Name: Pneumographie d’impedance pour la mesure mini-invasive de la fréquence cardiaque dans les invertébrés de stade avancé (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Découvrez la pneumographie d'impédance pour mesurer la fréquence cardiaque chez les homards américains juvéniles lors de stress thermique. Cette méthode mini-invasive permet d'évaluer les performances physiologiques en temps réel.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Les auteurs remercient Paul Rawson pour l’aide en laboratoire et le prix IIA-1355457 de la National Science Foundation à l’EPSCoR du Maine de l’Université du Maine pour les fonds destinés à l’achat d’équipement. Ce projet a été soutenu par l’USDA National Institute of Food and Agriculture, hatch numéro du projet MEO-21811 par l’intermédiaire de la station d’expérimentation agricole et forestière du Maine, ainsi que par le Service national des pêches marines de la NOAA Saltonstall Kennedy Grant #18GAR039-136. Les auteurs remercient également trois critiques anonymes pour leurs commentaires sur une version précédente de ce manuscrit. Maine Agricultural and Forest Experiment Station Publication Numéro 3733.

1. Configuration de l’équipement
<ol><li>Enveloppez les tubes clairs et malléables autour d’elle-même pour créer une bobine d’échange de chaleur d’environ 8 à 10 cm de diamètre et dont les extensions mesurent de 40 à 70 cm de long. Fixez la bobine à l’aide de ruban électrique.</li>
	<li>Attachez la bobine d’échange de chaleur à l’approvisionnement externe et retournez les raccords d’un bain d’eau circulant de refroidissement/chauffage. Assurez-vous que la connexion est sécurisée à l’aide de pinces à tuyaux.</li>
	<li>Remplissez le puits du bain d’eau circulant de refroidissement/chauffage avec de l’osmose inverse (RO) et branchez le cordon d’alimentation dans une prise. Allumez le bain d’eau et assurez-vous qu’il n’y a pas de fuites dans sa connexion à la bobine d’échange de chaleur.</li>
	<li>Configurez le convertisseur d’obstacles en branchant le câble BNC noir à la sortie AC sur l’appareil et en le connectant au enregistreur de données(tableau des matériaux) à l’aide du port de Channel 1.</li>
	<li>Branchez la sonde thermocouple (enregistreur de température) dans la nacelle de type T, puis branchez la nacelle de type T dans le port du canal 2 du enregistreur de données.</li>
	<li>Branchez le cordon d’alimentation de l’enregistreur de données dans une alimentation et connectez le enregistreur de données à un ordinateur PC à l’aide du connecteur de câble USB.</li>
	<li>Remplissez la chambre d’acclimation et l’arène expérimentale de 7,5 L d’eau de mer artificielle (salinité de 35 ppt, pH à 8,1, température et C). REMARQUE : Le volume, la température et la chimie de l’eau nécessaire à la chambre d’acclimation et les conditions de départ dans l’arène expérimentale dépendent de la conception expérimentale. Il est important de noter que ces contenants doivent être suffisamment grands pour submerger confortablement le sujet d’essai.</li>
</ol>2. Implantation d’électrodes
<ol><li>Placez le homard sur une grille en plastique qui s’insère facilement dans l’arène expérimentale de telle sorte que le corps fait confortablement une forme Y à une extrémité du rectangle.</li>
	<li>Fixer soigneusement les griffes et l’abdomen du homard à la grille en plastique à l’aide de petites attaches de câble. Les attaches de câble devraient être assez serrées pour empêcher le mouvement mais laisser la place pour des ciseaux chirurgicaux pour les enlever à la fin de l’expérience.</li>
	<li>Sécher la carapace avec un essuie-tout et le nettoyer avec une boule de coton trempée dans 70% d’éthanol.</li>
	<li>Créez les trous pour les électrodes.<ol>
<li>À l’aide d’un petit percet (p. ex., 1,6 mm), percez lentement et soigneusement deux petits trous (presque) à travers la carapace de chaque côté du péricarde.</li>
		<li>Terminer chaque trou en insérant doucement une aiguille de dissection stérile.</li>
		<li>Si l’aiguille ne passe pas facilement par la carapace, continuer à forer lentement à la main avant d’essayer l’aiguille à nouveau. REMARQUE : Pour minimiser le stress chez les animaux expérimentaux, la pratique de cette technique avant l’expérimentation est fortement recommandée. Au fil du temps, les utilisateurs peuvent facilement déterminer en se sentant quand le bit de forage est presque bien que la carapace et passer à l’aiguille. Le forage à la main est approprié pour les homards et les crabes, surtout si l’exosquelette est doux (c.-à-d. que l’animal a récemment mué). Toutefois, si le sujet d’essai a un exosquelette ou une coquille plus épais (c.-à-d. un bivalve), un outil Dremel est plus approprié.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Obtenez les électrodes (fil magnétique de 36 à 38 G, 0,10 à 0,12 mm de diamètre) et grattez un petit peu d’isolation à la pointe du fil à l’aide d’une lame de couteau disséquante. Pliez soigneusement la pointe de chaque fil dans un petit crochet à l’aide de forceps et insérez-en un dans chacun des trous nouvellement percés.</li>
	<li>Fixez chaque plomb de fil à l’aide d’une petite goutte de colle cyanoacrylate et laissez-la sécher pendant 5 à 10 min. REMARQUE : Il est crucial d’utiliser la colle avec parcimonie, car l’ajout trop va réinsérer le fil et empêcher le signal d’être enregistré.</li>
	<li>Une fois que la colle est sèche, attachez le fil conduit au convertisseur d’impedance et allumez-la. Placer le homard dans la chambre d’acclimation et lui permettre de s’acclimater aux électrodes implantées pendant 15-20 min. REMARQUE : Des mouvements rapides ou choquants, ainsi que de la colle incomplete séchée, peuvent faire en sorte que les électrodes se détachent de la carapace. Si cela se produit, retournez à l’étape 2.6.</li>
	<li>Allumez l’enregistreur de données et ouvrez le logiciel LabChart sur l’ordinateur. Cliquez sur New Experiment et laissez l’écran Chart View ouvert.</li>
	<li>Dans Chart View, localisez le menu Fonction Manche pour Channel 1 à partir de la section droite de l’écran. Choisissez Input Amplifier dans le menu et sélectionnez AC Coupling. Le signal entrant du sujet de test apparaîtra désormais à l’écran en temps réel. REMARQUE : La sensibilité du canal peut être ajustée en sélectionnant le menu pop-up Range. Ajuster la plage jusqu’à ce que les pics de signal soient de 25 % à 75 % de l’échelle complète. Fermez l’amplificateur d’entrée en cliquant sur OK.</li>
	<li>Sur le convertisseur d’obstacle, ajustez le Gain (taille) et l’équilibre jusqu’à ce qu’un signal fort soit observé sur la sortie de l’enregistreur de données, visant à maintenir le solde près de zéro.</li>
	<li>Sur Channel 2, sélectionnez la nacelle de type T pour enregistrer les données de température en temps réel.</li>
	<li>Lorsque les deux canaux sont configurés correctement, cliquez sur le bouton Démarrer, et le enregistreur de données commencera à enregistrer les données.</li>
</ol>3. Montée en puissance des températures
<ol><li>Après la période d’acclimation, placez la grille en plastique avec le homard attaché soigneusement dans l’arène expérimentale et placez la bobine d’échange de chaleur sur le dessus de la grille.</li>
	<li>Placez la sonde thermocouple près du homard, en veillant à ce qu’elle soit complètement submergée avant de placer le couvercle sur l’arène expérimentale pour réduire le stress visuel au sujet d’essai.</li>
	<li>Ajuster le solde au besoin et faire un commentaire sur la sortie indiquant que l’essai a commencé.</li>
	<li>La sortie peut et doit être enregistrée périodiquement tout au long de l’expérience.<ol>
<li>Cliquez sur Fichier et sélectionnez Enregistrer Comme pour enregistrer initialement la sortie à l’ordinateur.</li>
		<li>Lors de l’enregistrement au cours de l’expérience, cliquez sur Fichier et sélectionnez Enregistrer. REMARQUE : Bien que le logiciel LabChart puisse récupérer des fichiers en cas d’arrêt accidentel du programme (p. ex., une panne de courant), il est recommandé d’enregistrer des fichiers actifs tous les 15 à 20 minutes pendant l’expérience afin de prévenir la perte de données.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Augmenter la température de l’eau de l’arène expérimentale à un taux de 1,5 oC toutes les 15 minutes pour atteindre une rampe de 12 à 30 oC sur une période de 2,5 h en ajustant la température du bain d’eau recirculant. REMARQUE : La répartition géographique du homard américain s’étend sur un gradient thermique de 25 oC, et les individus peuvent s’acclimater et survivre à des températures allant jusqu’à 30 oC16. À ce titre, 30 oC a été choisi comme limite supérieure pour cette rampe de température, car il garantit que les homards connaissent un scénario stressant qui n’atteint pas le maximum thermique critiquede 13, ce qui pourrait conduire à la mortalité. Le taux spécifique de réchauffement a été choisi parce qu’il s’inscrit dans une gamme de taux de réchauffement mis en œuvre dans les études utilisant d’autres espèces8,14 ainsi que des recherches antérieures sur le homard américain13,27. Avant la mise en œuvre de ce protocole, il est important de 1) de déterminer la plage de température appropriée pour une expérience donnée et 2) effectuer une rampe de température pré-procès avec une arène expérimentale vide, car cela aidera à déterminer l’ajustement de température nécessaire du bain d’eau pour atteindre la rampe désirée. Cela peut également différer en fonction du volume d’eau dans l’arène.</li>
	<li>Tout au long de la rampe de température, enregistrez chaque fois qu’un ajustement qui peut avoir un impact sur la sortie se produit.<ol>
<li>Notez que l’équilibre sur le convertisseur d’obstacle devra probablement être ajusté tout au long de l’expérience, et ce faisant peut causer une pointe involontaire dans la sortie.</li>
		<li>Comme la température dans l’arène expérimentale commence à atteindre des niveaux en dehors de la plage thermique préférée du sujet d’essai, les contractions musculaires involontaires peuvent entraîner un «pic» erroné dans la sortie. Si cela se produit, faites un commentaire pour identifier les zones de la sortie qui devraient être supprimées au cours du processus de conversion des données.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lorsque la rampe est terminée, retirer le homard de l’arène expérimentale et le placer dans un bain de récupération (12 oC) pendant 20 minutes. Si désiré, continuez à surveiller la fréquence cardiaque du homard jusqu’à ce qu’il revienne à des niveaux basiques.</li>
	<li>Après 20 min, appuyez sur le bouton Stop sur la sortie PowerLab et enregistrez le fichier. Retirez soigneusement les électrodes et coupez les attaches du câble avec des ciseaux chirurgicaux avant de renvoyer le sujet d’essai à son réservoir de retenue. REMARQUE : Plutôt que de placer un homard directement dans le bain de récupération, une autre option consiste à ramener lentement l’arène expérimentale à sa température de départ. Ceci est accompli en refroidissant l’arène expérimentale de 1,5 oC toutes les 15 minutes au cours d’un supplément de 2,5 h.</li>
</ol>4. Conversion de données
<ol><li>Open Data Pad. Définissez la colonne A à l’heure en cliquant en double sur la colonne A et en cliquant sur Selection et Active Point sur le côté gauche du menu De configuration de la colonne de tapis de données A. Sélectionnez Le temps du côté droit du menu et fermez la fenêtre en cliquant sur OK.</li>
	<li>Définissez la colonne B à la température moyenne en cliquant deux fois sur la colonne B et en sélectionnant l’option Statistiques à partir du côté gauche du menu d’installation de la colonne B de Data Pad. Sélectionnez Mean à partir du côté droit du menu et du canal 2 comme source de calcul au bas de la fenêtre du menu. Cliquez sur OK pour fermer la fenêtre.</li>
	<li>Convertir la tension enregistrée en battements par minute<ol>
<li>Double-cliquez sur la colonne C et sélectionnez Sélection et Point actif sur le côté gauche du menu. Sélectionnez Durée de sélection à partir du côté droit du menu et cliquez sur OK pour fermer la fenêtre.</li>
		<li>Double-cliquez sur la colonne D et sélectionnez les mesures cycliques sur le côté gauche du menu. Sélectionnez le compte d’événements à partir du côté droit du menu, et Le canal 1 comme source de calcul. Cliquez sur OK pour fermer la fenêtre. Cela comptera les pics des données pour déterminer la fréquence cardiaque dans une partie sélectionnée des données. REMARQUE : Si nécessaire, sélectionnez le bouton Options du bas du menu et ajustez les paramètres de détection pour lire plus précisément les données. Examinez le fichier de données et déterminez si les options de forme « Sine » ou « Spikey » entraînent des comptages seulement des principaux pics de la sortie du rythme cardiaque. En outre, ajustez le seuil d’ajustement de détection sur le côté droit du menu pour ignorer le bruit dans le fichier de sortie.</li>
		<li>Double-cliquez sur la colonne E et sélectionnez les mesures cycliques sur le côté gauche du menu. Sélectionnez le taux cyclique moyen, et le canal 1 comme source de calcul. Ajuster les paramètres de détection et l’ajustement de détection pour correspondre aux paramètres de la colonne D (s’ils sont manipulés à l’étape 4.4.2). Cliquez sur OK pour fermer la fenêtre. Cela fournit l’estimation finale de la fréquence cardiaque (comme battements par minute) sur une partie sélectionnée des données.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Lorsque les colonnes sont configurées, retournez au fichier de données et mettez en évidence les sections souhaitées de la sortie, en omettant les zones de données erronées telles qu’identifiées par les commentaires de la section 3.6.<ol>
<li>Sélectionnez commandes et ajouter plusieurs à Data Pad.</li>
		<li>Sélectionnez Time from the Find à l’aide d’un menu de dépôt et tirez des données tous les 30 s en cochant chaque case et en entrant « 30 » sous le menu Select.</li>
		<li>Cliquez sur l’option de sélection actuelle à partir du menu Étape à travers et cliquez sur Ajouter.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Revenez à l’écran Data Pad et sélectionnez Fichier et Enregistrer pour enregistrer la sortie sous forme de fichier Excel. REMARQUE: Ici, la fréquence cardiaque est signalée (en battements par minute) tous les 30 s par opposition à chaque minute basée sur la recherche précédente8,27. Cela permet également de capturer plus précisément les changements dans les données de tension recueillies en temps réel. Il est possible de sélectionner des données à des intervalles de temps plus courts ou plus longs en fonction des préférences individuelles.</li>
</ol>5. Calcul de la température de rupture d’Arrhenius
<ol><li>Ouvrez le fichier de données dans Excel et manipulez la sortie du logiciel LabChart.<ol>
<li>Convertir la température de Celsius à la réciprocité de Kelvin en utilisant l’équation suivante : [1000/(température c à 273,15 K)].</li>
		<li>Obtenir le journal naturel de la fréquence cardiaque: ln(BPM).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Générer une parcelle arrhenius en traçant la fréquence cardiaque en fonction de la température, exprimée comme ln(BPM) vs réciproque (K)13,15.</li>
	<li>Dans SigmaPlot, adaptez les données avec une régression dans le sens des pièces et déterminez le point d’intersection, qui est l’ABT.<ol>
<li>Copiez et collez les données transformées en un nouveau cahier de travail. Sélectionnez l’option Statistiques dans le menu principal et Regression Wizard de la liste déroulante.</li>
		<li>Dans la fenêtre Equation, sélectionnez pièce dans le menu de la catégorie Equation et 2 segment linéaires sous la case Nom d’équation. Cliquez sur Next.</li>
		<li>Dans la fenêtre Variables, sélectionnez les données de température transformées pour être la variable t et les données de fréquence cardiaque transformées pour être la variable y, en utilisant les options de drop-down dans le menu des colonnes variables. Assurez-vous que XY Paire est sélectionné dans les données du menu avant de cliquer sur Next.</li>
		<li>Après avoir passé en revue la fenêtre Fit Results, cliquez sur Next et cochez la case pour créer le rapport dans la fenêtre Des options de sortie numériques. Cliquez sur Next.</li>
		<li>Dans la fenêtre Options graphiques, vérifiez la nouvelle option de graphique Créer sous la section Fit Results Graph, et ajoutez l’équation au titre graphique sous la section des caractéristiques graphiques. Cliquez sur Finition.</li>
		<li>Sur la page de sortie des résultats, récupérer les équations et les valeurs de paramètres pour les deux régions de la régression sur le plan de la pièce, ainsi que la sortie statistique de la régression (p. ex., R2, F-statistique et p-value).</li>
		<li>À l’aide des valeurs de paramètres et des équations générées, définissez les deux segments égaux l’un à l’autre et résolvez-le pour la variable « t » pour déterminer l’ABT. Convertir cette valeur en Celsius en utilisant l’équation suivante : 'C ' (1000/t) - 273.15. REMARQUE: L’ABT peut également être calculé dans l’environnement de calcul statistique R à l’aide du paquet "segmenté"17 dans le programme SAS18, ou en utilisant la routine "Régression linéaire segmentaire" dans Prism819.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Stocker, T. F., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStocker%2C+TF+%22Climate+Change+2013%3A+The+Physical+Basis.+Contribution+of+Working+Group+I+to+the+Fifth+Assessment+Report+of+the+Intergovernmental+Panel+on+Climate+Change%22">Climate Change 2013: The Physical Basis. Contribution of Working Group I to the Fifth Assessment Report of the Intergovernmental Panel on Climate Change</a>. , Cambridge University Press. Cambridge, UK, and New York, NY, USA. (2013).</li>
<li>Pershing, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Slow+adaptation+in+the+face+of+rapid+warming+leads+to+collapse+of+the+Gulf+of+Maine+cod+fishery%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Slow adaptation in the face of rapid warming leads to collapse of the Gulf of Maine cod fishery.</a> Science. 350 (6262), 809-812 (2015).</li>
<li>Smale, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marine+heat+waves+threaten+global+biodiversity+and+the+provision+of+ecosystem+services%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Climate+Change%22%5BJournal%5D)">Marine heat waves threaten global biodiversity and the provision of ecosystem services.</a> Nature Climate Change. 9 (4), 306-316 (2019).</li>
<li>Pörtner, H. O., Farrell, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+and+climate+change%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Physiology and climate change.</a> Science. 322 (5902), 690-692 (2008).</li>
<li>Pörtner, H. O., Bock, C., Mark, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-+and+capacity-limited+thermal+tolerance%3A+bridging+ecology+and+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Oxygen- and capacity-limited thermal tolerance: bridging ecology and physiology.</a> Journal of Experimental Biology. 220 (15), 2685-2696 (2017).</li>
<li>Somero, G. N., Lockwood, B. L., Tomanek, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSomero%2C+GN+%22Biochemical+adaptation%3A+response+to+environmental+challenges%2C+from+life%27s+origins+to+the+Anthropocene%22">Biochemical adaptation: response to environmental challenges, from life's origins to the Anthropocene</a>. , Sinauer Associates, Incorporated Publishers. Sunderland, MA, USA. (2017).</li>
<li>Sokolova, I. M., Frederich, M., Bagwe, R., Lanning, G., Sukhotin, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+homeostasis+as+an+integrative+tool+for+assessing+limits+of+environmental+stress+tolerance+in+aquatic+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Environmental+Research%22%5BJournal%5D)">Energy homeostasis as an integrative tool for assessing limits of environmental stress tolerance in aquatic invertebrates.</a> Marine Environmental Research. 79, 1-15 (2012).</li>
<li>Tepolt, C. K., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Master+of+all+trades%3A+thermal+acclimation+and+adaptation+of+cardiac+function+in+a+broadly+distributed+marine+invasive+species%2C+the+European+green+crab%2C+Carcinus+maenas%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Master of all trades: thermal acclimation and adaptation of cardiac function in a broadly distributed marine invasive species, the European green crab, Carcinus maenas.</a> Journal of Experimental Biology. 217 (7), 1129-1138 (2014).</li>
<li>Frederich, M., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+limitation+of+thermal+tolerance+defined+by+cardiac+and+ventilatory+performance+in+spider+crab%2C+Maja+squinado%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Regulatory%2C+Integrative+and+Comparative+Physiology%22%5BJournal%5D)">Oxygen limitation of thermal tolerance defined by cardiac and ventilatory performance in spider crab, Maja squinado.</a> American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 279 (5), 1531-1538 (2000).</li>
<li>Metzger, R., Sartoris, F. J., Langenbuch, M., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+elevated+CO2+concentrations+on+thermal+tolerance+of+the+edible+crab+Cancer+pagurus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thermal+Biology%22%5BJournal%5D)">Influence of elevated CO2 concentrations on thermal tolerance of the edible crab Cancer pagurus.</a> Journal of Thermal Biology. 32, 144-151 (2007).</li>
<li>Walther, K., Sartoris, F. J., Bock, C., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+anthropogenic+ocean+acidification+on+thermal+tolerance+of+the+spider+crab+Hyas+araneus%5BTitle%5D)+AND+%22Biogeosciences%22%5BJournal%5D)">Impact of anthropogenic ocean acidification on thermal tolerance of the spider crab Hyas araneus.</a> Biogeosciences. 6 (10), 2207-2215 (2009).</li>
<li>Styf, H. K., Sköld, H. N., Eriksson, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+response+to+long-term+exposure+of+the+marine+crustacean+Nephrops+norvegicus+to+ocean+acidification%5BTitle%5D)+AND+%22Ecology+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">Embryonic response to long-term exposure of the marine crustacean Nephrops norvegicus to ocean acidification.</a> Ecology and Evolution. 3 (15), 5055-5065 (2013).</li>
<li>Camacho, J., Qadri, S. A., Wang, H., Worden, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+acclimation+alters+cardiac+performance+in+the+lobster+Homarus+americanus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Temperature acclimation alters cardiac performance in the lobster Homarus americanus.</a> Journal of Comparative Physiology A. 192 (12), 1327-1334 (2006).</li>
<li>Braby, C., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecological+gradients+and+relative+abundance+of+native+%28Mytilus+trossulus%29+and+invasive+%28Mytilus+galloprovincialis%29+blue+mussels+in+the+California+hybrid+zone%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Ecological gradients and relative abundance of native (Mytilus trossulus) and invasive (Mytilus galloprovincialis) blue mussels in the California hybrid zone.</a> Marine Biology. 148 (6), 1249-1262 (2006).</li>
<li>Stenseng, E., Braby, C. E., Somero, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+and+acclimation-induced+variation+in+the+thermal+limits+of+heart+function+in+congeneric+marine+snails+%28Genus+Tegula%29%3A+implications+for+vertical+zonation%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Evolutionary and acclimation-induced variation in the thermal limits of heart function in congeneric marine snails (Genus Tegula): implications for vertical zonation.</a> Biological Bulletin. 208 (2), 138-144 (2005).</li>
<li>Factor, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFactor%2C+J+%22Biology+of+the+Lobster%3A+Homarus+americanus%22">Biology of the Lobster: Homarus americanus</a>. , Academic Press. Boston, MA, USA. (1995).</li>
<li>Muggeo, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segmented%3A+an+R+package+to+fit+regression+models+with+broken-lin+relationships%5BTitle%5D)+AND+%22R+News%22%5BJournal%5D)">Segmented: an R package to fit regression models with broken-lin relationships.</a> R News. 8 (1), 20-25 (2008).</li>
<li>Ryan, S. E., Porth, L. S. A tutorial on the piecewise regression approach applied to bedload transport data. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRyan%2C+SE+%22General+Technical+Report+RMS-GTR-189%22">General Technical Report RMS-GTR-189</a>. , US Department of Agriculture, Forest Service, . Rocky Mountain Research Station, Fort Collins, CO, USA. (2007).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Prism8+Statistics+Guide%22">Prism8 Statistics Guide</a>. , GraphPad Software, Inc. San Diego, California, USA. www.graphpad.com (2020).</li>
<li>Cuculescu, M., Hyde, D., Bowler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+tolerance+of+two+species+of+marine+crab%2C+Cancer+pagurus+and+Carcinus+maenas%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thermal+Biology%22%5BJournal%5D)">Thermal tolerance of two species of marine crab, Cancer pagurus and Carcinus maenas.</a> Journal of Thermal Biology. 23 (2), 107-110 (1998).</li>
<li>Stillman, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+analysis+of+plasticity+of+thermal+limits+in+porcelain+crabs+across+latitudinal+and+intertidal+zone+clines%5BTitle%5D)+AND+%22International+Congress+Series%22%5BJournal%5D)">A comparative analysis of plasticity of thermal limits in porcelain crabs across latitudinal and intertidal zone clines.</a> International Congress Series. 1275, 267-274 (2004).</li>
<li>Maderia, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cellular+and+biochemical+thermal+stress+response+of+intertidal+shrimps+with+different+vertical+distributions%3A+Palaemon+elegans+and+Palaemon+serratus%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology%2C+Part+A%22%5BJournal%5D)">cellular and biochemical thermal stress response of intertidal shrimps with different vertical distributions: Palaemon elegans and Palaemon serratus.</a> Comparative Biochemistry and Physiology, Part A. 183, 107-115 (2015).</li>
<li>Padilla-Ramirez, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+thermal+acclimation+on+the+behavior%2C+thermal+tolerance%2C+and+respiratory+metabolism+in+a+crab+inhabiting+a+wide+range+of+thermal+habitats+%28Cancer+antennarius+Stimpson%2C+1856%2C+the+red+shore+crab%29%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+and+Freshwater+Behaviour+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">The effects of thermal acclimation on the behavior, thermal tolerance, and respiratory metabolism in a crab inhabiting a wide range of thermal habitats (Cancer antennarius Stimpson, 1856, the red shore crab).</a> Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 48 (2), 89-101 (2017).</li>
<li>Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecosystem+effects+of+ocean+acidification+in+times+of+ocean+warming%3A+a+physiologist%27s+view%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Ecosystem effects of ocean acidification in times of ocean warming: a physiologist's view.</a> Marine Ecology Progress Series. 373, 203-217 (2008).</li>
<li>Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen-+and+capacity-limitation+of+thermal+tolerance%3A+a+matrix+for+integrating+climate-related+stressor+effects+in+marine+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Oxygen- and capacity-limitation of thermal tolerance: a matrix for integrating climate-related stressor effects in marine ecosystems.</a> Journal of Experimental Biology. 213 (6), 881-893 (2010).</li>
<li>Zittier, Z. M. C., Hirse, T., Pörtner, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+synergistic+effects+of+increasing+temperature+and+CO2+levels+on+activity+capacity+and+acid-base+balance+in+the+spider+crab%2C+Hyas+araneus%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">The synergistic effects of increasing temperature and CO2 levels on activity capacity and acid-base balance in the spider crab, Hyas araneus.</a> Marine Biology. 160 (8), 2049-2062 (2013).</li>
<li>Harrington, A. M., Hamlin, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ocean+acidification+alters+thermal+cardiac+performance%2C+hemocyte+abundance%2C+and+hemolymph+chemistry+in+subadult+American+lobsters+Homarus+americanus+H.+Milne+Edwards%2C+1837+%28Decapoda%3A+Malcostraca%3A+Nephropidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Crustacean+Biology%22%5BJournal%5D)">Ocean acidification alters thermal cardiac performance, hemocyte abundance, and hemolymph chemistry in subadult American lobsters Homarus americanus H. Milne Edwards, 1837 (Decapoda: Malcostraca: Nephropidae).</a> Journal of Crustacean Biology. 39 (4), 468-476 (2019).</li>
<li>Depledge, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoplethysmography+-+a+non-invasive+technique+for+monitoring+heart+beat+and+ventilation+rate+in+decapod+crustaceans%5BTitle%5D)+AND+%22Comparative+Biochemistry+and+Physiology+Part+A%3A+Physiology%22%5BJournal%5D)">Photoplethysmography - a non-invasive technique for monitoring heart beat and ventilation rate in decapod crustaceans.</a> Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Physiology. 77 (2), 369-371 (1984).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie d’obstacle pour mesurer les changements dans la fréquence cardiaque des invertébrés de stade avancé pendant une expérience de montée en puissance de la température. L’avantage principal de cette technique par rapport à d’autres approches en laboratoire9,10,11 est qu’elle est mini-invasive et n’implique pas une manipulation chirurgicale majeure de l’exosquelette, réduisant ain...

Au cours des dernières décennies, l’augmentation de l’apport de gaz à effet de serre (c.-à-d. le dioxyde de carbone, le méthane et l’oxyde nitreux) dans l’atmosphère a entraîné des tendances généralisées de changement environnemental1. Les océans du monde se réchauffent rapidement2,3,une tendance qui peut avoir de graves impacts sur la physiologie organisationnelle. La température influence fortement les taux physiologiques, et les organismes ont une plage de température optimale pour la performance4,5,6. En tant que tel, les individus peuvent rencontrer des difficultés à maintenir la livraison appropriée d’oxygène aux tissus pendant que les températures s’éloignent en dehors de cette gamme. Cela a le potentiel de conduire à des baisses de la performance aérobique face au réchauffement des températures océaniques5,7.
En laboratoire, une méthode pour comprendre les impacts physiologiques du changement environnemental consiste à examiner la performance cardiaque dans le contexte du stress thermique. Ceci fournit un aperçu de la façon dont l’exposition aux conditions de réchauffement prévues peut modifier les courbes de performance5,6 ainsi que le potentiel de plasticité d’acclimation8. Diverses méthodes ont été mises en œuvre avec succès pour mesurer la fréquence cardiaque dans les invertébrés marins. Cependant, beaucoup de ces techniques impliquent l’ablation chirurgicale ou la manipulation majeure de l’exosquelette et l’implantation prolongée des dispositifs de mesure9,10,11, qui introduit le stress supplémentaire au sujet de test et augmente le temps nécessaire pour une récupération réussie avant l’expérimentation. De plus, les techniques moins invasives (p. ex., observation visuelle, vidéographie) peuvent être limitées aux stades de l’histoire de la vie précoce lorsque les organismes peuvent être entièrement ou semi-transparents12. En outre, d’autres défis peuvent être présentés aux chercheurs qui ne connaissent pas bien les méthodologies plus avancées sur le plan technologique (p. ex., observations par transducteurs infrarouges ou perfusion Doppler8,11).
Ce protocole utilise le homard américain (Homarus americanus) comme modèle d’invertébrés marins à un stade avancé pour démontrer l’utilisation de la pneumographie d’obstacle pour évaluer les changements de fréquence cardiaque au cours d’une expérience de montée en puissance de la température. La pneumographie d’impedance implique le passage d’un courant électrique oscillant (AC) sur deux électrodes placées de chaque côté du péricarde pour mesurer les changements de tension pendant que le coeur se contracte et détend13,14. Cette technique est peu invasive, car elle utilise de petites électrodes (c.-à-d., 0,10-0,12 mm de diamètre) qui sont doucement implantées juste sous l’exosquelette. Enfin, il fournit des évaluations en temps réel de la fréquence cardiaque et de la température de l’eau pendant la rampe grâce à l’utilisation d’un enregistreur de données.
Le protocole fournit également des instructions pour calculer la température de rupture arrhenius (ABT), la température à laquelle la fréquence cardiaque commence à diminuer avec des températures croissantes13,15. L’ABT sert d’indicateur non létal de la limite thermique de capacité dans les sujets d’essai qui peuvent être favorisés sur la mesure du maximum thermique critique (CTmax, la limite supérieure de la fonction cardiaque5,6), que les limites mortelles sont souvent extrêmes et rarement rencontrés dans l’environnement naturel5.

<table><tbody><tr><td>Mèche de 1,6 mm (1/16 po)</td><td>Outil Milwaukee chez Home Depot</td><td>1001294900</td><td>Il s’agit d’une mèche de 1,6 mm (1/16 po) de diamètre. Cet article peut être trouvé dans la plupart des magasins de bricolage.</td></tr><tr><td>Fil magnétique en cuivre 38 AWG</td><td>TEMCo</td><td>MW0093</td><td>Ce fil est utilisé pour fabriquer les fils d’électrode de fil qui sont implantés dans les sujets de test. Cette liste concerne une bobine de 4 oz de fil magnétique de calibre 38. TemCo dispose également d’un fil magnétique de calibre 36 qui convient également à la construction de fils-électrodes.</td></tr><tr><td>Colle cyanoacrylate</td><td>Loctite</td><td>852882</td><td>Cet article comprend une pointe de pinceau, ce qui facilite le contrôle de la quantité de colle utilisée pour fixer les électrodes à la carapace.</td></tr><tr><td>Éthanol, solution à 70 %,</td><td>bioréactifs Fisher</td> de qualité biologie moléculaire <td>BP82931GAL</td><td>Ce réactif est utilisé en combinaison avec les boules de coton stériles pour désinfecter la carapace avant l’implantation de l’électrode.</td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td>N/A</td><td>Ce programme est utilisé dans le protocole pour organiser, manipuler et analyser les données. Il est compatible avec les systèmes d’exploitation PC et Mac.</td></tr><tr><td>Fisherbrand Kit de dissection 8 pièces</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-855</td><td>Ce kit comprend la pince, les ciseaux, le couteau de dissection (et les lames) et l’aiguille de dissection nécessaires pour accomplir les étapes d’implantation d’électrodes dans le protocole.</td></tr><tr><td>Fisherbrand Circulateurs à bain réfrigéré/chauffé Isotemp : 5.4-6.5L, 115V/60Hz</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-874-180</td><td>Il s’agit d’un système complet qui se compose d’un circulateur à immersion et d’un bain. Il peut être utilisé comme bain à température contrôlée ou pour faire circuler un fluide à l’extérieur d’une application. La plage de température de ce bain-marie est de -20 à +100 &deg ; C, et l’appareil chauffe/refroidit rapidement et est facile à vider à la fin de l’utilisation.</td></tr><tr><td>Boules de coton stériles Fisherbrand</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-456-885</td><td>Ces écouvillons doivent être trempés dans de l’éthanol à 70 % avant d’être utilisés pour désinfecter la carapace avant l’implantation de l’électrode.</td></tr><tr><td>Borne de fourche, vinyle rouge, joint abouté, 22 à 16 AWG, 100 PK</td><td>Les bornes Grainger</td><td>5WHE6</td><td>sont soudées au fil magnétique pour construire les électrodes-fils. Ceux-ci peuvent être achetés auprès d’une variété de fournisseurs de rénovation domiciliaire.</td></tr><tr><td>Convertisseur d’impédance</td><td>UFI</td><td>Modèle 2991</td><td>Mesure les changements d’impédance corrélés à de très petits changements de tension, allant de 0,2 ohm à plus de 5 ohms. Ce modèle peut convertir les changements d’impédance qui proviennent de variations de résistance, de capacité ou d’inductance, ainsi qu’une combinaison des trois.</td></tr><tr><td></td><td>L’achat</td><td></td><td>de l’enregistreur de données PowerLab comprend le logiciel LabChart, mais une licence pour le logiciel peut également être téléchargée directement en ligne. LabChart permet à l’utilisateur d’enregistrer des données, d’ouvrir et de lire des fichiers LabChart, d’analyser des données, ainsi que d’enregistrer et d’exporter des fichiers. Il existe une version gratuite du logiciel, LabChart Reader, mais les utilisateurs ne peuvent ouvrir et lire que les fichiers LabChart et les analyser (c’est-à-dire qu’il ne peut pas être utilisé pour enregistrer, sauvegarder ou exporter des fichiers de données). On a également la possibilité de sélectionner LabChart Pro, qui comprend des modules d’enseignement LabChart pouvant être utilisés à des fins éducatives.</td></tr><tr><td>Fer à souder LED</td><td>Grainger</td><td>28EA35</td><td>Il s’agit d’un fer à souder générique qui peut être utilisé pour souder le fil magnétique aux bornes de la fourche afin de créer les électrodes de fil.</td></tr><tr><td>Enregistreur de données PowerLab</td><td>ADInstruments</td><td>ML826</td><td>Il existe une variété de modèles de PowerLab. Ce numéro de catalogue concerne le modèle 2/26 qui est un enregistreur à 2 canaux, résolution 16 bits avec deux canaux d’entrée analogiques, des sensibilités d’entrée sélectionnables indépendamment, deux sorties analogiques indépendantes pour la stimulation ou la génération d’impulsions et une entrée de déclenchement. Le PowerLab dispose d’une large gamme de filtres passe-bas, de couplages AC ou DC et de filtres secteur adaptatifs. Cet appareil dispose d’une interface USB pour la connexion à des ordinateurs Windows ou Mac OS et d’un taux d’échantillonnage de 100 000 échantillons/s par canal.</td></tr><tr><td>Prism8</td><td>GraphPad</td><td>N/A</td><td>Ce programme offre une option supplémentaire pour calculer la température de rupture d’Arrhenius grâce à son " Régression linéaire segmentaire" Option d’analyse des données. Ce programme ne nécessite aucune programmation et est compatible avec les systèmes d’exploitation Mac et Windows.</td></tr><tr><td>Il</td><td></td><td>s’agit</td><td>d’un logiciel gratuit de calcul statistique compatible avec les plates-formes UNIX, ainsi qu’avec les systèmes d’exploitation Windows et Mac. Ce programme peut également être utilisé pour calculer la température de rupture d’Arrhenius à l’aide de la " segmenté" colis. Un certain nombre de tutoriels et de guides d’utilisation sont disponibles en ligne sur le site Web de r-project.org.</td></tr><tr>Soudure à <td>noyau de colophane</td><td>Grainger</td><td>331856</td><td>Ce produit a un diamètre de 0,031 po (0,76 mm) et est idéal pour une utilisation dans le soudage du fil de haut-parleur (calibre similaire au fil magnétique utilisé pour les électrodes).</td></tr><tr><td>SAS</td><td>SAS Institute</td><td>N/A</td><td>Ce programme offre une option supplémentaire pour le calcul de la température de rupture d’Arrhenius. Cependant, il nécessite une programmation et n’est pas compatible avec les systèmes d’exploitation Mac.</td></tr><tr><td>SigmaPlot</td><td>Systat Software, Inc.</td><td>N/A</td><td>Il s’agit du programme préféré des auteurs pour la détermination statistique de la température de rupture d’Arrhenius. Le « Assistant de régression" est facile à utiliser et ne nécessite aucune programmation. On peut obtenir une licence d’essai gratuite de 30 jours avant l’achat. Cependant, il n’est compatible qu’avec les ordinateurs PC.</td></tr><tr><td>Pod de type T</td><td>ADInstruments</td><td>ML312</td><td>Convient pour la mesure de températures de 0 à 50 &deg ; C à l’aide de thermocouples de type T.</td></tr><tr><td>Sonde thermocouple de type T</td><td>ADInstruments</td><td>MLT1401</td><td>Compatible avec le pod de type T pour la connexion. Mesure la température jusqu’à 150 &deg ; C, et convient à l’immersion dans diverses solutions, semi-solides et tissus (comprend une aiguille pour l’implantation). Il s’agit d’une sonde isolée de 0,6 mm de diamètre, gainée de téflon résistant aux produits chimiques et d’une longueur de câble de 1,0 m.</td></tr><tr><td>Attache de câble UV, noir</td><td>Home Depot</td><td>295813</td><td>Il s’agit d’un paquet de 100 attaches de câble noires de 8 pouces (20,32 cm). Cependant, en fonction de la taille des sujets de test, des colliers de serrage plus ou moins grands peuvent être nécessaires. Cet article, et d’autres similaires, peuvent être achetés dans n’importe quel magasin de rénovation domiciliaire.</td></tr></tbody></table>

pneumographie d’impedance pour la mesure mini-invasive de la fréquence cardiaque dans les invertébrés de stade avancé

Impedance Pneumography for Minimally Invasive Measurement of Heart Rate in Late Stage Invertebrates

Les températures dans les océans augmentent rapidement en raison des changements généralisés des climats mondiaux. Comme la physiologie organisationnelle est fortement influencée par la température environnementale, cela a le potentiel de modifier les performances physiologiques thermiques dans une variété d’organismes marins. Utilisant le homard américain (Homarus americanus) comme organisme modèle, ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie d’impedance pour comprendre comment la performance cardiaque dans les invertébrés de stade avancé change sous le stress thermique aigu. Le protocole présente une technique mini-invasive qui permet la collecte en temps réel de la fréquence cardiaque au cours d’une expérience de montée en puissance de la température. Les données sont facilement manipulées pour générer une parcelle arrhenius qui est utilisé pour calculer la température de rupture Arrhenius (ABT), la température à laquelle la fréquence cardiaque commence à diminuer avec des températures croissantes. Cette technique peut être utilisée dans une variété d’invertébrés à un stade avancé (c.-à-d. crabes, moules ou crevettes). Bien que le protocole se concentre uniquement sur l’impact de la température sur la performance cardiaque, il peut être modifié pour comprendre le potentiel pour les facteurs de stress supplémentaires (par exemple, l’hypoxie ou l’hypercapnie) d’interagir avec la température pour influencer les performances physiologiques. Ainsi, la méthode a le potentiel pour des applications de grande envergure pour mieux comprendre comment les invertébrés marins réagissent aux changements aigus dans l’environnement.

Ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie de l’obstacle pour obtenir des données en temps réel pour la fréquence cardiaque (en tension) et la température au cours d’une expérience de montée en puissance de la température. Lors de la perforation de cette technique, l’amplitude des tensions et des températures enregistrées variera en fonction de la conception expérimentale et des espèces focales. Cependant, la sortie de tension affichée en temps réel suit une distribution de sinus générique lorsque le protocole...

La mesure de la fréquence cardiaque lors d’un défi thermique donne un aperçu des réponses physiologiques des organismes à la suite d’un changement environnemental aigu. Utilisant le homard américain (Homarus americanus) comme organisme modèle, ce protocole décrit l’utilisation de la pneumographie d’impedance comme approche relativement non invasive et non létale pour mesurer la fréquence cardiaque dans les invertébrés à un stade avancé.

Pneumographie d’impedance pour la mesure mini-invasive de la fréquence cardiaque dans les invertébrés de stade avancé

Temperatures in oceans are increasing rapidly as a consequence of widespread changes in world climates. As organismal physiology is heavily influenced by ...

Ce protocole utilise des homards juvéniles américains comme modèle pour démontrer l’utilisation de la pneumographie d’impédance pour évaluer les performances physiologiques lors d’un stress thermique. Cette technique passe un petit courant électrique oscillant sur deux électrodes implantées de chaque côté du cœur et mesure le changement de tension au fur et à mesure que le muscle se contracte et se détend. Cette tension peut ensuite être facilement convertie en battements par minute pour tracer la fréquence cardiaque à travers la plage de température évaluée pour déterminer les fenêtres de performance thermique.Cette technique est mini-invasive et permet la collecte de données en temps réel dans les organismes à un stade avancé dans lequel il peut être difficile d’observer directement visuellement la performance cardiaque. Cette méthode se concentre également sur le calcul de la température de rupture Arrhenius ou ABT et l’utilise comme un point de terminaison non létal pour déterminer les limites thermiques. Enveloppez des tuyaux malléables clairs autour d’elle pour créer une bobine d’échange de chaleur d’environ huit à dix centimètres de diamètre et dont les extensions mesurent d

impedance-pneumography-for-minimally-invasive-measurement-heart-rate

Research

Recherche

JoVE Journal

Environment

Environnement

Nous présentons différentes manières de surveiller la fonction cardiaque chez la larve...

Surveillance de la fonction cardiaque chez les larves Drosophila melanogaster Pour les études physiologiques

Le protocole suivant décrit le processus d'isolement, de ventilation et d'instrumenter les poumons de souris pour mesurer stable ou pulsatile vasculaire pulmonaire pression-débit des relations afin de quantifier les effets de la circulation sanguine, circulation de l'air, les changements des voies aériennes et sur les modifications vasculaires postcharge ventriculaire droite.

Caractérisation des isolés, ventilés et instrumentés poumons de souris perfusées avec un flux pulsatile

Ultra-haute ultrasons de fréquence est un outil d'imagerie en temps réel puissant pour examiner les anomalies cardiaques chez les petits animaux. Son caractère non invasif permet de maintenir l'état physiologique de l'embryon. Ici, nous montrons l'utilisation du mode M ultrasons pour mesurer les taux d'embryons de coeur à -18,5 in utero.

In utero mesure de la fréquence cardiaque chez la souris par M mode non invasive échocardiographie

L’incidence de l’obésité augmente et augmente le risque de maladies pulmonaires chroniques. Modèles sont nécessaires pour établir les mécanismes sous-jacents et des stratégies préventives, animal bien défini. Ici, nous fournissons trois méthodes (épreuve d’hyperglycémie provoquée, pléthysmographie de corps et fixation du poumon) pour étudier l’effet de l’obésité sur résultats pulmonaires chez des souris.

Test de tolérance au Glucose intrapéritonéal, mesure de la fonction pulmonaire et la Fixation du poumon pour étudier l’Impact de l’obésité et des troubles du métabolisme sur résultats pulmonaires

L’objectif du présent article est de fournir une description détaillée des procédures recommandées pour évaluer la fonction respiratoire chez des souris conscientes par pléthysmographie double-chambre.

Évaluation de la fonction respiratoire chez des souris conscientes par pléthysmographie Double-chambre

Ici, nous présentons un protocole pour effectuer une évaluation hémodynamique invasive du ventricule droit et de l'artère pulmonaire chez les souris utilisant une approche de chirurgie à coffre ouvert.

Évaluation hémodynamique invasive pour le système ventriculaire droit et l'hypertension artérielle pulmonaire induite par l'hypoxie chez les souris

L'objectif de cette étude était d'établir une méthode pour étudier la dynamique cardiaque à l'aide d'un modèle animal translationnel. L'approche expérimentale décrite intègre l'optocardiographie à double émission en conjonction avec une étude électrophysiologique pour évaluer l'activité électrique dans un modèle de coeur porcin isolé et intact.

Optocardiographie et études d'électrophysiologie des coeurs perfusés d'Ex Vivo Langendorff

Le présent protocole décrit l’obtention de la relation pression-volume par la stimulation transœsophagienne, qui constitue un outil précieux pour évaluer la fonction diastolique dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque.

Procédure contrôlée par la stimulation pour l’évaluation des fonctions diastoliques dépendantes de la fréquence cardiaque dans des modèles murins d’insuffisance cardiaque

La tomographie par impédance électrique est un outil de surveillance de la ventilation pulmonaire en temps réel, non invasif et sans rayonnement. En mesurant les changements d’impédance dans le thorax, il peut visualiser la distribution de l’air respiration par respiration. Initialement destinée à la surveillance de la ventilation, la tomographie par impédance électrique permet également de mesurer la perfusion par injection intraveineuse d’une solution saline.

Surveillance de la fonction pulmonaire par tomographie d’impédance électrique dans l’unité de soins intensifs

L’étude vise à développer une technologie permettant de mesurer le rythme cardiaque sans anesthésie chez les poissons-zèbres en mouvement. Notre approche combine l’imagerie infrarouge à ondes courtes et le suivi du cœur basé sur l’apprentissage automatique. Il s’agit d’une technique non invasive, sans marquage et conviviale qui convient à un large éventail d’études sur le modèle du poisson zèbre.

Mesures du rythme cardiaque sans anesthésie chez le poisson-zèbre en mouvement libre

Un protocole d’évaluation de la fonction diastolique à l’aide d’une échographie Doppler dans un modèle préclinique d’hypertension pulmonaire due à une maladie cardiaque gauche est présenté.

Évaluation Doppler par onde pulsée de la dysfonction diastolique dans le modèle ZSF-1 Rat de l’hypertension pulmonaire due à une maladie cardiaque gauche

Découvrez la pneumographie d'impédance pour mesurer la fréquence cardiaque chez les homards américains juvéniles lors de stress thermique. Cette méthode mini-invasive permet d'évaluer les performances physiologiques en temps réel.

Pneumographie d’impedance pour la mesure mini-invasive de la fréquence cardiaque dans les invertébrés de stade avancé

Explorer plus de vidéos