Name: Modèle normalisé de fibrillation ventriculaire et de soutien de la vie cardiaque avancé chez les porcs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-01-30T15:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 36 s
Description: Découvrez un modèle standardisé de réanimation cardiaque chez le porc pour étudier la fibrillation ventriculaire et améliorer les résultats cliniques. Cette méthode offre des perspectives précieuses pour les soins intensifs.

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Les auteurs veulent remercier Dagmar Dirvonskis pour son excellent soutien technique.

Les expériences de ce protocole ont été approuvées par le Comité d'État et de soins aux animaux institutionnels (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Koblenz, Allemagne; Présidente: Dre Silvia Eisch-Wolf; approbation non. G16-1-042). Les expériences ont été menées conformément aux lignes directrices de l'ARRIVE. Sept porcs mâles anesthésiés (sus scrofa domestica) avec un poids moyen de 30 à 2 kg et de 12 à 16 semaines d'âge ont été inclus dans le protocole.
1. Anesthésie, intubation et ventilation mécanique13,14
<ol><li>Maintenir les animaux dans leur environnement normal aussi longtemps que possible pour minimiser le stress. Retenir les aliments 6 h avant l'expérience prévue pour réduire le risque d'aspiration, mais ne pas refuser l'accès à l'eau.</li>
	<li>Porcs sédentaires avec une injection combinée de kétamine (4 mg/kg) et d'azaperone (8 mg/kg) dans le cou ou le muscle fessier avec une aiguille (20 G) pour l'injection intramusculaire. Laissez les animaux tranquilles dans leurs écuries jusqu'à ce que la sédation s'installe (15-20 min). CAUTION: Les gants sont absolument nécessaires lors de la manipulation des animaux.</li>
	<li>Transportez les animaux sous sédatifs au laboratoire. Le temps de transport ne doit pas dépasser le temps de sédation effectif (ici, 30-60 min).</li>
	<li>Surveillez la saturation périphérique en oxygène (SpO2) avec un capteur fixé à la queue ou à l'oreille.</li>
	<li>Désinfecter la peau avec un désinfectant alcoolique avant l'insertion d'un cathéter véinique périphérique (20 G) dans une veine de l'oreille. Vaporiser la zone, essuyer 1x, pulvériser à nouveau, et laisser sécher le désinfectant.</li>
	<li>Administrer l'analgésie par injection intraveineuse de fentanyl (4 g/kg). Induire l'anesthésie par injection intraveineuse de propofol (3 mg/kg)</li>
	<li>Placez le porc en position de supine sur une civière avec un matelas à vide et fixez-le avec des bandages. Appliquer un relaxant musculaire par injection intraveineuse d'atracurium (0,5 mg/kg)</li>
	<li>Commencez directement la ventilation non invasive avec un masque de ventilation pour chien (taille 2). Les paramètres de ventilation sont les suivants : FiO2 (fraction d'oxygène inspiratoire) 100 %, taux respiratoire de 18 à 20 respirations/min, pression inspiratoire maximale , lt;20 cmH20, PEEP (pression positive d'expiration de fin) 5 cmH20.</li>
	<li>Maintenir l'anesthésie par perfusion continue de fentanyl (0,1 à 0,2 mgkg -1 h-1) et de propofol (8-12 mg kg-1 h-1). Démarrer une infusion continue de solution d'électrolyte équilibrée (5 mL kg-1 h-1).</li>
	<li>Sécurisez les voies respiratoires par intubation avec un tube endotrachéal commun (ID 6-7) et un introducteur. Utilisez un laryngoscope commun avec une lame Macintosh (taille 4). Deux personnes sont nécessaires pour cette étape.<ol>
<li>Assurez-vous qu'une personne fixe la langue à l'extérieur avec un morceau de tissu et ouvre le museau avec l'autre main.<ol>
<li>Assurez-vous que la deuxième personne effectue une laryngoscopie du larynx porcin. Lorsque l'épiglotte apparaît, déplacez le laryngoscope ventralement. L'épiglotte doit être soulevée et les cordes vocales seront visibles. REMARQUE: Si l'épiglotte ne se déplace pas ventralement, il s'en tiendra à la palatine molle et peut être mobilisé par la pointe du tube.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Déplacez le tube soigneusement à travers les cordes vocales. REMARQUE: Le point le plus étroit de la trachée n'est pas au niveau des cordes vocales, mais est subglottique. Si l'insertion du tube n'est pas possible, essayez de faire pivoter le tube dans le sens des aiguilles d'une montre ou utilisez un tube plus petit.</li>
	<li>Sortez l'introducteur du tube. Utilisez une seringue de 10 ml pour bloquer le brassard avec 10 ml d'air. Contrôlez la pression du brassard à l'interne (30 cmH2O).</li>
	<li>Démarrer la ventilation mécanique après la connexion du tube avec un ventilateur (PEEP 5 cmH2O, volume de marée ' 8 mL/kg, FiO2 - 0,4, I:E [inspiration au rapport d'expiration] - 1:2, taux respiratoire - variable pour atteindre un CO2 de marée finale de lt;6 kPa, habituellement 20-30/min). Assurez-vous que la position du tube est correcte par expiration régulière et périodique du dioxyde de carbone par capnographie.</li>
	<li>Vérifier la ventilation recto-verso par auscultation. REMARQUE : En cas de mauvais placement du tube, un estomac rempli d'air forme rapidement un renflement clairement visible à travers la paroi abdominale. Dans ce cas, le remplacement immédiat du tube et l'insertion d'un tube gastrique est nécessaire. Si l'intubation n'est pas réussie, retournez pour masquer la ventilation et essayez un tube plus petit ou un meilleur positionnement du museau.</li>
	<li>Placez le tube gastrique dans l'estomac pour éviter le reflux et les vomissements avec deux personnes.<ol>
<li>Fixez la langue à l'extérieur avec un morceau de tissu et ouvrez le museau avec l'autre main.<ol>
<li>Assurez-vous qu'une deuxième personne effectue une laryngoscopie du larynx porcin puis visualise l'œsophage. Poussez le tube gastrique à l'intérieur de l'œsophage avec les forceps d'un Magill jusqu'à ce que le liquide gastrique soit drainé. REMARQUE : La visualisation peut être difficile. Dans ce cas, soulevez le tube avec le laryngoscope ventralepour pour ouvrir l'œsophage.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. Instrumentation
<ol><li>Utilisez des bandages pour retirer les pattes postérieures pour lisser les plis dans la zone fémorale pour la cathérisation du navire.</li>
	<li>Préparer les matériaux suivants : seringues (5 ml, 10 ml et 50 ml), aiguille Seldinger, gaines d'introduction (6 Fr, 8 Fr, 8 Fr), fil de guidage pour les gaines, cathéter veineux central avec trois ports (7 Fr, 30 cm) avec fil de guidage, moniteur de sortie cardiaque (Tableau des matériaux)et un cathéter (5 Fr, 20 cm).</li>
	<li>Désinfecter la zone inguinale (voir l'étape 1.6). Répétez ce processus 2x.</li>
	<li>Remplissez tous les cathéters d'une solution saline. Appliquer du gel à ultrasons sur la sonde à ultrasons. Couvrir la zone inguinale d'un drapé fenestré stérile.</li>
	<li>Scanner les bons vaisseaux fémoraux à l'échographie et utiliser la technique doppler pour identifier l'artère et la veine15. Visualisez l'artère fémorale droite axialement. Passez à une vue longitudinale de l'artère en faisant pivoter la sonde à 90 degrés.</li>
	<li>Perforez l'artère fémorale droite sous la visualisation d'ultrason avec l'aiguille de Seldinger sous l'aspiration permanente avec la seringue de 5 ml. REMARQUE : À notre avis, la technique guidée par ultrasons de Seldinger est associée à la perte de sang et au trauma de tissu sensiblement moins que d'autres méthodes d'accès vasculaire.</li>
	<li>Confirmez la position de l'aiguille désirée en observant le sang pulsant rouge vif. Débranchez la seringue et insérez rapidement le fil de guidage dans l'artère fémorale droite.</li>
	<li>Visualisez l'axe longitudinal de la veine fémorale droite. Insérez l'aiguille Seldinger sous aspiration permanente avec la seringue de 5 ml. Aspirez tout rouge foncé non-pulsant le sang veineux. REMARQUE : Si la position correcte de l'aiguille dans les différents vaisseaux ne peut pas être confirmée visuellement, prélever des échantillons de sang et analyser la teneur en gaz sanguin. Un niveau élevé d'oxygène est un bon signe pour le sang artériel, tandis que la faible saturation en oxygène indique la position intraveineuse.</li>
	<li>Insérez le fil de guidage pour le cathéter veineux central dans la veine fémorale droite après avoir débranché la seringue. Retirez l'aiguille Seldinger.</li>
	<li>Visualisez les deux vaisseaux droits à l'aide de l'échographie pour contrôler la position correcte du fil. Poussez la gaine artériel d'introduction (6 Fr) au-dessus du fil de guidage dans l'artère droite et fixez la position avec l'aspiration de sang. REMARQUE : Il peut être difficile de placer la gaine à travers la peau. Il peut être utile d'effectuer une petite incision le long du fil pour faciliter un meilleur placement.</li>
	<li>Utilisez la technique de Seldinger pour positionner la ligne veineuse centrale dans la veine fémorale droite. Aspirez tous les ports et rincez-les avec une solution saline.</li>
	<li>Effectuer la même procédure sur le côté inguinal gauche pour insérer les gaines d'introduction d'autres dans la technique de Seldinger dans l'artère fémorale gauche (8 Fr) et la veine fémorale (8 Fr).</li>
	<li>Connectez la gaine de l'introduction artérielle droite et le cathéter veineux central avec deux systèmes de transducteur pour la mesure de l'hémodynamique invasive. Placez les deux transducteurs au niveau du cœur.</li>
	<li>Passez les robinets d'arrêt de la voie des arbres des deux transducteurs ouverts à l'atmosphère pour calibrer le système à zéro. REMARQUE : Il est nécessaire d'éviter les bulles d'air et les taches de sang dans le système pour générer des valeurs plausibles.</li>
	<li>Passer toutes les perfusions pour maintenir l'anesthésie de la veine périphérique à une ligne veineuse centrale. Prenez les valeurs de base (hémodynamique, spirométrie et autres sorties du moniteur cardiaque; voir la section 3) après une récupération de 15 min.</li>
	<li>Initier la fibrillation ventriculaire (voir la section 4).</li>
</ol>3. Sortie cardiaque de contour d'impulsion
<ol><li>Insérer le cathéter de thermodilution transpulmonal dans la gaine de l'introduction artérielle droite. REMARQUE : En médecine clinique, les cathéters de thermodilution sont directement placés par la technique de Seldinger. Cependant, le placement par l'intermédiaire d'une gaine d'introduction est également faisable. Dans le protocole proposé, les gaines sont placées comme un accès vasculaire standardisé pour une flexibilité maximale dans l'instrumentation tout au long des différentes expériences.</li>
	<li>Connectez le cathéter avec le fil artériel du système de moniteur cardiaque. Changez le transducteur artériel directement avec le port de moniteur cardiaque et recalibrez comme décrit à l'étape 2.14. Connectez l'unité de mesure veineuse du système de moniteur cardiaque avec la gaine veineuse gauche d'introduction. REMARQUE : Il est nécessaire de relier les sondes veineuses et artérielles aussi loin que possible ; sinon, la mesure sera perturbée, parce que l'application de l'eau froide dans le système veineux affectera la mesure artérielle. Plus de détails concernant PiCCO2 ont été fournis précédemment16.</li>
	<li>Allumez le système de moniteur cardiaque. Confirmez qu'un nouveau patient est mesuré. Entrez la taille et le poids.</li>
	<li>Passez la catégorie aux adultes. Entrez le nom et l'iD du protocole. Cliquez sur La sortie.</li>
	<li>Définir le volume d'injection à 10 ml. REMARQUE : Le volume de la solution d'injection choisie peut être modifié dans le logiciel. Un volume plus élevé rend les valeurs mesurées plus valides. Un petit volume a été choisi pour cette expérience afin d'éviter tout effet d'hémodilution.</li>
	<li>Entrez la pression veineuse centrale.</li>
	<li>Ouvrez le stopcock à trois voies à l'atmosphère.</li>
	<li>Cliquez sur Zéro pour l'étalonnage du système. Cliquez sur La sortie.</li>
	<li>Calibrer la mesure continue de sortie cardiaque.<ol>
<li>Cliquez sur TD (thermodilution). Préparer une solution saline physiologique avec une température de 4 oC dans une seringue de 10 ml. Cliquez sur Démarrer.</li>
		<li>Injecter 10 ml de solution saline froide rapidement et régulièrement dans l'unité de mesure veineuse. Attendez que la mesure soit terminée et que le système demande une répétition.</li>
		<li>Répétez l'étape précédente jusqu'à ce que trois mesures soient effectuées. Le système calculera la moyenne de tous les paramètres. Cliquez sur La sortie. REMARQUE : Les mesures commenceront immédiatement après l'étalonnage. Bien que les mesures de sortie cardiaque pendant la RCR ne soient pas effectuées régulièrement, des résultats plausibles ont pu être confirmés après un calibrage adéquat17,18.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Fibrillation ventriculaire et réanimation mécanique
<ol><li>Placer les électrodes de patch de défibrillateur dans la position antérieure-postérieure sur le torse. L'électrode postérieure doit être positionnée sur l'hémithorax central gauche. REMARQUE : Utilisez un rasoir pour enlever l'excès de cheveux et de saleté pour faciliter une conduction optimale.</li>
	<li>Connectez les électrodes à un défibrillateur et établissez un ECG.</li>
	<li>Immobiliser le porc à l'intérieur du matelas à vide. Dégonfler le matelas pour éviter les mouvements indésirables pendant la RCR. Contrôle de la fixation des membres.</li>
	<li>Placez le dispositif de compression thoracique (ici, LUCAS-2) autour de la poitrine et sous le matelas à vide selon les recommandations du fabricant. Ajustez le bloc de pression au tiers inférieur du sternum en position médiane.</li>
	<li>Allumez le dispositif de compression thoracique (bouton « puissance ») et abaissez le coussin de pression au niveau de la peau. Définiz la fréquence de compression à 100/min, si elle n'est pas définie autrement dans le protocole. Appuyez sur le bouton Pause pour préparer le dispositif de compression pour les compressions thoraciques.</li>
	<li>Insérez un cathéter fibrillation/pacing dans la veine fémorale gauche à travers la gaine i.v.</li>
	<li>Gonflez le brassard de cathéter avec 1-2 ml d'air. Poussez lentement le brassard gonflé plus loin jusqu'à ce qu'il soit placé à côté de l'atrium droit (habituellement environ une distance de 50 cm).</li>
	<li>Connectez les électrodes de cathéter à un générateur adéquat d'oscilloscope/fonction. Ajuster les paramètres de fibrillation aux valeurs souhaitées (ici, un courant de 13,8 V avec des fréquences comprises entre 50-200 Hz).</li>
	<li>Allumez le générateur et surveillez les changements d'ECG. Déplacez le cathéter lentement vers l'avant jusqu'à ce que des arythmies puissent être détectées dans l'ECG. CAUTION : Empêchez les électrodes séparées à l'extrémité du cathéter de toucher la peau humaine ou l'un l'autre pour empêcher des circuits courts et des situations potentiellement représentant un danger pour la vie.</li>
	<li>Variez soigneusement la position du cathéter jusqu'à ce que la fibrillation ventriculaire puisse être détectée. REMARQUE : Il peut être difficile d'induire la fibrillation tout de suite. Si une position est atteinte à laquelle les effets ECG peuvent être vus, changer la fréquence ou à plusieurs reprises allumer et désactiver le générateur peut parfois être utile.</li>
	<li>Une fois que la fibrillation ventriculaire est confirmée, éteignez le générateur, dégonflez le ballon et retirez le cathéter de fibrillation. Maintenir la fibrillation avec ou sans ventilation aussi longtemps que nécessaire.</li>
	<li>Démarrez les compressions thoraciques mécaniques en appuyant sur le bouton Play sur le dispositif de compression. Pour interrompre les compressions thoraciques, appuyez sur le bouton Pause sur le dispositif de compression.</li>
	<li>Analyser les modèles ECG. Si la fibrillation ventriculaire persiste, préparez la défibrillation.<ol>
<li>Entrez le mode Manuel dans le menu du défibrillateur. Ajuster l'énergie à 200 J biphasique.</li>
		<li>Appuyez sur le bouton Charge. Attendez que le signal acoustique s'allume pour indiquer une valeur de choc préparée. Initier le choc électrique. CAUTION: Seuls les utilisateurs expérimentés doivent manipuler les défibrillateurs et les cathéters de fibrillation. Aucun choc ne doit être déclenché s'il y a une indication de matériaux défectueux ou usés. L'initiation d'un choc électrique doit toujours être annoncée clairement audible à chaque personne dans la salle, et la personne qui lance la défibrillation est responsable de s'assurer que personne ne touche l'animal ou la civière avant de libérer le choc. REMARQUE : Ici, le protocole de réanimation basé sur des lignes directrices a été utilisé (c.-à-d., 2 min de compressions thoraciques, évaluation d'ECG, choc, 2 min de compressions thoraciques, administration d'adrénaline, etc.). Pour plus d'informations, consultez les lignes directrices4.</li>
	</ol></li>
	<li>Dans le cas du retour de la circulation spontanée (ROSC), arrêtez les compressions thoraciques, continuez la ventilation et appliquez la surveillance aussi intensivement et aussi longtemps que nécessaire. REMARQUE : L'administration de médicaments anesthésiques peut ou non être interrompue pendant la RCR, selon le protocole. Si la sédation est interrompue, l'infusion doit être redémarrée sur ROSC confirmé.</li>
	<li>Une approche orientée vers l'objectif pour le guidage de l'administration de fluide et de catécholamine aussi bien que les arrangements respiratoires et de ventilation normalisés sont recommandées pour empêcher la détérioration cardiorespiratoire dans la phase de ROSC menant à l'échec expérimental.</li>
</ol>5. Fin de l'expérience et de l'euthanasie (dans le cas du ROSC)
<ol><li>Injecter 0,5 mg de fentanyl dans la ligne veineuse centrale. Attendez 5 min. Injecter 200 mg de propofol dans la ligne veineuse centrale.</li>
	<li>Euthanasier l'animal avec une injection de chlorure de potassium de 40 mmols.</li>
	<li>Effectuer l'ablation/fixation ou les analyses d'organe au besoin.</li>
</ol>

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<li>Tuna Katircibasi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Ultrasound+Guidance+and+Conventional+Method+for+Common+Femoral+Artery+Cannulation%3A+A+Prospective+Study+of+939+Patients%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Cardiol+Sin%22%5BJournal%5D)">Comparison of Ultrasound Guidance and Conventional Method for Common Femoral Artery Cannulation: A Prospective Study of 939 Patients.</a> Acta Cardiol Sin. 34 (5), 394-398 (2018).</li>
<li>Hartmann, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+thermodilution-derived+extravascular+lung+water+and+ventilation%2Fperfusion-compartments+in+a+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Correlation of thermodilution-derived extravascular lung water and ventilation/perfusion-compartments in a porcine model.</a> Intensive Care Medicine. 39 (7), 1313-1317 (2013).</li>
<li>Hartmann, E. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+inhaled+tumor+necrosis+factor-alpha-derived+TIP+peptide+improves+the+pulmonary+function+in+experimental+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anaesthesiol+Scand%22%5BJournal%5D)">An inhaled tumor necrosis factor-alpha-derived TIP peptide improves the pulmonary function in experimental lung injury.</a> Acta Anaesthesiol Scand. 57 (3), 334-341 (2013).</li>
<li>Ziebart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low+tidal+volume+pressure+support+versus+controlled+ventilation+in+early+experimental+sepsis+in+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Respiratory+Research%22%5BJournal%5D)">Low tidal volume pressure support versus controlled ventilation in early experimental sepsis in pigs.</a> Respiratory Research. 15, 101(2014).</li>
<li>Tan, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duration+of+cardiac+arrest+requires+different+ventilation+volumes+during+cardiopulmonary+resuscitation+in+a+pig+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Monitoring+and+Computing%22%5BJournal%5D)">Duration of cardiac arrest requires different ventilation volumes during cardiopulmonary resuscitation in a pig model.</a> Journal of Clinical Monitoring and Computing. , (2019).</li>
<li>Kill, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+ventilation+during+cardiopulmonary+resuscitation+with+intermittent+positive-pressure+ventilation%2C+bilevel+ventilation%2C+or+chest+compression+synchronized+ventilation+in+a+pig+model%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Mechanical ventilation during cardiopulmonary resuscitation with intermittent positive-pressure ventilation, bilevel ventilation, or chest compression synchronized ventilation in a pig model.</a> Critical Care Medicine. 42 (2), e89-e95 (2014).</li>
<li>Speer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+Ventilation+During+Resuscitation%3A+How+Manual+Chest+Compressions+Affect+a+Ventilator%27s+Function%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Therapy%22%5BJournal%5D)">Mechanical Ventilation During Resuscitation: How Manual Chest Compressions Affect a Ventilator's Function.</a> Advances in Therapy. 34 (10), 2333-2344 (2017).</li>
<li>Kill, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chest+Compression+Synchronized+Ventilation+versus+Intermitted+Positive+Pressure+Ventilation+during+Cardiopulmonary+Resuscitation+in+a+Pig+Model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Chest Compression Synchronized Ventilation versus Intermitted Positive Pressure Ventilation during Cardiopulmonary Resuscitation in a Pig Model.</a> PLoS ONE. 10 (5), e0127759(2015).</li>
<li>Newell, C., Grier, S., Soar, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Airway+and+ventilation+management+during+cardiopulmonary+resuscitation+and+after+successful+resuscitation%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">Airway and ventilation management during cardiopulmonary resuscitation and after successful resuscitation.</a> Critical Care. 22 (1), 190(2018).</li>
</ol>

Le dispositif LUCAS-2 a été fourni sans condition par Stryker/Physio-Control, Redmond, WA, Usa à des fins de recherche expérimentale. Aucun auteur ne signale de conflit d'intérêts.

Certains problèmes techniques majeurs concernant l'anesthésie dans un modèle porcin ont déjà été décrits par notre groupe13,14. Il s'agit notamment de l'évitement strict du stress et de la douleur inutile pour les animaux, des problèmes anatomiques possibles pendant la gestion des voies respiratoires, et des exigences spécifiques du personnel19.
En outre, les avantages du cathétérisation ultra-guidée ont été sou...

L'arrêt cardiaque et la réanimation cardiorespiratoire (RCR) sont régulièrement rencontrés des urgences médicales dans les services hospitaliers ainsi que des scénarios précliniques de fournisseur d'urgence1,2. Bien qu'il y ait eu des efforts considérables pour caractériser le traitement optimal pour cette situation3,4,5,6, lignes directrices internationales et recommandations d'experts (par exemple, ERC et ILCOR) s'appuient généralement sur des preuves de qualité inférieure en raison de l'absence d'essais randomisés prospectifs3,4,5,7,8,9. Cela est dû en partie à des réserves éthiques évidentes concernant les protocoles de réanimation randomisée dans les essais humains10. Cependant, cela peut également indiquer un manque d'adhésion stricte au protocole lorsqu'il est confronté à une situation potentiellement mortelle et stressante11,12. Le protocole présenté dans ce rapport vise à fournir un modèle de réanimation normalisé dans un cadre clinique réaliste, qui génère des données précieuses et prospectives tout en étant aussi valide et précis que possible sans avoir besoin de sujets humains. Il adhère à des lignes directrices communes en matière de réanimation, peut être facilement appliqué et permet aux recherches d'examiner et de caractériser divers aspects et interventions dans un contexte critique mais contrôlé. Cela permettra 1) une meilleure compréhension des mécanismes pathologiques sous-jacents à l'arrêt cardiaque et la fibrillation ventriculaire et 2) des preuves de meilleure qualité afin d'optimiser les options de traitement et d'augmenter les taux de survie.

<table><tbody><tr><td>1 M- Kaliumchlorid-L&ouml ; sung 7,46 % 20ml</td><td>Fresenius, Kabi Deutschland GmbH</td><td></td><td>chlorure de potassium</td></tr><tr><td>Artérénol 1mg/ml 25 ml</td><td>Sanofi- Aventis, Seutschland GmbH</td><td></td><td>noradrénaline</td></tr><tr><td>Atracurium Hikma 50mg/5ml</td><td>Hikma Pharma GmbH, Martinsried</td><td></td><td>atracurium</td></tr><tr><td>BD Discardit II Spritze 2,5,10,20 ml</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Espagne</td><td></td><td>seringue</td></tr><tr><td>BD Luer Connecta</td><td>Becton Dickinson Infusion Therapy AB Helsingborg, Schweden</td><td></td><td>3-way-stopcock</td></tr><tr><td>BD Microlance 3 20 G</td><td>Becton Dickinson S.A. Carretera Mequinenza Fraga, Spain</td><td></td><td>canula</td></tr><tr><td>CorPatch Easy Electrodes</td><td>CorPuls, Kaufering, Allemagne</td><td></td><td>Électrodes de défibrillateur</td></tr><tr><td>Corpuls 3</td><td>Corpuls, Kaufering, Allemagne</td><td></td><td>défibrillateur</td></tr><tr><td>Datex Ohmeda S5</td><td>GE Healthcare Finland Oy, Helsinki, Finlande</td><td></td><td>Moniteur hémodynamique</td></tr><tr><td>Engstr&ouml ; m Carestation</td><td>GE Heathcare, Madison USA</td><td></td><td>ventilateur</td></tr><tr><td>Fentanyl-Janssen 0,05mg/ml</td><td>Janssen-Cilag GmbH, Neuss</td><td></td><td>fentanyl</td></tr><tr><td>F&uuml ; hrungsstab, Durchmesser 4.3</td><td>R&uuml ; </td><td></td> sch <td>introducteur de sonde endotrachéale</td></tr><tr><td>Incetomat-line 150 cm</td><td>Fresenius, Kabi Deutschland GmbH</td><td></td><td>perfusorline</td></tr><tr><td>Ketamin-Hameln 50mg/ml</td><td>Hameln Pharmaceuticals GmbH</td><td></td><td>kétamine</td></tr><tr><td>laryngoscope</td><td>R&uuml ; </td><td></td> sch <td>laryngoscope</td></tr><tr><td>logicath 7 Fr 3-lumen 30cm lang</td><td>Smith- Medical Deutschland GmbH</td><td></td><td>cathéter veineux central</td></tr><tr><td>LUCAS-2</td><td>Physio-Control/Stryker, Redmond, WA, USA</td><td></td><td>appareil de compression thoracique</td></tr><tr><td>Masimo Radical 7</td><td>Masimo Corporation Irvine, Ca 92618 États-Unis</td><td></td><td>saturation périphérique en oxygène</td></tr><tr><td>Neofox Capteur d’oxygène 300 micron fibre</td><td>Ocean optique Largo, FL États-Unis</td><td></td><td>mesures ultrarapides de pO2</td></tr><tr><td>&Ouml ; ls&auml ; ure reinst Ph. Eur NF C18H34O2 M0282,47g/mol Dichte 0,9</td><td>Applichem GmbH Darmstadt, Deutschland</td><td></td><td>acide oléique</td></tr><tr><td>Original Perfusor seringue 50ml Luer Lock</td><td>B.Braun Melsungen AG, Allemagne</td><td></td><td>perfusorsyringe</td></tr><tr><td>Osypka pace, 110 cm</td><td>Osypka Medical GmbH, Rheinfelden-Herten, Germany</td><td></td><td>Cathéter de stimulation/fibrillation</td></tr><tr><td>PA-Katheter Swan Ganz 7,5 Fr 110cm</td><td>Edwards Lifesciences LLC, Irvine CA, USA</td><td></td><td>PAC</td></tr><tr><td>Kit d’introduction de gaine percutanée 8,5 et 9 Fr, 10 cm avec valve d’hémostase intégrée/port latéral</td><td>Arrow international inc. Reading, PA, USA</td><td></td><td>gaine d’introduction</td></tr><tr><td>Perfusor FM Braun</td><td>B.Braun Melsungen AG, Allemagne</td><td></td><td>Pousse-seringue</td></tr><tr><td>Propofol 2 % 20mg/ml (flacons de 50ml)</td><td>Fresenius, Kabi Deutschland GmbH</td><td></td><td>propofol</td></tr><tr><td>Radifocus Introducter II, 5-8 Fr</td><td>Terumo Corporation Tokio, Japon</td><td></td><td>introducteur gaine</td></tr><tr><td>R&uuml ; schelit Super Safety Clear >ID 6/ 6,5 /7,0 mm</td><td>Teleflex Medical Sdn. Bhd, Malaysia</td><td></td><td>tube endotrachéal</td></tr><tr><td>Seldinger Nadel mit Fixierfl&uuml ; gel</td><td>Smith- Medical Deutschland GmbH</td><td></td><td>seldinger canula</td></tr><tr><td>Sonosite Micromaxx Système d’échographie</td><td>Sonosite Bothell, WA, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>échographie Stainless Macintosh Gr&ouml ; &szlig ; e 4</td><td>Welsch Allyn69604</td><td></td><td>lame pour laryngoscope</td></tr><tr><td>Stresnil 40mg/ml</td><td>Lilly Deutschland GmbH, Abteilung Elanco Animal Health</td><td></td><td>azaperone</td></tr><tr><td>Vasofix Safety 22G-16G</td><td>B.Braun Melsungen AG, Germany</td><td></td><td>Cathéter veineux</td></tr><tr><td>Voltcraft Modèle 8202</td><td>Voltcraft, Hirschau, Allemagne</td><td></td><td>oscilloscope/générateur de fonctions</td></tr></tbody></table>

modèle normalisé de fibrillation ventriculaire et de soutien de la vie cardiaque avancé chez les porcs

Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine

La réanimation cardio-pulmonaire après un arrêt cardiaque, indépendamment de son origine, est une urgence médicale régulièrement rencontrée dans les hôpitaux ainsi que les milieux précliniques. Les essais randomisés prospectifs chez les sujets humains sont difficiles à concevoir et ambigus sur le plan éthique, ce qui entraîne un manque de thérapies fondées sur des données probantes. Le modèle présenté dans ce rapport représente l'une des causes les plus courantes d'arrêts cardiaques, la fibrillation ventriculaire, dans un cadre normalisé dans un modèle animal de grande taille. Ceci permet des observations reproductibles et diverses interventions thérapeutiques dans des conditions médicalement précises, facilitant ainsi la génération de meilleures preuves et, éventuellement, le potentiel d'amélioration du traitement médical.

L'arrêt cardiaque a été induit dans sept porcs. Le retour de la circulation spontanée après la RCR a été réalisé chez quatre porcs (57 %) avec une moyenne de 3 défibrillations biphasiques. Les porcs sains et correctement anesthésiés doivent rester en position de supin sans frissons et signes d'agitation tout au long de l'expérience. La pression artérielle moyenne ne devrait pas descendre en dessous de 50 mmHg avant le déclenchement de la fibrillation18. Pour des ré...

La réanimation cardio-pulmonaire et la défibrillation sont les seules options thérapeutiques efficaces pendant l'arrêt cardiaque provoqué par la fibrillation ventriculaire. Ce modèle présente un régime normalisé pour induire, évaluer et traiter cet état physiologique dans un modèle porcin, fournissant ainsi une approche clinique avec diverses occasions pour la collecte et l'analyse de données.

Modèle normalisé de fibrillation ventriculaire et de soutien de la vie cardiaque avancé chez les porcs

Cardiopulmonary resuscitation after cardiac arrest, independent of its origin, is a regularly encountered medical emergency in hospitals as well as ...

La normalisation d’un modèle de réanimation chez les animaux ayant une physiologie cardiopulmonaire comparable à celle des humains aide à l’étude et à la compréhension des nouvelles options thérapeutiques pour améliorer les résultats pour les patients. Pour une bonne application du modèle et des interprétations adéquates des résultats, l’expertise en médecine d’urgence et les soins intensifs des patients gravement malades est fortement recommandée. Le principal avantage de cette procédure est l’amélioration de l’applicabilité sensationnelle des résultats positifs et dans un cadre expérimental par ailleurs très difficile.La démonstration initiale de la configuration expérimentale peut aider de manière significative puisque l’électrode et le placement de garniture de compression sont cruciaux pour l’exécution réussie et sont souvent décrits seulement par le texte seul. Ce protocole fournit un aperçu plus approfondi du mécanisme de réanimation pour les fournisseurs de soins intensifs et critiques en milieu pré-hospitalier et clinique. Après le placement du cathéter trans-pulmonal de thermodilution dans le porc sédation et expérimental, placez un électrode de correction de défibrillateur antérieur sur le torse et une électrode postérieure sur l’hémithorax gauche central.Connectez les électrodes à un défibrillateur pour établir l’ECG et immobiliser le porc à l’intérieur d’un matelas sous vide. Dégonflez le matelas pour prévenir les mouvements indésirables pendant la RCR et fixez les membres. Placez un dispositif de compression thoracique autour de la poitrine et sous le matelas sous vide selon les recommandations du fabricant et ajustez la garniture de pression au tiers inférieur du sternum en position médiane.Pour un positionnement optimal du dispositif de compression thoracique, l’animal peut devoir être déplacé latéralement à l’intérieur du matelas dégonflé. Lorsque l’appareil est en place, l’alimentation sur l’appareil et abaisser le coussin de pression à la peau. Appuyez sur pause pour préparer l’appareil pour les compressions thoraciques et insérer un cathéter fibrillation-rythme à l’intérieur de la veine fémorale gauche à travers la gaine IV.Gonflez le brassard de cathéter avec un à deux millilitres d’air et poussez lentement le brassard gonflé d’environ 50 centimètres jusqu’à ce qu’il soit placé à côté de l’atrium droit. Connectez les électrodes cathéter à un générateur de fonction oscilloscope adéquat et ajustez les paramètres de fibrillation aux valeurs expérimentales appropriées. Allumez ensuite le générateur tout en surveillant les changements d’ECG, déplaçant le cathéter lentement vers l’avant jusqu’à ce que des arythmies puissent être détectées dans l’ECG.Variez soigneusement la position du cathéter jusqu’à ce que la fibrillation ventriculaire puisse être détectée. Une fois que la fibrillation ventriculaire a été confirmée, éteignez le générateur et dégonflez et enlevez le cathéter de fibrillation. Appuyez ensuite sur jouer sur le dispositif de compression pour commencer les compressions thoraciques mécaniques.Pour interrompre les compressions thoraciques, appuyez sur le bouton pause sur le dispositif de compression. Analyser les modèles ECG. Si la fibrillation ventriculaire persiste, entrez le mode manuel dans le menu défibrillateur et ajustez l’énergie à 200 joules par phasic.Appuyez sur le bouton de charge et attendez que le signal acoustique s’allume pour indiquer une valeur de choc préparée avant d’amorcer la décharge électrique. Dans le cas du retour de la circulation spontanée, arrêter les compressions thoraciques, poursuivre la ventilation et appliquer une surveillance aussi intensive et aussi longtemps que nécessaire. L’arrêt cardiaque induit par cathéter de rythme peut être supposé si les lectures d’ECG montrent la fibrillation ventriculaire et aucune variation cardiaque de sortie ou de pression n’est mesurée par la ligne artérielle.Une fois que les compressions thoraciques ont été commencées, la production cardiaque suffisante de sortie est indiquée par une pression artérielle moyenne de 30 à 50 millilitres de mercure et, si l’adhésion aux directives de réanimation, l’administration d’un milligramme d’adrénaline a comme conséquence une augmentation substantielle de la tension artérielle dans un délai d’une minute. Le retour de la circulation spontanée est confirmé par une augmentation spectaculaire des mesures expiratory de dioxyde de carbone et un rythme cardiaque organisé dans l’ECG dans le rendement cardiaque respectif tel qu’observé par mesure artérielle. L’hypercapnie et une diminution de l’indice Horovitz sont généralement observées après le retour de la circulation spontanée et un rétablissement de la ventilation mécanique contrôlée conduit à une compensation et à des conditions respiratoires stables.Le fait de déplacer ou de déloger le dispositif de compression thoracique pendant l’expérience compromet les résultats. Par conséquent, il faut prendre soin d’éviter le repositionnement. Avec cette procédure, une évaluation normalisée du rendement cardiaque et du rapport ventilation-perfusion pendant la réanimation peut être effectuée pour caractériser abondamment les effets cardiopulmonaires.Les modèles normalisés de réanimation doivent identifier de nouvelles techniques de ventilation pendant la RCR, ce qui pourrait aider à améliorer les résultats pour les patients. Lorsque vous essayez des protocoles qui utilisent la défibrillation et les oscilloscopes, une expertise et une prudence adéquates sont primordiales pour prévenir les situations et les blessures mettant la vie en danger.

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Médecine

Ce protocole décrit le modèle d'infarctus du myocarde (MI) à l'aide d'un porc de 90 min à thorax fermé ballonnet coronarien occlusion de l'artère descendante antérieure gauche (LAD), suivie d'une reperfusion. En outre, le protocole pour plusieurs paramètres de résultats, tels que la fonction cardiaque, hémodynamique, résistance microvasculaire, et la taille de l'infarctus, sont également présentés.

Infarctus du myocarde et d&#39;évaluation fonctionnelle de résultats chez le porc

Cet article décrit un modèle de fibrillation ventriculaire induite électriquement et de réanimation par compression thoracique, ventilation et administration de chocs électriques qui simule un épisode d’arrêt cardiaque soudain et de réanimation cardiorespiratoire conventionnelle. Le modèle permet de recueillir des informations sur la physiopathologie de l’arrêt cardiaque et d’explorer de nouvelles stratégies de réanimation.

Un modèle de rat de la fibrillation ventriculaire et de réanimation par conventionnelle à thorax fermé Technique

Nous démontrons un protocole visant à normaliser les procédures d’échantillonnage d’un modèle porcin établi d’infarctus aigu du myocarde afin d’augmenter sa valeur translationnelle dans la compréhension de la physiopathologie de l’ischémie/reperfusion myocardique et de tester de nouveaux médicaments candidats.

Amélioration d’un modèle de porcins infarctus du myocarde de thorax fermé par normalisation des tissus et des procédures d’échantillonnage de sang

Nous présentons ici un protocole pour produire une cardiomyopathie induite par la tachycardie chez les porcs. Ce modèle représente un moyen puissant pour l’étude de l’hémodynamique de l’insuffisance cardiaque chronique progressive et les effets du traitement appliqué.

Cardiomyopathie induite par la tachycardie comme un modèle de l’insuffisance cardiaque chronique chez le porc

Nous présentons ici un protocole démontrant un modèle de choc hémorragique chez le porc qui utilise l’occlusion aortique comme un pont vers définitives soins en traumatologie. Ce modèle s’applique à tester un large éventail de stratégies thérapeutiques chirurgicales et pharmacologiques.

Occlusion aortique complète ou partielle pour le traitement du choc hémorragique chez le porc

Nous décrivons un modèle de péricardite stérile chez les minipigs pour étudier la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire (FA). Nous présentons des techniques chirurgicales et anesthésiques, des stratégies d’accès vasculaire et un protocole pour étudier l’inductibilité de la FA.

Péricardite stérile chez les minipigs d’Aachener comme modèle pour la myopathie auriculaire et la fibrillation auriculaire

Les modèles animaux d’infarctus du myocarde (IM) qui imitent le processus naturel de la maladie chez l’homme sont essentiels pour comprendre les mécanismes physiopathologiques et tester l’innocuité et l’efficacité des nouvelles thérapies émergentes. Nous décrivons ici un modèle de porc MI créé en déployant une bobine d’embolisation percutanée.

Infarctus du myocarde par déploiement de bobine d’embolisation percutanée dans un modèle porcin

Ce protocole présente un modèle de fibrillation ventriculaire à long terme dans le cœur de rat induite par une stimulation continue avec un courant alternatif basse tension. Ce modèle a un taux de réussite élevé, est stable, fiable et reproductible, a un faible impact sur la fonction cardiaque et ne provoque que des lésions myocardiques légères.

Un modèle de fibrillation ventriculaire à long terme dans des cœurs de rats isolés

Ce protocole démontre l’utilisation d’un défibrillateur cardioverteur (DCI) implantable pour induire de manière fiable des arythmies ventriculaires, effectuer une cardioversion interne et obtenir des enregistrements ECG intracardiaques dans un modèle porcin.

Modèle d’arrêt cardiaque porcin utilisant un défibrillateur implantable

Modèles animaux de grande taille ont de bonnes valeurs de translation dans l'examen de la physiologie et de la pharmacologie de l'asphyxie néonatale. Utilisation porcelets nouveau-nés, nous développons un protocole expérimental pour simuler l'asphyxie néonatale, qui a des avantages de l'étude des paramètres hémodynamiques systémiques et régionales, transport de l'oxygène aux voies biochimiques et pathologiques et des corrélations.

Un modèle porcin de l&#39;asphyxie néonatale

Découvrez un modèle standardisé de réanimation cardiaque chez le porc pour étudier la fibrillation ventriculaire et améliorer les résultats cliniques. Cette méthode offre des perspectives précieuses pour les soins intensifs.

Modèle normalisé de fibrillation ventriculaire et de soutien de la vie cardiaque avancé chez les porcs

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