Name: Culturing Rat Sympathetic Neurons from Embryonate Superior Cervical Ganglia for Morphological and Proteomic Analysis (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-09-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 51 s
Description: Apprenez à cultiver des neurones sympathiques de rats à partir de ganglions cervicaux supérieurs embryonnaires pour analyse morphologique et protéomique. Cette méthode permet d'étudier le développement neuronal et la fonction cellulaire.

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Ces travaux ont été appuyés par le Fonds de développement de la faculté et la subvention du Programme de recherche d’été du Saint Mary’s College of California. Les auteurs tiennent également à remercier la Dre Pamela Lein de l’Université de Californie à Davis et le Dr Anthony Iavarone de l’UC Berkeley Mass spectrometry facility pour leurs conseils lors de l’élaboration de ces protocoles. Les auteurs tiennent également à remercier Haley Nelson au Bureau des communications collégiales du Saint Mary’s College of California pour son aide à la production vidéo et au montage vidéo.

<ol><li>Rees, R. P., Bunge, M. B., Bunge, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+Changes+in+the+neuritic+growth+cone+and+target+neuron+during+synaptic+junction+development+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Morphological Changes in the neuritic growth cone and target neuron during synaptic junction development in culture.</a> Journal of Cell Biology. 9, (1976).</li>
<li>Chandrasekaran, V., Lein, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+Dendritogenesis+in+Sympathetic+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Autonomic+Nervous+System%22%5BJournal%5D)">Regulation of Dendritogenesis in Sympathetic Neurons.</a> Autonomic Nervous System. , (2018).</li>
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<li>Lein, P., Guo, X., Hedges, A. M., Rueger, D., Johnson, M., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+Extracellular+Matrix+And+Osteogenic+Protein-1+on+the+morphological+differentiation+of+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Developmental+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The effects of Extracellular Matrix And Osteogenic Protein-1 on the morphological differentiation of rat sympathetic neurons.</a> International Journal of Developmental Neuroscience. 14 (3), 203-215 (1996).</li>
<li>Kobayashi, M., Fujii, M., Kurihara, K., Matsuoka, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+morphogenetic+protein-2+and+retinoic+acid+induce+neurotrophin-3+responsiveness+in+developing+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Bone morphogenetic protein-2 and retinoic acid induce neurotrophin-3 responsiveness in developing rat sympathetic neurons.</a> Molecular Brain Research. 53 (1-2), 206-217 (1998).</li>
<li>Burnham, P., Louis, J. C., Magal, E., Varon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+ciliary+neurotrophic+factor+on+the+survival+and+response+to+nerve+growth+factor+of+cultured+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of ciliary neurotrophic factor on the survival and response to nerve growth factor of cultured rat sympathetic neurons.</a> Developmental Biology. 161 (1), 96-106 (1994).</li>
<li>Hou, X. E., Li, J. Y., Dahlström, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clathrin+light+chain+and+synaptotagmin+I+in+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+Autonomic+Nervous+System%22%5BJournal%5D)">Clathrin light chain and synaptotagmin I in rat sympathetic neurons.</a> Journal of the Autonomic Nervous System. 62 (1-2), 13-26 (1997).</li>
<li>Harris, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+Guidance+by+a+Decellularized+Fibroblast+Extracellular+Matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Matrix+Biology%22%5BJournal%5D)">Nerve Guidance by a Decellularized Fibroblast Extracellular Matrix.</a> Matrix Biology. , 176-189 (2017).</li>
<li>Wingerd, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%CE%B14+integrins+and+vascular+cell+adhesion+molecule-1+play+a+role+in+sympathetic+innervation+of+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">α4 integrins and vascular cell adhesion molecule-1 play a role in sympathetic innervation of the heart.</a> Journal of Neuroscience. 22 (24), 10772-10780 (2002).</li>
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<li>Lein, P., Johnson, M., Guo, X., Rueger, D., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteogenic+protein-1+induces+dendritic+growth+in+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Osteogenic protein-1 induces dendritic growth in rat sympathetic neurons.</a> Neuron. 15 (3), 597-605 (1995).</li>
<li>Bruckenstein, D. A., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+differentiation+of+embryonic+rat+sympathetic+neurons+in+tissue+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Morphological differentiation of embryonic rat sympathetic neurons in tissue culture.</a> Developmental Biology. 128 (2), 337-348 (1988).</li>
<li>Voyvodic, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+regulation+of+dendrites+in+the+rat+superior+cervical+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Development and regulation of dendrites in the rat superior cervical ganglion.</a> The Journal of Neuroscience. 7 (3), 904-912 (1987).</li>
<li>Garred, M. M., Wang, M. M., Guo, X., Harrington, C. A., Lein, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcriptional+Responses+of+Cultured+Rat+Sympathetic+Neurons+during+BMP-7-Induced+Dendritic+Growth%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Transcriptional Responses of Cultured Rat Sympathetic Neurons during BMP-7-Induced Dendritic Growth.</a> PLoS ONE. 6 (7), 21754(2011).</li>
<li>Pravoverov, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MicroRNAs+are+Necessary+for+BMP-7-induced+Dendritic+Growth+in+Cultured+Rat+Sympathetic+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+Molecular+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">MicroRNAs are Necessary for BMP-7-induced Dendritic Growth in Cultured Rat Sympathetic Neurons.</a> Cellular and Molecular Neurobiology. 39 (7), 917-934 (2019).</li>
<li>Natera-Naranjo, O., Aschrafi, A., Gioio, A. E., Kaplan, B. B. Identification and quantitative analyses of microRNAs located in the distal axons of sympathetic neurons. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNatera-Naranjo%2C+O+%22RNA+%28New+York%2C+N.Y.%29%22">RNA (New York, N.Y.)</a>. 16 (8), 1516-1529 (2010).</li>
<li>Aschrafi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiotensin+II+mediates+the+axonal+trafficking+of+tyrosine+hydroxylase+and+dopamine+%CE%B2-hydroxylase+mRNAs+and+enhances+norepinephrine+synthesis+in+primary+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Angiotensin II mediates the axonal trafficking of tyrosine hydroxylase and dopamine β-hydroxylase mRNAs and enhances norepinephrine synthesis in primary sympathetic neurons.</a> Journal of Neurochemistry. 150 (6), 666-677 (2019).</li>
<li>Ghogha, A., Bruun, D. a, Lein, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+dendritic+growth+in+cultured+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Inducing dendritic growth in cultured sympathetic neurons.</a> Journal of Visualized Experiments. (61), 4-8 (2012).</li>
<li>Caceres, A., Banker, G., Steward, O., Binder, L., Payne, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MAP2+is+localized+to+the+dendrites+of+hippocampal+neurons+which+develop+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">MAP2 is localized to the dendrites of hippocampal neurons which develop in culture.</a> Brain Research. 315 (2), 314-318 (1984).</li>
<li>Guo, X., Rueger, D., Higgins, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteogenic+protein-1+and+related+bone+morphogenetic+proteins+regulate+dendritic+growth+and+the+expression+of+microtubule-associated+protein-2+in+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Osteogenic protein-1 and related bone morphogenetic proteins regulate dendritic growth and the expression of microtubule-associated protein-2 in rat sympathetic neurons.</a> Neuroscience Letters. 245 (3), 131-134 (1998).</li>
<li>Mi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PANTHER+version+11%3A+Expanded+annotation+data+from+Gene+Ontology+and+Reactome+pathways%2C+and+data+analysis+tool+enhancements%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">PANTHER version 11: Expanded annotation data from Gene Ontology and Reactome pathways, and data analysis tool enhancements.</a> Nucleic Acids Research. 45, 183-189 (2017).</li>
<li>Chandrasekaran, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinoic+acid+regulates+the+morphological+development+of+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Retinoic acid regulates the morphological development of sympathetic neurons.</a> Journal of Neurobiology. 42 (4), (2000).</li>
<li>Courter, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BMP7-induced+dendritic+growth+in+sympathetic+neurons+requires+p75+NTR+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">BMP7-induced dendritic growth in sympathetic neurons requires p75 NTR signaling.</a> Developmental Neurobiology. 76 (9), 1003-1013 (2016).</li>
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<li>Neto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compartmentalized+Microfluidic+Platforms%3A+The+Unrivaled+Breakthrough+of+In+vitro+Tools+for+Neurobiological+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Compartmentalized Microfluidic Platforms: The Unrivaled Breakthrough of In vitro Tools for Neurobiological Research.</a> Journal of Neuroscience. 36 (46), 11573-11584 (2016).</li>
<li>Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple%2C+step-by-step+dissection+protocol+for+the+rapid+isolation+of+mouse+dorsal+root+ganglia%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Research+Notes%22%5BJournal%5D)">A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia.</a> BMC Research Notes. 9 (1), 82(2016).</li>
<li>Conrad, R., Jablonka, S., Sczepan, T., Sendtner, M., Wiese, S., Klausmeyer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lectin-based+isolation+and+culture+of+mouse+embryonic+motoneurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Lectin-based isolation and culture of mouse embryonic motoneurons.</a> Journal of Visualized Experiments. (55), e3200(2011).</li>
<li>Takeuchi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfabricated+device+for+co-culture+of+sympathetic+neuron+and+iPS-derived+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+Annual+International+Conference+of+the+IEEE+Engineering+in+Medicine+and+Biology+Society%2C+EMBS%22%5BJournal%5D)">Microfabricated device for co-culture of sympathetic neuron and iPS-derived cardiomyocytes.</a> Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. 2013, 3817-3820 (2013).</li>
<li>Takeuchi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+semi-separated+co-culture+system+of+sympathetic+neuron+and+cardiomyocyte%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+31st+Annual+International+Conference+of+the+IEEE+Engineering+in+Medicine+and+Biology+Society%3A+Engineering+the+Future+of+Biomedicine%2C+EMBC+2009%22%5BJournal%5D)">Development of semi-separated co-culture system of sympathetic neuron and cardiomyocyte.</a> Proceedings of the 31st Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society: Engineering the Future of Biomedicine, EMBC 2009. , 1832-1835 (2009).</li>
<li>Chandrasekaran, V., Lea, C., Sosa, J. C., Higgins, D., Lein, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reactive+oxygen+species+are+involved+in+BMP-induced+dendritic+growth+in+cultured+rat+sympathetic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+and+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Reactive oxygen species are involved in BMP-induced dendritic growth in cultured rat sympathetic neurons.</a> Molecular and Cellular Neuroscience. 67, (2015).</li>
<li>Kim, W. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Statins+decrease+dendritic+arborization+in+rat+sympathetic+neurons+by+blocking+RhoA+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurochemistry%22%5BJournal%5D)">Statins decrease dendritic arborization in rat sympathetic neurons by blocking RhoA activation.</a> Journal of Neurochemistry. 108 (4), 1057-1071 (2009).</li>
<li>Dalby, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advanced+transfection+with+Lipofectamine+2000+reagent%3A+Primary+neurons%2C+siRNA%2C+and+high-throughput+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Advanced transfection with Lipofectamine 2000 reagent: Primary neurons, siRNA, and high-throughput applications.</a> Methods. 33 (2), 95-103 (2004).</li>
<li>Szpara, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+gene+expression+during+neurite+outgrowth+and+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Analysis of gene expression during neurite outgrowth and regeneration.</a> BMC Neuroscience. 8 (1), 100(2007).</li>
<li>Pop, C., Mogosan, C., Loghin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+rapigest+efficacy+for+the+digestion+of+proteins+from+cell+cultures+and+heart+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Clujul+Medical%22%5BJournal%5D)">Evaluation of rapigest efficacy for the digestion of proteins from cell cultures and heart tissue.</a> Clujul Medical. 87 (4), 5(2014).</li>
<li>Vit, O., Petrak, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integral+membrane+proteins+in+proteomics.+How+to+break+open+the+black+box%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Proteomics%22%5BJournal%5D)">Integral membrane proteins in proteomics. How to break open the black box.</a> Journal of Proteomics. 153, 8-20 (2017).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à révéler.

Cet article décrit les protocoles pour cultiver des neurones sympathiques des ganglions cervical supérieurs des chiots embryonnaires de rat. Les avantages de l’utilisation de ce système modèle sont qu’il est possible d’obtenir une population homogène de neurones fournissant une réponse similaire aux facteurs de croissance, et puisque les exigences de facteur de croissance pour ces neurones a été bien caractérisé, il est possible de cultiver ces neurones in vitro dans des médias définis, dans des conditions sans sérum<sup...

Les neurones sympathiques dérivés des ganglions cervicals supérieurs embryonnaires (SCG) ont été largement utilisés comme système de culture neuronale primaire pour étudier de nombreux aspects du développement neuronal, y compris la dépendance aux facteurs de croissance, interactions neurone-cible, signalisation neurotransmetteur, croissance axonale, développement de dendrite et plasticité, synaptogenèse et mécanismes de signalisation sous-jacents nerf-cible/ neurone-glia interactions1,2,3,4,5,6,7,8,9. Malgré leur petite taille (environ 10000 neurones /ganglions), il ya trois raisons principales pour le développement et l’utilisation extensive de ce système de culture sont i) étant les premiers ganglions dans la chaîne sympathique, ils sont plus grands, et donc plus facile à isoler, que le reste des ganglions sympathiques10; ii) contrairement aux neurones centraux, les neurones de la SCG sont assez homogènes avec tous les neurones dérivés de la crête neuronale, ayant une taille similaire, la dépendance au facteur de croissance nerveuse et d’être nor-adrenergic. Cela en fait un modèle précieux pour les études morphologiques et génomiques10,,11 et iii) ces neurones peuvent être maintenus dans un milieu défini sans sérum contenant un facteur de croissance nerveuse pendant plus d’un mois10,12. Les neurones perinatal SCG ont été largement utilisés pour étudier les mécanismes sous-jacents à l’initiation et à l’entretien des dendrites2. C’est principalement parce que, bien que les neurones SCG ont une arborescence dendritique étendue in vivo, ils n’étendent pas les dendrites in vitro en l’absence de sérum, mais peuvent être induits à cultiver des dendrites en présence de certains facteurs de croissance tels que les protéines morphogenétiques osseuses2,12,13.
Cet article décrit le protocole pour isoler et cultiver les neurones embryonnaires de SCG de rat. Au cours des 50 dernières années, les cultures neuronales primaires du SCG ont été principalement utilisées pour des études morphologiques avec un nombre limité d’études examinant les changements génomiques ou protéomiques à grande échelle. Ceci est principalement dû à la petite taille des tissus ayant pour résultat l’isolement de faibles quantités d’ADN ou de protéines, ce qui rend difficile d’effectuer des analyses génomiques et protéomiques sur ces neurones. Cependant, ces dernières années, une sensibilité accrue à la détection a permis le développement de méthodes d’examen du génome, du miRNome et du protéome dans les neurones SCG pendant le développement de la croissance dendritique14,15,16,17. Cet article décrira également la méthode d’analyse morphologique de ces neurones à l’aide de l’immunocytochimie et d’un protocole pour obtenir des extraits de protéines neuronales pour l’analyse spectrométrique de masse.

<table><tbody><tr><td>2D nanoACQUITY</td><td>Waters Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonate d’ammonium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9830</td><td></td></tr><tr><td>BMP-7</td><td>R& D Systems</td><td>354-BP</td><td></td></tr><tr><td>Sérum bovin Alumin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>5470</td><td></td></tr><tr><td>Grattoir cellulaire</td><td>Corning</td><td>CLS-3010</td><td></td></tr><tr><td>Collagénase</td><td>Worthington Biochimique</td><td>4176</td><td></td></tr><tr><td>Corning Costar ou Nunc Fond plat Plaques de culture cellulaire</td><td>Fisher Scientific</td><td>07-200, 140675, 142475</td><td></td></tr><tr><td>Cytosine- &beta ;- D-arabinofuranoside</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1768</td><td></td></tr><tr><td>Solution saline tamponnée au D-phosphate (sans calcium ni magnésium)</td><td>ATCC</td><td>30-2200</td><td></td></tr><tr><td>Dispase II</td><td>Roche</td><td>4942078001</td><td></td></tr><tr><td>Eau distillée</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15230</td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreitol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D0632</td><td></td></tr><tr><td>DMEM - Faible teneur en glucose + glutamine, + pyruvate de sodium</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11885</td><td></td></tr><tr><td>Sans Acides Gras BSA</td><td>Calbiochem</td><td>126609</td><td>20 mg/mL Stock en DMEM à faible teneur en glucose</td></tr><tr><td>Pince fine Dumont n°4 et n°5</td><td>Ted Pella Inc</td><td>5621, 5622</td><td></td></tr><tr><td>Pinces et ciseaux pour la dissection</td><td>Ted Pella Inc</td><td>1328, 1329, 5002</td><td></td></tr><tr><td>Recouvrement en verre - 12mm</td><td>Neuvitro Corporation</td><td>GG-12</td><td></td></tr><tr><td>Chèvre-Anti-Souris IgG Alexa 488 conjugué</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A32723</td><td></td></tr><tr><td>Mélange de nutriments Ham F-12</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11765</td><td></td></tr><tr><td>Soluble de sel équilibré de Hank (sans calcium ni magnésium)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>14185</td><td></td></tr><tr><td>Insuline-Sélénium-Transferrine (100X)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>41400-045</td><td></td></tr><tr><td>Iodoacétamide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A3221</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>25030</td><td></td></tr><tr><td>Leibovitz L-15 medium</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11415064</td><td></td></tr><tr><td>Supports de montage pour lamelles en verre</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>P36931, P36934</td><td></td></tr><tr><td>Anticorps anti-MAP2 de la souris (SMI-52)</td><td>BioLegend</td><td>SMI 52</td><td></td></tr><tr><td>Facteur de croissance nerveuse</td><td>Envigo Bioproducts (anciennement Harlan Bioproducts)</td><td>BT5017</td><td>Stock 125 &mu ; g/mL dans 0,2 % de Prionex dans du DMEM</td></tr><tr><td>Paraformaldehye</td><td>Spectrum Chemicals</td><td>P1010</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline-Streptomycine (100X)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>15140</td><td></td></tr><tr><td>Poly-D-Lysine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0899</td><td></td></tr><tr><td>Prionex</td><td>Millipore</td><td>529600</td><td>Solution à 10 %, 100 mL</td></tr><tr><td>RapiGest SF</td><td>Waters Corporation</td><td>186001861</td><td>5 X 1 mg</td></tr><tr><td>Synapt G2 Spectrométrie de masse haute définition</td><td>Waters Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acide trifluoroacétique - Séquençage grade</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>28904</td><td>10 X 1 mL</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>Trypsine</td><td>Promega ou NEB</td><td>V511A, P8101S</td><td>100 &mu ; g ou 5 X 20 mg</td></tr><tr><td>Waters Flacons de récupération totale</td><td>Waters Corporation</td><td>186000385c</td><td></td></tr></tbody></table>

culturing rat sympathetic neurons from embryonate superior cervical ganglia for morphological and proteomic analysis

Culturing Rat Sympathetic Neurons from Embryonic Superior Cervical Ganglia for Morphological and Proteomic Analysis

Des neurones sympathiques des ganglions cervicals supérieurs de rat embryonnaire (SCG) ont été employés comme système de modèle in vitro pour les neurones périphériques pour étudier la croissance axonale, le trafic axonal, la synaptogenèse, la croissance dendritique, la plasticité dendritique et les interactions nerveuses-cibles dans les systèmes de co-culture. Ce protocole décrit l’isolement et la dissociation des neurones des ganglions cervicals supérieurs des embryons de rat E21, suivis de la préparation et du maintien des cultures neuronales pures dans le milieu sans sérum. Puisque les neurones n’adhèrent pas au plastique non couché, les neurones seront cultivés sur des couvercles en verre de 12 mm ou des plaques de 6 puits recouvertes de poly-D-lysine. Après un traitement avec un agent antimitotique (Ara-C, cytosine β-D-arabinofuranoside), ce protocole génère des cultures neuronales saines avec moins de 5% de cellules non neuronales, qui peuvent être maintenues pendant plus d’un mois in vitro. Bien que les neurones embryonnaires de SCG de rat soient multipolaires avec 5-8 dendrites in vivo ; dans des conditions sans sérum, ces neurones ne s’étendent qu’à un seul axone en culture et continuent d’être unipolaires pendant toute la durée de la culture. Cependant, ces neurones peuvent être induits pour étendre les dendrites en présence de l’extrait de membrane de sous-sol, des protéines morphogenétiques d’os (BMP), ou 10% sérum foetal de veau. Ces cultures neuronales homogènes peuvent être utilisées pour la coloration immunocytochimique et pour les études biochimiques. Cet article décrit également le protocole optimisé pour la coloration immunocytochimique pour la protéine-2 associée aux microtubules (MAP-2) dans ces neurones et pour la préparation d’extraits neuronaux pour la spectrométrie de masse.

Isoler et maintenir les cultures neuronales des neurones embryonnaires scg Les cellules dissociées du RAT embryonnaire SCG ont été plaquées dans une plaque enduite de poly-D-lysine ou coverslip et maintenues dans les milieux de culture sans sérum contenant le facteur de croissance de b-nerf. Les cellules dissociées contenant un mélange de neurones et de cellules gliales regardent circulaire sur le placage (Figure 1A). Dans les 24 heures suivant le placage, les neurones pr...

Cet article décrit l’isolement et la culture des neurones sympathiques embryonnaires de rat des ganglions cervicals supérieurs. Il fournit également des protocoles détaillés pour la coloration immunocytochimique et pour préparer des extraits neuronaux pour l’analyse spectrométrique de masse.

Culturing Rat Sympathetic Neurons from Embryonate Superior Cervical Ganglia for Morphological and Proteomic Analysis

Sympathetic neurons from the embryonic rat superior cervical ganglia (SCG) have been used as an in vitro model system for peripheral neurons to study ...

Dans cette vidéo, nous démontrerons la culture des ganglions cervicaux supérieurs des rats embryonnaires pour l’analyse morphologique et protéomique. Avant de commencer la dissection, préparez les supports de contrôle et de dissection. Le milieu de contrôle contient F-12 et le DMEM de bas glucose complétés avec un mélange insuline-sélénium-transferrin, glutamine, facteur de croissance de nerf, et BSA.Le milieu de dissection contient L-15 complété avec le stylo-strep et le BSA. Reportez-vous au manuscrit pour obtenir des protocoles détaillés pour la préparation des médias. Préparation des plaques pour la culture des neurones.Diluer un milligramme par millilitre de poly-D-lysine à 100 microgrammes par millilitre avec de l’eau distillée stérile. Pour l’analyse protéomique ou génomique, un à deux jours avant la dissection, enduire les plaques de six puits d’environ deux millilitres de stérile 100 grammes par millilitre de poly-D-lysine. Ceci est nécessaire pour assurer l’adhérence cellulaire au puits.Envelopper les assiettes d’un film accrocheur et conserver les assiettes toute la nuit à quatre degrés Celsius. Le jour de la dissection, avant le début de la dissection, retirez la solution poly-D-lysine des puits et rincez les puits cinq fois à l’eau distillée stérile, suivie d’une fois avec du DMEM à faible teneur en glucose. Pendant la digestion enzymatique des ganglions, environ une heure avant le placage des cellules, aspirer le DMEM des plaques et le remplacer par 0,3 millilitres de milieu de contrôle.Conserver les assiettes à 35 degrés Celsius sous 5 % de CO2 dans une chambre humidifiée. Dans le capot, configurer les éléments suivants pour la dissection. Quatre tubes coniques stériles de 50 millilitres avec environ 20 millilitres de médias de dissection dans chaque tube.Quatre plats stériles de 35 millimètres avec 1,5 millilitres de médias de dissection. Un tube conique stérile de 50 millilitres avec 20 millilitres de médias de dissection pour la centrifugation. Un tube conique stérile de 15 millilitres pour centrifuger les ganglions, un tube stérile de 10 millilitres pour la collecte des cellules dissociées.Utilisez un stérilisateur de perles sèches pour stériliser une paire de forceps fins pendant au moins une minute. Toutes les procédures effectuées dans le cadre d’études portant sur des animaux ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee du Saint Mary’s College of California. Les lignes directrices sur les soins et l’utilisation des animaux au Saint Mary’s College of California ont été élaborées sur la base de lignes directrices fournies par l’Office of Laboratory Animal Welfare des National Institutes for Health.Retrait des embryons E21 du rat enceinte. Notez que l’ablation de la corne utérine peut être effectuée à l’extérieur du capot si la zone environnante est complètement stérilisée. Euthanasier un rat enceinte par inhalation de CO2.Cisaillez la fourrure de la région abdominale et essuyez la peau dans la région avec 70% d’alcool pour la stériliser. À l’aide d’un nouvel ensemble de ciseaux stériles et de forceps, couper à travers la peau, puis le muscle pour exposer les cornes utérinnes contenant les embryons. Retirer la corne utérine avec les embryons, à l’aide d’un nouvel ensemble de ciseaux et de forceps, en prenant soin de ne pas endommager les intestins dans le processus.Transférer la corne utérine avec les embryons dans une boîte de Pétri stérile de 150 millimètres et les transférer dans le capot. À l’aide d’un nouvel ensemble de forceps et de ciseaux, retirer les embryons de la corne utérine et séparer les embryons des membranes amniotiques et du placenta. Pour euthanasier les embryons, couper la moelle épinière des embryons le long de la ligne médiane sous le bras droit.Ceci réduira le saignement de l’artère carotide pendant l’enlèvement du SCG. Transférez ces embryons dans les tubes coniques préparés de 50 millilitres contenant des supports de dissection. Assurez-vous que les embryons sont immergés dans les médias.Chaque tube peut contenir jusqu’à trois embryons. Isolement du ganglion cervical supérieur de l’embryon. Transférer un chiot du média de dissection sur une boîte petri stérile de 150 millimètres à moitié remplie de substrat solide avec sa surface dorsale sur le substrat.À l’aide de trois aiguilles stériles de calibre 23, épinglez le pub au plat avec une aiguille sous chaque bras et une troisième aiguille par la bouche pour hyperextendre soigneusement le cou. Couper à travers la peau dans la région du cou à l’aide de forceps fines stériles pour exposer les glandes salivaires en dessous. Retirez ces glandes à l’aide de forceps fins.Localiser les muscles sternocleidomastoid et omohyoid près de la clavicule et de la trachée respectivement. Tout d’abord, couper les muscles transversaux sternocleidomastoid. Et puis couper soigneusement le muscle omohyoïde mince à l’aide de forceps fines.Une fois ces muscles enlevés, la bifurcation dans l’artère carotide à l’extrémité antérieure, sera visible de chaque côté de la trachée avec le SCG situé sous cette fourchette dans l’artère carotide. À l’aide de forceps fermés, soulevez doucement l’artère carotide pour visualiser le SCG. À l’aide d’un forceps de chaque côté du SCG, retirez le carotide et transférez-le dans les plats stériles préparés de 35 millimètres.Ce tissu contiendra très probablement le SCG avec l’artère carotide, le nerf vague avec les ganglions de nodose, aussi bien que d’autres segments de muscle ou de graisse dans la région. Répétez le processus de dissection de l’autre côté. Retirer les CSG de tous les embryons avant de poursuivre les étapes de dissection restantes décrites.Répartir les tissus isolés entre deux des plats de 35 millimètres pour faciliter le traitement des échantillons de tissus. Post-traitement du SCG. Pour séparer le SCG du tissu disséqué, utilisez d’abord des forceps fins pour enlever tout tissu extranieux, comme le muscle ou la graisse, en prenant soin d’éviter la zone près de la bifurcation carotide.Une fois ces tissus enlevés, deux ganglions sont visibles. Le ganglion de nodose est plus petit et circulaire tandis que le SCG est en forme d’amande. Tirez doucement sur le nerf vague pour séparer le nerf vague et les ganglions de nodose du carotide, puis séparez le SCG de l’artère carotide.Utilisez des forceps fins pour enlever la capsule qui entoure SCG. Transférer le SCG dans un nouveau plat de culture de 35 millimètres. Répétez ce processus avec tous les échantillons de tissus disséqués.Enduire une pipette en verre stérilisée et branchée au coton d’un média de dissection pour empêcher le tissu d’adhérer aux parois de la pipette. Utilisez la pipette pour remplacer le média de dissection par deux millilitres stériles de type II de collagène, dispase de type II en calcium et sans magnésium HBSS et incuber pendant 50 minutes à 37 degrés Celsius pour aider à décomposer les tissus. Notez que les temps d’incubation peuvent devoir être optimisés avec différents lots de collagène/dispase et varient généralement de 40 minutes à une heure.Après l’incubation, transférer les CSG et la collagène/dispase dans un tube conique stérile de 15 millilitres. Utilisez le média de dissection pour rincer les plaques et transférer la solution dans le tube. Ajouter suffisamment de supports de dissection pour porter le volume à environ 10 millilitres.Centrifugeuse à 200 x g, 1000 à 1200 rpm pendant cinq minutes à température ambiante pour granuler l’échantillon. Aspirer le surnatant, en prenant soin de ne pas déloger la pastille. Resuspendez la pastille avec 10 millilitres de médias de dissection, répétez la centrifugation et jetez le supernatant.Remplacer par un à deux millilitres de milieu culturel. À l’aide d’une pipette Pasteur stérile à pointe étroite à pointe pliée, pré-enduire d’un milieu de culture, dissocier mécaniquement les touffes en triturant doucement cinq à six fois. Laissez les touffes plus grosses se contenter d’environ une minute et transférer la suspension cellulaire supernatante dans un nouveau tube de 10 millilitres.Répétez ce processus trois fois de plus avec une force croissante de trituration à chaque fois pour assurer une dissociation presque complète des CSG. Transférez le supernatant après chaque cycle de trituration au tube de 10 millilitres avec le supernatant dès la première trituration. Ajoutez suffisamment de médias culturels pour porter le volume à huit à 10 millilitres.Mélanger délicatement une suspension cellulaire et quantifier la densité cellulaire à l’aide d’un hémomètre. Répartir la suspension cellulaire dans les puits à la densité cellulaire appropriée pour les expériences. Mélanger continuellement la suspension cellulaire pendant le processus de placage pour assurer une distribution uniforme des cellules dans les puits.Pour l’analyse morphologique, plaquez les cellules autour de 8000 cellules par puits dans une plaque de 24 puits. Et pour les protocoles génomiques et protéomiques, plaquez les cellules jusqu’à 30 000 cellules par puits. Transférer les plaques dans un dessiccateur en verre avec de l’eau stérile au fond pour créer une chambre humidifiée.Injecter suffisamment de CO2, environ 120 millilitres, pour obtenir un environnement de 5% de CO2 dans le dessiccateur, avant l’étanchéité. Maintenir les plaques à 35,5 degrés Celsius. C’est ce qu’on appelle le jour zéro dans le protocole.Ces plaques peuvent également être maintenues dans un incubateur régulier de 5 % de CO2. La méthode décrite ci-dessus minimise les changements de température et de pH et aide également à prévenir la contamination croisée. Entretien des neurones et des traitements SCG cultivés.Ces images montrent les cellules supérieures dissociées de ganglions cervicaux le jour zéro, le premier jour, et le cinquième jour. L’image du jour zéro montre les cellules sur le placage. Les cellules plaquées le jour zéro contiennent un mélange de cellules neuronales et non neuronales.Le premier jour, 24 heures après le placage, retirez soigneusement la moitié des médias de culture et remplacez-les par deux micromolaires Ara-C, cytosine D-arabinofuranoside, un agent anti-mitotique. Laissez le traitement sur les cellules pendant 48 heures. Habituellement, cette durée de traitement est suffisante pour éliminer les cellules non neuronales dans la culture.Le troisième jour, aspirer doucement la moitié du milieu et remplacer par un moyen de contrôle. Le quatrième jour, les cellules sont prêtes pour des traitements expérimentaux. Nourrir les cultures tous les deux jours avec le support approprié.Remplacer délicatement la moitié du milieu dans le puits par un milieu frais. L’image le cinquième jour montre la croissance axonale étendue sans croissance dendritique observée. Pour induire la croissance dendritique, les neurones peuvent être cultivés sur Matrigel ou traités avec 10% sérum ou 50 nanogrammes par millilitre de protéines morphogénétiques osseuses-7.La figure deux montre des changements dans la morphologie neuronale des neurones SCG de rat E21 suivant le traitement avec BMP-7. Les micrographes représentatifs de contraste de phase à 10 X grossissement montrent le corps neuronal circulaire de cellules avec des axones dans les neurones de contrôle dans le panneau A, et les neurones avec de multiples processus courts dendrite-comme une fois traités avec BMP-7 montré par les flèches dans le panneau B.Cultured SCG neurones suivant les traitements appropriés peuvent être employés pour l’analyse morphologique utilisant la coloration immunocytochimique pour l’analyse génomique et pour des études biochimiques , comme pour les analyses protéomiques. Se référer au manuscrit pour obtenir des protocoles détaillés d’immunostaining et de préparation d’échantillons pour l’analyse protéomique.La figure trois montre l’immunostaining de la protéine MAP-2 dans les rats embryonnaires cultivés neurones sympathiques. Les panneaux A à D montrent des neurones SCG cultivés traités avec des supports de contrôle et des panneaux E à H montrent des neurones traités avec BMP-7 à 50 nanogrammes par millilitre pendant cinq jours. Micrographes représentatifs montrant la coloration immunocytochimique des neurones avec la protéine-2 associée de microtubule dans C et G, une tache nucléaire dans D et H avec des micrographes de contraste de phase dans B et F, et émergent des trois canaux dans la coloration a et d.immunocytochimique de la protéine associée de microtubule-2 est présente dans le corps cellulaire et les axones proximaux des neurones de contrôle dans le panneau C.Et la coloration de la protéine MAP-2 dans le corps cellulaire , et les dendrites dans les neurones traités BMP-7 est dans le panneau G.Voici un échantillon de ganglions cervicaux supérieurs traités avec des supports de contrôle, qui a détecté 1100 protéines.L’ontologie génétique utilisant la base de données Panther a révélé que la plupart des protéines étaient cytoplasmiques. Cependant, il y avait des protéines et des protéines liées à la membrane aux jonctions cellulaires dans l’échantillon. Cette analyse a également révélé que des protéines qui sont impliquées dans un large éventail de voies de signalisation neuronale ont été détectées dans l’échantillon.En conclusion, après avoir regardé cette vidéo, vous devriez être en mesure d’isoler et de la culture rat embryonnaires supérieurs neurones ganglionnaires cervicaux pour l’analyse morphologique et protéomique. Ces travaux ont été financés par le fonds de développement du corps professoral et le programme de recherche d’été du Saint Mary’s College of California.

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C'est un protocole décrivant la façon d'isoler et de culture primaire de neurones sympathiques des ganglions cervicaux supérieurs (GCS) de ratons nouveau-né.

Protocole pour les neurones sympathiques de rat Culture ganglions cervicaux supérieur (SCG)

Nous décrivons un protocole pour l'utilisation de protéines morphogénétiques osseuses-7 (BMP-7) ou Matrigel pour induire sélectivement la croissance dendritique dans les neurones sympathiques dissociés primaires des ganglions cervicaux supérieurs (SCG) de rats périnatales.

Induire la croissance dendritique dans des cultures de neurones sympathiques

Le protocole décrit un système de modèle efficace et reproductible pour étudier l'herpès simplex virus type 1 (HSV-1) temps de latence et la réactivation. Le dosage utilise des cultures de neurones sympathiques homogènes et permet pour la dissection moléculaire des virus de neurones interactions en utilisant une variété d'outils, y compris l'interférence ARN et d'expression de protéines recombinantes.

Un système de neurones primaires de la culture pour l&#39;étude de l&#39;herpès simplex virus de latence et de réactivation

Cette vidéo montre une procédure permettant d’isoler les neurones du ganglion de la racine dorsale (DRG) à partir d’embryons de rats et de les co-cultiver avec des précurseurs de cellules de Schwann pour générer des cellules de Schwann matures. Les DRG isolés sont traités pour isoler les neurones et les cellules gliales. Les cellules isolées sont cultivées pour purifier les neurones, qui sont ensuite co-cultivés avec des cellules de type cellules de Schwann (SCLC) dans un milieu de co-culture.

Isolement de neurones DRG et coculture avec des précurseurs de cellules de Schwann pour générer des cellules de Schwann

Cette vidéo montre une technique permettant d’isoler et de cultiver des cellules de ganglions de la racine dorsale (DRG) de la colonne vertébrale du rat. Les DRG excisés de la colonne vertébrale sont traités par des enzymes et dissociés mécaniquement pour obtenir une suspension unicellulaire. Les cellules sont cultivées dans un milieu contenant des inhibiteurs et des facteurs de croissance qui limitent la prolifération des cellules gliales et favorisent la croissance neuronale, respectivement.

Etablissement d’une culture cellulaire de ganglions de la racine dorsale primaire à partir d’une colonne vertébrale de rat

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Le présent protocole décrit un modèle murin de l’ablation de l’innervation adrénergique par identification et réséquence du ganglion cervical supérieur.

Technique chirurgicale pour la ganglionectomie cervicale supérieure dans un modèle murin

Apprenez à cultiver des neurones sympathiques de rats à partir de ganglions cervicaux supérieurs embryonnaires pour analyse morphologique et protéomique. Cette méthode permet d'étudier le développement neuronal et la fonction cellulaire.

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