Name: Préparation et co-immunoprécipitation d’extrait de protéine de Caenorhabditis elegans (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Apprenez la préparation d'extraits protéiques et la co-immunoprécipitation chez Caenorhabditis elegans pour étudier les interactions protéiques. Cette méthode permet d'analyser jusqu'à 24 échantillons simultanément.

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Ce travail a été en partie soutenu par Kansas INBRE, P20GM103418 à Li et Zinovyeva et R35GM124828 à Zinovyeva. Nous remercions Min Han d’avoir généreusement partagé l’anticorps anti-AIN-1. Certaines des souches utilisées dans le cadre de ces travaux ont été fournies par le Centre de génétique caenorhabdite (CGC), financé par le Bureau des programmes d’infrastructure de recherche des NIH (P40 OD010440).

1. Collection d’échantillons de vers
<ol><li>Graines mélangées au stade ousynchronisées 13 vers sur les plaques solides NGM à la température requise et permettent aux vers de croître jusqu’au stade désiré. Pour la croissance et l’entretien de base de C. elegans, veuillez consulter Stiernagle et coll. et Porta-de-la-Riva et coll.14,13.</li>
	<li>Recueillir les vers dans un tube de centrifugeuse conique de 15 mL en lavant les plaques de ver avec tampon M9.</li>
	<li>Pelleter les vers en centrifugant à 400 x g à température ambiante (RT) pendant 2 min et jeter le supernatant. REMARQUE : La taille des granulés de ver pour la préparation de l’extrait se situe entre 100 μL et 500 μL. Une pastille de 300 μL de vers emballés est recommandée pour les expériences d’immunoprécipitation en aval et donne généralement ~4,5 mg de protéines totales, tandis qu’une pastille de 500 μL rapportera ~7,5 mg de protéines totales.</li>
	<li>Effectuez des lavages supplémentaires de 3 à 5 lavages avec tampon M9 (voir tableau 1)ou jusqu’à ce que le supernatant ne soit plus nuageux.</li>
	<li>Effectuez un dernier lavage avec ddH2O.</li>
	<li>Déplacez la pastille de ver lâche dans un tube de microcentrifugeuse de 1,5 mL et faites tourner vers le bas à 400 x g à RT pendant 2 min. Jeter le surnatant restant pour obtenir une pastille de ver emballée et procéder à la préparation de l’extrait. REMARQUE : Le protocole peut être mis en pause ici. Les granulés de ver peuvent être congelés immédiatement dans de l’azote liquide et stockés à -80 °C ou dans de l’azote liquide. Veuillez noter que les granulés de vers ne peuvent être décongelés qu’une seule fois et ne peuvent pas être recongelés.</li>
</ol>2. Extraire la préparation de la pastille de ver
REMARQUE : La préparation de l’extrait doit être effectuée sur glace ou à 4 °C.
<ol><li>S’il est congelé, décongeler les granulés de ver sur la glace. REMARQUE : Si la taille de granulés de ver emballée désirée de 300 μL n’a pas été obtenue au cours de la collecte de l’échantillon, plusieurs granulés plus petits peuvent être combinés jusqu’à ce qu’il y ait suffisamment de matériaux pour une extraction plus importante.</li>
	<li>Ajouter un volume égal de tampon de lyse 2x glacé (60 mM HEPES, pH = 7,4, chlorure de potassium de 100 mM, 0,1 % Triton X, chlorure de magnésium de 4 mM, 10 % glycérol, 2 mM TNT avec inhibiteur de la RNase, inhibiteur de la protéase et inhibiteurs de la phosphatase; voir le tableau 1) et vortex ou pipette de haut en bas pour mélanger. Faites tourner le tube (s) vers le bas pour recueillir le mélange au fond du tube.</li>
	<li>Déplacez le mélange dans un tube sans RNase de 1,5 mL contenant des perles métalliques (voir tableau des matériaux)et mettez l’échantillon dans l’homogénéiseur du moulin à perles (voir table des matériaux)à 4 °C. Assurez-vous que les bouchons de tube sont serrés et que les échantillons sont équilibrés à l’intérieur de l’homogénéiseur.</li>
	<li>Homogénéiser l’échantillon à la vitesse la plus élevée (réglage 12) pendant 4 min.</li>
	<li>Retirer l’échantillon des perles et le placer dans un nouveau tube de microcentrifugeuse de 1,5 mL. Alternativement, un aimant fourni avec l’homogénéiseur peut être utilisé pour enlever les perles de l’échantillon.</li>
	<li>Faire tourner l’extrait à 19 000 x g pendant 20 min à 4 °C pour clarifier l’extrait de protéine.</li>
	<li>Transférer le surnatant dans un tube frais de 1,5 mL sur la glace, tout en évitant le report du précipité blanc et nuageux qui se forme sur le dessus de l’échantillon. Le surnatant est maintenant l’extrait clarifié. REMARQUE : Économisez 10 μL de l’extrait clarifié pour déterminer la concentration totale de protéines.</li>
	<li>Utilisez immédiatement l’extrait pour les expériences suivantes ou congèlez l’extrait dans de l’azote liquide et stockez-le à -80 °C. REMARQUE : Le protocole peut être mis en pause ici. Les extraits peuvent être conservés à une température ultralow (-80 °C congélateur ou azote liquide pendant ~6 mois). Les extraits congelés peuvent être décongelés une fois et ne peuvent pas être recongelés.</li>
	<li>Déterminer la concentration totale en protéines de l’extrait à l’aide d’un kit d’analyse de concentration de protéines compatible avec les détergents (voir tableau desmatériaux) selon les instructions du fabricant.</li>
</ol>3. Immunoprécipice
REMARQUE : Toutes les étapes d’immunoprécipice pour la préparation d’extrait doivent être exécutées sur la glace ou à 4 °C. Il est recommandé d’utiliser 2 mg de protéines totales pour chaque immunoprécipitation. Cependant, des immunoprécipices réussies avec 0.8-1 mg de protéine totale ont été exécutées. Utilisez toujours des extraits de protéines frais ou fraîchement décongelés. Le protocole suivant est décrit pour effectuer l’immunoprécipitation de 2 mg de protéine totale, ou une expérience unique d’immunoprécipitation. La quantité de perles et d’anticorps peut être augmentée ou diminuée en conséquence pour plusieurs échantillons ou si une quantité différente d’extrait de protéine est utilisée.
<ol><li>Placer ou décongeler l’extrait de protéines sur la glace. L’échantillon peut être dilué à 10 mg/mL ou 5 mg/mL avec tampon de lyse 1x glacé (voir le tableau 1).</li>
	<li>Resuspendez les perles magnétiques par inversion et transférez 150 μL de la suspension de perles de 50% dans un tube de 1,5 mL. Magnétiser les perles sur la glace contre un support magnétique pendant 1 min ou jusqu’à ce que la solution soit claire. Jeter le surnatant.</li>
	<li>Retirer le tube du support magnétique et laver les perles dans un tampon de 1x lyse à l’aide de 2 volumes (c.-à-d. 300 μL) de boue de perles. Répétez le lavage 2x pour un total de trois lavages.</li>
	<li>Resuspendez les perles dans 150 μL de tampon de lyse glacée.</li>
	<li>Transférer 75 μL de boue de perle à 2 mg d’extrait de protéines et incuber à 4 °C pendant 1 h avec une agitation douce. Gardez le reste de la suspension de perle sur la glace pour une utilisation ultérieure. REMARQUE : Cette étape est effectuée pour réduire la liaison protéique non spécifique aux perles pendant l’étape d’immunoprécipice.</li>
	<li>Placez le tube avec l’échantillon sur le support magnétique sur la glace pendant 1 min ou jusqu’à ce que les perles soient entièrement magnétisées et que l’échantillon soit clair. Transférer le supernatant dans un nouveau tube de 1,5 mL; ne pas déranger les perles. C’est le lysate protéique prédéclegé. Économisez 10 % de l’échantillon pour l’analyse des taches occidentales.</li>
	<li>Ajouter 20 μg d’anticorps purifiés d’affinité au lysate précléarisé et incuber à 4 °C pendant 1 h avec une agitation douce. REMARQUE : La quantité d’anticorps utilisée pour l’immunoprécipitation est spécifique à l’anticorps et aux protéines et doit être déterminée empiriquement pour assurer une immunoprécipitation efficace de la protéine cible.</li>
	<li>Ajouter le reste de 75 μL de la suspension des perles prélavées (étape 3.5) au mélange anticorps/lysate et incuber pendant 1 h à 4 °C avec une agitation douce.</li>
	<li>Placez le tube dans le support magnétique sur la glace pendant 1 min ou jusqu’à ce que les perles soient entièrement magnétisées et que l’échantillon soit clair. Enregistrer le supernatant pour l’analyse des taches occidentales (facultatif).</li>
	<li>Laver les perles contenant l’immunoprécipice 3x dans 450 μL de tampon de lavage (30 mM HEPES, pH = 7,4, chlorure de potassium de 100 mM, 0,1% Triton X, chlorure de magnésium de 2 mM, 10% glycérol, 1 mM TNT; voir tableau 1) sur glace. REMARQUE : Des lavages supplémentaires peuvent être effectués si des conditions de lavage plus strictes sont préférables.</li>
	<li>Resuspendez la pastille de perles dans 20 μL de tampon de chargement de gel protéique SDS/BME (voir tableau des matériaux)et déliaturez en bouillant à 95 °C pendant 5 minutes avant de charger sur un gel SDS-PAGE. Alternativement, les échantillons dénaturés peuvent être stockés à -20 °C pendant plusieurs mois. REMARQUE : Une partie de l’immunoprécipice de perle peut être sauvée pour l’isolement en aval d’ARN, si désiré.</li>
</ol>4. Détection occidentale des taches d’échantillons de propriété intellectuelle
<ol><li>Chargez les échantillons IP sur le gel SDS-PAGE (voir tableau des matériaux). Évitez de transférer les perles en plaçant les tubes IP sur le support magnétique pendant 1 min avant l’aspiration de l’échantillon.</li>
	<li>Effectuez le ballonnementoccidental 15,16 et les taches d’anticorps16 avec les modifications suivantes : diluer l’anticorps ALG-117 1:500 dans 5 % de lait sec non gras (NFDM); diluer l’anticorps HRPK-12 1:1 000 dans 5 % NFDM; et diluer l’anticorpsAIN-1 18 1:10,000 dans 5% NFDM. Les anticorps secondaires (voir tableau desmatériaux) ont été utilisés selon les instructions du fabricant.</li>
	<li>Détecter les bandes avec la chimioluminescence à base de HRP (voir tableau des matériaux).</li>
</ol>

<ol><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+AP-MS-+and+BioID-compatible+MAC-tag+enables+comprehensive+mapping+of+protein+interactions+and+subcellular+localizations%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">An AP-MS- and BioID-compatible MAC-tag enables comprehensive mapping of protein interactions and subcellular localizations.</a> Nature Communications. 9 (1), 1188-1216 (2018).</li>
<li>Li, L., Veksler-Lublinsky, I., Zinovyeva, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((HRPK-1%2C+a+conserved+KH-domain+protein%2C+modulates+microRNA+activity+during+Caenorhabditis+elegans+development%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genetics%22%5BJournal%5D)">HRPK-1, a conserved KH-domain protein, modulates microRNA activity during Caenorhabditis elegans development.</a> PLoS Genetics. 15 (10), 1008067(2019).</li>
<li>Zinovyeva, A. Y., Veksler-Lublinsky, I., Vashisht, A. A., Wohlschlegel, J. A., Ambros, V. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caenorhabditis+elegans+ALG-1+antimorphic+mutations+uncover+functions+for+Argonaute+in+microRNA+guide+strand+selection+and+passenger+strand+disposal%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Caenorhabditis elegans ALG-1 antimorphic mutations uncover functions for Argonaute in microRNA guide strand selection and passenger strand disposal.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (38), 5271-5280 (2015).</li>
<li>Hammell, C. M., Lubin, I., Boag, P. R., Blackwell, T. K., Ambros, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((nhl-2+Modulates+microRNA+activity+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">nhl-2 Modulates microRNA activity in Caenorhabditis elegans.</a> Cell. 136 (5), 926-938 (2009).</li>
<li>Zou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+decline+in+neuronal+regeneration+by+the+progressive+change+of+two+intrinsic+timers%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Developmental decline in neuronal regeneration by the progressive change of two intrinsic timers.</a> Science. 340 (6130), 372-376 (2013).</li>
<li>Zanin, E., Dumont, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Affinity+purification+of+protein+complexes+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Affinity purification of protein complexes in C. elegans.</a> Methods in Cell Biology. 106, 289-322 (2011).</li>
<li>Bhaskaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breaking+Caenorhabditis+elegans+the+easy+way+using+the+Balch+homogenizer%3A+an+old+tool+for+a+new+application%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Breaking Caenorhabditis elegans the easy way using the Balch homogenizer: an old tool for a new application.</a> Analytical Biochemistry. 413 (2), 123-132 (2011).</li>
<li>Kohl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plate-based+Large-scale+Cultivation+of+Caenorhabditis+elegans%3A+Sample+Preparation+for+the+Study+of+Metabolic+Alterations+in+Diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Plate-based Large-scale Cultivation of Caenorhabditis elegans: Sample Preparation for the Study of Metabolic Alterations in Diabetes.</a> Journal of Visualized Experiments. (138), e58117(2018).</li>
<li>Larance, M., Bailly, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable-isotope+labeling+with+amino+acids+in+nematodes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Stable-isotope labeling with amino acids in nematodes.</a> Nature Methods. 8 (10), 849-851 (2011).</li>
<li>Ding, L., Han, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GW182+family+proteins+are+crucial+for+microRNA-mediated+gene+silencing%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">GW182 family proteins are crucial for microRNA-mediated gene silencing.</a> Trends in Cell Biology. 17 (8), 411-416 (2007).</li>
<li>Ding, L., Spencer, A., Morita, K., Han, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Developmental+Timing+Regulator+AIN-1+Interacts+with+miRISCs+and+May+Target+the+Argonaute+Protein+ALG-1+to+Cytoplasmic+P+Bodies+in+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Cell%22%5BJournal%5D)">The Developmental Timing Regulator AIN-1 Interacts with miRISCs and May Target the Argonaute Protein ALG-1 to Cytoplasmic P Bodies in C. elegans.</a> Molecular Cell. 19 (4), 437-447 (2005).</li>
<li>Jannot, G., Vasquez-Rifo, A., Simard, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Argonaute+Pull-Down+and+RISC+Analysis+Using+2%E2%80%99-O-Methylated+Oligonucleotides+Affinity+Matrices%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Argonaute Pull-Down and RISC Analysis Using 2’-O-Methylated Oligonucleotides Affinity Matrices.</a> Methods in Molecular Biology. 725, Chapter 16 233-249 (2011).</li>
<li>Porta-de-la-Riva, M., Fontrodona, L., Villanueva, A., Ceron, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+Caenorhabditis+elegans+methods%3A+synchronization+and+observation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Basic Caenorhabditis elegans methods: synchronization and observation.</a> Journal of Visualized Experiments. (64), e4019(2012).</li>
<li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintenance+of+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%3A+the+Online+Review+of+C.+elegans+Biology%22%5BJournal%5D)">Maintenance of C. elegans.</a> WormBook: the Online Review of C. elegans Biology. , 1-11 (2006).</li>
<li>Gallagher, S., Chakavarti, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunoblot+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Immunoblot analysis.</a> Journal of Visualized Experiments. (16), e759(2008).</li>
<li>Eslami, A., Lujan, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Western+blotting%3A+sample+preparation+to+detection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Western blotting: sample preparation to detection.</a> Journal of Visualized Experiments. (44), e2359(2010).</li>
<li>Zinovyeva, A. Y., Bouasker, S., Simard, M. J., Hammell, C. M., Ambros, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+in+conserved+residues+of+the+C.+elegans+microRNA+Argonaute+ALG-1+identify+separable+functions+in+ALG-1+miRISC+loading+and+target+repression%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genetics%22%5BJournal%5D)">Mutations in conserved residues of the C. elegans microRNA Argonaute ALG-1 identify separable functions in ALG-1 miRISC loading and target repression.</a> PLoS Genetics. 10 (4), 1004286(2014).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+Identification+of+C.+miRISC+Proteins%2C+miRNAs%2C+and+mRNA+Targets+by+Their+Interactions+with+GW182+Proteins+AIN-1+and+AIN-2%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Cell%22%5BJournal%5D)">Systematic Identification of C. miRISC Proteins, miRNAs, and mRNA Targets by Their Interactions with GW182 Proteins AIN-1 and AIN-2.</a> Molecular Cell. 28 (4), 598-613 (2007).</li>
<li>Corsi, A. K., Wightman, B., Chalfie, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Transparent+Window+into+Biology%3A+A+Primer+on+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">A Transparent Window into Biology: A Primer on Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 200 (2), 387-407 (2015).</li>
<li>Farboud, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+Genome+Editing+with+Cas9+Ribonucleoprotein+in+Diverse+Cells+and+Organisms%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Enhanced Genome Editing with Cas9 Ribonucleoprotein in Diverse Cells and Organisms.</a> Journal of Visualized Experiments. (135), e57350(2018).</li>
<li>Dickinson, D. J., Goldstein, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CRISPR-Based+Methods+for+Caenorhabditis+elegans+Genome+Engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">CRISPR-Based Methods for Caenorhabditis elegans Genome Engineering.</a> Genetics. 202 (3), 885-901 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

C. elegans est un excellent modèle pour étudier les questions fondamentales en biologie cellulaire, moléculaire et développementale19. En plus de sa puissance en tant que système de modèle génétique, C. elegans est sensible aux approches biochimiques, y compris, mais sans s’y limiter, l’immunoprécipitation et la co-immunoprécipitation des protéines. Un obstacle potentiel lors de la conduite d’expériences d’immunoprécipice est le manque d’anticorps spécifiques aux protéines d’intérêt. Si aucun anticorps n’est disponible, des anticorps polyclonals ou monoclonaux personnalisés peuvent être générés. Cependant, les innovations récentes dans la technologie d’édition du génome ont permis aux chercheurs d’introduire rapidement des mutations ou tag endogènes gènes C. elegans 20,21, facilitant les études qui démêler les interactions génétiques, fonctionnelles et physiques entre les gènes et les protéines codées. Plus précisément, le marquage crispr/cas9-24 des gènes de C. elegans au loci endogène a réduit la dépendance des expériences d’immunoprécipitation sur la disponibilité d’anticorps, rendant des expériences de co-immunoprécipitation beaucoup plus réalisables. Les gènes C. elegans peuvent être marqués avec une variété d’étiquettes allant des étiquettes fluorescentes telles que GFP ou mCherry aux petites étiquettes telles que FLAG et HA. Les anticorps reconnaissant ces étiquettes sont facilement disponibles dans le commerce, facilitant les études des interactions protéine-protéine par des approches d’immunoprécipitation.
Le protocole présenté, décrit à la figure 1,peut être effectué pour un petit nombre d’échantillons ou mis à l’échelle, ce qui permet jusqu’à 24 préparations d’échantillons à la fois. Bien que les caractérisations initiales des interactions protéine-protéine par immunoprécipitation se font généralement dans des milieux de type sauvage dans des conditions de croissance normales, les études de suivi nécessitent fréquemment de tester les interactions protéine-protéine dans une variété de milieux génétiques ou dans des conditions de croissance différentes. La capacité de préparer simultanément plusieurs extraits permet de gagner du temps et, surtout, assure la cohérence de la préparation des extraits entre les différents échantillons. Un contrôle négatif est toujours nécessaire, le contrôle idéal étant une mutation nulle dans l’encodage génétique de la protéine d’intérêt immunoprécipitée (voir la figure 3 et la figure 4 par exemple).
Ce protocole d’extrait permet la préparation rapide d’extrait de protéine des échantillons de C. elegans et est comparable à l’homogénéisation à base de perle de zirconium8. L’homogénéisation des perles en général peut être réduite à plusieurs préparations simultanées d’échantillons à l’aide d’une variété d’homogénéisateurs de moulin à perles ou d’équipements similaires. Certains homogénéisants plus économiques moulin à perles peuvent réduire le nombre d’échantillons qui peuvent être traités simultanément, cependant. Alternativement, le protocole d’extrait présenté est compatible avec la préparation à base de dounce d’extrait, qui représente une alternative économique. Bien que différents homogénéisants de moulin à perles n’aient pas été testés, la plupart sont susceptibles d’être compatibles avec ce protocole d’extrait de protéine, tant que la perturbation complète des échantillons de C. elegans est atteinte.
Tel que présenté, ce protocole de préparation d’extrait est compatible avec de multiples expériences en aval, y compris l’immunoprécipitationdes protéines 2 et le retrait du microARN12 et permet la collecte en aval des composants protéiques et arn. Il extrait également efficacement les protéines nucléaires et cytoplasmiques (figure 2, figure 3et figure 4). De même, le protocole d’immunoprécipitation présenté permet l’isolement d’ARN des immunoprécipices protéine-associés. Bien que le protocole d’immunoprécipitation ait été initialement mis au point pour identifier les interacteurs protéiques ALG-1, la méthode peut être adaptée pour tester les interactions entre toutes les protéines d’intérêt. En fait, les conditions d’immunoprécipitation utilisées ont fonctionné également bien pour l’immunoprécipitation de l’ALG-1 (figure 3) et du HRPK-1 (figure 4). Ce protocole est un excellent point de départ pour l’immunopurification des protéines liant l’ARN. Il convient toutefois de noter que certains changements dans la composition tampon peuvent être nécessaires pour d’autres protéines d’intérêt. Les changements peuvent dépendre des propriétés physiques et biochimiques de la protéine d’intérêt et doivent être mis en œuvre au cas par cas.
Une fois que la protéine cible (ici, ALG-1 ou HRPK-1) est immunoprécipitatée, le ballonnement occidental peut être utilisé pour tester le co-immunoprécipice pour des interacteurs spécifiques de protéine.
Alternativement, l’immunoprécipice copurifié peut être soumis à l’analyse de spectrométrie de masse pour identifier toutes les protéines d’interaction putatives. Les interactions confirmées de co-immunoprécipitation peuvent ensuite être examinées dans une variété de milieux ou de conditions génétiques afin d’identifier la régulation potentielle de l’interaction spécifique. Par exemple, pour déterminer si le hrpk-1 joue un rôle dans l’assemblage ALG-1/AIN-1 miRISC, la coprécipitation ALG-1-AIN-1 a été évaluée à la fois dans un contexte sauvage et en l’absence de HRPK-1 (figure 3). hrpk-1 s’est révélé dispensable pour l’interaction ALG-1/AIN-12 (Figure 3). En outre, la technologie d’édition du génome CRISPR/Cas9 peut être utilisée pour générer des mutations ponctuelles ou de suppression de domaine dans les protéines d’intérêt. Le retest de la capacité des mutants générés à coprécipifier avec leurs interacteurs protéiques peut révéler quels domaines ou résidus médiation l’interaction physique. De telles études futures peuvent fournir des informations précieuses sur le mécanisme de la fonction et de la régulation des protéines. Ces approches, combinées à la puissance de la génétique C. elegans, peuvent fournir des informations importantes sur les processus moléculaires fondamentaux qui régissent le développement des animaux et la fonction cellulaire.

L’identification des interactions macromoléculaires d’une protéine d’intérêt peut être essentielle pour en apprendre davantage sur sa fonction. Des expériences d’immunoprécipitation et de co-immunoprécipitation peuvent être utilisées pour identifier l’interaction entière d’une protéine par des approches protéomiquesà grande échelle 1 ou pour tester spécifiquement la capacité d’une protéine à coprécipifier avec un interacteur hypothéqué. Dans C. elegans, les deux méthodes ont été utilisées avec succès pour en apprendre davantage sur l’activité d’une variété de protéines, y compris celles qui fonctionnent étroitement avec les microARN pour réguler l’expressiondes gènes 2,3,4. Les expériences de co-immunoprécipitation ont l’avantage de tester les interactions protéine-protéine dans leur environnement cellulaire natal, mais la préparation des extraits peut être difficile et prendre beaucoup de temps. Une lyse efficace de l’échantillon est nécessaire, mais il faut prendre soin de minimiser la perturbation des interactions protéines-protéines. Des méthodes telles que le douncing5, la sonication6, l’homogénéisation de Balch7, et la zirconia perles-homogénéisation8,9 ontété employées pour préparer avec succès des extraits totaux de protéine de C. elegans. Ces méthodes, à l’exception de l’homogénéisation des perles de zirconia, ont des limites en termes de nombre d’échantillons qui peuvent être traités simultanément. Présentée est une méthode alternative qui peut être facilement mise à l’échelle pour permettre une préparation rapide et à haut débit d’extrait de protéine à partir d’échantillons de C. elegans suivis de co-immunoprécipice. Plus précisément, la méthode peut préparer jusqu’à 24 échantillons à la fois, réduisant considérablement le temps nécessaire à la préparation de l’extrait. En revanche, par exemple, le douncing ne permet généralement qu’une seule préparation d’échantillon à la fois. Cette méthode d’extrait peut être utilisée pour préparer des extraits de n’importe quel stade de développement de C. elegans.
Décrit est une procédure étape par étape pour la collecte d’échantillons d’animaux, la préparation d’extraits, l’immunoprécipitation et la présentation de données de ballonnement occidental pour confirmer le retrait réussi des protéines et la détection de la protéine co-immunoprécipitante d’intérêt. Pour démontrer l’efficacité du protocole, deux expériences de co-immunoprécipitation ont été exécutées entre 1) microARN Argonaute ALG-1 et AIN-1, un homolog GW182 ; et 2) ALG-1 et HRPK-1, un nouvel interacteur ALG-12. ALG-1 et AIN-1 sont des protéines de base qui composent le complexe de silencing induit par microARN (miRISC) et l’interaction entre ces deux protéines estbien établie 10,11. Le protocole de préparation d’extrait était efficace dans l’expérience de co-immunoprécipation d’ALG-1-AIN-1. Ce protocole a également confirmé avec succès l’interaction entre ALG-1 et son nouvel interacteur, HRPK-12.
En résumé, le manuscrit décrit un protocole de préparation d’extrait de C. elegans qui peut être mis à l’échelle jusqu’à traiter simultanément 24 échantillons avec un protocole de co-immunoprécipitation qui peut être utilisé pour identifier de nouvelles interactions ou confirmer des interactions supposées entre les protéines. Le protocole de préparation de l’extrait est compatible avec un certain nombre d’expériences en aval, y compris l’immunoprécipitationdes protéines 2 et les retraits de microARN12. En outre, le protocole d’immunoprécipitation peut être adapté pour tester les interactions entre deux protéines C. elegans endogènes ou plus endogènes dans une variété de milieux génétiques.

<table><tbody><tr><td>Tube de 15 mL</td><td>VWR</td><td>89039-664</td><td>STEP 1.2</td></tr><tr><td>2x Tampon d’échantillon Laemmli</td><td>BioRed</td><td>1610737</td><td>STEP 3.11</td></tr><tr><td>4&ndash ; 20 % Mini-PROTEAN TGX Precast Protein Gels</td><td>BioRed</td><td>4561096</td><td>STEP 4.1</td></tr><tr><td>anticorps monoclonal anti-AIN-1</td><td>généré sur mesure</td><td>n/a</td><td>STEP 4.2, voir réf. Zhang et al. 2007</td></tr><tr><td>anticorps monoclonal anti-ALG-1</td><td>généré sur mesure par PRF& L</td><td>n/a</td><td>STEP 4.2</td></tr><tr><td>Anticorps monoclonal anti-HRPK-1</td><td>généré sur mesure par PRF& L</td><td>n/a</td><td>STEP 4.2</td></tr><tr><td>Mélangeur à balles Storm Homogénéisateur</td><td>MidSci</td><td>BBY24M</td><td>STEP 2.3</td></tr><tr><td>DL-Dithiothreitol (DTT)</td><td>Sigma</td><td>D9779-5G</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Dynabeads Protein A for Immunoprecipitation</td><td>Thermo Fisher</td><td>10002D</td><td>STEP 3.2</td></tr><tr><td>DynaMag-2 Magnet</td><td>Thermo Fisher</td><td>12321D</td><td>STEP 3.2</td></tr><tr><td>Inhibiteurs de protéase sans EDTA</td><td>Roche</td><td>11836170001</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Anticorps GFP (FL)</td><td>Santa Cruz Biotechnology</td><td>sc-8334</td><td>Figure 2</td></tr><tr><td>Glycérol</td><td>Thermo Fisher</td><td>G33-500</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Anticorps secondaire anti-lapin de chèvre, HRP</td><td>BioRed</td><td>1662408</td><td>STEP 4.2</td></tr><tr><td>Anticorps secondaire IgG (H+L) anti-rat de chèvre, HRP</td><td>Thermo Fisher</td><td>31470</td><td>STEP 4.2</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H4034-500G</td><td>Table 1</td></tr><tr><td>Substrat chimiluminescent LICOR WesternSure PREMIUM, kit de 100 mL</td><td>LI-COR</td><td>926-95000</td><td>STEP 4.3</td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium hexahydraté ACS VWR</td><td></td><td>VWRV0288-500G</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Sulfate de magnésium anhydre</td><td>Thermo Fisher</td><td>M65-500</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Tubes de microcentrifugation, 1,5 mL</td><td>VWR</td><td>20170-333</td><td>STEP 1.6</td></tr><tr><td>N2 wild type</td><td>CGC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Navy RINO RNA Lysis Kit 50 pack (1.5 mL)</td><td>MidSci</td><td>NAVYR1-RNA</td><td>STEP 2.3</td></tr><tr><td>Cocktail d’inhibiteurs de la phosphatase 2</td><td>Sigma</td><td>P5726-1ML</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Cocktail d’inhibiteurs de la phosphatase 3</td><td>Sigma</td><td>P0044-1ML</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Thermo Fisher</td><td>P217-500</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Phosphate de potassium monobasique</td><td>Thermo Fisher</td><td>P285-3</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Kit de dosage des protéines RC DC I</td><td>BioRed</td><td>5000121</td><td>STEP 2.9</td></tr><tr><td>RNaseOUT Inhibiteur de la ribonucléase recombinante</td><td>Thermo Fisher</td><td>10777019</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Thermo Fisher</td><td>S271-500</td><td>Tableau 1</td></tr><tr><td>Phosphate de sodium dibasique Anhydre</td><td>Thermo Fisher</td><td>S374-500</td><td>Table 1</td></tr><tr><td>TritionX-100</td><td>Sigma</td><td>X100-500ML</td><td>Table 1</td></tr><tr><td>UY38 hrpk-1(zen17)</td><td>disponible sur demande</td><td></td><td></td></tr><tr><td>VT1367 col-19 ::gfp(maIS105)</td><td>disponible sur demande</td><td></td><td></td></tr><tr><td>VT3841 alg-1(tm492)</td><td>disponible sur demande</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

préparation et co-immunoprécipitation d’extrait de protéine de caenorhabditis elegans

Protein Extract Preparation and Co-immunoprecipitation from Caenorhabditis elegans

Les méthodes de co-immunoprécipitation sont fréquemment utilisées pour étudier les interactions protéine-protéine. La confirmation d’interactions protéinées-protéines supposées ou l’identification de nouvelles interactions peuvent fournir des informations précieuses sur la fonction d’une protéine d’intérêt. Certaines des méthodes traditionnelles pour la préparation d’extrait exigent fréquemment des techniques laborieurs et chronophages. Ici, un protocole modifié de préparation d’extrait utilisant un homogénéisateur de moulin de perle et des perles en métal est décrit comme alternative rapide aux méthodes traditionnelles de préparation de protéine. Cette méthode de préparation d’extrait est compatible avec des études en aval de co-immunoprécipitation. À titre d’exemple, la méthode a été utilisée pour co-immunoprécipifier avec succès C. elegans microRNA Argonaute ALG-1 et deux interacteurs connus d’ALG-1 : AIN-1, et HRPK-1. Ce protocole inclut des descriptions de la collecte d’échantillon d’animal, de la préparation d’extrait, de la clarification d’extrait, et de l’immunoprécipice de protéine. Le protocole décrit peut être adapté pour tester les interactions entre deux protéines C. elegans endogènes ou plus en endogènes ou surexprimées dans une variété de milieux génétiques.

Ce protocole (schématisé à la figure 1) a été utilisé avec succès pour obtenir des extraits totaux de protéines C. elegans (figure 2) pour l’immunoprécipitation enaval de plusieurs protéines 2 (figure 3 et figure 4). Le protocole homogénéisant présenté par le moulin à perles était comparable dans l’extraction totale des protéines aux méthodes à base de dounce (figure 2) et extrait efficacement nucléaire (COL-19::GFP (NLS) (Figure 2) et protéines cytoplasmiques (figure 3 et figure 4). Plusieurs échantillons de différentes tailles ont été extraits simultanément (Figure 2). Les protéines argonautes interagissent avec les membres de la famille des protéines GW182, formant les miRISCs qui se lient aux ARN messagers cibles et répriment leur expression10. La figure 3 montre une co-immunoprécipitation réussie des composants miRISC de base ALG-1 et AIN-1, conformément aux rapportsprécédents 11,17. Plus récemment, des efforts ont été déployés pour identifier d’autres facteurs protéiques d’ArgonauteALG-1 3 afin d’en apprendre davantage sur la façon dont la biogenèse et l’activité des microARN pourraient être réglementées par des facteurs auxiliaires. La protéine liant l’ARN HRPK-1 a été identifiée dans les immunoprécipicesALG-1 3. Cette interaction a été récemment confirmée dans une expérience réciproque d’immunoprécipitation HRPK-12. Les protocoles présentés d’extrait et d’immunoprécipitation ont réussi à récupérer ALG-1 dans les co-immunoprécipices spécifiques à HRPK-1 (figure 4). De plus, l’interaction ALG-1—AIN-1 a été testée dans divers milieux génétiques et il a été démontré que le HRPK-1 n’était pas nécessaire pour l’assemblage2 de l’ALG-1/AIN-1 miRISC (figure 3). Des chiffres supplémentaires sont fournis pour montrer la membrane complète sondée(Figure supplémentaire 1).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61243/61243fig1.jpg"> Figure 1 : Schéma de flux de travail pour la préparation et l’immunoprécipice d’extrait de C. elegans. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61243/61243fig1large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61243/61243fig2.jpg"> Figure 2 : Comparaison des taches occidentales d’un GFP localisé nucléaire, COL-19::GFP (NLS), niveaux dans des échantillons préparés et homogénéisés de dounce de 250 μL et de 100 granulés de ver de μL. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61243/61243fig2large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61243/61243fig3.jpg"> Figure 3 : GW182 homolog AIN-1 co-immunoprécipice avec ALG-1. Ballonnement occidental pour les protéines ALG-1 et AIN-1 dans les immunoprécipices ALG-1. La co-immunoprécipitation alg-1/AIN-1 n’a pas été affectée par l’absence de hrpk-1. Entrée = 10% de la propriété intellectuelle. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61243/61243fig3large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61243/61243fig4.jpg"> Figure 4 : Co-immunodéprécipices ALG-1 avec HRPK-1. Le ballonnement occidental pour HRPK-1 et ALG-1 dans les immunoprécipices HRPK-1 est montré. Entrée = 10% de la propriété intellectuelle. * indique chaîne lourde d’anticorps. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61243/61243fig4large.jpg" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">Tampon M9 (1 L)</td>
		</tr>
<tr>
<td>KH2PO4
</td>
			<td>3 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>Na2HPO4
</td>
			<td>6 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaCl (NaCl)</td>
			<td>5 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>1 M MgSO4
</td>
			<td>1 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>ddH2O</td>
			<td>jusqu’à 1 L</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">Tampon 2x Lysis (5 mL)</td>
		</tr>
<tr>
<td>HEPES (pH 7.4)</td>
			<td>200 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>2 M KCl</td>
			<td>250 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% TritonX</td>
			<td>100 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>1 M MgCl2
</td>
			<td>20 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>100% glycérol</td>
			<td>1 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>ddH2O</td>
			<td>jusqu’à 5 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>Ajouter frais:</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>1 M TNT</td>
			<td>20 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>Inhibiteur de la protéase sans EDTA</td>
			<td>1 comprimé</td>
		</tr>
<tr>
<td>cocktail inhibiteur de phosphatase 2</td>
			<td>100 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>cocktail inhibiteur de phosphatase 3</td>
			<td>100 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">1x Tampon de lyse</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">Diluer le tampon 2x Lysis avec un volume égal de ddH20.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="2">1x Tampon wash 10 mL)</td>
		</tr>
<tr>
<td>HEPES (pH 7.4)</td>
			<td>300 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>2 M KCl</td>
			<td>500 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>10% TritonX</td>
			<td>100 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>1 M MgCl2
</td>
			<td>20 μL</td>
		</tr>
<tr>
<td>100% glycérol</td>
			<td>1 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>ddH2O</td>
			<td>jusqu’à 10 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>1 M TNT</td>
			<td>20 μL (ajouter frais)</td>
		</tr>
</tbody></table>Tableau 1 : Recettes
Figure supplémentaire 1. Les membranes de tache occidentales sondées complètes utilisées pour générer les figures 2-4 sont montrées. (A) Membrane sondée pour la figure 2. Notez que la membrane a été coupée pour permettre une sonder simultanément pour GFP et Tubulin, réduisant ainsi la taille globale des taches. (B) Membrane sondée pour la figure 3. (C) Membrane sondée pour la figure 3. *désigne la chaîne lourde d’anticorps. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61243/Supplemental_Figure_1.pdf" target="_blank">S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.</a>

Cette méthode décrit un protocole pour la préparation d’extrait de protéine à haut débit des échantillons d’elegans de Caenorhabditis et la co-immunoprécipitation suivante.

Préparation et co-immunoprécipitation d’extrait de protéine de Caenorhabditis elegans

Co-immunoprecipitation methods are frequently used to study protein-protein interactions. Confirmation of hypothesized protein-protein interactions or ...

Ce protocole fournit une procédure étape par étape pour la collecte d’échantillons, la préparation d’extraits et l’immunoprécipitation pour la confirmation d’une extraction réussie de protéines et la détection de protéines co-immunoprécipitées d’intérêt. La préparation de l’extrait de protéine peut être effectuée pour un maximum de 24 échantillons et elle est compatible avec un certain nombre d’applications en aval, y compris l’immunoprécipitation et les expériences de réduction de l’ARN. Cette méthode peut être adaptée pour faciliter le test des interactions entre deux ou plusieurs protéines C. elegans endogènes, marquées de manière endogène ou surexprimées dans divers contextes génétiques.La démonstration visuelle de ce protocole vise à familiariser les chercheurs avec la préparation d’extraits de protéines et l’immunoprécipitation, en espérant encourager ceux qui découvrent les techniques à les utiliser dans leurs recherches. Pour prélever un échantillon de vers, ensemencez d’abord des vers au stade mixte ou synchronisés sur des plaques de milieu de croissance de nématodes solides à la température requise et laissez les vers se développer jusqu’au stade souhaité. À la fin de l’incubation, utilisez un tampon M9 pour laver les vers dans un tube conique de 15 millilitres et granulez les vers par centrifugation.À la fin de la centrifugation, retirez le surnageant et lavez les vers trois à cinq fois de plus dans un tampon M9 frais par lavage. Lorsque le surnageant n’est plus trouble, effectuez un dernier lavage avec de l’eau doublement distillée et transférez la pastille de ver en vrac dans un tube de microcentrifugation de 1,5 millilitre. Granulez les vers avec une centrifugation supplémentaire et jetez le surnageant restant pour obtenir une pastille de ver tassée.Pour préparer l’extrait de la pastille de ver collectée, ajoutez un volume égal de tampon de lyse 2X glacé à une pastille recommandée de 300 microlitres et mélangez vigoureusement la suspension résultante. Faites tourner l’échantillon pour recueillir le mélange au fond du tube et transférez le contenu du tube dans un tube sans RNAse de 1,5 millilitre contenant des billes métalliques. Après avoir bien bouché le tube, placez l’échantillon dans un homogénéisateur de broyeur à billes à quatre degrés Celsius en veillant à ce que l’échantillon soit équilibré à l’intérieur de l’homogénéisateur.Homogénéisez l’échantillon à la vitesse la plus élevée pendant quatre minutes avant de le transférer dans un nouveau tube de microcentrifugation de 1,5 millilitre sans billes. Faites tourner l’échantillon pour clarifier l’extrait de protéine et transférez le surnageant dans un nouveau tube de 1,5 millilitre sur de la glace sans transférer le précipité blanc et trouble au sommet de l’échantillon. Réservez 10 microlitres de l’extrait clarifié pour déterminer la concentration totale en protéines selon les protocoles standard et diluez immédiatement l’échantillon à cinq ou 10 milligrammes de protéines par millilitre de tampon de lyse 1X glacé sur glace.Pour l’immunoprécipitation de la protéine d’intérêt, réintroduisez d’abord les billes magnétiques en suspension par inversion et transférez 150 microlitres de la suspension de billes 50X dans un tube de 1,5 millilitre. Magnétisez les perles sur de la glace contre un support magnétique pendant environ une minute. Lorsque la solution est claire, jetez le surnageant.Retirez le tube du support magnétique et lavez les billes avec trois volumes de 300 microlitres de tampon de lyse 1X. Après le dernier lavage, remettez les billes en suspension dans 150 microlitres de tampon de lyse glacé et transférez 75 microlitres de la suspension de billes sur deux milligrammes de l’échantillon d’extrait de protéine. Après une incubation d’une heure à quatre degrés Celsius avec une légère agitation, placez le tube d’échantillon dans l’aimant sur de la glace pendant environ une minute.Lorsque les billes sont complètement magnétisées et que l’échantillon est clair, transférez le surnageant dans un nouveau tube de 1,5 millilitre sans déranger les billes. Mettez de côté 10 % de l’échantillon pour l’analyse par transfert Western et ajoutez 20 microgrammes d’anticorps purifiés d’affinité au lysat pré-autorisé pour une incubation d’une heure à quatre degrés Celsius avec une légère agitation. À la fin de l’incubation, ajoutez les 75 microlitres restants de suspension de billes prélavées au mélange de lysat d’anticorps pour une incubation supplémentaire d’une heure à quatre degrés Celsius avec une agitation douce.À la fin de l’incubation, replacez l’échantillon sur l’aimant pendant environ une minute. Lorsque les billes sont complètement magnétisées et que l’échantillon est clair, laver les billes contenant l’immunoprécipité trois fois dans 450 microlitres de tampon de lavage sur de la glace. Après le dernier lavage, remettez en suspension la pastille de bille dans 20 microlitres de tampon de chargement de gel de protéine bêta-mercaptoéthanol 2X SDS et faites bouillir l’échantillon à 95 degrés Celsius pendant cinq minutes.Pour la détection des protéines immunoprécipitées par transfert Western, chargez l’échantillon de protéine dénaturée sur un gel SDS-PAGE sans transférer les billes et effectuez l’analyse par transfert Western selon les protocoles standard en utilisant les anticorps appropriés pour les protéines d’intérêt, puis détectez les bandes à l’aide de la chimiluminescence à base de peroxydase de raifort. Le protocole d’homogénéisation du broyeur à billes démontré est comparable en termes d’extraction de protéines totales aux méthodes basées sur le dounce pour l’extraction efficace des protéines nucléaires et cytoplasmiques. Dans cette analyse, il a été déterminé que les protéines Argonaute interagissent avec les membres de la famille des protéines GW182, formant les complexes de silençage induits par les microARN qui se lient aux ARN messagers cibles et répriment leur expression.Les protocoles d’extraits et d’immunoprécipitation démontrés peuvent également être utilisés pour récupérer avec succès les co-immunoprécipités spécifiques d’ALG-1 et de HRPK-1. De plus, les tests de l’interaction ALG-1 :AIN-1 dans divers contextes génétiques ont révélé que HRPK-1 n’est pas nécessaire pour l’assemblage du complexe de silençage induit par le microARN ALG-1 :AIN-1. Il est important de s’assurer que l’extraction des protéines et l’immunoprécipitation sont effectuées à quatre degrés Celsius ou sur de la glace pour maintenir la stabilité des échantillons.Cette préparation d’extrait protéique total est compatible avec les expériences d’immunoprécipitation des protéines et de réduction des microARN à l’aide d’un oligonucléotide complémentaire de microARN et facilite la collecte en aval des composants des protéines et de l’ARN.

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Préparation et co-immunoprécipitation d’extrait de protéine de Caenorhabditis elegans

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