Name: Analyses de compétence vectorielle sur les moustiques Aedes aegypti utilisant le virus Zika (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 35 s
Description: Découvrez les analyses de compétence vectorielle sur les moustiques Aedes aegypti utilisant le virus Zika. Cette méthode permet d'évaluer les risques de transmission et d'orienter les stratégies de contrôle des maladies à arbovirus.

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Nous remercions le personnel du Centre mondial de référence pour les virus et arbovirus émergents (WRCEVA) : Dr Robert Tesh, Hilda Guzman, Dr Kenneth Plante, Dr Jessica Plante, Dionna Scharton et Divya Mirchandani, pour leur travail inlassable dans la conservation et la fourniture de nombreuses souches virales utilisées pour nos expériences de compétence vectorielle et celles d’autres groupes. Le travail présenté a été financé par le McLaughlin Fellowship Fund (SRA) et les subventions des NIH AI120942 et AI121452.

Toutes les procédures effectuées dans le cadre de ces protocoles ont été effectuées en pleine conformité avec les protocoles approuvés par le Comité institutionnel de biosécurité et le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux de la branche médicale de l’Université du Texas à Galveston.
1. Amplifier le ZIKV dans les cellules Vero
<ol><li>Cultiver des cellules Vero (CCL-81 ou VeroE6) dans la modification par Dulbecco du milieu essentiel minimal (DMEM) d’Eagle complété par 10% v/v de sérum fœtal bovin inactivé par la chaleur (FBS) et 1% (v/v) de pénicilline-streptomycine (100 U/mL et 100 μg/mL, respectivement) dans un incubateur humidifié à 37 °C avec 5% de CO2 à une confluence comprise entre 80 et 90% dans une fiole de culture tissulaire de 150 cm2.</li>
	<li>Dans une armoire de biosécurité (ESB), retirer le milieu et éliminer soit dans de l’eau de Javel à 10 %, soit dans une dilution de travail de l’ammonium quaternaire double(Table des matériaux). Inoculer immédiatement la monocouche avec 1 mL de stock viral, en visant 0,1−1 particule virale infectieuse par cellule. Agiter immédiatement la fiole de telle sorte que l’inoculum entre en contact avec la monocouche dans son intégralité.</li>
	<li>Complétez le milieu jusqu’à un volume de 5 mL à l’aide de DMEM complété par un FBS inactivé par la chaleur de 2 % v/v et une pénicilline-streptomycine à 1 % (v/v). Déplacez ensuite la fiole dans l’incubateur humidifié à 37 °C avec 5 % de CO2 pendant 60 min.</li>
	<li>Retirez la fiole de l’incubateur et apportez-la dans un ESB. Ajouter un milieu supplémentaire à un volume total de 15 mL à l’aide de DMEM complété par un FBS inactivé par la chaleur de 2 % v/v et une pénicilline-streptomycine à 1 % (v/v). Déplacer la fiole dans un incubateur humidifié à 37 °C avec 5% de CO2.</li>
	<li>Examiner la fiole quotidiennement en microscopie à contraste de phase pour détecter des effets cytopathiques (EPC). Procéder à la récolte virale (étape 1.7) lorsqu’il ne reste qu’environ 40 à 50 % des cellules dans la monocouche, généralement 3 à 5 jours après l’infection, selon la souche de ZIKV utilisée.</li>
	<li>Aspirer le surnageant et le placer dans un flacon conique de 50 mL. Clarifier le surnageant des débris cellulaires par centrifugation (3 500 x g pendant 20 min). REMARQUE: Si plusieurs flacons ont été infectés de manière identique, les surnageants de plusieurs flacons peuvent être combinés en tubes coniques de 50 mL.</li>
	<li>Retirez le surnageant du tube conique de 50 mL pour le faire sortir d’un tube frais, en prenant soin de ne pas perturber la pastille. Complétez le surnageant avec du FBS inactivé par la chaleur jusqu’à une concentration finale de 30% (v / v). Aliquoter ce mélange dans des tubes de bouchon à vis individuels et congeler à -80 °C jusqu’à utilisation.</li>
</ol>2. Préparation de farines de sang artificielles
<ol><li>Le jour où les moustiques doivent être exposés à des farines sanguines infectieuses, allumez la source d’alimentation (Table des matériaux) dans une installation de confinement des arthropodes de sorte que les unités d’alimentation (Table des matériaux) soient préchauffées au moment où les moustiques sont préparés pour l’exposition.</li>
	<li>Préparez des farines de sang artificielles en utilisant l’une des méthodes décrites ci-dessous.<ol>
<li>Méthode 1 : Mélanger du sang humain fraîchement récolté (dans un délai d’une semaine) citré ou héparinisé acheté dans le commerce 1:1 v/v avec du matériel viral (préparé comme décrit à la rubrique 1). REMARQUE: Cette méthode est subordonnée à l’absence d’anticorps contre la famille de virus / virus présents dans le sang.</li>
		<li>Si l’absence d’anticorps ne peut être confirmée ou si la source de sang est connue pour avoir déjà été exposée au flavivirus, laver et emballer manuellement les érythrocytes.<ol>
<li>Dans un ESB, ajouter 30 mL de sang humain total dans un tube conique de 50 mL et compléter jusqu’à 50 mL avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).</li>
			<li>Centrifuger à 3 500 x g pendant 20 min.</li>
			<li>Aspirer le surnageant soit en versant doucement dans un plateau contenant soit 10% d’eau de Javel, soit en travaillant une dilution d’ammonium quaternaire double, en prenant soin de ne pas jeter la pastille érythrocytaire.</li>
			<li>Ajouter 10 mL de PBS et tapoter doucement le fond du tube conique contre le fond du BSC de manière à reconstituer la pastille érythrocytaire. Porter le volume de la suspension jusqu’à 50 mL avec PBS. Mélanger par inversion douce.</li>
			<li>Répétez les étapes 2.2.2.1−2.2.2.4 un total de 4−6x. Confirmez que le surnageant est clair ou seulement légèrement rose et n’est plus opaque. Retirez tout le surnageant à l’aide d’une pipette sérologique. Remettre en suspension la pastille érythrocytaire dans 1−2 mL de PBS.</li>
			<li>Assembler la farine de sang : 350 μL d’érythrocytes emballés, 100 μL de saccharose à 10 %, 200 μL de FBS inactivé par la chaleur, 900 μM d’ATP recombinant et 2 mL de stock de virus dilué de manière appropriée à l’aide de DMEM complété par un FBS inactivé par la chaleur à 2 % v/v et de 1 % (v/v) de pénicilline-streptomycine.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Superposez une unité de réservoir standard de 3 mL(Table des matériaux)avec la peau d’une souris non infectée (d’autres options incluent un film de paraffine, des membranes collagènes ou un boyau de saucisse).</li>
	<li>Placez le réservoir couvert sur des serviettes en papier blanc. Ajouter ~2 mL de farine de sang infectieuse au réservoir 1 mL à la fois. Inspectez la serviette sous le chargeur pour détecter toute preuve de fuite. Si des fuites sont présentes, récupérez la farine de sang des mangeoires et jetez les couvercles. Scellez les mangeoires avec des bouchons. Une fois de plus, confirmez qu’aucune fuite n’est présente.</li>
</ol>3. Contre-titrage des farines de sang/dosage de la plaque
<ol><li>En utilisant le volume restant de la farine de sang préparée, effectuer une série de dilution en série 10x (c.-à-d. 6 dilutions, allant de dilué 10x à 1 000 000x) en utilisant du DMEM complété par un FBS inactivé par la chaleur de 2% v / v et 1% (v / v) de pénicilline-streptomycine.</li>
	<li>Aliquote 100 μL des dilutions dans les puits de 24 ou 12 plaques de puits de la plus diluée à la plus concentrée.</li>
	<li>Incuber pendant 1 h dans un incubateur à 37 °C, 5 % de CO2.</li>
	<li>À la fin de la période d’incubation de 1 h, ramener les plaques dans le BSC et ajouter 1 mL ou 2 mL de superposition de méthylcellulose aux plaques de 24 puits ou 12 puits, en conséquence.</li>
	<li>Replacez les plaques superposées dans un incubateur à 37 °C et 5 % de CO2 et incubez pendant 3 à 7 jours (en fonction de la souche virale).</li>
	<li>Après l’incubation, retirez les plaques de l’incubateur et apportez-les dans le BSC. Jeter la superposition de méthylcellulose dans un plateau contenant 10% d’eau de Javel ou un désinfectant à double ammonium quaternaire.</li>
	<li>Lavez chaque puits 2x avec du PBS, en jetant le lavage dans un bac contenant 10% d’eau de Javel ou d’ammonium quaternaire double.</li>
	<li>Ajouter ~1 mL de méthanol:acétone (1:1 v:v) et laisser les cellules se fixer sur plaque pendant au moins 30 min dans le BSC à température ambiante (RT). Jeter le méthanol: acétone selon la politique institutionnelle sur les déchets organiques.</li>
	<li>Visualisez ZIKV à l’aide de l’une des deux méthodes décrites ci-dessous.<ol>
<li>Après l’élimination du méthanol:acétone, tacher immédiatement avec une solution de violet cristallin (0,25% p/v dans 30% de méthanol) pendant 5 min. Rincer 2x à l’eau du robinet et laisser sécher, puis visualiser directement à l’œil nu pour détecter les signes de plaques ou de destruction de monocouche.</li>
		<li>Alternativement, effectuez un test de formation de mise au point.<ol>
<li>Laissez les plaques sécher à l’air libre jusqu’à ce qu’il ne reste plus de fixateur organique. REMARQUE: Cela devrait prendre environ 2−3 h à l’extérieur de l’ESB, mais peut être accéléré par séchage à l’air dans une hotte BSC ou chimique.</li>
			<li>Lavez chaque puits 3x pendant 15 min chacun dans du PBS non stérile (sans Mg2+ et Ca2+) sur une bascule à plaque orbitale. Retirer le PBS et ajouter 1 mL de solution bloquante (PBS + 3% FBS) à chaque puits et roche pendant 15 min à RT.</li>
			<li>Ajouter 100 μL par puits d’anticorps primaire α-ZIKV ou α-flavivirus (p. ex. hybridome du groupe flavivirus D1-4G2-4-15 [4G2]) à une dilution de 1:2 000 en solution bloquante. Incuber avec bascule pendant un minimum de 4 h (de préférence pendant la nuit, ne dépassant pas 18 h) à RT.</li>
			<li>Retirez l’anticorps primaire et lavez 3x pendant 15 minutes chacun avec du PBS (sans Mg2+ et Ca2+) sur une bascule à plaque orbitale.</li>
			<li>Ajouter 100 μL par puits de l’anticorps secondaire (marqué HRP de chèvre α souris) dilué à 1:2 000 dans un tampon bloquant. Incuber avec bascule pendant 1 h à RT.</li>
			<li>Lavez 3x pendant 15 min chacun avec PBS (Mg2+ et Ca2+ libre) sur une bascule à plaque orbitale.</li>
			<li>Aliquote 100 μL de réactif de développement du substrat (Table des matériaux) par puits. Plaques rocheuses à RT pendant 15 min.</li>
			<li>Arrêtez la réaction lors du développement des foyers / plaques en retirant le substrat et en rinçant les plaques 2x avec de l’eau du robinet. Versez l’eau du robinet et laissez sécher les plaques à l’air libre avant de quantifier.</li>
			<li>Compter les foyers viraux pour déterminer le nombre d’UFC présents dans l’échantillon donné.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Administration de farines sanguines
<ol><li>Utilisez les moustiques Ae. aegypti 2 à 4 jours après l’eclosion. Trier les moustiques femelles dans des cartons de 0,5 L avec des couvercles grillagés et les priver de sucre (généralement 36 à 48 h avant la farine de sang infectieuse). Fournir de l’eau ad libitum via des boules de coton saturées d’eau.</li>
	<li>Retirez les boules de coton saturées d’eau le matin où les moustiques seront exposés à la farine de sang infectieuse.</li>
	<li>Fixez des réservoirs contenant des farines de sang artificielles aux fils de l’unité d’alimentation dans une boîte à gants en plastique transparent.</li>
	<li>Dans la boîte à gants, placez un carton de 0,5 L avec un couvercle grillagé, contenant 50 à 100 moustiques Ae. aegypti affamés, sous l’unité d’alimentation fixée au réservoir. REMARQUE: Les moustiques affamés de manière appropriée se nourrissent généralement dans les 20 minutes. L’alimentation peut être prolongée au besoin pour augmenter la taille de l’échantillon dans les populations plus lentes, bien que cela ne devrait pas s’étendre au-delà de 60 minutes, car le titre viral (ZIKV) peut diminuer dans le chargeur après environ 60 minutes.</li>
	<li>À la fin de l’alimentation, retirez le réservoir et immergez-le dans de l’eau de Javel fraîchement préparée à 10%.</li>
	<li>Anesthésie à froid des moustiques par incubation pendant 30 s à -20 °C ou pendant 5 min au réfrigérateur.</li>
	<li>Dans la boîte à gants, versez les moustiques dans une boîte de Petri sur de la glace. Comptez et triez les femelles engorgées des moustiques non installés. Éliminer les moustiques non installés par immersion dans un tube conique de 50 mL rempli d’éthanol à 70 %. Pendant que les moustiques sont encore anesthésiés, remettez-les dans le carton de 0,5 L et recouvrez rapidement avec l’écran et le couvercle. Coupez l’excès de maille d’écran du carton et fixez la maille avec du ruban adhésif.</li>
	<li>Ajouter une boule de coton saturée de saccharose aqueux stérile filtré à 10% à l’écran de chaque carton. Placez tous les cartons anti-moustiques dans un grand récipient secondaire en plastique avec une éponge humide pour maintenir l’humidité.</li>
	<li>Placer le récipient secondaire contenant des cartons de moustiques dans un incubateur à une température de 27 ± 1 °C (ou, le cas échéant, pour simuler des conditions dans la région d’intérêt) avec une humidité relative de 80 % ± 10 % et un cycle lumière/obscurité de 16:8). Maintenir les moustiques avec un accès ad libitum à 10% de saccharose jusqu’à la fin des expériences.</li>
</ol>5. Acquisition et traitement des échantillons
<ol><li>Les jours spécifiés après l’alimentation, aspirer un nombre prédéterminé de moustiques des cartons appropriés à l’aide d’un aspirateur mécanique dans une boîte à gants. Coiffez le tube de collecte avec un rond de coton après l’acquisition du nombre requis de moustiques.</li>
	<li>Anesthésie à froid des moustiques par incubation pendant 30 secondes à -20 °C ou pendant 5 minutes à 4 °C.</li>
	<li>Dans la boîte à gants, versez les moustiques dans une boîte de Petri sur de la glace. À l’aide de deux paires de pinces, retirer les six pattes de chaque moustique et placer dans un tube de microcentrifuge à fond rond prémarqué de 2 mL contenant un roulement à billes en acier inoxydable stérilisé (7/32 po) et 500 μL de milieux de collecte de moustiques (MCM) composés de DMEM, de 2 % de FBS, de 1 % de pénicilline-streptomycine et de 2,5 μg/mL d’amphotéricine.</li>
	<li>Placez doucement le moustique sur une goutte d’huile minérale pour le retenir, en prenant soin de ne permettre aucun contact entre l’huile et la tête et la trompe du moustique.</li>
	<li>Insérez la trompe de moustique dans une pointe de pipette de 10 μL remplie de 10 μL de FBS inactivé par la chaleur. REMARQUE: Alternativement, la pipette peut être remplie de saccharose, de sang ou d’huile minérale. L’huile permet la visualisation directe des bulles de salive par microscopie optique.</li>
	<li>Laissez le moustique saliver pendant 30 min. Éjecter l’embout de la micropipette contenant fbS + salive dans un tube de microcentrifugation contenant 100 μL de MCM, puis placer la carcasse dans un tube de microcentrifugation à fond rond séparé de 2 mL contenant un roulement à billes en acier stérilisé et 500 μL de MCM. Assurez-vous que les tubes utilisés pour les corps, les jambes et la salive sont étiquetés de manière à ce qu’il soit clair que les trois échantillons proviennent du même moustique.</li>
	<li>Pendant que le ou les moustiques salivent, effectuez les étapes 5,3 à 5,5 sur les moustiques restants.</li>
	<li>Transporter les tubes contenant les corps et les jambes vers un dispositif d’homogénéisation tissulaire de broyage de billes contenu dans un ESB. Triturez tous les échantillons de corps et de jambes à 26 Hz pendant 5 minutes pour libérer les particules virales dans le surnageant. Clarifier tous les échantillons par centrifugation à 200 x g pendant 5 min pour granuler les débris cellulaires. REMARQUE: À ce stade, les échantillons peuvent être congelés à -80 ° C ou analysés immédiatement.</li>
</ol>6. Détection du ZIKV par essai infectieux
<ol><li>Dans un ESB, préparer 24 plaques de culture tissulaire de puits avec des cellules Vero(10 5 cellules par puits) 24 h avant le début du test infectieux. Étiquetez chaque puits avec l’identité d’un seul moustique/ échantillon.</li>
	<li>Si les échantillons ont été congelés à -80 °C, laisser décongeler.</li>
	<li>Retirez le média des plaques cellulaires Vero avant l’inoculation avec des échantillons une plaque à la fois.</li>
	<li>Pour les échantillons contenant des corps ou des jambes, aliquotez soigneusement 100 μL de surnageant clarifié dans chaque puits, en prenant soin de ne pas déranger les débris de cellules de moustiques de la pastille. REMARQUE: Les échantillons de salive peuvent être dilués 1: 1 (v / v) avec MCM avant l’inoculation sur les cellules pour conserver les échantillons pour un titrage ultérieur, si nécessaire.</li>
	<li>Déplacez les plaques dans un incubateur à 37 °C, 5 % de CO2 et incubez pendant 1 h.</li>
	<li>Retournez les plaques à l’ESB et ajoutez environ 1 mL de superposition de méthylcellulose à chaque puits. Replacez les plaques superposées dans un incubateur à 37 °C et 5 % de CO2 et incubez pendant 3 à 7 jours (en fonction du virus ou de la souche).</li>
	<li>Effectuez la fixation et la visualisation comme décrit aux étapes 3.6 à 3.9.</li>
	<li>En ce qui concerne la notation via un test de mise au point, quantifiez les puits positifs par un examen au microscope optique. La détection de la coloration intracytoplasmique des cellules dans un puits indique la présence d’un virus. Les échantillons sont notés uniquement comme étant positifs ou négatifs.</li>
</ol>

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<li>Guo, X. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Host+Feeding+Patterns+of+Mosquitoes+in+a+Rural+Malaria-Endemic+Region+in+Hainan+Island%2C+China%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Mosquito+Control+Association%22%5BJournal%5D)">Host Feeding Patterns of Mosquitoes in a Rural Malaria-Endemic Region in Hainan Island, China.</a> Journal of the American Mosquito Control Association. 30 (4), 309-311 (2014).</li>
<li>Kuno, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+history+of+laboratory+breeding+of+Aedes+aegypti+%28Diptera%3A+Culicidae%29+focusing+on+the+origins+and+use+of+selected+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Early history of laboratory breeding of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) focusing on the origins and use of selected strains.</a> Journal of Medical Entomology. 47 (6), 957-971 (2010).</li>
<li>Mayilsamy, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extremely+Long+Viability+of+Aedes+aegypti+%28Diptera%3A+Culicidae%29+Eggs+Stored+Under+Normal+Room+Condition%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medical+Entomology%22%5BJournal%5D)">Extremely Long Viability of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) Eggs Stored Under Normal Room Condition.</a> Journal of Medical Entomology. 56 (3), 878-880 (2019).</li>
<li>Althouse, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+for+Zika+Virus+to+Establish+a+Sylvatic+Transmission+Cycle+in+the+Americas%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Neglected+Tropical+Diseases%22%5BJournal%5D)">Potential for Zika Virus to Establish a Sylvatic Transmission Cycle in the Americas.</a> PLoS Neglected Tropical Diseases. 10 (12), 0002055(2016).</li>
<li>Vasilakis, N., Cardosa, J., Hanley, K. A., Holmes, E. C., Weaver, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fever+from+the+forest%3A+prospects+for+the+continued+emergence+of+sylvatic+dengue+virus+and+its+impact+on+public+health%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Fever from the forest: prospects for the continued emergence of sylvatic dengue virus and its impact on public health.</a> Nature Reviews Microbiology. 9 (7), 532-541 (2011).</li>
<li>Vasilakis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+of+ancestral+sylvatic+dengue-2+viruses+to+re-emerge%5BTitle%5D)+AND+%22Virology%22%5BJournal%5D)">Potential of ancestral sylvatic dengue-2 viruses to re-emerge.</a> Virology. 358 (2), 402-412 (2007).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Les méthodes décrites ici fournissent un flux de travail généralisé pour effectuer des analyses de compétences vectorielles. En tant que cadre général, bon nombre de ces méthodologies sont conservées dans toute la littérature. Cependant, il y a une marge de manœuvre substantielle pour des modifications (examinées dans Azar et Weaver1). On sait que les virus (p. ex., lignée virale, entreposage du virus de provocation, antécédents de passage viral), l’entomologie (p. ex., colonisation en laboratoire...

La compétence vectorielle est définie comme la capacité au niveau de l’espèce, de la population, et même d’un individu, d’un arthropode donné tel qu’un moustique, une tique ou une phlébotomine, d’acquérir et de transmettre biologiquement un agent avec réplication ou développement chez l’arthropode1,2. En ce qui concerne les moustiques et les virus transmis par les arthropodes (c.-à-d. les arbovirus), l’agent est absorbé d’un hôte virémique par un moustique femelle. Après l’ingestion, le virus doit infecter de manière productive l’une des petites populations de cellules épithéliales de l’intestin moyen3,en surmontant divers obstacles physiologiques tels que la dégradation protéolytique par les enzymes digestives, la présence du microbiote (barrière d’infection de l’intestin moyen, ou MIB) et la matrice péritrophique sécrétée. L’infection de l’épithélium de l’intestin moyen doit être suivie d’une réplication du virus et d’une éventuelle fuite de l’intestin moyen dans le système circulatoire ouvert du moustique, ou hémolymphe, qui représente l’apparition d’une infection disséminée surmontant la barrière d’échappement de l’intestin moyen (MEB). À ce stade, le virus peut établir des infections de tissus secondaires (par exemple, les nerfs, les muscles et les corps gras) et continuer à se répliquer, bien qu’une telle réplication secondaire puisse ne pas être strictement nécessaire pour que le virus infecte les cellules acineuses des glandes salivaires (en surmontant la barrière d’infection des glandes salivaires). La sortie des cellules acineuses des glandes salivaires dans leurs cavités apicales, puis le mouvement dans le canal salivaire permettent l’inoculation du virus dans les hôtes ultérieurs lors de la morsure et complètent le cycle de transmission1,2,4,5,6,7.
Compte tenu de ce mécanisme de propagation bien caractérisé et généralement conservé au sein d’un moustique vecteur, les évaluations des compétences des vecteurs de laboratoire sont souvent méthodologiquement similaires, bien qu’il existe des différences dans les protocoles1,2. Généralement, après une exposition au virus oral, les moustiques sont disséqués de sorte que les tissus individuels tels que l’intestin moyen, les jambes, les ovaires ou les glandes salivaires peuvent être testés pour l’infection virale, l’infection disséminée, l’infection disséminée / transmission transovarienne potentielle et l’infection disséminée / la compétence de transmission potentielle, respectivement8. La simple présence d’un virus dans les glandes salivaires, cependant, n’est pas une preuve définitive de la capacité de transmission, étant donné la preuve d’une barrière d’échappement/ sortie des glandes salivaires (SGEB) dans certaines combinaisons vecteur/virus1,2,4,5,7,9. La méthode standard pour prouver la compétence de transmission reste la transmission par les moustiques à un animal sensible10,11,12. Cependant, étant donné que pour de nombreux arbovirus, cela nécessite l’utilisation de modèles murins immunodéprimés13,14,15,16, cette méthode est souvent prohibitive. Une alternative couramment utilisée est la collecte de la salive du moustique, qui peut être analysée par réaction en chaîne par transcription inverse-polymérase (RT-PCR) ou un test infectieux pour démontrer la présence du génome viral ou de particules infectieuses, respectivement. Il convient de noter que de telles méthodes de collecte de salive in vitro peuvent surestimer12 ou sous-estimer17 la quantité de virus déposée lors de l’alimentation in vivo, ce qui indique que ces données doivent être interprétées avec prudence. Néanmoins, la méthode in vitro est très précieuse lorsqu’elle est analysée du point de vue de la simple présence de virus dans la salive, indiquant un potentiel de transmission.
Deux approches majeures existent pour déterminer le rôle des moustiques vecteurs dans les épidémies de maladies arbovirales. La première méthode implique une surveillance sur le terrain, dans laquelle les moustiques sont collectés dans le cadre de la transmission active18,19,20,21,22,23,24. Cependant, étant donné que les taux d’infection sont généralement assez faibles (p. ex., le taux d’infection estimé à 0,061 % des moustiques dans les zones de circulation active du virus Zika (ZIKV) aux États-Unis21), l’incrimination des espèces vecteurs potentielles peut être fortement biaisée par la méthode de piégeage25,26 et le hasard aléatoire (p. ex., échantillonnage d’une personne infectée sur 1 600 non infectées)21 . Compte tenu de cela, une étude donnée peut ne pas acquérir suffisamment de moustiques en nombre brut ou en diversité d’espèces pour échantillonner avec précision les moustiques impliqués dans la transmission. En revanche, les analyses de compétence vectorielle sont effectuées en laboratoire, ce qui permet un contrôle strict de paramètres tels que la dose orale. Bien qu’elles ne soient pas entièrement capables de représenter la véritable complexité de l’infection par les moustiques et de la capacité de transmission sur le terrain, ces évaluations en laboratoire demeurent des outils puissants dans le domaine de l’arbovirologie.
Sur la base de diverses analyses de compétence vectorielle avec ZIKV chez plusieurs espèces, populations et méthodes de moustiques27,28,29,30,31,32, ainsi que d’un examen récent des évaluations de compétence vectorielle1, nous décrivons ici plusieurs des protocoles associés à un flux de travail de compétence vectorielle typique. Dans ces expériences, trois populations d’Ae. aegypti des Amériques (la ville de Salvador, Brésil; République dominicaine; et la basse vallée du Rio Grande, TX, États-Unis) ont été exposées à une seule souche de ZIKV (Mex 1-7, GenBank Accession: KX247632.1) à des doses de 4, 5 ou 6 log10 unités focalisantes (FFU) / mL au moyen de farines de sang artificielles. Par la suite, ils ont été analysés pour détecter des signes d’infection, d’infection disséminée et de compétence en matière de transmission après diverses périodes d’incubation extrinsèque (2, 4, 7, 10 et 14 jours) au moyen d’une dissection et d’un test infectieux basé sur la culture cellulaire. Bien que le flux de travail et les protocoles actuels soient optimisés pour le ZIKV, de nombreux éléments sont directement transposables à d’autres arbovirus transmis par les moustiques dans les niveaux de confinement et de biosécurité des arthropodes 2 et 3 (ACL/BSL2 ou ACL/BSL3).

<table><tbody><tr><td>Réservoir standard de 3 ml</td><td>R37P30</td><td>Hemotek Ltd</td><td>Équipement d’insectarium</td></tr><tr><td>7/32" Acier inoxydable 440 Grade C Boules</td><td>4RJH9</td><td></td><td>Grainger Média de broyage</td></tr><tr><td>Acétone, qualité histologique, Fisher Chemicals, Bouteille en polyéthylène, 4L, 4/caisse</td><td>A16-P4</td><td>FisherScientific</td><td>Fixateur</td></tr><tr><td>d’adénosine 5'-triphospate hydrat de sel disodique, microbien, Bioréactif, adapté pour la cellule culture</td><td>A6419-1G</td><td>MilliporeSigma</td><td>Réactif</td></tr><tr><td>Antigène du groupe Flavivirus Anticorps, clone D1-4G2-4-15</td><td>MAB10216</td><td>MilliporeSigma</td><td>Anticorps primaire pour le test de formation de foyer</td></tr><tr><td>Anticorps anti-IgG (H+L) de souris, sérum humain adsorbé et marqué à la peroxydase, 1,0 mL/bouteille</td><td>5450-0011</td><td>KPL/Seracare</td><td>Anticorps secondaire pour le test de formation de foyer</td></tr><tr><td>Eau de Javel</td><td>NC0427256</td><td>FisherScientific</td><td>Décontamination</td></tr><tr><td>Corning, Fioles traitées pour culture cellulaire, 150cm2, capuchon ventilé, caisse de 50</td><td>10-126-34</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable pour culture cellulaire</td></tr><tr><td>Costar Plaques de culture cellulaire, 24 puits, 5/sac, 100/caisse, Corning</td><td>07-200-740</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable pour culture cellulaire</td></tr><tr><td>Costar Plaques de culture cellulaire, 96 puits, 5/sac, 100/caisse, Corning</td><td>07-200-91</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Crystal Violet</td><td>C0775-100G</td><td>MilliporeSigma</td><td>Stain</td></tr><tr><td>Eppendorf Snap Cap Microcentrifugeuse Safe-Lock 2mL Tubes, 500/caisse</td><td>05-402-7</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable en plastique</td></tr><tr><td>Falcon 15mL Tubes centrigues coniques</td><td>14-959-70C</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable en plastique</td></tr><tr><td>Falcon 50mL Tubes centrigues coniques</td><td>14-959-49A</td><td>Consommable en plastique</td> <td>FisherScientific</td></tr><tr><td>Falcon Pipettes sérologiques sérologiques jetables en polystyrène de 10 ml, 200/caisse</td><td>13-675-20</td><td>Consommable en plastique</td><td>FisherScientific</td></tr><tr><td>Pipettes sérologiques jetables en polystyrène Falcon de 1 mL, 1000/caisse</td><td>13-675-15B</td><td>Consommable</td> en <td>plastique</td>FisherScientific</tr><tr><td>Pipettes sérologiques jetables en polystyrène Falcon de 25 ml, 200/caisse</td><td>13-675-30</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable en plastique</td></tr><tr><td>Falcon Pipettes sérologiques sérologiques jetables en polystyrène de 5 ml, 200/caisse</td><td>13-675-22</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable en plastique</td></tr><tr><td>Falcon Standard Tissue Culture Dishes</td><td>08-772B</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable en plastique</td></tr><tr><td>Sérum de veau fœtal-Premium, 500 mL</td><td>S11150</td><td>Atlanta Biologicals</td><td>Réactif</td></tr> <tr><td>de culture cellulaireFisherbrand Economy Lames de microscope en verre ordinaire</td><td>12-550-A3</td><td>FisherScientific</td><td>Immobilisation des moustiques</td></tr><tr><td>FU1 Feeder</td><td>FU1-0</td><td>Hemotek Ltd</td><td>Insectary Equipment ; unités d’alimentation</td></tr><tr><td>Gibco DPBS avec calcium et magnésium, 10 bouteilles de 500mL</td><td>140-040-182</td><td>FisherScientific</td><td>Réactif de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Gibco Fungizone, amphotéricine B, 250&mu ; g/mL, 50 ml/bouteille</td><td>15-290-026</td><td>Fisher Scientific</td><td>Réactif de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Gibco Pénicilline-Streptomycine (10 000 U/mL), 100 ml/bouteille, 20 bouteilles/caisse</td><td>15-140-163</td><td>FisherScientific</td><td>Réactif de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Gibco, tryptsine-EDTA (.25 %), rouge de phénol, 20 bouteilles de 100 ml</td><td>25-200-114</td><td>FisherScientific</td><td>Réactif de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Gibcom DMEM, hyperglucose, 10 bouteilles</td> <td>de 500 ml11-965-118</td><td>FisherScientific</td><td>Réactif de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Sang humain, sexe non spécifié, Na-Citrate, 1 unité</td><td>7203706</td><td>Lampire</td><td>Préparation de repas de sang</td></tr><tr><td>InsectaVac Aspirator</td><td>2809B</td><td>Bioquip</td><td>Insectary</td></tr><tr><td>Equipment Méthanol, certifié ACS, Fisher Chemicals, Bouteille en verre ambré, 4L, 4/caisse</td><td>A412-4</td><td>FisherScientific</td><td>Fixateur</td></tr><tr><td>Méthylcellulose, viscosité : 3 500-5 600 cP, 2 % dans l’eau (20 &deg ; C), 250g/Bouteille</td><td>M0512-250G</td><td>MilliporeSigma</td><td>Réactif de culture cellulaire</td></tr><tr><td>Micro-chem Plus Détergent désinfectant</td><td>C849T34</td><td>Thomas Scientific</td><td>Décontamination ; dilution de travail de l’huile minérale d’ammonium quaternaire double</td></tr><tr><td>, BioReagent, pour la biologie moléculaire</td><td>M5904-5X5ML</td><td>MilliporeSigma</td><td>Immobilisation des moustiques</td></tr><tr><td>Joints toriques</td><td>OR37-25</td><td>Hemotek Ltd</td><td>Équipement d’insecticulture</td></tr><tr><td>Bouchons en plastique</td><td>PP5-250</td><td>Hemotek Ltd</td><td>Équipement d’insectarium</td></tr><tr><td>PS6 Unité d’alimentation (110-120V)</td><td>PS6120</td><td>Hemotek Ltd</td><td>Équipement d’insectarium ; source d’alimentation</td></tr><tr><td>Pinces Rubis, Lames décalées, pointes superfines</td><td>4525</td><td>Bioquip</td><td>Équipement d’insectarium</td></tr><tr><td>Sarstedt Inc, Microtube à bouchon à vis 2mL, fond conique, capuchon à joint torique, stérile, 1000/caisse</td><td>50-809-242</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable en plastique</td></tr><tr><td>Saccharose, BioUltra, pour la biologie moléculaire</td><td>84097-250G</td><td>MilliporeSigma</td><td></td></tr><tr><td>Réactif ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 1000&mu ; L Pointes de pipette, 100 pointes/Rack, 8 Racks/Pack, 4 Packs/Caisse</td><td>21-402-487</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable en plastique</td></tr><tr><td>ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 200&mu ; L Pointes de pipette, 96 pointes/Rack, 10 Racks/Paquet, 5 Packs/Caisse</td><td>21-402-486</td><td>FisherScientific</td><td>Consommable</td></tr><tr><td>en plastique ThermoScientific, ART Barrier Low Retention 20&mu ; L Pointes de pipette, 96 pointes/rack, 10 racks/paquet, 5 paquets/caisse</td><td>21-402-484</td><td></td><td>FisherScientific Consommable en plastique</td></tr><tr><td>ThermoScientific, barrière ART à faible rétention, portée étendue 10&mu ; L Pointes de pipette, 96 pointes/Rack, 10 Racks/Paquet, 5 Paquets/Caisse</td><td>21-402-482</td><td></td><td>FisherScientific Consommable en plastique</td></tr><tr><td>TissueLyser II</td><td>85300</td><td>QIAGEN</td><td>Homogénéisation</td></tr><tr><td>TrueBlue Peroxidase Substrate Kit, 200mL</td><td>5510-0030</td><td>Seracare</td><td>Solution de développement pour le test de formation de focalisation</td></tr><tr><td>Vero</td><td>CCL-81</td><td>American Type Culture Collection</td><td>Lignée cellulaire de mammifère pour amplifier le virus et effectuer un test infectieux</td></tr><tr><td>Vero C1008 [Vero 76, clone E6, Vero E6]</td><td>CRL-1586</td><td>Collection de culture de type américain</td><td>Lignée cellulaire de mammifère pour amplifier le virus et effectuer un test infectieux</td></tr></tbody></table>

analyses de compétence vectorielle sur les moustiques aedes aegypti utilisant le virus zika

Vector Competence Analyses on Aedes aegypti Mosquitoes using Zika Virus

Les procédures présentées décrivent une méthodologie généralisée pour infecter les moustiques Aedes aegypti avec le virus Zika dans des conditions de laboratoire afin de déterminer le taux d’infection, d’infection disséminée et de transmission potentielle du virus dans la population de moustiques en question. Ces procédures sont largement utilisées avec diverses modifications dans les évaluations des compétences vectorielles à l’échelle mondiale. Ils sont importants pour déterminer le rôle potentiel qu’un moustique donné (c.-à-d. espèce, population, individu) peut jouer dans la transmission d’un agent donné.

Trois populations d’Ae. aegypti des Amériques (Salvador, Brésil; République dominicaine; et la vallée du Rio Grande, TX, États-Unis) ont été exposées à une souche épidémique de ZIKV des Amériques (ZIKV Mex 1-7, État du Chiapas, Mexique, 2015) sur une gamme de titres de farine de sang (4, 5 et 6 log10 FFU / mL) présentés dans une farine de sang artificielle à base d’érythrocytes humains lavés. Aux jours 2, 4, 7, 10 et 14 après l’infection, des sous-ensembles de moustiques ont été traités pour détermine...

Le protocole présenté peut déterminer la compétence vectorielle des populations de moustiques Aedes aegypti pour un virus donné, tel que Zika, dans un contexte de confinement.

Analyses de compétence vectorielle sur les moustiques Aedes aegypti utilisant le virus Zika

The procedures presented describe a generalized methodology to infect Aedes aegypti mosquitoes with Zika virus under laboratory conditions to determine ...

Lors d'épidémies provoquées par des arbovirus, les mesures de lutte sont largement limitées à la réduction des populations de moustiques. Les analyses de compétence vectorielle constituent donc des stratégies préventives essentielles, car elles permettent de déterminer quelles populations et espèces de moustiques peuvent agir comme vecteurs pour un arbovirus donné, et doivent par conséquent faire l'objet de mesures ciblées. Ainsi, l'une des composantes les plus importantes de notre boîte à outils pour évaluer le rôle des moustiques, ainsi que d'autres vecteurs, dans la transmission des maladies infectieuses, est l'étude de la compétence vectorielle. Il s'agit d'expériences dans lesquelles nous pouvons contrôler très précisément non seulement l'espèce de moustique ou de tique, par exemple, mais aussi les souches géographiques, ainsi que des souches très spécifiques de virus différents ou d'autres organismes infectieux, afin d'obtenir des données très précises et rigoureusement contrôlées sur le risque que différentes espèces transmettent divers agents pathogènes dans des régions bien spécifiques du monde. Le travail avec des moustiques infectés exige des installations dédiées, une formation, une expérience et une planification minutieuse afin de minimiser les risques pour l'expérimentateur, ainsi que le risque de libération accidentelle d'un moustique infecté. Il est donc particulièrement important que les nouveaux venus dans ces installations prennent le temps de travailler avec des moustiques alimentés au sang non infecté, afin de se familiariser avec les techniques et les flux opérationnels.Le jour de l'exposition, allumez la source d'alimentation dans une installation de contention d'arthropodes afin de préchauffer les unités d'alimentation. Mélangez du sang humain fraîchement recueilli, anticoagulé à l'oxalate ou à l'héparine, avec un stock viral selon un rapport volumétrique de un pour un, puis recouvrez une unité standard de réservoir de trois millilitres avec la peau d'une souris naïve non infectée. Placez le réservoir couvert sur du papier essuie-tout blanc, puis ajoutez environ deux millilitres de sang infectieux au réservoir, un millilitre à la fois.Ensuite, inspectez à l’aide de serviettes en papier pour confirmer l’absence de fuite. 24 heures avant de réaliser le test infectieux, préparez des plaques de culture cellulaire de 24 puits contenant des cellules Vero, et étiquetez chaque puits avec l’identité du moustique et de l’échantillon. Le matin où les moustiques seront exposés au repas sanguin infectieux, retirez les boules de coton saturées d’eau et fixez des réservoirs contenant les repas sanguins artificiels aux embouts de l’unité d’alimentation à l’aide d’une boîte de contention en plastique transparente munie de gants.Placer le carton contenant les moustiques affamés dans la boîte à gants située sous l'unité d'alimentation. Une fois l'alimentation terminée, retirer le réservoir et l'immerger dans une solution d'eau de Javel à 10 % fraîchement préparée. À l'intérieur de la boîte à gants, verser les moustiques anesthésiés à froid dans une boîte de Pétri posée sur de la glace, puis trier les moustiques gorgés de sang des moustiques non gorgés.Verser les moustiques gorgés à nouveau dans le carton en papier, puis le recouvrir rapidement d'un tamis et d'un couvercle. Rogner l'excédent de grille métallique autour du carton et fixer le couvercle avec du ruban adhésif. Ajouter une boule de coton saturée de sucrose stérile filtré à 10 % sur le tamis, puis placer le carton dans un grand récipient plastique secondaire contenant une éponge humide afin de maintenir l'humidité.Incuber le récipient secondaire à 27 degrés Celsius, en laissant les moustiques accéder librement au saccharose jusqu'à la fin des expériences. Utiliser un aspirateur mécanique pour prélever un nombre prédéterminé de moustiques incubés dans le carton, puis boucher le tube de collecte avec un tampon de coton une fois terminé. Travailler à l'intérieur de la boîte à gants, verser les moustiques anesthésiés à froid dans une boîte de Pétri posée sur de la glace.Retirez les six pattes de chaque moustique et placez-les dans un tube microcentrifuge de deux millilitres préalablement étiqueté, contenant une bille d'acier inoxydable stérilisée et 500 microlitres de milieu de collecte des moustiques, ou MCM. Placez délicatement le moustique sur une goutte d'huile minérale, en prenant soin que l'huile ne touche ni la tête ni le proboscis du moustique. Insérez le proboscis dans une pointe de pipette microlitrique remplie de 10 microlitres de FBS inactivé par la chaleur, et laissez le moustique saliver pendant 30 minutes.Éjectez l'embout de pipette contenant la salive dans un tube de microcentrifugeuse contenant 100 microlitres de MCM, puis placez la carcasse dans un tube distinct de deux millimètres contenant une bille d'acier stérilisée et 500 microlitres de MCM. Transportez les tubes vers un appareil d'homogénéisation tissulaire par broyage à billes situé dans une cabine de sécurité biologique, puis triturez tous les échantillons de corps et de pattes à 26 hertz pendant cinq minutes afin de libérer les particules virales dans le surnageant. Clarifiez tous les échantillons par centrifugation à 200 × g pendant cinq minutes pour former un culot contenant les débris cellulaires.Juste avant l'inoculation avec les échantillons, retirez le milieu des cellules Vero préparées au préalable. Répartissez soigneusement 100 microlitres de surnageants clarifiés provenant des corps ou des pattes dans chaque puits, en prenant soin de ne pas perturber les débris cellulaires de moustique présents dans le culot. Incubez ensuite les plaques pendant une heure.Après l'incubation, ajoutez un millilitre de recouvrement de méthylcellulose dans chaque puits, puis remettez les plaques dans l'incubateur pendant trois à sept jours. Retirez les plaques de recouvrement de l'incubateur et placez-les dans une cabine de sécurité biologique. Jetez le recouvrement de méthylcellulose dans un bac contenant de l'eau de javel à 10 %, puis lavez chaque puits deux fois avec du PBS, en rejetant chaque lavage dans le bac.Éliminer le PBS et ajouter un millilitre de méthanol-acétone par puits, puis laisser les cellules s'immobiliser sur la plaque pendant 30 minutes. Ensuite, éliminer l'agent de fixation et laisser sécher les plaques. Laver chaque puits trois fois avec du PBS non stérile sur un agitateur orbital pour plaque en effectuant des lavages de 15 minutes chacun, puis ajouter un millilitre de solution de blocage dans chaque puits et agiter la plaque pendant encore 15 minutes.Ajouter 100 microlitres d’anticorps primaire anti-virus Zika ou anti-flavivirus dans chaque puits, puis incuber la plaque avec agitation toute la nuit. Le jour suivant, retirer l’anticorps primaire et répéter les lavages avec du PBS. Après le dernier lavage, ajouter 100 microlitres d’anticorps secondaires et incuber la plaque sous agitation pendant une heure.Répétez les lavages avec du PBS, puis ajoutez 100 microlitres de réactif de développement du substrat par puits, et agitez la plaque pendant 15 minutes. Lorsque les foyers ou les plaques apparaissent, arrêtez la réaction en rinçant la plaque avec de l’eau du robinet. Versez l’eau du robinet, laissez les plaques sécher à l’air, puis quantifiez les foyers viraux pour déterminer le nombre d’unités formant des foyers présentes dans l’échantillon donné.Trois populations de moustiques ont été exposées à une souche épidémique du virus Zika sur une gamme de titres dans le repas sanguin. Au cours des deux semaines suivantes, des sous-ensembles de moustiques ont été analysés afin de déterminer les taux d'infection, de dissémination et de transmission potentielle. Aux titres plus faibles dans le repas sanguin, les moustiques provenant de Salvador, au Brésil, étaient infectés après 4, 10 et 14 jours d'incubation extrinsèque, sans aucune preuve d'infection disséminée observée dans les pattes analysées.À la plus forte concentration, le virus a été détecté dans les pattes des moustiques, mais pas dans la salive. Les moustiques provenant de la République dominicaine se sont révélés les plus sensibles à l'infection et les plus compétents pour la transmission à toutes les concentrations testées du repas sanguin. Les moustiques ayant reçu les trois doses ont montré une dissémination du virus au bout de sept jours et une compétence pour la transmission à 14 jours post-infection.Les moustiques provenant de la vallée du Rio Grande au Texas, exposés à des titres plus faibles de repas sanguin, ont été infectés dès quatre jours post-infection, tandis que des infections disséminées ont été observées après 14 jours. Dans le groupe exposé au titre le plus élevé, l'infection a été détectée à partir du deuxième jour post-infection et a atteint des pics aux jours 4, 10 et 14. Des infections disséminées ont été observées au septième jour, et un seul moustique était capable de transmission au jour 10.Lors de la mise en œuvre de ce protocole, il est important de travailler en toute sécurité, plutôt que rapidement. Manipulez donc toujours les moustiques infectés ou potentiellement infectés à l’intérieur d’une boîte à gants ou d’une hotte de sécurité biologique, jusqu’à ce que leurs pattes ou leurs ailes aient été retirées. Le flux de travail de base relatif à la compétence vectorielle peut être adapté afin de produire des moustiques infectés destinés à des analyses ultérieures, telles que des études de transmission, ainsi que pour examiner les interactions entre les moustiques, le virus et le microbiome.La compétence vectorielle a constitué un outil particulièrement important pour comprendre le rôle des moustiques dans la transmission des virus pendant les épidémies de maladies virales, et cela depuis plusieurs décennies. Mais c'est également une méthode qui a évolué au fil du temps pour intégrer de nouvelles connaissances, au fur et à mesure de leur acquisition, sur les interactions entre ces virus et les vecteurs moustiques. Pour ne citer que deux exemples, la population génétique du virus et la complexité de la population virale au sein du moustique se révèlent très importantes pour sa capacité à transmettre le virus, et nous pouvons désormais intégrer ces éléments dans les études de compétence vectorielle grâce à de nouvelles méthodes de séquençage des populations virales.Nous savons désormais que la population de bactéries et d'autres organismes vivant dans le tube digestif du moustique peut également avoir un impact majeur sur sa capacité à transmettre des agents pathogènes, et nous pouvons désormais évaluer cette population grâce à de nouvelles méthodes de séquençage. Ainsi, la compétence vectorielle est une méthode qui a évolué et continue d'évoluer à mesure que nous approfondissons nos connaissances sur ces interactions complexes.

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Recherche

JoVE Journal

Immunology and Infection

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Découvrez les analyses de compétence vectorielle sur les moustiques Aedes aegypti utilisant le virus Zika. Cette méthode permet d'évaluer les risques de transmission et d'orienter les stratégies de contrôle des maladies à arbovirus.

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