentaire 7).</li>
</ol>5. Préparation des larves pour la pupaison
<ol><li>Identifier les larves matures prêtes à se pupaison pendant le traitement quotidien des colonies. REMARQUE : De telles larves tourneront un brun verdâtre terne uniforme, perdront leurs chevrons et errent souvent hors de l’hôte.</li>
	<li>Retirez délicatement chaque larve mature à l’aide d’un petit pinceau à l’aquarelle de chameau ou de forceps et placez-en une dans chaque chambre de pupaison.</li>
	<li>Accrochez fermement le couvercle en plastique transparent sur la chambre de pupaison.</li>
	<li>Répéter les étapes 5.1-5.3 jusqu’à ce que toutes les larves prêtes à se puper aient été transférées dans des chambres de pupaison, ajoutant de nouveaux plateaux en plastique au besoin (Figure supplémentaire 8).</li>
</ol>6. Maintenir les pupae
<ol><li>Pour chaque plateau de chambres de pupaison, enregistrez la date de la première pupaison et toute autre information pertinente nécessaire (c.-à-d. lignée génétique, essai expérimental, etc.).</li>
	<li>Organiser les plateaux par date et place dans un endroit sûr au sein du laboratoire (Figure supplémentaire 8).</li>
	<li>Surveillez les plateaux tous les jours pour l’éclosion adulte. REMARQUE : Les conditions de laboratoire telles que la température influenceront fortement le temps de développement.</li>
	<li>Avant l’éclosion adulte (généralement dans les 10 jours suivant la première pupaison), retirez les couvercles des chambres de pupaison individuelles et placez le plateau dans une cage d’élevage de 34,29 cm x 34,29 cm x 60,96 cm à maille pliable(figure supplémentaire 9). REMARQUE : Les pupae solidement attachées dans les rainures des carrés en papier ondulé facilitent l’eclosion adulte réussie(figure supplémentaire 10).</li>
	<li>Répétez le protocole entier à partir de l’étape 1.1 pour la génération captive suivante.</li>
</ol>7. Évaluer le temps de développement des stades immatures et le nombre de stades
<ol><li>Placer une seule larve sous un microscope à disséquer. Utilisez un petit pinceau à l’aquarelle à poil de chameau pour déplacer soigneusement et isoler les larves afin d’éviter les blessures à l’organisme.</li>
	<li>Trempez un seul cheveu du pinceau dans de la peinture lumineuse non toxique(Table of Materials),et mettez soigneusement une petite goutte de peinture sur le dos (dorsum) de la larve. Utilisez une couleur de peinture qui se distingue de la couleur de fond et la couleur de motif de la larve (Figure supplémentaire 11). Assurez-vous d’éviter de placer de la peinture sur la tête de la larve.</li>
	<li>Une fois que la peinture sèche (environ 30 s environ), placez chaque larve individuelle dans sa propre tasse de portion en plastique transparent de 2 onces contenant environ 1 ou 3 petites feuilles de matériel hôte terminal frais et écrivez un identifiant unique sur la tasse et le couvercle(figure supplémentaire 12).</li>
	
	<li>Vérifiez soigneusement chaque larve tous les jours. Retirer les feuilles et les mettre sur la surface blanche. Inspecter la tasse, le couvercle transparent et examiner les feuilles au microscope disséquant la présence d’exuvions larvaires (peau moulée) et/ou de capsules de tête.</li>
	<li>Si une exuvia larvaire est trouvée, retirez-la de la tasse et placez-la dans un tube de microcentrifuge étiqueté avec le numéro de tasse correspondant et la date (voir les étapes 8.1-8.6. ci-dessous).</li>
	<li>Repeindre les larves après chaque mue et enregistrer les dattes de mue.</li>
	<li>Mesurer la longueur totale du corps (de la tête au dernier segment abdominal) de chaque larve quotidiennement à l’aide d’étriers numériques. Prenez trois mesures et enregistrez la moyenne des trois, ainsi que la date et l’heure. Pour les larves précoces d’étoiles, une loupe ou une lunette de dissection devraient être utilisées lors de la mesure afin d’assurer des mesures précises.</li>
	<li>Remettre la larve dans sa tasse de portion en plastique correspondante.</li>
	<li>Ajouter du matériel hôte frais au besoin et enlever tous les frass et les vieux débris de l’hôte. Si la moisissure se trouve dans la tasse, disposer et utiliser une nouvelle tasse. Écrivez le numéro d’identification unique correct sur la nouvelle tasse.</li>
	<li>Répétez les étapes 7.5-7.9 jusqu’à ce que toutes les larves atteignent leur étoile finale et commencent le stade préuptif. Lorsque les larves cessent de se nourrir, tournez une couleur verdâtre-brun terne uniforme, perdez leurs chevrons, et errent souvent hors de l’hôte, au minimum les déranger.</li>
	<li>Placez un petit morceau de papier ondulé dans la tasse (voir l’étape 4.1).</li>
	<li>Une fois que chaque larve a complètement pâturé, mesurez sa longueur totale comme à l’étape 7.8 ci-dessus et enregistrez la date de la pupaison. Ce sera la dernière mue de chaque individu.</li>
	<li>Vérifiez les pupae quotidiennes et enregistrez la date d’éclosion et le sexe de chaque papillon adulte résultant.</li>
	<li>Mesurer la longueur de l’accord d’aile de chaque papillon à l’aide d’étriers numériques. Les papillons peuvent être tenus doucement avec des forceps pour la mesure. Si le papillon est trop actif pour être facilement mesuré, placez-le temporairement dans un réfrigérateur pendant 30 s ou moins et réessayez.</li>
</ol>8. Collecte des exuvés larvaires
<ol><li>Lorsqu’une exuvia larvaire est observée, remplissez un tube de microcentrifuge avec 0,2 l de glycérine. Étiquetez le dessus du couvercle et le côté avec le numéro de larve, la date de la mue et la capsule de tête (H.C.). REMARQUE : Les larves de certaines larves de lépidoptères consomment régulièrement leur exuviae, mais la capsule de la tête devrait rester.</li>
	<li>Placez l’exuvia larvaire et la capsule de tête associée dans un couvercle de tasse en plastique transparent et mettez quelques gouttes d’éthanol dedans.</li>
	<li>Examinez l’exuvia larvaire sous un microscope disséquant en la plaçant dans un couvercle de tasse de portion en plastique transparent et en y mettant quelques gouttes d’éthanol. Si la capsule de tête larvaire est déjà séparée de l’exuvia, placez une goutte de glycérine sur la pointe des forceps entomologiques pointus et touchez doucement la capsule de tête à la glycérine. Placez la capsule de tête dans le tube de microcentrifuge associé.</li>
	<li>Si la capsule de tête est toujours attachée à l’exuvia larvaire, utilisez des forceps pointus et une goupille d’insecte pour séparer la capsule de tête de l’exuvia larvaire.</li>
	<li>Une fois qu’il est séparé, utilisez la technique de la glycérine pour ramasser la capsule de tête. S’il y a trop d’éthanol, vous pouvez utiliser une petite serviette en papier pour en enlever certains, mais attention à ne pas enlever accidentellement la capsule de tête.</li>
	<li>Placer la capsule de tête dans une fiole remplie de glycérine étiquetée et fermer le couvercle hermétiquement.</li>
</ol>

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Les auteurs n’ont rien à révéler.

Ici, nous illustrons l’efficacité de ce protocole de reproduction de conservation ex situ éprouvé pour la production de masse de papillons à risque, et comment il peut être adapté à la recherche scientifique pour aider à combler les principales lacunes comportementales, de l’histoire de la vie ou des données écologiques. Une meilleure compréhension du temps de développement total moyen (oeuf à adulte), de la durée moyenne à chaque étape de la vie et de la température optimale pour l’accouplement, par exemple, ont été utilisées pour aider à affiner le protocole et à améliorer le succès global du programme. La grande majorité des protocoles existants détaillent uniquement les méthodes d’élevage des organismes et ne discutent pas de la collecte de données, de la recherche scientifique ou de l’utilisation de ces résultats pour aider à éclairer et potentiellement à adapter les méthodes ex situ.
Ce protocole exige l’élevage quotidien de l’organisme. La santé et la productivité des organismes sont maximisées par des conditions d’élevage propres, un manque de surpeuplement des organismes et la disponibilité de matériel végétal hôte larvaire de haute qualité. Pour la plupart, nous utilisons des fournitures d’élevage jetables et des conteneurs (p. ex., des gobelets en papier et en plastique), et nous les remplaçons généralement régulièrement, souvent tous les jours, et ne réutilisons jamais le matériau. Ceci est à la fois rentable et minimise le besoin d’un assainissement des matériaux à forte intensité de main-d’œuvre. Les outils couramment utilisés, cependant, tels que les forceps entomologiques, les pinceaux à l’aquarelle et les petites cages de vol pop-up, ainsi que toutes les surfaces d’élevage telles que les tables et les dessus de banc de laboratoire sont régulièrement désinfectés à l’aide d’une solution d’eau de Javel de 5 %. Le calendrier exact de l’assainissement dépend fortement de la fréquence d’utilisation, de la phénologie de l’organisme et d’autres variables, et devrait être adapté aux besoins spécifiques de chaque programme ex situ. Nous constatons en outre que le papier de boucher blanc est utile pour couvrir toutes les surfaces d’élevage. Il fournit un substrat propre peu coûteux et facilement déployable, et la couleur de fond blanche facilite l’observation de tous les organismes errants. Pour l’élevage quotidien, tout le personnel de laboratoire doit toujours porter des gants jetables d’examen de laboratoire pour minimiser la contamination et protéger le personnel contre toute irritation cutanée potentielle résultant de la manipulation des plantes ou des organismes. Ceci est particulièrement critique si le personnel de laboratoire a des animaux domestiques qui nécessitent des traitements topiques aux puces. Même une petite quantité de résidus d’ingrédients actifs peut être dangereux pour le bétail en captivité.
En outre, il faut prendre soin de minimiser la surpopulation de l’organisme. Le surpeuplement des larves peut rapidement conduire à une réduction de la santé de l’organisme et même au cannibalisme dans certains taxons, en particulier les Lycaenidae. Il peut être nécessaire de séparer régulièrement les larves pour réduire le nombre de larves dans les récipients d’élevage et/ou même isoler les larves individuelles, comme décrit dans la partie de l’histoire de la vie du protocole. Les nombres idéaux par conteneur peuvent varier considérablement en fonction du taxon particulier et des diverses contraintes du programme ex situ, comme le budget disponible, les installations de laboratoire et le nombre total de membres du personnel d’élevage. Nous recommandons également de laisser suffisamment d’espace entre les tasses abritant les larves afin de minimiser le potentiel de mouvement de l’organisme entre les conteneurs. Enfin, pour les grandes populations captives, il est fortement recommandé de séparer les stocks entre une ou plusieurs installations de laboratoire. Cette stratégie de sauvegarde peut aider à minimiser les pertes catastrophiques de l’ensemble de la population en raison de maladies ou d’autres impacts imprévus.
La qualité et la disponibilité des installations hôtes larvaires stimulent la production animale et influencent fortement à la fois les taux de développement larvaire et la santé globale de la population. Néanmoins, peu de rapports ou d’études publiés mettent en évidence cette exigence en coulisse ou discutent des meilleures pratiques de pépinière. La planification réussie du programme ex situ doit tenir compte des quantités, de la production et de l’entretien adéquats de l’usine. Comme de nombreuses larves ont aussi besoin ou préfèrent certaines parties végétales (p. ex., nouvelle croissance terminale, bourgeons floraux et inflorescences, fruits, etc.), une mise en scène efficace pour s’assurer qu’une phenologie végétale appropriée est nécessaire.
D’autres considérations comprennent une gestion démographique et génétique appropriée, et la minimisation de tout effet négatif potentiel de la captivité. Nous recommandons l’élaboration d’un plan de gestion génétique. Cela peut inclure des stratégies visant à inclure l’infusion de nouveaux matériels génétiques sur une base régulière, à maximiser la diversité et à prévenir la consanguinité rapprochée, à évaluer périodiquement les variables clés de la condition physique des organismes et à surveiller la génétique à un certain niveau pour permettre la comparaison avec les populations existantes et vérifier la santé des stocks en captivité. La comparaison périodique des caractéristiques des individus captifs aux individus des populations fondatrices est également justifiée34,35.
Ces protocoles représentent des pratiques exemplaires éprouvées. Ils devraient être bénéfiques pour une variété de chercheurs et de praticiens de la conservation qui peuvent appliquer ou adapter directement nos méthodes à leurs propres études et ex situ à risque papillon ou des programmes de conservation et de récupération des insectes. Le protocole spécifique décrit de reproduction en captivité est probablement le plus applicable aux programmes axés sur d’autres Lycaenidae, taxons connexes, ou taxons de plus petite taille. Néanmoins, de nombreux éléments tels que ceux qui impliquent l’obtention de la cour réussie et la copulation, l’entretien des adultes avec nectar artificiel, la maximisation de l’oviposition, et les soins larvaires généraux pourraient sans doute être appliquées plus largement ou adaptées à un plus large éventail de taxons. Comme nous l’avons mentionné précédemment, bien qu’il faille souligner la flexibilité du protocole, l’accès à d’autres méthodologies établies peut aider à fournir un aperçu précieux et un point de départ viable pour l’adaptation et l’innovation. Les méthodes présentées pour évaluer diverses caractéristiques de l’histoire de la vie, comme le temps de développement des larvaires et le nombre de stades larvaires, ont sans doute une large applicabilité à d’autres programmes de reproduction de conservation et à des taxons à risque. Nous encourageons les autres à aider à combler les principales lacunes en matière de données écologiques dans la mesure du possible et à publier des protocoles et des résultats de programmes approuvés.

Une liste croissante d’études indique des déclins globaux répandus et graves dans les populations de papillons1,2,3,4,5. Cela comprend la grande majorité des espèces en péril. Les programmes de conservation conçus pour atténuer ces déclins utilisent souvent un mélange de stratégies, y compris la surveillance des populations, la gestion et la restauration de l’habitat, la recherche scientifique, la propagation des captifs et la translocation de l’organisme6. Rien qu’aux États-Unis et dans ses territoires, un total de 30 taxons papillons sont répertoriés en vertu de la Endangered Species Act (ESA) comme étant soit menacées, soit en voie de disparition, dont 21 ont approuvé des projets ou des plans de rétablissement définitifs. Pour ces taxons, plus de la moitié des stratégies de récupération identifiées recommandent la propagation en captivité ou stipulent que la propagation en captivité doit être évaluée7. L’utilisation des efforts de conservation ex situ pour les papillons a considérablement augmenté ces dernières années8,9, et a le potentiel d’être un outil essentiel pour aider les efforts de rétablissement10. De nombreuses institutions, organisations et agences participent actuellement aux efforts ex situ pour au moins 11 taxons de papillons inscrits à l’ESA (c.-à-d. Cyclargus thomasi bethunebakeri, Euphydryas editha quino, Euphydryas editha taylori, Heraclides aristodemus, Hesperia dacotae, Lycaeides melissa samuelis, Oarisma poweshiek, Pyrgus ruralis lagunae, et Speryeria zerene hippolyta) et plusieurs autres taxons à risque (par exemple, Callophrys irus, Euphydryas phaeton, Speyeria idalia, et Eumaeus atala)11. Malgré le nombre d’efforts solides et fructueux, il subsiste un manque de communication régulière entre les programmes et entre les praticiens de la conservation qui impliquent l’échange d’idées, de données, de méthodologies efficaces et de résultats. Un tel partage des connaissances est essentiel, car il contribue à réduire au minimum le chevauchement des efforts, améliore les pratiques exemplaires globales et améliore l’impact sur la conservation. Peu de protocoles publiés de démarrage de tête, d’élevage, d’élevage ou d’élevage sont facilement disponibles pour les taxons de papillon à risque, et ceux qui manquent souvent de détails narratifs et/ou d’illustrations. Ceux-ci fournissent souvent la plupart du temps des détails sommaires avec des instructions étape par étape limitées et des images d’accompagnement, rendant la réplication difficile ou l’application à d’autres taxons difficile à évaluer12,13,14,15. Bon nombre des protocoles disponibles sont limités d’une certaine manière: ils n’existent que dans la littérature grise, ou dans différents niveaux de détail, l’âge de publication, ou comme composantes dans les procédures du symposium, les rapports d’agence / bailleur de billets, ou des manuels internes16,17,18,19,20,21,22,23,24.
Pour la plupart des programmes de conservation, la propagation des captifs est principalement menée pour soutenir la translocation de conservation, qui comprend la réintroduction, le renforcement (c.-à-d. l’augmentation) et l’introduction25,26. Ces activités sont destinées à être mises en œuvre stratégiquement dans le cadre de la stratégie globale de rétablissement afin d’aider à prévenir l’extinction d’une espèce, d’une sous-espèce ou d’une population inscrites. Il convient de noter, cependant, qu’il s’agit de l’un des nombreux autres rôles potentiels que ces programmes ex situ peuvent servir. Il peut également s’agir de maintenir une population d’assurance (c.-à-d. de refuge), de sauvetage temporaire d’organismes, de soutenir la recherche et/ou la formation liées au rétablissement, et de promouvoir les efforts d’éducation et de sensibilisation liés à la conservation27,28. Peu importe si les programmes ex situ ont un seul objectif défini ou un mélange de plusieurs, les praticiens de la conservation devraient maximiser les possibilités de collecte de données afin de combler les principales lacunes en matière d’information lorsque cela est possible. Cela est particulièrement important parce que la grande majorité des taxons à risque ont généralement été mal étudiés avant un déclin important de la population sauvage. Les connaissances améliorées obtenues sur divers aspects comportementaux, écologiques ou de l’histoire de la vie du taxon focal peuvent aider à faire progresser la conservation et la gestion efficaces des espèces29.
Ici, nous décrivons en détail le protocole de propagation en captivité qui a été développé pour le papillon bleu de Miami en voie de disparition au niveau fédéral (Cyclargus thomasi bethunebakeri) (Figure supplémentaire 1) dans le cadre d’un programme plus vaste de conservation et de récupération. Dans ce cas, le programme de propagation en captivité joue trois rôles spécifiques identifiés : 1) une population d’assurance en cas de perte de la population sauvage existante, 2) une population de recherche conçue pour combler les lacunes identifiées en matière de connaissances écologiques et d’antécédents de vie qui peuvent aider à éclairer le rétablissement et/ou la gestion, et 3) produire des organismes viables pour la translocation de conservation dans des sites relevant de l’aire de répartition historique du taxon. Le protocole qui en a résulté a été bien examiné et prouvé, ayant été utilisé et amélioré pendant plus d’une décennie. Par conséquent, nous estimons que les techniques et les méthodologies décrites représentent un modèle viable qui peut être appliqué ou facilement adapté à d’autres programmes de papillons ex situ à risque, en particulier ceux impliquant Lycaenidae ou taxons connexes. Bien que nous ne suggérons pas que le protocole décrit soit supérieur à d’autres, nous estimons qu’il existe des possibilités d’appliquer certaines des méthodes de façon plus générale pour aider à améliorer la productivité, les soins ou l’efficacité. Cela est d’autant plus vrai que la plupart de notre reproduction se fait dans des conditions de laboratoire intérieur avec un espace limité, similaire aux programmes de conservation impliquant Euphydryas editha taylori et Speryeria zerene hippolyta17,23. De nombreux autres protocoles utilisent souvent des matériaux en pot pour l’oviposition ou l’élevage larvaire, ce qui peut parfois conduire à une complexité accrue liée à la lutte contre les prédateurs, le contrôle de l’environnement (c.-à-d., l’humidité, la température), la surveillance du bétail, la collecte de données, les problèmes phytosanitaires, et l’espace pour n’en nommer quequelques-uns 21,22. Enfin, le protocole présenté décrit les méthodes d’élevage en captivité. De nombreux autres programmes de conservation des papillons à risque impliquent le démarrage de la tête ou l’élevage en captivité avec les protocoles représentatifs reflétant ces différences. Bien que souvent mineur, nous estimons que cela contribue à élargir le bassin actuel d’information disponible pour d’autres programmes à examiner. C’est essentiel, parce que la plupart des programmes ex situ représentent des efforts pionniers pour aider à faciliter le rétablissement des taxons rares et souvent mal étudiés. Les protocoles disponibles peuvent servir d’excellent point de départ pour aider à fournir un aperçu précieux, réduire la duplication des efforts et promouvoir l’innovation. En raison de « la grande diversité interspécifique des comportements des papillons, des traits de l’histoire de la vie et des exigences écologiques combinés à des différences souvent marquées dans les installations du programme, les budgets, l’expertise des praticiens » et d’autres différences inhérentes, la dépendance à une seule méthodologie, même pour les taxons étroitement liés, est souvent limitante et injustifiée30. La flexibilité d’affiner ou d’élaborer de nouveaux protocoles adaptés aux besoins de taxons ou de programmes spécifiques est essentielle à la réussite et devrait donc être soulignée. Nous décrivons en outre les techniques de laboratoire pour recueillir des mesures sur le développement de l’organisme dans des conditions captives, y compris le nombre d’étoiles larvaires, la durée des stades de développement individuels, le temps de développement total et la longueur des larvaires et des pupales. Ces techniques ont une large applicabilité pour les études d’histoire de la vie des lépidoptères qui peuvent être utilisées pour affiner les protocoles ex situ ou informer les données sur le terrain.

<table><tbody><tr><td>Gobelets en papier blanc uni de 12 oz (Karat)</td><td>Lollicup</td><td>C-KC16</td><td></td></tr><tr><td>15 ampères 2 ampères Mécanique résidentielle enfichable compte à rebours Minuterie d’éclairage</td><td>Lowes</td><td>UTTNI2423</td><td></td></tr><tr><td>seringues sub-Q de 1 ml (0,45 mm x 16 mm)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-829-10F</td><td></td></tr><tr><td>Couvercles de gobelets à portion en plastique transparent de 2 oz</td><td>Party City</td><td>#791091</td><td></td></tr><tr><td>Gobelets à portion en plastique transparent de 2 oz</td><td>Party City</td><td>#791088</td><td></td></tr><tr><td>34,29 cm x 34,29 cm x 60,96 cm cage d’élevage pliable en maille escamotable</td><td>Bioquip</td><td>1466BV</td><td></td></tr><tr><td>8,5" 1-Watt Incandescent Clamped</td> Work <td>Light Lowes</td><td>PTC301L</td><td></td></tr><tr><td>Adoric Electronic Digital Caliper</td><td>Amazon.com</td><td>B07QX2SK2F</td><td></td></tr><tr><td>Big Kid’s Choice Arts & Crafts Brush Set-12/Pqt, tailles assorties</td><td>Walmart</td><td>#10965135</td><td></td></tr><tr><td>Plateau de gobelet en plastique transparent</td><td>Frontier Scientific Services</td><td>AG_9040</td><td></td></tr><tr><td>Fisher Scientific Thermomètre de surveillance de la mémoire traçable</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-077-8D</td><td></td></tr><tr><td>Forceps, pointes droites, style suisse #4, acier inoxydable</td><td>BioQuip</td><td>4531</td><td></td></tr><tr><td>Humco Glycérine 6 oz</td><td>Walmart</td><td>#303951037966</td><td></td></tr><tr><td>Kit de peinture lumineuse, Bleu, Rouge, Jaune, 4 Dram</td><td>Bioquip</td><td>1166A</td><td></td></tr><tr><td>Gatorade Fierce Thirst Quencher aromatisé au melon ou punch aux fruits Gatorade Thirst Quencher boisson sportive</td><td>Walmart</td><td>#568456137</td><td></td></tr><tr><td>Neoteck Digital 2 in 1 Hygromètre-Thermomètre</td><td>Amazon.com</td><td>NTK026</td><td></td></tr><tr><td>Olympus 0,6 ml Microtubes, Transparent, Polypropylène, Non stérile</td><td>Amazon.com</td><td>24-272C</td><td></td></tr><tr><td>Pulvérisateur de réservoir en plastique</td><td>Lowes</td><td>#5318</td><td></td></tr><tr><td>Q-tips Cotons-tiges</td><td>Walmart</td><td>#551398298</td><td></td></tr><tr><td>Récipient rectangulaire en plastique tupperware avec couvercle (Rubbermaid)</td><td>Walmart</td><td>#554320171</td><td></td></tr><tr><td>Showgard 903 Pince à timbres, 4 5/8 pouces Bêche</td><td>Amazon.com</td><td>#787793151378</td><td></td></tr><tr><td>Rouleau de papier ondulé simple face</td><td>Amazon.com</td><td>BXSF12</td><td></td></tr><tr><td>Couteau utilitaire</td><td>à pression OLFA</td><td>#5023</td><td></td></tr><tr><td>Gobelets en plastique Solo 9 oz</td><td>Solo</td><td>SQ950</td><td></td></tr><tr><td>Thorton Plastics 50 dram flacon à pression en plastique transparent (6,25 oz.)</td><td>Thorton Plastics</td><td>#50</td><td></td></tr><tr><td>Bobine de tulle 9 pouces x 150 pieds - Noir</td><td>Jo Ann Fabrics</td><td>#16029696</td><td></td></tr><tr><td>Zep 32 oz Vaporisateur en plastique</td><td>Lowes</td><td>HDPRO36</td><td></td></tr></tbody></table>

programmes de propagation des papillons captifs à risque pour améliorer les connaissances sur l’histoire de la vie et les techniques efficaces de conservation ex situ

At-Risk Butterfly Captive Propagation Programs to Enhance Life History Knowledge and Effective Ex Situ Conservation Techniques

Il est important d’améliorer la connaissance des pratiques exemplaires ex situ pour les papillons à risque pour générer des résultats réussis dans le programme de conservation et de rétablissement. La recherche sur ces populations captives peut également fournir des données précieuses pour combler les principales lacunes de l’information sur le comportement, l’histoire de la vie et l’écologie du taxon cible. Nous décrivons un protocole pour la propagation captive du Cyclargus thomasi bethunebakeri en voie de disparition fédérale qui peut être utilisé comme modèle pour d’autres programmes ex situ de papillon à risque, particulièrement ceux dans la famille Lycaenidae. Nous fournissons en outre un protocole simple et simple pour l’enregistrement de diverses mesures de l’histoire de la vie qui peuvent être utiles pour informer les méthodologies ex situ ainsi que adapté pour les études de laboratoire d’autres lépidoptères.

Ici, nous présentons des protocoles pour 1) la propagation en captivité de laboratoire du papillon bleu de Miami en voie de disparition fédérale (Cyclargus thomasi bethunebakeri), et 2) évaluant des informations de base d’histoire de la vie telles que le temps de développement immature et le nombre de stades larvaires. Les deux méthodes peuvent être adaptées pour une utilisation avec d’autres programmes de conservation ex situ.

Programmes de propagation des papillons captifs à risque pour améliorer les connaissances sur l’histoire de la vie et les techniques efficaces de conservation Ex Situ

Improving knowledge of ex situ best practices for at-risk butterflies is important for generating successful conservation and recovery program outcomes. ...

Cette méthode représente une partie d’un protocole de conservation ex situ plus vaste utilisé pour la production de masse en laboratoire de papillons à risque. Il illustre comment les méthodes d’élevage de base peuvent être adaptées à la recherche scientifique pour aider à combler les principales lacunes en matière de comportement, d’histoire de la vie ou de données écologiques. Les méthodes spécifiques présentées pour évaluer le temps de développement larvaire et le nombre de stades larvaire ont une grande applicabilité à d’autres programmes de conservation des papillons ou de recherche.Cette technique est une approche efficace pour documenter les paramètres de l’histoire de la vie d’un papillon en voie de disparition tels que le nombre de stades larvaires, la durée des stades de développement et la taille de toutes les étapes de la vie. Nous avons rationalisé notre protocole afin d’accroître la productivité et l’efficacité en laboratoire, ce qui est particulièrement important lors de la collecte de données dans un court laps de temps. Cette méthode exige de la dextérité et une attention aux détails pour éviter les dommages causés par l’organisme, car les larves de papillons sont très petites, surtout en ce qui concerne les nouveau-nés.Jacob Hornfeldt, étudiant de premier cycle de notre laboratoire, démontrera la procédure. Pour commencer, utilisez un petit pinceau à aquarelle à poils de chameau pour déplacer et isoler soigneusement une seule larve et la placer sous un microscope disséquant dans une boîte de Pétri. Trempez un seul cheveu de l’insecte stylo dans la peinture lumineuse non toxique de couleur contrastante à celle de la larve, et mettez soigneusement une petite goutte de peinture sur le dos de la larve.Après 30 secondes, la peinture sèche. À l’aide d’un petit pinceau à aquarelle à poils de chameau, placez chaque larve individuelle dans sa propre tasse en plastique transparent de deux onces contenant environ une à trois petites feuilles de matériel d’accueil terminal frais, et écrivez un identificateur unique sur la tasse et le couvercle. Fixez fermement le couvercle.Vérifiez soigneusement chaque larve tous les jours. Avec des forceps, retirer les feuilles et les mettre sur une surface blanche. Inspecter la tasse et le couvercle transparent.Examinez les feuilles sous un microscope disséquant pour la présence d’exuviae larvaire et de capsules de tête. Lorsqu’une exuvia larvaire est observée, retirez-la de la tasse et placez-la dans un flacon rempli de 0,2 microlitres de glycérine. Étiquetez le haut du couvercle et le côté avec le numéro de larve, la date de mue et la capsule de tête.Placez l’exuvia larvaire et la capsule de tête associée dans un couvercle de tasse en plastique transparent, et mettez quelques gouttes d’éthanol dedans. Observez l’exuvia larvaire sous un microscope disséquant. Si la capsule larvaire de la tête est déjà séparée de l’exuvia, placez une goutte de glycérine sur la pointe des forceps entymologiques pointus et touchez doucement la capsule de tête à la glycérine.Placez la capsule de tête dans le tube de microcentrifugeuse associé. Si la capsule de tête est toujours attachée à l’exuvia larvaire, utilisez des forceps pointus et une goupille d’insecte pour séparer la capsule de tête de l’exuvia larvaire. Une fois séparé, utilisez la technique de la glycérine pour ramasser la capsule de tête.Après chaque mue, repeindre les larves et enregistrer les dattes de mue. Chaque jour, utilisez des étriers numériques pour mesurer la longueur totale du corps de la tête au dernier segment abdominal de chaque larve. Prenez trois mesures et enregistrez la moyenne des trois avec la date et l’heure.Vérifiez la tasse en plastique correspondante pour vous assurer qu’aucun moule n’est dedans. Enlevez tous les frass et les vieux débris d’hôte et ajoutez le matériel frais d’hôte au besoin. Remettre la larve dans la tasse.Maintenir les tasses à une température de laboratoire comprise entre 27 et 32 degrés Celsius pour une activité et un développement larvaire optimaux. Maintenir la condition jusqu’à ce que toutes les larves atteignent leur stade final et commencent le stade prépupal. Lorsque les larves cessent de se nourrir, tournez une couleur uniforme brun verdâtre terne, perdez leurs chevrons et errez souvent hors de l’hôte, placez un petit morceau de papier ondulé dans la tasse.Une fois que chaque larve a entièrement pupé mesurer sa longueur totale et enregistrer la date de la pupaison. C’est la dernière mue de chaque individu. Vérifiez sur les pupes tous les jours.Lorsqu’ils ont grandi en papillons, utilisez des forceps pour tenir le papillon adulte et soufflez doucement sur les ailes pour révéler la couleur supérieure de la surface de l’aile. Les mâles semblent avoir du bleu sur toutes les ailes et les femelles ont réduit le bleu et une tache orange sur l’aile arrière. Enregistrez la date d’éclosion et le sexe de chaque papillon adulte qui en résulte.Pour mesurer la longueur des accords d’aile de chaque papillon, tenez doucement le papillon avec des forceps et utilisez des étriers numériques. Dans le cas où le papillon est trop actif pour être mesuré le placer dans un réfrigérateur pendant 30 secondes ou moins et essayer à nouveau. Ce protocole a permis des recherches dirigées et une collecte approfondie de données sur de nombreuses lacunes clés en matière de données importantes pour améliorer les meilleures pratiques d’élevage et d’élevage en laboratoire.Voici les quatre capsules de tête recueillies pour un individu. La majorité des larves avaient quatre mues à chaque stade de vie immature de moins de cinq jours. Les femelles se développaient généralement plus rapidement à tous les stades immatures que chez les mâles.Bien qu’il ne s’agissait pas d’un effet significatif avec une valeur p à 0,625. Cette étape est très méticuleuse surtout lorsque les larves sont des nouveau-nés fraîchement éclos. Il est important de se rappeler d’utiliser un microscope pendant cette étape pour s’assurer que la peinture est appliquée à l’endroit approprié sur le dos de la chenille.Ces méthodes peuvent être élargies pour aider à évaluer les taux de survie au stade du développement, la performance différentielle sur plusieurs hôtes larvaux, ainsi que pour aider les chercheurs à mieux interpréter les données sur le terrain. Cette méthode simple illustre comment, avec un peu de planification, les pratiques d’élevage des organismes de base peuvent être facilement adaptées à la recherche scientifique. Les résultats peuvent ensuite être utilisés pour aider à informer, et potentiellement adapter, les méthodes ex situ pour améliorer le succès.

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