Name: Une approche chirurgicale révisée pour induire des hydrops endolymphatiques dans le cochon de Guinée (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-04T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 5 s
Description: Découvrez une approche chirurgicale extradurale pour induire l'hydrops endolymphatique chez le cobaye. Cette méthode permet d'étudier l'anatomie et la physiologie cochléaires avec un risque minimal de fuite de LCR.

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Nous remercions Shannon M. Lefler pour l’aide aux chiffres et à la Table des matériaux. Les recherches rapportées dans cette publication ont été soutenues par le National Institute of Deafness and Other Communication Disorders au sein des National Institutes of Health, grâce à la subvention de formation « Développement des cliniciens/chercheurs en ORL académique », numéro de prix T32DC000022 (C.V.V.) et par R01 DC014997 (J.T.L). Le contenu est uniquement la responsabilité des auteurs et ne représente pas nécessairement les vues officielles des National Institutes of Health.

Toutes les procédures énumérées immédiatement ci-dessous dans la section du Protocole ont été menées comme décrit dans les protocoles approuvés par l’Université de Washington à St. Louis Institutional Animal Care and Use Committee.
1. Induction anesthésique et surveillance des signes vitaux
REMARQUE: Cette étude a utilisé des cobayes pigmentés à souche NIH obtenus d’une colonie de reproduction interne.
<ol><li>Utilisez des cobayes de l’un ou l’autre sexe, pesant au moins 350 g.</li>
	<li>Placer le cobaye dans une isolette néonatale et donner un mélange de kétamine/xylazine intraperitoneally (50 mg/kg de kétamine et 10 mg/kg de xylazine) pour l’anesthésie d’induction. Observez le cobaye jusqu’à ce qu’il perde le réflexe de pincement des pieds.</li>
	<li>Une fois que la perte de réflexes d’orteil-pincement se produit, rasez le cou postérieur et la tête du cobaye avec un coupe-cheveux typiquement annoncé pour l’usage humain.</li>
	<li>Injecter un bolus sous-cutané de 12 ml de solution lactated Ringer à l’arrière de l’animal.</li>
	<li>Placer le cobaye supine sur un coussin chauffant avec les jambes levées et placer 27,5 G aiguille papillon intraperitoneally. Vérifiez que l’aiguille papillon est dans la bonne position dans l’espace intraperitonéal en veillant à ce que seul l’air est aspiré. Si le sang ou le liquide est aspiré, il y a un souci pour l’accouchement dans le système vasculaire ou intestinal. L’aiguille papillon est utilisée pour l’administration répétée de l’anesthésie.</li>
	<li>Retournez le cobaye à la position encline et fixez la tête à un support stéréotaxique.</li>
	<li>Fixer un oxymètre à impulsions au pied. Si vous utilisez des cobayes pigmentés, les pattes pigmentées peuvent empêcher la lecture de la saturation en oxygène. Par conséquent, placez l’oxymètre de pouls sur n’importe quelle patte qui n’est pas pigmentée.</li>
	<li>Insérez une sonde de température rectale pour surveiller la température corporelle. La sonde rectale fait partie d’un système de couverture chauffante qui maintient la température corporelle à 38 oC. N’allumez pas la couverture chauffante jusqu’à ce que la sonde rectale soit en place pour éviter de surchauffer la couverture chauffante. S’il a de la difficulté à placer la sonde rectale, elle peut être posée à côté du corps du cobaye.</li>
	<li>Appliquer du lubrifiant aux deux yeux du cobaye pour prévenir les abrasions cornéennes.</li>
	<li>Administrer l’oxygène supplémentaire au besoin par l’intermédiaire d’un tube en caoutchouc placé près du nez pour maintenir des niveaux de saturation en oxygène supérieurs à 90%.</li>
	<li>Donner de l’enrofloxacine 0,5 mg/kg sous-cutanée comme prophylaxie antibiotique.</li>
	<li>Donnez 0,25 mg/kg de bupivacaine avec 1:100,000 sous-cutanée d’épinéphrine au site d’incision prévu pour les effets d’anesthésie locale et de vasoconstrictive.</li>
	<li>Fournir une anesthésie d’entretien toutes les 20 minutes pour 4 cycles, puis seulement au besoin en fonction des signes vitaux. Surveillez régulièrement la profondeur de l’anesthésie par la température corporelle, la respiration, la saturation en oxygène et la fréquence cardiaque.</li>
	<li>Surveillez les signes vitaux toutes les 15 minutes (température, fréquence respiratoire, fréquence cardiaque et saturation en oxygène).</li>
</ol>2. Préparation chirurgicale
<ol><li>Une fois que la tête du cobaye est positionnée solidement dans un support stéréotaxique, placez un morceau de ruban adhésif sur le dos pour fournir une tension adéquate le long de la peau sur le bord de l’occiput. Fixez les extrémités de la bande au support stéréotaxique.</li>
	<li>Bien que la peau prépare la peau en surbaison et le cou postérieur avec une solution d’iode et 70% d’éthanol de façon stérile trois fois.</li>
	<li>À ce stade, utilisez des précautions stériles et des instruments autoclaved. Placez des rideaux stériles sur le cobaye.</li>
</ol>3. Procédure chirurgicale
<ol><li>À l’aide d’une lame de 15, faire une petite incision de ligne médiane le long de l’occiput postérieur s’étendant vers le bas dans le cou postérieur. Une fois sous la peau, utilisez des ciseaux d’iris pour détacher les muscles cervicaux postérieurs droits de l’os occipital. Si des saignements se produisent lors de la coupe des muscles, contrôlez en appliquant une pression avec une boule de coton stérile.</li>
	<li>
À l’aide d’une combinaison d’un #3 mm, #2 mm et d’une bavure de diamant #1 mm avec une aspiration 5-0 et une irrigation stérile, effectuer une craniotomie qui est délimitée par la crête occipitale externe, la crête lamboïdale, la ligne de suture occipitomastoid, et la marge dorsale du magnum de foramen.
	<ol>
<li>Placez doucement un petit morceau de boule de coton saline-humidifiée sous l’os tout en séparant l’os occipital de la dura.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Squematiquez le sinus sigmoïde avec une bavure de diamant de #0,5 mm et enlevez soigneusement l’os en le sursalant.</li>
	<li>Une fois que le sinus sigmoïde est exposé, rétractez doucement le sinus sigmoïde medially à l’aide d’une boule de coton et passez à l’aide d’une aspiration 3-0.</li>
	<li>Identifiez l’opéculum comme une fente comme une structure qui se trouve dans l’os temporel du pétrous. Le fossa subarcuate sera situé de façon supérieure et le sinus sigmoïde sera médial à elle. La partie extra-osseuse du sac endolymphatique est alors visualisée comme un sac clair entrant dans l’operculum et attachée au dura surlysant le sinus sigmoïde. L’opéculum est de forme ovale, d’environ 3 à 4 mm par 1,5 à 2 mm. Cependant, comme on le voit de la vue chirurgicale, l’opéculum apparaît comme une fente approximative de 1 mm. La partie visible du sac de la vue chirurgicale est à peu près de la même taille que la partie visible de l’operculum, si elle n’est pas plus petite.</li>
	<li>
Appliquer une rétraction douce au sinus sigmoïde medially afin de visualiser clairement la partie extra-osseuse du sac endolymphatique et augmenter la tension entre les parties extraossement et intraosseous du sac endolymphatique.
	<ol>
<li>Utilisez un pic à angle fin pour effacer doucement la partie intermédiaire du sac endolymphatique. Il est essentiel que le processus d’expungement ne laisse aucun lien visible entre la dura et l’operculum; puis placez un bon choix à l’intérieur de l’opéculum pour gratter largement le long de l’intérieur de l’os pour le blesser.</li>
		<li>Tournez la fine sélection en direction du conduit endolymphatique et perturbez aveuglément la doublure. À ce stade, un saignement peut se produire d’un navire à l’intérieur de l’opéculum. Il peut être contrôlé avec un petit morceau de coton.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sécher l’opéculum vide avec un petit morceau de coton. Utilisation de l’aspiration 3-0 au besoin pour garder le coton sec.</li>
	<li>Obtenez de la poussière osseuse en utilisant une petite curette pour gratter le long de la partie squamosale de l’os temporel. Emballez généreusement l’opéculum avec de la poussière d’os. Utilisez une boule de coton et une aspiration pour garder la zone sèche tout en l’emballant avec de la poussière d’os.</li>
	<li>Appliquer la cire osseuse sur l’opéculum pour la sceller. Assurez-vous qu’il n’y a pas d’excès de cire osseuse délogée dans le crâne.</li>
	<li>Utilisez de la cire osseuse pour couvrir le défaut du crâne.</li>
	<li>Approximatif les muscles cervicaux postérieurs avec 4-0 tressé, suture absorbable d’une manière interrompue.</li>
	<li>Effectuez une fermeture sous-cutanée à l’aide d’une suture tressée à 4-0 et absorbable.</li>
</ol>4. Soins post-procédure
<ol><li>Retirez le cobaye du support stéréotaxique personnalisé et transférez-le à une isolette chauffante.</li>
	<li>Donnez 2 mg/kg d’atipamezole et 24 ml de solution lactée de Ringer (sous-cutanée loin de l’incision). Donnez la solution lactated Ringer en raison des effets diurétiques de la xylazine. Administrer 0,2 mg/kg de meloxicam sous-cutanée pour une couverture analgésique postopératoire.</li>
	<li>Obtenez des signes vitaux toutes les 15 minutes jusqu’à ce que le cobaye émerge complètement de l’anesthésie.</li>
	<li>Donnez un bolus fluide supplémentaire de 12 ml de la solution lactated Ringer à environ 2 heures de la fin de la chirurgie pendant la période de récupération.</li>
	<li>Une fois que le cobaye est alerte, ambulant, annulant, et ayant des selles, retournez le cobaye à l’installation animale. Environ 2 à 4 heures sont nécessaires pour que le cobaye émerge complètement de l’anesthésie.</li>
	<li>Surveillez les cobayes deux fois par jour pendant les trois premiers jours postopératoires. Si des signes d’inconfort sont observés, administrer 0,2 mg/kg de meloxicam sous-cutanée toutes les 24 heures au besoin. Alternativement, la buprénorphine (0,05 mg/kg) peut être administrée sous-cutanée si les symptômes ne sont pas suffisamment gérés par le meloxicam.</li>
	<li>Donnez un bolus fluide de 12 ml de la solution lactée de Ringer sous-cutanée deux fois par jour pendant jusqu’à trois jours jusqu’à ce que le cobaye atteigne le poids préopératoire. Si le cobaye atteint son poids préopératoire avant le troisième jour postopératoire, arrêtez les bolus fluides. Si le cobaye continue de perdre du poids après les trois premiers jours, utilisez un supplément de nutrition shake généralement annoncé pour la consommation humaine mélangé avec des granules de nourriture de cobaye écrasé.</li>
	<li>Surveillez les cobayes chaque semaine jusqu’à leur point de fin.</li>
</ol>

<ol><li>Kimura, R. S., Schuknecht, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membranous+Hydrops+in+the+Inner+Ear+of+the+Guinea+Pig+after+Obliteration+of+the+Endolymphatic+Sac%5BTitle%5D)+AND+%22Pract+oto-rhino-laryng%22%5BJournal%5D)">Membranous Hydrops in the Inner Ear of the Guinea Pig after Obliteration of the Endolymphatic Sac.</a> Pract oto-rhino-laryng. 27, 343-354 (1965).</li>
<li>Salt, A. N., DeMott, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time+course+of+endolymph+volume+increase+in+experimental+hydrops+measured+in+vivo+with+an+ionic+volume+marker%5BTitle%5D)+AND+%22Hearing+Research%22%5BJournal%5D)">Time course of endolymph volume increase in experimental hydrops measured in vivo with an ionic volume marker.</a> Hearing Research. 74 (1-2), 165-172 (1994).</li>
<li>Walsted, A., Garbarsch, C., Michaels, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+craniotomy+and+cerebrospinal+fluid+loss+on+the+inner+ear.+An+experimental+study%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Oto-Laryngologica%22%5BJournal%5D)">Effect of craniotomy and cerebrospinal fluid loss on the inner ear. An experimental study.</a> Acta Oto-Laryngologica. 114 (6), 626-631 (1994).</li>
<li>Andrews, J. C., Bohmer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+surgical+approach+to+the+endolymphatic+sac+and+the+cochlear+aqueduct+in+the+guinea+pig%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">The surgical approach to the endolymphatic sac and the cochlear aqueduct in the guinea pig.</a> American Journal of Otolaryngology. 10 (1), 61-66 (1989).</li>
<li>Lee, J. R., Wright, C. G., Meyerhoff, W. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+occipital+approach+to+the+endolymphatic+sac+and+cochlear+aqueduct+of+the+guinea+pig%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">Modified occipital approach to the endolymphatic sac and cochlear aqueduct of the guinea pig.</a> American Journal of Otolaryngology. 14 (2), 165-169 (1993).</li>
<li>Megerian, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+induction+of+endolymphatic+hydrops+by+obliteration+of+the+endolymphatic+duct%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Surgical induction of endolymphatic hydrops by obliteration of the endolymphatic duct.</a> Journal of Visualized Experiments. (35), (2010).</li>
<li>Lichtenhan, J. T., Cooper, N. P., Guinan, J. J. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+auditory+threshold+estimation+technique+for+low+frequencies%3A+proof+of+concept%5BTitle%5D)+AND+%22Ear+and+Hearing%22%5BJournal%5D)">A new auditory threshold estimation technique for low frequencies: proof of concept.</a> Ear and Hearing. 34 (1), 42-51 (2013).</li>
<li>Lichtenhan, J. T., Hartsock, J., Dornhoffer, J. R., Donovan, K. M., Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drug+delivery+into+the+cochlear+apex%3A+Improved+control+to+sequentially+affect+finely+spaced+regions+along+the+entire+length+of+the+cochlear+spiral%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Drug delivery into the cochlear apex: Improved control to sequentially affect finely spaced regions along the entire length of the cochlear spiral.</a> Journal of Neuroscience Methods. 273, 201-209 (2016).</li>
<li>Lichtenhan, J. T., Hartsock, J. J., Gill, R. M., Guinan, J. J. Jr, Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+auditory+nerve+overlapped+waveform+%28ANOW%29+originates+in+the+cochlear+apex%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Association+for+Research+in+Otolaryngology%22%5BJournal%5D)">The auditory nerve overlapped waveform (ANOW) originates in the cochlear apex.</a> Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 15 (3), 395-411 (2014).</li>
<li>Lichtenhan, J. T., Hirose, K., Buchman, C. A., Duncan, R. K., Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+administration+of+2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin+into+guinea+pig+cochleae%3A+Effects+on+physiological+and+histological+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Direct administration of 2-Hydroxypropyl-Beta-Cyclodextrin into guinea pig cochleae: Effects on physiological and histological measurements.</a> PloS One. 12 (4), e0175236(2017).</li>
<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nature Methods. 9 (7), 671-675 (2012).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La méthode extradurale présentée a eu un taux de réussite de 86% en réalisant des hydrops endolymphatiques confirmés histologically et la perte auditive à basse fréquence. La méthode a réalisé de façon fiable des preuves histologiques des hydrops endolymphatiques par le jour postopératoire 30, compatible avec des études antérieures qui ont employé une approche intradurale2. L’importance de la méthode par rapport aux méthodes existantes est qu’une fuite de FSC n’est pas nécessaire, éliminant ainsi ...

Les hydrops endolymphatiques sont un élargissement des médias scala. La présence d’hydrops endolymphatiques peut être mesurée à l’aide de la zone transversale des médias scala. On pense que les hydrops endolymphatiques cliniques peuvent être associés à la perte d’audition neurosensorielle à basse fréquence, comme celle vue dans La maladie de Meniere. Mais l’origine de la perte auditive reste incertaine. Pour étudier adéquatement les origines de la perte auditive à basse fréquence associée aux hydrops endolymphatiques, un modèle fiable est nécessaire.
En 1965, Kimura et Schuknecht ont décrit comment induire des hydrops endolymphatiques dans le cobaye à l’aide d’une approche intradurale1. Leur technique impliquait l’utilisation d’une approche crânienne postérieure fossa pour accéder à l’operculum et subarcuate fossa. Les étapes consistaient à incister dura, à rétracter le cervelet avec la plaque de coton imbibée de solution d’une sonnerie, et à forer le conduit endolymphatique et la partie intermédiaire du sac endolymphatique. La cire d’os a été alors placée dans l’opéculum pour séparer le conduit endolymphatique du sac endolymphatique distal. Le défaut de craniottomie a été fermé en plaçant la poudre absorbable de gélatine (p. ex. Gelfoam) et en récoltant les muscles qui levaient. L’évidence histologic des hydrops endolymphatiques a été uniformément trouvée aux jours postopératoires 1, 3, 7, 14, 21, et 30, démontrant que l’approche intradurale était une méthode fiable pour induire des hydrops endolymphatiques histologically-confirmé. Utilisant la même approche intradurale que Kimura et Schuknecht, mais avec des points de temps différents, Salt et DeMott ont confirmé que les médias scala dans le deuxième tour de la cochlée a été considérablement agrandi au jour 4 et au-delàde 2. Bien que la morbidité réelle d’induire une fuite de liquide phébrospinal (CSF) utilisant l’approche intradurale de Kimura et Schuknecht n’ait pas été rapportée dans l’étude originale, la présence d’une fuite de CSF pourrait augmenter le risque de méningite. Il a été suggéré que la perte de CSF pourrait conduire à une sortie de perilymph, résultant en une expansion temporaire simultanée du volume endolymphatique dans le cobaye3. Une approche extradurale pour induire des hydrops endolymphatiques serait une option plus sûre.
En 1989, Andrews et Bohmer ont décrit deux approches chirurgicales extradurales pour atteindre le sac et le conduit endolymphatiques, par l’intermédiaire d’une approche de fossa crânienne moyenne ou d’approche crânienne postérieure de fossa, pour effacer le sac endolymphatique4. Ils ont décrit l’enlèvement de l’opéculum avec une perceuse au diamant, puis soit le forage de la partie intermédiaire du sac endolymphatique ou en utilisant un pic fin pour perturber le sac et le conduit endolymphatiques. En 1993, Lee, Wright et Meyerhoff ont décrit une approche similaire, qui comprenait le forage à travers le sac et le conduit endolymphatiques, mais différé en ce qu’ils ont également simultanément obstrué l’aqueduc cochléaire5. Ils ont démontré la présence d’hydrops endolymphatiques, tel qu’évalué par l’histologie, à quatre semaines après avoir effacé le sac endolymphatique et obstruant l’aqueduc cochléaire. Megerian et coll. ont été les premiers à publier un article vidéo démontrant une oblitération extradurale du sac et du conduit endolymphatique qui impliquaient le forage directement sur la partie médiale de l’operculum pour entrer dans le sac et le conduit endolymphatique6. Ils ont démontré des preuves histologic des hydrops endolymphatiques dans un cobaye sacrifié à 28 semaines après la chirurgie, aussi bien que la perte d’audition dans la région de 16 kHz6. On ignorait s’il était possible d’induire des hydrops endolymphatiques confirmés histologiquement confirmés et une perte auditive à basse fréquence à un point de temps précoce utilisant des approches extradurales.
L’objectif global de ce rapport est de démontrer une approche extradurale pour induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux à 30 jours post-opératoirement en effaçant le sac endolymphatique et en blessant le conduit endolymphatique avec une belle pioche. La raison d’être derrière l’utilisation de cette technique est l’avantage d’éviter la nécessité de forer sur l’os temporel pétrous, éliminant ainsi le risque de blesser accidentellement le dura et de causer une fuite de CSF, atténuant la possibilité de blesser le canal semi-circulaire postérieur, et réduisant le risque de blessure au sinus sigmoïde.

<table><tbody><tr><td>Seringue de 12 mL</td><td>Henke-Sass Loup</td><td>5100-X00V0</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 1 mL et 3 mL</td><td>BD Précision (Commandé chez Fischer Sci)</td><td>14-826-87 15859152</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille papillon 27,5</td><td>Ensemble d’infusion ailé Terumo Surflo, Terumo Corporation, Japon) (commandé chez McKesson)</td><td>448407</td><td></td></tr><tr><td>Suture 4-0</td><td>McKesson</td><td>1034507</td><td></td></tr><tr><td>4 x 4 éponges en gaze</td><td>Dukal (Forme ordonnée : McKesson)</td><td>374454</td><td></td></tr><tr><td>Seringue de 60 mL</td><td>Fisher Sci</td><td>22-031-375</td><td></td></tr><tr><td>Foret otologique d’Anspach</td><td>Anspach</td><td>SC2100</td><td></td></tr><tr><td>Atipamezole</td><td>Zoetis</td><td>107204-6</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Sciences de Fisher</td><td><a href="https://www.fishersci.com/shop/products/fisher-scientific-isotemp-general-purpose-heating-drying-ovens/151030508">15-103-0508</a></td><td></td></tr><tr><td>Sacs d’autoclave</td><td>McKesson</td><td>524881</td><td></td></tr><tr><td>Séparateur à baïonnette</td><td>Olympe</td><td>AL 130564</td><td></td></tr><tr><td>bupivicaine</td><td>auro Medics Pharma</td><td>555150-169-10</td><td></td></tr><tr><td>Drapé stérile transparent</td><td>3M</td><td>1020</td><td></td></tr><tr><td>boules de coton</td><td>Fisherbrand (commandé chez Fisher Sci)</td><td>22-456-885</td><td></td></tr><tr><td>Coton-tige-coton</td><td>McKesson</td><td>508716</td><td></td></tr><tr><td>meules diamantées #3, #2, #1 et #0,5 mm</td><td>Anspach</td><td>QD8-3SD ; QD8-2SD ; QD8-1SD ; QD8-05SD</td><td></td></tr><tr><td>Serviette couchette</td><td>McKesson</td><td>945330</td><td></td></tr><tr><td>Lame jetable 15</td><td>Swann-Morton</td><td>0305</td><td></td></tr><tr><td>enrofloxacine</td><td>Hospira</td><td>0409-4888-01</td><td></td></tr><tr><td>épinéphrine</td><td>McKesson</td><td><a href="https://www.findacode.com/code.php?set=NDC&amp ; c=63739-0456">63739-0456</a></td><td></td></tr><tr><td>Pommade oculaire</td><td>Produits Dechra Vet</td><td>17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Élévateur plus libre</td><td>Grace Medical</td><td>215100FX</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Pfizer (Commandé chez McKesson)</td><td>82830</td><td></td></tr><tr><td>Tondeuses à cheveux</td><td>Oster Power Pro sans fil (commandé sur Amazon)</td><td>078400-020-000</td><td></td></tr><tr><td>Gommage d’iode</td><td>Purdue Pharma (commandé chez mcKesson)</td><td>521243</td><td></td></tr><tr><td>ciseaux iris</td><td>Olympe</td><td>CL-542114</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Henry Schein Santé Animale</td><td>55853</td><td></td></tr><tr><td>Ringers lactés</td><td>B. Braun Medical (commandé à McKesson)</td><td>186662</td><td></td></tr><tr><td>Couteau lancetier par Rosen</td><td>Grace Medical</td><td>151100FX</td><td>Désignée sous le nom de curette dans le texte</td></tr><tr><td>lubrifiant</td><td>Milex (commandé chez Cooper Surgical)</td><td>MX5030</td><td></td></tr><tr><td>ruban de masquage</td><td>3M (commandé à Fisher Sci</td><td>19047259</td><td></td></tr><tr><td>Bassin rectangulaire métallique</td><td>Amazon</td><td>B07NQDBC6T</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguilles</td><td>Olympe</td><td>CR 213015-ENT</td><td></td></tr><tr><td>aiguilles : calibre 27, calibre 18</td><td>BD Précision (Commandé chez Fischer Sci)</td><td><a href="https://www.fishersci.com/shop/products/bd-general-use-precisionglide-hypodermic-needles-20/1482648">14-826-48 14-826-5D</a></td><td></td></tr><tr><td>Isolette de réchauffement néonatal</td><td>Systèmes de soutien vital aéroporté</td><td>731-1800</td><td></td></tr><tr><td>Microscope opératoire</td><td>Carl Zeiss</td><td>OPMI pico</td><td></td></tr><tr><td>Bouteille d’oxygène</td><td>AirGas</td><td>OX USP200</td><td></td></tr><tr><td>Saturation de pouls</td><td>CapnoTrue (commandé chez Medacx)</td><td>M-3090112001</td><td></td></tr><tr><td>Sonde rectale avec couverture chauffante</td><td>Appareil de Harvard</td><td>Sonde : PY2 50-7217 Couverture chauffante : PY2 50-7214</td><td></td></tr><tr><td>Porte-corps rouge</td><td>Laboratoire Lichtenhan</td><td>N/A</td><td>Produit interne</td></tr><tr><td>angle droit</td><td>Olympe</td><td>BV-230337</td><td></td></tr><tr><td>aiguille de rosen</td><td>Olympe</td><td>AM-130566</td><td>personnalisé, c’est l’instrument que j’utilise pour déchirer le sac</td></tr><tr><td>Tubes en caoutchouc pour l’administration O2</sous></td><td>Fisher Sci</td><td>14-171-104</td><td></td></tr><tr><td>film plastique</td><td>Fisher Sci</td><td>NC9617977</td><td></td></tr><tr><td>Porte-tête stéréotaxique</td><td>Atelier d’usinage d’instruments WUSTL</td><td>N/A</td><td>Produit interne</td></tr><tr><td>Rideaux stériles</td><td>Santé Cardinale</td><td>7553</td><td></td></tr><tr><td>tube d’aspiration par Baron</td><td>Grace Medical</td><td>034903FX 034905FX</td><td>#3 et #5 Aspiration</td></tr><tr><td>Pinces tissulaires Adson Brown</td><td>Grace Medical</td><td>325112FX</td><td></td></tr><tr><td>Rétracteur Weitlander</td><td>Olympus Grace Medical</td><td>BL200011 100313FX</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Akorn</td><td>59399-110-20</td><td></td></tr></tbody></table>

une approche chirurgicale révisée pour induire des hydrops endolymphatiques dans le cochon de guinée

A Revised Surgical Approach to Induce Endolymphatic Hydrops in the Guinea Pig

Les hydrops endolymphatiques sont un élargissement des médias scala qui est le plus souvent associé à la maladie de Meniere, bien que le mécanisme pathophysiologic(s) reste peu clair. Afin d’étudier adéquatement les attributs des hydropes endolymphatiques, tels que les origines de la perte auditive à basse fréquence, un modèle fiable est nécessaire. Le cobaye est un bon modèle parce qu’il entend dans les régions à basse fréquence qui sont putativement touchés par les hydrops endolymphatiques. Des recherches antérieures ont démontré que les hydrops endolymphatiques peuvent être induits chirurgicalement par des approches intradurales ou extradurales qui impliquent le forage sur le conduit et le sac endolymphatiques. Cependant, s’il était possible de créer un modèle d’hydrops endolymphatique utilisant une approche extradurale qui a évité le forage dangereux sur le conduit et le sac endolymphatiques était inconnu. L’objectif de cette étude était de démontrer une approche extradurale révisée pour induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux à 30 jours post-opératoirement en effaçant le sac endolymphatique et en blessant le conduit endolymphatique avec une belle pioche. La taille de l’échantillon se composait de sept cobayes. Des mesures fonctionnelles de l’ouïe ont été faites et des os temporels ont été plus tard récoltés pour l’analyse histologic. L’approche a eu un taux de réussite de 86% dans la réalisation des hydrops endolymphatiques. Le risque de fuite de liquide rébrospinal était minime. Aucun décès ou blessure périopératoire au canal semi-circulaire postérieur ne s’est produit dans l’échantillon. La méthode présentée démontre un moyen sûr et fiable d’induire des hydrops endolymphatiques à un point de temps relativement rapide de 30 jours. Les implications cliniques sont que la méthode présentée fournit un modèle fiable pour explorer davantage les origines de la perte auditive à basse fréquence qui peut être associée hydrops endolymphatiques.

La méthode présentée a employé une approche extradurale pour effacer le sac endolymphatique et blesser le conduit endolymphatique avec une pioche fine dans sept cobayes composées de deux mâles et cinq femelles. La durée moyenne de la chirurgie était de 2 heures de l’incision à la fermeture. Le temps total de forage variait de 5 à 10 minutes. Jusqu’à 4 heures ont été nécessaires pour que le cobaye émerge entièrement de l’anesthésie. Il n’y a pas eu de décès intraopératoires ou postopératoi...

Cet article démontre une approche extradurale pour effacer le sac endolymphatique de cobaye et blesser le conduit endolymphatique avec un pic fin afin d’induire des hydrops endolymphatiques expérimentaux.

Une approche chirurgicale révisée pour induire des hydrops endolymphatiques dans le cochon de Guinée

Endolymphatic hydrops is an enlargement of scala media that is most often associated with Meniere&#39;s disease, though the pathophysiologic mechanism(s) ...

En utilisant cette procédure, les hydrops endolymphatiques peuvent être induits relativement rapidement chez les cobayes avec un taux de réussite adéquat. Le principal avantage de cette technique est que les hydrops endolymphatiques peuvent être induits avec un risque minimal de fuite de CSF ou de blessure au canal semi-circulaire postérieur. Après avoir confirmé un manque de réponse au réflexe de la pédale, injectez un bolus liquide sous-cutané de 12 millilitres de la solution lactée de Ringer à l’arrière du cobaye anesthésié et placez le cobaye en position supinée sur un coussin chauffant.Placez une aiguille papillon de calibre 27,5 confirmant intraperitoneally un placement correct par la présence d’air seulement dans la pointe de l’aiguille et placez le cobaye dans la position couchée. Fixez la tête dans un support stéréotaxique et fixez un oxymètre d’impulsion sur un pied non pigmenté. Utilisez une sonde rectale et une couverture chauffante pour maintenir la température corporelle à 38 degrés Celsius et appliquez de la pommade sur les yeux de l’animal.Placez un morceau de ruban masquant sur le dos pour fournir une tension adéquate le long de la peau en survolant l’occiput et fi

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Cette vidéo montre comment chirurgicalement obstruction conduit endolymphatique le cochon de Guinée pour produire hydrops endolymphatique.

Induction chirurgicale d&#39;hydrops endolymphatique par oblitération du canal endolymphatique

Deux approches de microchirurgie pour l’administration locale de médicament dans l’oreille interne sont décrites ici et comparées en termes d’impact sur les paramètres auditifs, la cytoarchitecture cochléaire et l’expression des marqueurs inflammatoires.

Une étude comparative des médicaments Méthodes de livraison ciblés à l'oreille de la souris intérieure: Bullostomy Versus Transtympaniques Injection

Nous rapportons une méthode chirurgicale d’administrer des médicaments à l’oreille interne d’un primate non humain, l’Ouistiti commun (Callithrix jacchus), par l’intermédiaire de la membrane de la fenêtre ronde.

Une intervention chirurgicale de l’Administration des médicaments à l’oreille interne dans un Non-Human primates commune Ouistiti (Callithrix jacchus)

Le but du présent protocole est de fournir un modèle animal d’implantation cochléaire, qui peut être utilisé pour traiter une multitude de questions de recherche. Les applications potentielles incluent l’évaluation des interventions pharmaceutiques ou stimulation électrique pour des effets bénéfiques sur les seuils d’audition ou d’impédance de l’électrode.

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Canalostomy comme une approche chirurgicale pour la livraison de drogue Local dans l’oreille interne de souris adultes et néonatales

Ce modèle animal permet aux chercheurs d'induire un lymphœdème secondaire statistiquement significatif dans le membre postérieur des souris, d'une durée d'au moins 8 semaines. Le modèle peut être utilisé pour étudier la physiopathologie du lymphœdème et pour étudier de nouvelles options de traitement.

Une méthode révisée pour induire le lymphœdème secondaire dans le Hindlimb des souris

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L’obstruction des canaux endolymphatiques comme option de traitement chirurgical de la maladie de Ménière

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Traitement chirurgical d’une tumeur du sac endolymphatique

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Explantation de membrane de fenêtre ronde de cobaye pour études ex vivo

Découvrez une approche chirurgicale extradurale pour induire l'hydrops endolymphatique chez le cobaye. Cette méthode permet d'étudier l'anatomie et la physiologie cochléaires avec un risque minimal de fuite de LCR.

Une approche chirurgicale révisée pour induire des hydrops endolymphatiques dans le cochon de Guinée

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