Name: Électrocardiographie non invasive chez la souris périnatale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-12T13:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 36 s
Description: Découvrez l'électrocardiographie non invasive pour évaluer la fonction cardiovasculaire chez les souris néonatales sans anesthésie. Cette méthode améliore la compréhension du cœur néonatal et sa corrélation avec les données cliniques humaines.

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Les auteurs reconnaissent le généreux soutien de la Saving tiny Hearts Society (KLT), le programme UN COBRE (numéro de subvention NIGMS P20GM103643; et le programme de bourses SURE de l’Université de Nouvelle-Angleterre (VLB), ainsi que le soutien technique des patients d’Ashish More (iWorx, Douvres, NH). La figure 3, la figure 4 et la figure S1 ont été créées avec le logiciel Biorender.

Le protocole suivant suit les normes de l’Institutional Animal Care and Use Committee de l’Université de la Nouvelle-Angleterre. L’observation étroite du protocole devrait fournir des lectures satisfaisantes d’ECG dans tous les nouveau-nés examinés (n &gt ; 70).
1. Préparations d’appareils
<ol><li>Branchez l’appareil dans le port USB d’un ordinateur avec le logiciel ECG téléchargé dessus. Le dispositif de mesure commencera automatiquement à chauffer jusqu’à (37 °C/98,6 °F). L’unité de chauffage interne est contenue dans l’unité de mesure et ne chauffe que la surface en plastique. Les électrodes en fil d’argent ne sont pas chauffées.</li>
	<li>Laisser environ 15 min pour que la surface atteigne la température. Utilisez ce temps pour rassembler et mettre en place des animaux. REMARQUE : Le protocole peut être mis en pause à ce stade et la plate-forme peut rester branchée et chauffer pendant une longue période de temps. En l’absence d’une plate-forme d’électrode autochauffée, un coussin chauffant sécuritaire pour animaux peut également être utilisé pour empêcher la mère et les petits de devenir hypothermiques.</li>
</ol>2. Préparations animales
<ol><li>Recueillir la mère et les chiots et garder dans la cage de logement jusqu’à ce qu’ils soient prêts à recueillir.</li>
	<li>Une fois que l’unité de mesure a chauffé à la température, retirez le chiot de souris de la cage et essuyez le thorax avec 70% d’éthanol pulvérisé sur un lingette. Placez le chiot sur la surface chauffée du plastique.</li>
	<li>Laissez la souris s’acclimater à la surface dans l’obscurité pendant environ 2-5 minutes.</li>
</ol>3. Configuration de plate-forme de souris et d’électrodes (application d’électrode)
<ol><li>Utilisez une spatule métallique, une sonde ou une cheville en bois pour recueillir une petite gouttelette de gel adhésif à conducteur électrique (un gel électrode à haute conductivité à séchage rapide couramment utilisé pour le placement des électrodes rongeurs). REMARQUE : Tout objet solide non fibreux peut être utilisé pour appliquer le gel conducteur, tant que l’objet ne laissera pas derrière lui des fibres synthétiques ou des matériaux similaires sur les électrodes qui pourraient interférer avec la qualité du signal électrique.</li>
	<li>À l’aide de la spatule/cheville, touchez doucement le dessus de chacune des quatre surfaces aplaties de l’électrode en appuyant doucement vers le bas et en tirant le gel conducteur à un angle oblique loin du centre de la construction de l’électrode. Assurez-vous que chaque électrode individuelle est complètement recouverte de gel. ATTENTION : Cette étape est extrêmement importante pour s’assurer que le gel électrode conductrice n’adhère pas à plus d’une seule électrode. Les brins adhésifs qui se forment entre les électrodes peuvent effectuer une charge et potentiellement interférer avec ou court-circuiter le signal électrique désiré. Le protocole ne doit pas être mis en pause pour le moment car le gel va commencer à se solidifier et devenir adhérent. Assurez-vous de configurer la souris sur la plate-forme dans les 5 à 10 minutes qui ont suivi l’application d’un gel conducteur (ou d’une substitution équivalente au gel d’électrode conductrice).</li>
	<li>Placez la spatule en métal ou dowel en bois avec le reste du gel sur le côté.</li>
	<li>Placez le sternum néonatal de chiot de souris vers le bas et enclin avec la tête du chiot faisant face au bord USB sortant de la plate-forme. Assurez-vous qu’une partie de la poitrine du chiot couvre chacune des quatre électrodes. Retenez doucement les avant-bras du chiot à leurs côtés tout en maintenant simultanément vers le bas pendant environ 1 min pour permettre au gel conducteur de régler.</li>
	<li>Placez des pare-chocs en silicone en caoutchouc sur les côtés droit et gauche du chiot. Les pare-chocs doivent fixer le chiot de chaque côté et fournir de la stabilité pour prévenir les mouvements excessifs de la souris, mais ne devraient pas empêcher tout mouvement de la souris. Une fois installé, regardez la souris pendant un moment et ajustez le placement du pare-chocs au besoin. ATTENTION : Ne comprimez pas la souris trop étroitement car cela peut interférer avec la mécanique respiratoire et la fréquence respiratoire.</li>
	<li>Utilisez la cheville qui a été mise de côté pour appliquer le gel conducteur restant sur l’électrode de queue de mise à la terre et placer sur la croupe du chiot. Appliquer une pression douce pour laisser le gel se fixer avant de libérer le chiot.</li>
	<li>Placez le pare-chocs en silicium final sur la croupe de la souris pour maintenir l’électrode de mise à la terre en place. ATTENTION : N’appliquez pas une force excessive lorsque vous placez le pare-chocs final, car cela pourrait causer de l’inconfort au chiot et/ou déplacer l’électrode de mise à la terre.</li>
	<li>Prenez la main sur toute la plate-forme et placez doucement à l’intérieur de la cage de Faraday. ATTENTION : Veillez à ce que le pare-chocs en silicone supérieur ne soit pas déplacé une fois que la cage Faraday est en place.</li>
	<li>Avant l’enregistrement, assurez-vous que le chiot de la souris ne bouge pas excessivement et assurez-vous que le corps et la tête de la souris semblent sécurisés. ATTENTION: Assurez-vous que la tête du chiot de souris est capable de se déplacer un peu librement dans les pare-chocs et n’est pas complètement museau vers le bas dans la plate-forme. La plate-forme surélevée est conçue pour élever légèrement le thorax de la souris et prévenir l’étouffement, mais cela doit être surveillé de près.</li>
</ol>

<ol><li>Pappano, A. J., Wier, W. G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPappano%2C+AJ+%22Cardiovascular+Physiology%22">Cardiovascular Physiology</a>. 11, Elsevier. 40-41 (2019).</li>
<li>Kaese, S., Verheule, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+electrophysiology+in+mice%3A+A+matter+of+size%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cardiac electrophysiology in mice: A matter of size.</a> Frontiers in Physiology. 3, Semptember 1-19 (2012).</li>
<li>Sisakian, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiomyopathies%3A+Evolution+of+pathogenesis+concepts+and+potential+for+new+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Cardiomyopathies: Evolution of pathogenesis concepts and potential for new therapies.</a> World Journal of Cardiology. 6 (6), 478-494 (2014).</li>
<li>London, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Arrhythmias%3A+From+%28Transgenic%29+Mice+to+Men%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Cardiac Arrhythmias: From (Transgenic) Mice to Men.</a> Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 12 (9), 1089-1091 (2001).</li>
<li>Zehendner, C. M., Luhmann, H. J., Yang, J. -W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+and+Novel+Method+to+Monitor+Breathing+and+Heart+Rate+in+Awake+and+Urethane+Anesthetized+Newborn+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">A Simple and Novel Method to Monitor Breathing and Heart Rate in Awake and Urethane Anesthetized Newborn Rodents.</a> PLoS ONE. 5, 62628(2013).</li>
<li>Zhao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dry-contact+microelectrode+membranes+for+wireless+detection+of+electrical+phenotypes+in+neonatal+mouse+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Microdevices%22%5BJournal%5D)">Dry-contact microelectrode membranes for wireless detection of electrical phenotypes in neonatal mouse hearts.</a> Biomedical Microdevices. 17 (2), 40(2015).</li>
<li>Cao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wearable+multi-channel+microelectrode+membranes+for+elucidating+electrophysiological+phenotypes+of+injured+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Integrative+Biology%22%5BJournal%5D)">Wearable multi-channel microelectrode membranes for elucidating electrophysiological phenotypes of injured myocardium.</a> Integrative Biology. 6 (8), 789(2014).</li>
<li>Ho, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+rate+and+electrocardiography+monitoring+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Mouse+Biology%22%5BJournal%5D)">Heart rate and electrocardiography monitoring in mice.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).</li>
<li>Heier, C. R., Hampton, T. G., Wang, D., DiDonato, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+electrocardiogram+intervals+during+growth+of+FVB%2FN+neonate+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Physiology%22%5BJournal%5D)">Development of electrocardiogram intervals during growth of FVB/N neonate mice.</a> BMC Physiology. 10, 16(2010).</li>
<li>Heier, C. R., DiDonato, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ECG+in+neonate+mice+with+spinal+muscular+atrophy+allows+assessment+of+drug+efficacy%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+Biosciences+%28Elite+Ed%29%22%5BJournal%5D)">ECG in neonate mice with spinal muscular atrophy allows assessment of drug efficacy.</a> Frontiers Biosciences (Elite Ed). 7, 107-116 (2015).</li>
<li>Chu, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+noninvasively+recording+electrocardiograms+in+conscious+mice%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Physiology%22%5BJournal%5D)">Method for noninvasively recording electrocardiograms in conscious mice.</a> BMC Physiology. 1, 6(2001).</li>
<li>Patel, S. I., Souter, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Equipment-related+electrocardiographic+artifacts%3A+causes%2C+characteristics%2C+consequences%2C+and+correction%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Equipment-related electrocardiographic artifacts: causes, characteristics, consequences, and correction.</a> Anesthesiology. 108 (1), 138-148 (2008).</li>
<li>Castellan, R. F. P., Thomson, A., Moran, C. M., Gray, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrocardiogram-gated+kilohertz+visualisation+%28EKV%29+ultrasound+allows+assessment+of+neonatal+cardiac+structural+and+functional+maturation+and+longitudinal+evaluation+of+regeneration+after+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Electrocardiogram-gated kilohertz visualisation (EKV) ultrasound allows assessment of neonatal cardiac structural and functional maturation and longitudinal evaluation of regeneration after injury.</a> Ultrasound in Medicine and Biology. 46 (1), 167-179 (2020).</li>
</ol>

Les auteurs ne signalent aucun conflit d’intérêts.

Les points de données recueillis lors du jour périnatal 1 des chiots souris sont légèrement inférieurs aux valeurs moyennes attendues pour les souris adultes (500-700 battements par minute). 8 Il y a une augmentation de la fréquence cardiaque à mesure que la souris vieillit, ce qui est plus conforme aux valeurs attendues (tableau 1). Toutefois, il est important de souligner que les valeurs néonatales se trouvaient à l’extrémité inférieure de cette fourchette, soutenant l’idée que ...

La fonction cardiaque peut être mesurée de différentes façons, dont la plus courante comprend l’utilisation de l’électrocardiographie (ECG) pour analyser la conduction du courant électrique à travers le cœur ainsi que son cycle cardiaque global et lafonction 1. L’électrocardiographie continue d’être un outil de diagnostic utile pour identifier et caractériser les anomalies cardiaques dans les modèles humains etanimaux de la maladie 1,2. Des irrégularités dans une lecture d’électrocardiogramme peuvent être trouvées dans le développement cardiaque anormal (c.-à-d., maladie cardiaque congénitale (CHD)), et peuvent inclure des arythmies se manifestant comme changements dans la fréquence cardiaque (par exemple, bradycardie), et le rythme (par exemple, « blocs cardiaques ») suggestif des défauts dans l’intégrité et/ou la fonction du myocarde sous-jacent. De tels changements peuvent prédisposer les patients à un dysfonctionnement cardiaque potentiellement mortel (p. ex., insuffisance cardiaque congestive et/ou arrêt cardiaque) et à une mortalitéaccrue 3,4. Compte tenu des taux élevés de mortalité par CHD grave et non traité, il est essentiel de mettre au point une méthode normalisée et reproductible pour la collecte de l’ECG au cours de cette période postnatale précoce.
Bien que nous ne sommes pas les premiers à nous attaquer à ce problème, les méthodes antérieures de collecte de l’ECG sur un chiot de souris ont traditionnellement inclus des procédures invasives (électrodes sous-cutanées d’aiguilles ou de fils) et/ou l’utilisation d’anesthésiques5,6,7. Les avantages d’effectuer une analyse ECG non invasive comprennent la minimisation de la douleur et l’perte de stress sur l’animal. Alors que l’expérimentateur doit toujours être prudent sur la cause du stress chiot, l’appareil est conçu pour éviter les facteurs de stress communs afin de produire des données précises. Dans le contexte de l’évaluation de la fonction cardiaque, l’introduction de l’anesthésie chez les animaux qui peuvent avoir des anomalies cardiopulmonaires pourrait potentiellement masquer ou même exacerber les conditions sous-jacentes. Les anesthésiques peuvent affecter la conduction électrique en modifiant la dépolarisation et/ou la repolarisation des cellules. Enfin, l’utilisation de l’anesthésie peut mettre le chiot nouveau-né à un risque accru d’hypothermie, ce qui pourrait confondre davantage toute pathologie inhérente. Le protocole suivant n’introduit aucun anesthésique, procédures invasives, ou inconfort prononcé chez le chiot. Une fois la configuration de l’équipement finalisée, la configuration de l’appareil et la collecte de données impliquant l’animal peuvent être complétées efficacement, après quoi les chiots peuvent être retournés à leur mère. En outre, ce système permet d’effectuer des analyses répétées et/ou en série, ce qui est idéal pour les expériences nécessitant une analyse au fil du temps, l’introduction de thérapies pharmacologiques, etc.

<table><tbody><tr><td>LabScribe4</td><td>iWorx</td><td>Logiciel LabScribe4</td><td>utilisé pour enregistrer l’ECG</td></tr><tr><td>Néonatal Souris ECG & Système respiratoire</td><td>iWorx</td><td>RS-NMECG : ECG de souris néonatale</td><td>Dispositif ECG</td></tr><tr><td>Gel adhésif conducteur tensif Parker</td><td>Laboratories, Inc</td><td>22-60</td><td>Gel tactique utilisé comme gel conducteur pour ECG</td></tr></tbody></table>

Électrocardiographie non invasive chez la souris périnatale

Noninvasive Electrocardiography in the Perinatal Mouse

L’électrocardiographie (ECG) est depuis longtemps utilisée comme méthode efficace et fiable d’évaluation de la fonction cardiovasculaire (et cardiopulmonaire) dans les modèles humains et animaux de la maladie. La fréquence cardiaque individuelle, le rythme et la régularité, combinés avec les paramètres quantitatifs recueillis auprès de l’ECG, servent à évaluer l’intégrité du système de conduction cardiaque ainsi que la physiologie intégrée du cyclecardiaque. Cet article fournit une description complète des méthodes et des techniques utilisées pour effectuer un ECG non invasif sur les chiots de souris périnatals et néonatals dès le premier jour postnatal, sans nécessiter l’utilisation d’anesthésiques. Ce protocole a été conçu pour répondre directement à un besoin d’une méthode normalisée et reproductible pour l’obtention de l’ECG chez les souris nouveau-nées. D’un point de vue translationnel, ce protocole s’avère tout à fait efficace pour la caractérisation des défauts cardiopulmonaires congénitaux générés à l’aide de lignes de souris transgéniques, et en particulier pour l’analyse des défauts causant la létalité aux premiers jours postnatals ou pendant les premiers jours postnatals. Ce protocole vise également à combler directement une lacune dans la littérature scientifique pour caractériser et fournir des données normatives associées à la maturation du système de conduction cardiaque postnatale précoce. Cette méthode ne se limite pas à un point de temps postnatal spécifique, mais permet plutôt la collecte de données ECG chez les chiots souris néonatales de la naissance au jour postnatal 10 (P10), une fenêtre qui est d’une importance critique pour la modélisation des maladies humaines in vivo, avec un accent particulier sur les maladies cardiaques congénitales (CHD).

Un ECG idéal aurait un signal clair et proéminent qui permet d’analyser toutes les ondes dans plusieurs délais différents (figure 1). Le laboratoire a d’abord utilisé une application personnalisée d’un appareil d’électromyographie pour produire des ECG d’une qualité insatisfaisante, ce qui nous a seulement permis d’analyser des paramètres de base tels que la fréquence cardiaque (Figure S1). Ce travail inspiré avec une entreprise pour développer un nouveau prototype d’apparei...

Ici, nous présentons un protocole d’électrocardiographie non invasive (ECG), optimisé pour les souris postnatales précoces, qui ne nécessite pas l’utilisation d’anesthésiques.

Electrocardiography (ECG) has long been relied upon as an effective and reliable method of assessing cardiovascular (and cardiopulmonary) function in both ...

Ce protocole unique permet l’évaluation de la fonction cardiovasculaire néonatale de souris utilisant la technologie d’électrocardiographie immédiatement après la naissance d’une manière non invasive sans l’utilisation d’anesthésiques. L’évaluation de la fonction cardiovasculaire murine au début de la période postnatale élargira notre compréhension du cœur néonatal d’une manière qui pourrait directement être corrélée avec les données cliniques humaines. Pour préparer le dispositif de mesure pour l’analyse, branchez l’appareil dans le port USB d’un ordinateur.Le dispositif de mesure commencera automatiquement à chauffer jusqu’à 37 degrés Celsius. Après environ 15 minutes, retirer un chiot de souris de sa cage à la maison et essuyer le thorax avec 70% d’éthanol. Placez le chiot sur la surface chauffée du plastique et laissez l’animal s’acclimater à la surface pendant environ deux à cinq minutes dans l’obscurité.Pendant que la souris s’acclimate, recueillir une petite gouttelette de gel adhésif électrique conducteur et appuyer doucement sur la gouttelette vers le bas sur le dessus de chacune des quatre surfaces d’électrode aplaties, tirant soigneusement le gel conducteur loin à un angle oblique du centre de la construction d’électrode après contact. Lorsque chaque électrode est complètement recouverte de gel, placez le chiot néonatal de souris sur la plate-forme en position couchée avec la tête du chiot face au bord USB sortant de la plate-forme avec chaque électrode couvrant une partie du thorax supérieur du chiot. Retenez doucement les avant-bras tout en appliquant une pression douce sur les électrodes pendant environ une minute.Lorsque le gel conducteur est réglé, fixez le chiot sur les côtés droit et gauche avec des pare-chocs en silicone en caoutchouc. Surveillez la souris pendant un moment en ajustant le placement du pare-chocs au besoin. Lorsque le chiot est fixé, appliquez tout gel conducteur restant sur l’électrode de queue de mise à la terre et utilisez une pression douce pour placer l’électrode sur la croupe du chiot pour permettre au gel de se fixer avant de relâcher le chiot.Placez soigneusement le pare-chocs en silicone final sur le dessus de la croupe pour maintenir l’électrode de mise à la terre en place et placez doucement toute la plate-forme dans la cage de Faraday, puis vérifiez que le chiot ne bouge pas excessivement et que le corps et la tête de la souris semblent sécurisés. Un ECG idéal aura un signal clair et proéminent qui permet d’analyser toutes les ondes en plusieurs périodes différentes. Une lecture de mauvaise qualité n’a pas de battements discernables, montre une interférence claire, et montre des vagues ou des incohérences à travers la lecture.Le programme fournit l’analyse des aspects clés de la lecture d’ECG, y compris la fréquence cardiaque, les intervalles de RR, l’intervalle complexe de QRS, l’intervalle de QT, et l’intervalle de PR. En utilisant ces données pour établir un ensemble de valeurs normatives, dans cette analyse représentative, il a été déterminé que les chiots analysés au cours de la première journée postnatale avaient une fréquence cardiaque moyenne de 357,2 battements par minute. Pour un chiot dans la première journée postnatale, les intervalles moyens de RR, PR, QRS, et QT étaient 169.1, 36.3, 16.9, et 45.4 millisecondes respectivement.Fait important, la configuration peut être utilisée pour analyser les modèles ECG de souris néonatales souffrant de malformations cardiaques congénitales. L’appareil est efficace et fiable, mais aussi très sensible aux interférences électriques environnantes. Assurez-vous de toujours enlever tout équipement inutile, y compris les chargeurs d’ordinateurs portables et les appareils intelligents avant l’enregistrement.D’autres mesures possibles incluent la respiration et le plomb III, qui est calculé à partir de conduits I à II.Variables supplémentaires pourraient permettre un chevauchement supplémentaire avec d’autres symptômes physiologiques et / ou des arythmies cardiaques spécifiques.

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