Name: Perfusion et inflation du poumon de souris pour l’histologie de tumeur (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-06T15:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 24 s
Description: Apprenez la perfusion et l'inflation du poumon de souris pour l'histologie tumorale. Cette technique permet d'examiner la pathologie pulmonaire et d'évaluer les métastases avec précision.

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Les recherches rapportées dans cette publication ont été soutenues par le National Center for Advancing Translational Sciences sous le numéro ul1TR003096 (MDE), National Heart, Lung, and Blood Institute Predoctoral Fellowship in Lung Diseases Training Program 5T32HL134640 (MLD).

Toutes les méthodes décrites ici ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de l’Alabama à Birmingham.
1. Protocole expérimental
<ol><li>Sacrifiez la souris à l’aide d’une méthode IACUC approuvée. Ici, nous avons utilisé la dislocation cervicale d’une souris anesthésiée avec 5% d’isoflurane. Utilisez une souris appropriée pour l’étude; ici, nous utilisons une souris FVB de 8 semaines</li>
	<li>À l’aide de ciseaux chirurgicaux, faire une incision horizontale de 3,5 à 5 mm au milieu du bas-ventre. Ensuite, insérez des ciseaux chirurgicaux dans le petit trou créé à partir de l’incision et coupez verticalement la ligne médiane centrale juste en dessous du cou de la souris.</li>
	<li>Tirez la peau en arrière avec les doigts et inspectez les ganglions lymphatiques axillaires.</li>
	<li>À l’aide de ciseaux chirurgicaux, faire une incision latérale de 3,5 mm pour ouvrir la cavité abdominale, puis couper dans la direction antérieure jusqu’au fond du thorax. Inspecter les organes de la cavité abdominale : foie, rate, reins, etc.</li>
	<li>Avec l’appartement des ciseaux chirurgicaux, ou en utilisant des forceps, déplacer le foie pour exposer le diaphragme. Inspecter le diaphragme pour la croissance tumorale ou les métastases. Puis, pincez doucement le diaphragme sur le côté droit de l’opérateur, lui permettant de se développer. Couper délicatement le diaphragme de droite à gauche pour exposer la cavité thoracique et les poumons. Veillez à ne pas couper les poumons.</li>
	<li>Couper à travers l’extrémité latérale de la cage thoracique gauche (à droite de l’opérateur) pour inspecter le lobe gauche des poumons.</li>
	<li>Déplacez doucement les lobes droit du poumon hors de la route et coupez l’extrême latéral de la cage thoracique droite et retirez la cage thoracique. REMARQUE : L’enlèvement de la cage thoracique est facultatif, bien que l’ablation permette une vue plus claire de l’inflation pulmonaire ultérieure.<ol>
<li>Si un tissu pulmonaire frais ou congelé est nécessaire, utilisez des forceps d’hémostat pour serrer la bronche du lobe gauche et réséquer le poumon gauche à l’aide de ciseaux chirurgicaux avant la perfusion.</li>
	</ol>
</li>
	<li>En utilisant les forceps pour soulever le tissu couvrant la trachée, couper tout excès de tissu. Ensuite, coupez doucement le tissu mince qui tapisse la trachée pour exposer les voies respiratoires.</li>
	<li>Couper à travers l’artère rénale avec des ciseaux chirurgicaux.</li>
	<li>Pour parcourir les poumons, utilisez une seringue de 3 mL avec une aiguille de 22 G pour injecter 1x PBS avec 10 U/mL d’héparine dans le ventricule droit du cœur. Parcourez lentement les poumons à environ 300 μL/s avec PBS/héparine. Les poumons deviennent souvent blancs. 2,5 mL de PBS sont généralement utilisés dans cette étape.</li>
	<li>Pour l’inflation pulmonaire, utilisez une seringue de 3 mL avec une aiguille de 22 G, cette fois maintenue parallèlement à la trachée. Insérez l’aiguille dans la trachée et injectez 10% de formaline avec un débit ne supérieur pas à ~200 μL/s jusqu’à ce que les poumons aient complètement gonflé. Une fois que les poumons sont gonflés, la formaline va revenir hors de la trachée. Maintenez l’aiguille en place pendant quelques secondes de plus, puis retirez-la.<ol>
<li>(Facultatif) Avant de retirer l’inflation des aiguilles et des poumons, utiliser du fil de suture pour attacher la trachée. Pour ce faire, utilisez 4 pouces de fil de suture tenant le point du fil avec une petite paire de forceps. Placez le fil sur le côté dorsal de la trachée et tirez à travers pour faire une boucle autour de l’aiguille. Ensuite, faites un noeud overhand autour de l’aiguille. Tirez le noeud serré, retirez l’aiguille de la trachée, fermez le noeud.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilisez des forceps pour soulever le cœur, insérer des ciseaux chirurgicaux directement derrière les poumons, et couper le tissu conjonctif tout en soulevant le cœur pour réséquer les poumons.</li>
	<li>Couper le cœur pour l’enlever des poumons.</li>
	<li>Placez les poumons une cassette étiquetée avec l’iD de la souris ou l’iD d’étude. Placez la cassette dans 10% de formaline tamponnée et fixez-la pendant 24-48 h. Les poumons peuvent être laissés en fixatif pendant plus d’un an si désiré.</li>
	<li>Transférer la cassette contenant les poumons à 70 % d’éthanol et procéder au traitement de l’histologie.</li>
</ol>

<ol><li>Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R., Structure, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+official+research+policy+statement+of+the+American+Thoracic+Society%2FEuropean+Respiratory+Society%3A+standards+for+quantitative+assessment+of+lung+structure%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Respiratory+and+Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure.</a> American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 181 (4), 394-418 (2010).</li>
<li>Vasilescu, D. M., Knudsen, L., Ochs, M., Weibel, E. R., Hoffman, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+murine+lung+preparation+for+detailed+structural+evaluation+via+micro-computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Optimized murine lung preparation for detailed structural evaluation via micro-computed tomography.</a> Journal of Applied Physiology. 112 (1), 159-166 (2012).</li>
<li>Blumler, P., Acosta, R. H., Thomas-Semm, A., Reuss, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+fixation+for+the+preservation+of+air+spaces%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Lung+Research%22%5BJournal%5D)">Lung fixation for the preservation of air spaces.</a> Experimental Lung Research. 30 (1), 73-82 (2004).</li>
<li>Oldmixon, E. H., Suzuki, S., Butler, J. P., Hoppin, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfusion+dehydration+fixes+elastin+and+preserves+lung+air-space+dimensions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">Perfusion dehydration fixes elastin and preserves lung air-space dimensions.</a> Journal of Applied Physiology. 58 (1), 105-113 (1985).</li>
<li>Braber, S., Verheijden, K. A., Henricks, P. A., Kraneveld, A. D., Folkerts, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+fixation+methods+on+lung+morphology+in+a+murine+model+of+emphysema%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">A comparison of fixation methods on lung morphology in a murine model of emphysema.</a> American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 299 (6), 843-851 (2010).</li>
<li>Renne, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendation+of+optimal+method+for+formalin+fixation+of+rodent+lungs+in+routine+toxicology+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicologic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Recommendation of optimal method for formalin fixation of rodent lungs in routine toxicology studies.</a> Toxicologic Pathology. 29 (5), 587-589 (2001).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+10%25+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.+A+comparison+of+eleven+laboratory+species%5BTitle%5D)+AND+%22American+Review+of+Respiratory+Disease%22%5BJournal%5D)">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage. A comparison of eleven laboratory species.</a> American Review of Respiratory Disease. 132 (5), 1078-1083 (1985).</li>
<li>Edmonds, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNA-31+initiates+lung+tumorigenesis+and+promotes+mutant+KRAS-driven+lung+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">MicroRNA-31 initiates lung tumorigenesis and promotes mutant KRAS-driven lung cancer.</a> Journal of Clinical Investigation. 126 (1), 349-364 (2016).</li>
<li>Zhao, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wogonin+suppresses+melanoma+cell+B16-F10+invasion+and+migration+by+inhibiting+Ras-medicated+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Wogonin suppresses melanoma cell B16-F10 invasion and migration by inhibiting Ras-medicated pathways.</a> PLoS One. 9 (9), 106458(2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La procédure décrite ci-dessus pour la perfusion, l’inflation, et la fixation des poumons de souris est idéale pour la préparation rapide et efficace des poumons de souris pour l’histologie de tumeur pulmonaire et l’analyse de pathologie. La procédure ne nécessite aucun équipement spécial et peut être effectuée en moins de 6 minutes par souris. La procédure ne nécessite pas de volume fixe pour l’inflation ni de pression fluide constante. Puisque cette procédure n’est pas normalisée, elle n’est pas recommandée pour ceux q...

Il existe une variété de modèles murin d’oncogenèse pulmonaire et de métastase du cancer au poumon, allant des GEMM complexes aux modèles induits par les carcinogènes en passant par les modèles syngénétiques et xénogreffes, où les cellules cancéreuses sont injectées par intracardiaque, intrathoracique, veine de queue ou d’autres méthodes pour établir des tumeurs dans le poumon. Tous ces modèles partagent le besoin commun d’évaluation histologique de l’histologie et de la pathologie pulmonaires. Ainsi, il est nécessaire d’avoir une méthode robuste mais rapide pour effectuer des autopsies de souris tout en perfusant les poumons pour éliminer l’excès de sang, et en gonflant et en fixant les poumons pour visualiser clairement l’architecture pulmonaire. La vitesse est un élément essentiel de cette procédure car il peut être nécessaire de recueillir les poumons de dizaines de souris à un seul moment. Cette procédure peut être effectuée en moins de 6 minutes par souris.
Tandis que cette procédure est plus que suffisante pour évaluer l’histologie de tumeur, elle n’est pas recommandée pour ceux qui souhaitent exécuter la stéréologie ou les mesures morphométriques des poumons. De telles mesures exigent que l’inflation pulmonaire soit normalisée, tout comme le calcul de la surface absolue du poumon, du volume absolu et de la taille et du nombre alvéolés1. Cette méthode n’est pas non plus optimale pour certaines approches d’imagerie. Par exemple, l’imagerie des poumons par μCT pour l’analyse morphométrique ex vivo exige que les poumons restent remplis d’air2. Lorsque la préservation des espaces et des dimensions de l’air est la principale préoccupation, il est recommandé de fixer les poumons par des techniques de déshydratation par perfusion3,4. L’une des plus grandes préoccupations de ce modèle est le potentiel de rupture des parois alvéollaires, ce qui a pour effet de réduire son utilisation dans les études sur l’emphysème; cependant, la procédure recommandée pour la fixation des poumons pour l’étude de l’emphysème est encore assez semblable, car il est recommandé de fixer les poumons soit par instillation intratracheal de 10% de formaline (semblable au protocole décrit ici) sous pression fluide constante ou par fixation in situ5.
L’avantage de la procédure décrite ici est qu’elle ne nécessite pas de pression constante du fluide, au lieu de gonfler les poumons jusqu’à ce qu’ils aient complètement augmenté, diminuant ainsi le temps nécessaire pour la procédure. La procédure décrite ici ressemble beaucoup aux méthodes recommandées par un armamentarium de la Society of Toxicologic Pathology, où un sous-comité a été formé pour recommander les meilleures méthodes de fixation pulmonaire pour les études toxicologiques. La majorité des scientifiques de ce sous-comité ont recommandé de fixer les poumons par instillation intratrachéale avec une seringue, bien qu’il y ait eu des recommandations variables sur le moment où le poumon a été laissé dans le fixatif6. Ainsi, tandis qu’une série de méthodes d’inflation et de fixation de poumon existent, la méthode décrite ci-après est proposée pour être la méthode optimale pour gonfler et fixer rapidement les poumons pour l’évaluation histologique en aval de tumeur.

<table><tbody><tr><td>Formol tamponné à 10 %</td><td>Fisher</td><td>23-245685</td><td></td></tr><tr><td>Aiguille</td><td>BD</td><td>305155</td><td></td></tr><tr><td>seringue de 3 mL</td><td>BD</td><td>309656</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol Decon 705</td><td></td><td>2405</td><td></td></tr><tr><td>Pince</td><td>Harvard Appareil</td><td>72-8595</td><td></td></tr><tr><td>Héparine</td><td>Fisher</td><td>H19</td><td></td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate ( PBS)</td><td>Corning</td><td>21-030-CV</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux chirurgicaux</td><td>Harvard Appareil</td><td>72-8428</td><td></td></tr></tbody></table>

perfusion et inflation du poumon de souris pour l’histologie de tumeur

Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology

La capacité d’évaluer l’histologie pulmonaire est essentielle pour les domaines de la recherche sur le cancer du poumon et de la métastase du cancer. Il est tout aussi important d’effectuer des autopsies rapidement et efficacement à partir d’études sans sacrifier la qualité des tissus obtenus. Le but de ce protocole est de présenter une méthode pour imprèfler, gonfler et fixer rapidement les poumons de souris pour l’analyse histologique en aval. Cette méthode ne normalise pas l’inflation pulmonaire; ainsi, il ne nécessite pas de procédures spéciales ou d’équipement et instille simplement fixatif directement par la trachée suite à la perfusion à travers le cœur. Ceci permet l’estimation suffisante de la taille de tumeur, de l’histologie, et de la notation. Cela permet également la collecte de tissus congelés avant la fixation des tissus pulmonaires. Cette méthode est limitée en ce qu’elle ne permet pas une quantification morphométrique ultérieure du poumon; cependant, il est plus que suffisant pour l’analyse de tumeur de poumon des modèles génétiquement modifiés de souris (GEMMs), des modèles syngeneic, aussi bien que des études de tumeur de xénogreffe et de métastase.

Le protocole ci-dessus permet une perfusion rapide, l’inflation et la fixation des poumons de souris. Les chiffres ci-dessous représentent l’importance de chaque étape. La figure 1 représente les poumons tachés de H&amp;E qui ont été perfusés avec pbs et poumons dans lesquels l’étape de perfusion a été sautée ou les poumons n’ont pas perfusé correctement. Comme indiqué, l’excès de sang dans les poumons mal perfusés crée moins d’histologie idéale et peut rendre difficile l’observation complèt...

Le but de cette méthode est de présenter une méthode simple et efficace pour la perfusion, l’inflation, et la fixation des poumons de souris pour l’examen de la pathologie de tumeur de poumon et l’évaluation des métastases au poumon.

Perfusion et inflation du poumon de souris pour l’histologie de tumeur

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform ...

Mackenzie Davenport, un étudiant diplômé du Laboratoire Edmonds, fera la démonstration de la procédure. Après avoir euthanasié la souris, utilisez des ciseaux chirurgicaux pour faire une incision horizontale de 3,5 à cinq millimètres au milieu du bas-ventre. Ensuite, insérez des ciseaux chirurgicaux dans l’incision et coupez verticalement la ligne médiane centrale jusqu’à juste en dessous du cou de la souris.Tirez la peau vers l’arrière avec les doigts et inspectez les ganglions lymphatiques axillaires. Utilisez des ciseaux chirurgicaux pour faire une incision latérale de 3,5 millimètres pour ouvrir la cavité abdominale. Coupez ensuite dans le sens intérieur jusqu’au bas du thorax.Inspectez les organes de la cavité abdominale tels que le foie, la rate et les reins. Avec le plat des ciseaux chirurgicaux, déplacez le foie pour exposer le diaphragme. Inspectez le diaphragme à la recherche de croissance tumorale ou de métastases, puis coupez doucement le diaphragme du côté droit de l’opérateur, lui permettant de se dilater.Coupez le diaphragme de droite à gauche pour exposer la cavité thoracique et les poumons, en prenant soin de ne pas couper les poumons. Découpé à travers l’extrémité

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