Électroencéphalogramme vidéo continu pendant l’hypoxie-ischémie chez les souris néonatales

L’encéphalopathie hypoxique ischémique est la cause la plus fréquente de convulsions néonatales. Ce modèle murin de crises ischémiques hypoxiques et d’électroencéphalographie vidéo continue ou EEG peut aider à approfondir notre compréhension et notre caractérisation des crises néonatales. Cette technique facilite l’acquisition d’enregistrements vidéo d’électroencéphalographie de haute qualité dans un modèle de lésion néonatale et peut aider dans les études futures sur les mécanismes des crises néonatales, les résultats et les tests thérapeutiques.

Pravin Wagley fera la démonstration de la procédure. Un spécialiste de laboratoire de mon laboratoire. Pour la chirurgie d’implantation d’électrodes.

Après avoir confirmé une absence de réponse au réflexe de douleur chez une souris anesthésiée du neuvième jour postnatal, placez la souris dans un stade stéréotaxique avec un cône nasal et utilisez l’envers de la barre d’oreille pour maintenir la tête stable. Stérilisez la zone d’incision sur le crâne avec trois gommages alternés à la bétaïne et à l’éthanol à 70 % et utilisez un champ fenêtré pour couvrir la souris tout en gardant la région d’incision visible. Ouvrez le cuir chevelu avant ou postérieur légèrement au-dessus des yeux et rétractez environ un demi-centimètre de peau.

Repositionnez la tête sur la scène stéréotaxique de manière à ce que la peau tire vers l’extérieur pour exposer le crâne, et utilisez un coton-tige pour appliquer du peroxyde d’hydrogène. Utilisez une lame de scalpel pour gratter soigneusement le crâne. Et appliquez une goutte d’adhésif d’environ 50 microlitres sur l’os.

Utilisez l’applicateur pour étaler l’adhésif sur le crâne et placez l’adhésif sous la lumière ultraviolette pendant 40 secondes. Lorsque l’adhésif a pris, mesurez les coordonnées en utilisant le bregma exposé comme référence. Et utilisez une aiguille de calibre 32 pour créer des trous d’électrode bilatéralement dans la région CA1 de l’hippocampe, bilatéralement dans le cortex pariétal et dans le cervelet.

Nettoyez le sang de la surface du crâne et utilisez le bras stéréotaxique pour abaisser les électrodes attachées au connecteur femelle dans le cerveau. Implantez chaque électrode dans le cerveau et fixez les électrodes en place avec de l’acrylique dentaire. Collez le casque sur le crâne avec de l’acrylique dentaire supplémentaire.

Injectez par voie sous-cutanée cinq milligrammes par kilogramme de kétoprofène dans chaque chiot. Lorsque toutes les électrodes ont été fixées dans au moins la moitié de la portée, rendez les petits à la mère. 24 heures après l’implantation de l’électrode, placez chaque animal dans une chambre en plexiglas fabriquée sur mesure à 37 degrés Celsius pour l’enregistrement EEG et utilisez un câble d’amplification opérationnel flexible sur mesure pour connecter les chiots à un système de surveillance vidéo EEG.

Utilisez un amplificateur différentiel multicanaux pour numériser les données EEG à 1000 Hertz avec un gain d’un kilo et examinez le signal EEG dans un logiciel d’analyse approprié. Ensuite, enregistrez un EEG de base avant la blessure pendant 30 minutes, avant de déconnecter les animaux pour la procédure de litige de l’artère carotide. Après avoir enregistré les données EEG de base, stérilisez la peau entre la mandibule et la clavicule sur le côté gauche du cou avec de la bétaïne et de l’éthanol, comme démontré.

Et faites une incision d’environ un centimètre sur le côté gauche du cou. Placez le chiot sous un microscope à dissection et rétractez soigneusement le tissu sous-cutané et la peau pour exposer l’artère carotide. Placez un morceau de suture en soie stérile de cinq centimètres sous l’artère.

Identifiez le nerf vague et séparez et rétractez délicatement le nerf de l’artère. Manœuvrez la suture de manière à ce qu’elle ne soit que sous l’artère. Après avoir identifié le nerf vague, séparez et rétractez délicatement le nerf de l’artère et utilisez une micro-pince pour enfiler un morceau de suture en soie stérile de cinq centimètres sous l’artère.

Attachez une suture à double nœud autour de l’artère pour obstruer l’écoulement et coupez l’excès de suture. Replacez le tissu sous-cutané et la peau sur l’artère exposée et utilisez Vetbond pour sceller l’incision. Ensuite, replacez l’animal sous surveillance EEG continue dans une chambre à température ambiante placée sur un matelas chauffant et effectuez des contrôles de température infrarouge ponctuels de la température centrale du chiot pour éviter d’ouvrir la chambre.

Après avoir laissé les chiots récupérer pendant une heure avec une fraction continue de surveillance de l’oxygène inspiré, rincez la chambre avec 60 litres par minute de 100 % d’azote et 0,415 litre par minute de 100 % d’oxygène. Une fois que la saturation en oxygène dans la chambre atteint 12 %, diminuez le débit d’azote à 10 litres par minute tout en maintenant le débit d’oxygène inchangé. En faisant de petits ajustements si nécessaire, maintenez la fraction d’oxygène inspiré à 8 % pendant 45 minutes.

Après 45 minutes d’exposition à l’hypoxie, rapportez la fraction d’oxygène inspiré à 21 % et laissez les petits récupérer dans la chambre avec surveillance EEG pendant deux heures. À la fin de la période d’enregistrement, déconnectez les souris du système EEG et rendez les petits à la mère. Les enregistrements EEG vidéo permettent de corréler les résultats électrographiques avec le comportement sur la vidéo.

La majorité des événements observés dans ce modèle impliquent des comportements focaux, unilatéraux ou mixtes. Au cours de la période hypoxique, un sous-ensemble de souris présente généralement une activité convulsive non compulsive, au cours de laquelle les petits sont immobiles avec une activité convulsive soutenue à l’EEG. Dans cette analyse, l’activité de base était similaire à celle décrite précédemment chez les bébés souris P 10.

Après le procès et avant le début de l’hypoxie, un sous-ensemble de souris a présenté des convulsions. Après l’induction de l’hypoxie, l’amplitude de fond sur l’EEG a été réduite. Et des rafales intermittentes de décharges d’ondes de pointe ont été présentées, suivies d’une suppression.

Les souris ont présenté des crises électrographiques qui émergent d’un arrière-plan supprimé sous forme de décharges rythmiques d’ondes de pointe qui ont progressé pour devenir plus complexes et fréquentes avec les ondes de pointe polys. Au cours de l’hypoxie, l’analyse par spectrogramme de puissance se caractérise par des asymétries entre les hémisphères ischémique et controlatéral. L’hémisphère ischémique présente un modèle de suppression en rafale et l’hémisphère controlatéral présente un arrière-plan supprimé.

Pendant la réoxygénation et la récupération, un sous-ensemble de souris continue d’avoir des convulsions pendant le reste de la période d’enregistrement. Le bruit de fond EEG est supprimé par rapport à la ligne de base après l’hypoxie, avec une récupération progressive observée pendant la période d’enregistrement post-hypoxie. Lorsque vous travaillez avec des chiots nouveau-nés, la précision est essentielle.

De plus, une attention particulière doit être portée à replacer les petits avec la mère en groupes après les interventions chirurgicales. L’électroencéphalographie vidéo peut être utilisée chez les chiots néonatals en conjonction avec l’histopathologie, l’imagerie et le comportement pour examiner l’impact des crises néonatales sur la chirurgie des blessures et les résultats comportementaux.