Name: Électroencéphalogramme vidéo continu pendant l’hypoxie-ischémie chez les souris néonatales (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Découvrez l'électroencéphalogramme vidéo continu chez les souris néonatales pour étudier les crises épileptiques lors de l'hypoxie-ischémie. Cette méthode permet de corréler les données électrographiques avec les comportements observés.

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Nous reconnaissons les sources de financement suivantes : NIH NINDS – K08NS101122 (JB), R01NS040337 (JK), R01NS044370 (JK), University of Virginia School of Medicine (JB).

Toutes les études sur les animaux ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Virginie.
1. Construction d’électrodes/construction de câbles
<ol><li>Utilisez un fil en acier inoxydable isolé unipolaire (0,005 » de diamètre nu, revêtu de 0,008 ») pour fabriquer une électrode connectée à un connecteur de prise femelle (connecteur de prise femelle 0,079).</li>
	<li>Utilisez un câble spécial sur mesure pour connecter les animaux à l’amplificateur.<ol>
<li>Connectez un connecteur mâle à 4 broches (connecteur mâle 0,079 ») à un amplificateur opérationnel correspondant à l’impédance de gain d’unité à 4 canaux (op-amp). Fixez une résistance 10K aux fils qui se connectent à la batterie 9 V. Un fil de terre non connecté à l’amplificateur opérationnel agit comme point médian de la batterie.</li>
		<li>Connectez une extrémité du câble (AWG, 0,012 » OD) à l’amplificateur opérationnel et connectez l’autre extrémité du câble à l’amplificateur.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Chirurgie d’implantation d’électrodes
<ol><li>Anesthésier le chiot (jour postnatal 9) avec 4-5% d’isoflurane dans une hotte à écoulement descendant. Avant le début de la procédure, injecter aux chiots de la bupivacaïne (0,02-0,05 mL, infiltration locale sous-cutanée à 0,25 %).</li>
	<li>Une fois que l’animal est immobile, transfert à un stade stéréotaxique avec un cône de nez. Utilisez le verso de la barre auriculaire car il est doux pour maintenir la tête stable. À cet âge, les chiots n’ont pas une oreille complètement développée pour utiliser l’extrémité pointue de la barre auriculaire.</li>
	<li>Réduisez le débit d’isoflurane et maintenez-le à 2,5-3%. Gardez un œil sur la respiration régulière du chiot tout au long de la procédure chirurgicale. Pincez la queue pour vérifier la réponse à la douleur, puis procédez à l’incision.</li>
	<li>Stériliser la zone d’incision sur le crâne avec de la bétadine et de l’alcool (3 cycles d’alternance d’iode et d’éthanol à 70%). Drapez la partie du corps environnante de manière à ce que la région de l’incision soit visible.</li>
	<li>Ouvrez le cuir chevelu antérieur-postérieur légèrement au-dessus des yeux et rétractez environ 0,5 cm de peau. Repositionnez la tête de la souris sur la scène stéréotaxique afin que la peau tire vers l’extérieur exposant le crâne.</li>
	<li>Appliquez du peroxyde d’hydrogène sur le crâne à l’aide d’un coton-tige et grattez le crâne à l’aide d’une lame de scalpel. Le crâne est très doux; faites preuve de prudence lorsque vous grattez.</li>
	<li>Appliquez une goutte (environ 50 μL) d’adhésif et étalez-la autour de la zone du crâne exposée à l’aide de son applicateur. Exposez à la lumière UV pendant 40 s pour régler l’adhésif.</li>
	<li>Mesurez les coordonnées en utilisant le bregma exposé comme référence. Électrodes implantaires bilatéralement dans la région CA1 de l’hippocampe [-3,5 mm dorsal-ventral (DV), ±2 mm médial-latéral (ML), -1,75 mm de profondeur (D)] et bilatéralement dans le cortex pariétal [-1,22 mm DV, ±0,5 mm ML, -1 mm D] et une électrode de référence dans le cervelet17. Utilisez une aiguille de 32 G pour créer un trou dans la région marquée.</li>
	<li>Nettoyez le sang de la surface du crâne. Électrodes inférieures attachées au connecteur de la douille femelle dans le cerveau à l’aide du bras stéréotaxique et fixées en place avec de l’acrylique dentaire. Implantez l’électrode dans le cerveau. Le casque du connecteur de prise se trouve sur le dessus du crâne collé ensemble par de l’acrylique dentaire.</li>
	<li>Injecter du kétoprofène (5 mg/kg) par voie sous-cutanée dans la région interscapulaire une fois l’électrode fixée. Replacez les chiots avec la mère. REMARQUE: Introduisez la moitié de la litière avec le casque à la fois à la mère plutôt que de les présenter un à la fois. Cela empêchera la mère d’endommager le casque du chiot.</li>
</ol>3. Configuration et enregistrement de l’EEG (ligne de base/pré-blessure)
<ol><li>Après 24 h de récupération après l’implantation de l’électrode, placer chaque animal dans une chambre en plexiglas chauffée (37 °C) sur mesure pour l’enregistrement EEG. Cette chambre servira également de chambre d’hypoxie.</li>
	<li>Connectez les chiots dans la chambre à un système de surveillance vidéo-EEG via un câble flexible (câble op-amp sur mesure). REMARQUE: Avec le casque en place, les souris sont librement mobiles et ne présentent aucune différence de comportement. Une fois attachés aux fils d’électrode, les fils doivent être ajustés à l’intérieur de l’attache de la chambre afin de fournir la bonne quantité de mou afin que le chiot puisse se déplacer librement dans la chambre.</li>
	<li>Numérisez les données EEG à 1000 Hz avec un gain de 1K à l’aide d’un amplificateur d’herbe. Examinez le signal EEG (filtre passe-bande entre 3 et 70 Hz) plus tard à l’aide d’un logiciel (par exemple, LabChart Pro).</li>
	<li>Enregistrez un EEG de base avant la blessure pendant 30 minutes avant de déconnecter les animaux pour une procédure de ligature de l’artère carotide.</li>
</ol>4. Ligature de l’artère carotide gauche
<ol><li>Anesthésiez le chiot (jour postnatal 10) avec 4-5% d’isoflurane dans une hotte à écoulement descendant et placez-le sur une installation spécialement aménagée sur un tampon de bain d’eau. Placez l’animal en décubitus dorsal et fixez les membres antérieurs avec du ruban adhésif en papier.<ol>
<li>Abaissez le débit d’isoflurane à 2-3%. Pincez la queue pour la réponse à la douleur et surveillez la respiration tout au long de la procédure.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stériliser la zone d’incision (entre la mandibule et la clavicule) sur le côté gauche du cou avec de la bétadine et de l’alcool (3 cycles d’alternance d’iode et d’éthanol à 70%).</li>
	<li>Faites une incision d’environ 1 cm de long sur le côté gauche du cou à l’aide de microcisseurs. À l’aide d’un microscope à dissection, rétractez soigneusement le tissu sous-cutané et la peau pour exposer l’artère carotide. Prenez soin d’identifier le nerf vague (latéral à l’artère) et de le séparer délicatement et de le rétracter de l’artère.</li>
	<li>Enfilez une suture de soie stérile de 5 cm de long sous l’artère à l’aide de micro-pinces. Attachez une suture à double nœud autour de l’artère pour obstruer l’écoulement.</li>
	<li>Coupez l’excès de suture et fermez l’artère exposée en retirant le tissu sous-cutané et la peau. Utilisez le lien vétérinaire pour sceller l’incision.</li>
	<li>Replacez l’animal sous surveillance EEG continue dans une chambre à température ambiante, qui est placée sur un matelas chauffant. Effectuez des contrôles ponctuels de la température infrarouge de la température centrale du chiot pour éviter d’ouvrir la chambre. Laissez l’animal récupérer pendant 1 h avant l’hypoxie.</li>
</ol>5. EEG et hypoxie
<ol><li>Surveillez en permanence le FiO2 (fraction d’oxygène inspiré) dans la chambre via un moniteur d’oxygène.</li>
	<li>Rincer la chambre avec 60 L/min de 100% N2 et 0,415 L/min pour 100% O2. Une fois que la saturation en oxygène dans la chambre atteint 12%, diminuez le débit de N2 à 10 L / min tout en maintenant le débit d’O2 inchangé. Avec de petits ajustements, maintenez le FiO2 à 8% pendant 45 min.</li>
	<li>Après 45 min d’exposition à l’hypoxie, ramener fiO2 à 21%.</li>
	<li>Demandez aux chiots de récupérer en chambre et de surveiller l’EEG pendant 2 heures après l’hypoxie.</li>
	<li>Une fois la période d’enregistrement terminée, déconnectez les souris de l’enregistrement EEG et retournez à la mère.</li>
</ol>6. Analyse EEG
<ol><li>Analysez le fichier EEG avec la vidéo dans LabChart Pro. Demandez à un chercheur aveugle de marquer l’EEG pour les crises et les modèles de fond17. Les crises sont définies comme un événement électrographique d’une durée supérieure à 10 secondes avec des décharges d’ondes vives rythmiques à haute fréquence (≥3x ligne de base) avec une évolution claire17.</li>
	<li>Demandez à un deuxième chercheur aveugle d’examiner au hasard les événements marqués pour obtenir un accord.</li>
	<li>Passez en revue la vidéo associée à chaque événement électrographique marqué et analysez-la en fonction du score de crise comportementale néonatale des rongeurs16. En bref, ce score varie de 0 à 6 (immobilité à comportement tonico-clonique sévère). Pour caractériser davantage la sémiologie des crises, analysez le comportement pour la latéralité (mouvements multifocaux / bilatéraux vs focals / unilatéraux vs mixtes).</li>
	<li>Créez un spectrogramme de puissance. Utilisez une transformée de Fourier rapide avec une fenêtre de données Cosinus-Bell d’une taille de 1024 points de données. Créez un axe X lisse dans le spectrogramme à l’aide d’un chevauchement de fenêtre de 87,5%. Exprimez la puissance en μV218.</li>
</ol>

<ol><li>Vasudevan, C., Levene, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+and+aetiology+of+neonatal+seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Fetal+%26+Neonatal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Epidemiology and aetiology of neonatal seizures.</a> Seminars in Fetal & Neonatal Medicine. , (2013).</li>
<li>Volpe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+Seizures%5BTitle%5D)+AND+%22Volpe%27s+Neurology+of+the+Newborn%22%5BJournal%5D)">Neonatal Seizures.</a> Volpe's Neurology of the Newborn. , Elsevier. 275-321 (2018).</li>
<li>Shankaran, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Network+EKSNNR.+Childhood+outcomes+after+hypothermia+for+neonatal+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Network EKSNNR. Childhood outcomes after hypothermia for neonatal encephalopathy.</a> New England Journal of Medicine. 366 (22), 2085-2092 (2012).</li>
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<li>van Schie, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+motor+and+behavioral+outcome+after+perinatal+hypoxic-ischemic+encephalopathy%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Paediatric+Neurology%22%5BJournal%5D)">Long-term motor and behavioral outcome after perinatal hypoxic-ischemic encephalopathy.</a> European Journal of Paediatric Neurology. 19 (3), 354-359 (2015).</li>
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<li>Kang, S. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((and+sex-dependent+susceptibility+to+phenobarbital-resistant+neonatal+seizures%3A+role+of+chloride+co-transporters%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">and sex-dependent susceptibility to phenobarbital-resistant neonatal seizures: role of chloride co-transporters.</a> Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 1-16 (2015).</li>
<li>Zanelli, S., Goodkin, H. P., Kowalski, S., Kapur, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+transient+acute+hypoxia+on+the+developing+mouse+EEG%5BTitle%5D)+AND+%22Neurobiology+of+Disease%22%5BJournal%5D)">Impact of transient acute hypoxia on the developing mouse EEG.</a> Neurobiology of Disease. 68, 37-46 (2014).</li>
<li>Lewczuk, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+and+behavior+patterns+during+experimental+status+epilepticus%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">EEG and behavior patterns during experimental status epilepticus.</a> Epilepsia. 59 (2), 369-380 (2017).</li>
<li>Wu, D., Martin, L. J., Northington, F. J., Zhang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+gradient+diffusion+MRI+reveals+unique+microstructural+information+in+normal+and+hypoxia-ischemia+injured+mouse+brains%5BTitle%5D)+AND+%22Magnetic+Resonance+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Oscillating gradient diffusion MRI reveals unique microstructural information in normal and hypoxia-ischemia injured mouse brains.</a> Magnetic Resonance in Medicine. 72 (5), 1366-1374 (2014).</li>
</ol>

Nous avons présenté un modèle de surveillance vidéo-EEG continue chez des souris néonatales lors de crises hypoxiques-ischémiques. L’analyse vidéo en conjonction avec l’EEG permet de caractériser la sémiologie des crises. L’analyse de l’EEG permet l’extraction de spectrogrammes de puissance et l’analyse d’amplitude de fond.
Le placement correct et soigneux des électrodes est crucial dans ce protocole, car une blessure lors du placement de l’électrode ou un placement inexact peut affecter consi...

L’encéphalopathie hypoxique ischémique (EIS) est une affection qui touche 1,5 nouveau-né sur 1000 chaque année et est la cause la plus fréquente de crises néonatales1,2. Les nourrissons qui survivent sont à risque de diverses déficiences neurologiques telles que la paralysie cérébrale, la déficience intellectuelle et l’épilepsie3,4,5.
Les modèles animaux jouent un rôle essentiel dans la compréhension et l’étude de la physiopathologie de l’ischémie de l’hypoxie et des crises néonatales6,7. Un modèle de Vannucci modifié est utilisé pour induire une hypoxie ischémie (HI) le jour postnatal 10 (p10)7,8. Les chiots souris de cet âge se traduisent neurologiquement approximativement par le terme complet de nouveau-né humain9.
La surveillance par électroencéphalographie vidéo continue (EEG) utilisée conjointement avec ce modèle de blessure permet de mieux comprendre et caractériser les crises ischémiques hypoxiques néonatales. Des études antérieures ont utilisé diverses méthodes pour analyser les crises néonatales chez les rongeurs, y compris les enregistrements vidéo, les enregistrements EEG limités et les enregistrements EEG de télémétrie10,11,12,13,14,15,16. Dans le manuscrit suivant, nous discutons en profondeur du processus d’enregistrement de l’EEG vidéo en continu chez les chiots souris pendant l’hypoxie-ischémie. Cette technique de surveillance EEG vidéo continue chez les mouse pupitres néonatales pourrait être appliquée à une variété de modèles de maladies et de convulsions.

<table><tbody><tr><td>SURGERY</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Applicateur à bille</td><td>Metrex Research</td><td>8300-F</td><td>Applicateur i-bond</td></tr><tr><td>Cranioplast (Poudre/Résine)</td><td>Coltene</td><td>H00383</td><td>Perm Reline/Power</td></tr><tr><td>I-Bond</td><td>Kulzer GmbH, Allemagne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LOOK Suture en soie</td><td>Spécialités chirurgicales Corporation</td><td>SP115</td><td>LOOK SP115 Soie tressée noire Suture chirurgicale non résorbable</td></tr><tr><td>RS-5168 Botvin Forceps</td><td>Roboz Instrument chirurgical</td><td>RS5168</td><td>Pince pour chirurgie/ligature</td></tr><tr><td>RS-5138 Graefe Forceps</td><td>Roboz Instrument chirurgical</td><td>RS5138</td><td>Pince pour chirurgie/ligature</td></tr><tr><td>Lumière UV pour I-Bond</td><td>Blast Lite By First Media</td><td>BL778</td><td>Lumière UV pour I-bond</td></tr><tr><td>Vannas Ciseaux</td> <td>de microdissectionRoboz Instrument Chirurgical</td><td>RS5618</td><td>Ciseaux pour ligature</td></tr><tr><td>Vet Bond</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>Vet Glue</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>HYPOXIA</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hypoxidial</td><td>Starr Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Capteur d’oxygène</td><td>Produits</td><td></td> médicaux <td>MiniOxI- analyseur/capteur d’oxygène pour plate-forme d’hypoxie</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>EEG RECORDING</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Connecteur femelle 0.079"</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>832-10-024-10-001000</td><td>Commandé auprès de Digikey</td></tr><tr><td>Grass Amplifier</td><td>Natus Neurology Incorporated</td><td></td><td>Grass Produit</td></tr><tr><td>LabChart Pro</td><td>ADI Instruments</td><td></td><td>Logiciel pour faire fonctionner le système</td></tr><tr><td>Connecteur femelle mâle 0.079"</td><td>Mill-Max Manufacturing Corp</td><td>833-43-024-20-001000</td><td>Commandé auprès de Digikey</td></tr><tr><td>Operational Amplifier</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2274CD TLC2274</td><td>Quad Low-Noise Rail-to Rail Operational</td></tr><tr><td>Amplifier</td><td>Texas Instruments, Dallas, TX, USA</td><td>TLC2272ACDR TLC2274</td><td>Quad Low-Noise Rail-to Rail Amplificateur opérationnel</td></tr><tr><td>Fil d’acier inoxydable</td><td>A-M Systems</td><td>791400</td><td>0.005 » Bare/0.008 » Coated 100 ft</td></tr><tr><td>Ultra-Flexible Wire</td><td>McMaster-Carr</td><td>9564T1</td><td>36 Fil de gaze de différentes couleurs</td></tr></tbody></table>

Électroencéphalogramme vidéo continu pendant l’hypoxie-ischémie chez les souris néonatales

Continuous Video Electroencephalogram during Hypoxia-Ischemia in Neonatal Mice

L’hypoxie ischémique est la cause la plus fréquente de crises néonatales. Les modèles animaux sont essentiels pour comprendre les mécanismes et la physiologie sous-jacents aux crises néonatales et à l’ischémie de l’hypoxie. Ce manuscrit décrit une méthode de surveillance continue de l’électroencéphalogramme vidéo (EEG) chez des souris néonatales pour détecter les crises et analyser le fond de l’EEG pendant l’ischémie d’hypoxie. L’utilisation de la vidéo et de l’EEG en conjonction permet de décrire la sémiologie des crises et de confirmer les crises. Cette méthode permet également d’analyser les spectrogrammes de puissance et les tendances des modèles de fond EEG au cours de la période expérimentale. Dans ce modèle d’ischémie d’hypoxie, la méthode permet l’enregistrement EEG avant la blessure pour obtenir une base de référence normative et pendant la blessure et la récupération. Le temps total de surveillance est limité par l’incapacité de séparer les petits de la mère pendant plus de quatre heures. Bien que nous ayons utilisé un modèle de crises hypoxiques-ischémiques dans ce manuscrit, cette méthode de surveillance EEG vidéo néonatale pourrait être appliquée à divers modèles de maladies et de crises chez les rongeurs.

Sémiologie des crises
L’exposition à l’hypoxie-ischémie néonatale entraîne des crises généralisées et focales chez la souris (figure 1A-C). Les enregistrements EEG vidéo permettent de corréler les résultats électrographiques au comportement sur vidéo. Ces comportements ont été notés à l’aide d’un score de crise comportementale néonatale de rongeurs (BSS)16 publié précédemment. En plus de BSS, nous avons catégorisé ...

Ce manuscrit décrit une méthode d’enregistrement EEG vidéo continu utilisant plusieurs électrodes de profondeur chez des souris néonatales subissant une hypoxie-ischémie.

Hypoxia ischemia is the most common cause of neonatal seizures. Animal models are crucial for understanding the mechanisms and physiology underlying ...

L’encéphalopathie hypoxique ischémique est la cause la plus fréquente de convulsions néonatales. Ce modèle murin de crises ischémiques hypoxiques et d’électroencéphalographie vidéo continue ou EEG peut aider à approfondir notre compréhension et notre caractérisation des crises néonatales. Cette technique facilite l’acquisition d’enregistrements vidéo d’électroencéphalographie de haute qualité dans un modèle de lésion néonatale et peut aider dans les études futures sur les mécanismes des crises néonatales, les résultats et les tests thérapeutiques.Pravin Wagley fera la démonstration de la procédure. Un spécialiste de laboratoire de mon laboratoire. Pour la chirurgie d’implantation d’électrodes.Après avoir confirmé une absence de réponse au réflexe de douleur chez une souris anesthésiée du neuvième jour postnatal, placez la souris dans un stade stéréotaxique avec un cône nasal et utilisez l’envers de la barre d’oreille pour maintenir la tête stable. Stérilisez la zone d’incision sur le crâne avec trois gommages alternés à la bétaïne et à l’éthanol à 70 % et utilisez un champ fenêtré pour couvrir la souris tout en gardant la région d’incision visible. Ouvrez le cuir chevelu avant ou postérieur légèrement au-dessus des yeux et rétractez environ un demi-centimètre de peau.Repositionnez la tête sur la scène stéréotaxique de manière à ce que la peau tire vers l’extérieur pour exposer le crâne, et utilisez un coton-tige pour appliquer du peroxyde d’hydrogène. Utilisez une lame de scalpel pour gratter soigneusement le crâne. Et appliquez une goutte d’adhésif d’environ 50 microlitres sur l’os.Utilisez l’applicateur pour étaler l’adhésif sur le crâne et placez l’adhésif sous la lumière ultraviolette pendant 40 secondes. Lorsque l’adhésif a pris, mesurez les coordonnées en utilisant le bregma exposé comme référence. Et utilisez une aiguille de calibre 32 pour créer des trous d’électrode bilatéralement dans la région CA1 de l’hippocampe, bilatéralement dans le cortex pariétal et dans le cervelet.Nettoyez le sang de la surface du crâne et utilisez le bras stéréotaxique pour abaisser les électrodes attachées au connecteur femelle dans le cerveau. Implantez chaque électrode dans le cerveau et fixez les électrodes en place avec de l’acrylique dentaire. Collez le casque sur le crâne avec de l’acrylique dentaire supplémentaire.Injectez par voie sous-cutanée cinq milligrammes par kilogramme de kétoprofène dans chaque chiot. Lorsque toutes les électrodes ont été fixées dans au moins la moitié de la portée, rendez les petits à la mère. 24 heures après l’implantation de l’électrode, placez chaque animal dans une chambre en plexiglas fabriquée sur mesure à 37 degrés Celsius pour l’enregistrement EEG et utilisez un câble d’amplification opérationnel flexible sur mesure pour connecter les chiots à un système de surveillance vidéo EEG.Utilisez un amplificateur différentiel multicanaux pour numériser les données EEG à 1000 Hertz avec un gain d’un kilo et examinez le signal EEG dans un logiciel d’analyse approprié. Ensuite, enregistrez un EEG de base avant la blessure pendant 30 minutes, avant de déconnecter les animaux pour la procédure de litige de l’artère carotide. Après avoir enregistré les données EEG de base, stérilisez la peau entre la mandibule et la clavicule sur le côté gauche du cou avec de la bétaïne et de l’éthanol, comme démontré.Et faites une incision d’environ un centimètre sur le côté gauche du cou. Placez le chiot sous un microscope à dissection et rétractez soigneusement le tissu sous-cutané et la peau pour exposer l’artère carotide. Placez un morceau de suture en soie stérile de cinq centimètres sous l’artère.Identifiez le nerf vague et séparez et rétractez délicatement le nerf de l’artère. Manœuvrez la suture de manière à ce qu’elle ne soit que sous l’artère. Après avoir identifié le nerf vague, séparez et rétractez délicatement le nerf de l’artère et utilisez une micro-pince pour enfiler un morceau de suture en soie stérile de cinq centimètres sous l’artère.Attachez une suture à double nœud autour de l’artère pour obstruer l’écoulement et coupez l’excès de suture. Replacez le tissu sous-cutané et la peau sur l’artère exposée et utilisez Vetbond pour sceller l’incision. Ensuite, replacez l’animal sous surveillance EEG continue dans une chambre à température ambiante placée sur un matelas chauffant et effectuez des contrôles de température infrarouge ponctuels de la température centrale du chiot pour éviter d’ouvrir la chambre.Après avoir laissé les chiots récupérer pendant une heure avec une fraction continue de surveillance de l’oxygène inspiré, rincez la chambre avec 60 litres par minute de 100 % d’azote et 0,415 litre par minute de 100 % d’oxygène. Une fois que la saturation en oxygène dans la chambre atteint 12 %, diminuez le débit d’azote à 10 litres par minute tout en maintenant le débit d’oxygène inchangé. En faisant de petits ajustements si nécessaire, maintenez la fraction d’oxygène inspiré à 8 % pendant 45 minutes.Après 45 minutes d’exposition à l’hypoxie, rapportez la fraction d’oxygène inspiré à 21 % et laissez les petits récupérer dans la chambre avec surveillance EEG pendant deux heures. À la fin de la période d’enregistrement, déconnectez les souris du système EEG et rendez les petits à la mère. Les enregistrements EEG vidéo permettent de corréler les résultats électrographiques avec le comportement sur la vidéo.La majorité des événements observés dans ce modèle impliquent des comportements focaux, unilatéraux ou mixtes. Au cours de la période hypoxique, un sous-ensemble de souris présente généralement une activité convulsive non compulsive, au cours de laquelle les petits sont immobiles avec une activité convulsive soutenue à l’EEG. Dans cette analyse, l’activité de base était similaire à celle décrite précédemment chez les bébés souris P 10.Après le procès et avant le début de l’hypoxie, un sous-ensemble de souris a présenté des convulsions. Après l’induction de l’hypoxie, l’amplitude de fond sur l’EEG a été réduite. Et des rafales intermittentes de décharges d’ondes de pointe ont été présentées, suivies d’une suppression.Les souris ont présenté des crises électrographiques qui émergent d’un arrière-plan supprimé sous forme de décharges rythmiques d’ondes de pointe qui ont progressé pour devenir plus complexes et fréquentes avec les ondes de pointe polys. Au cours de l’hypoxie, l’analyse par spectrogramme de puissance se caractérise par des asymétries entre les hémisphères ischémique et controlatéral. L’hémisphère ischémique présente un modèle de suppression en rafale et l’hémisphère controlatéral présente un arrière-plan supprimé.Pendant la réoxygénation et la récupération, un sous-ensemble de souris continue d’avoir des convulsions pendant le reste de la période d’enregistrement. Le bruit de fond EEG est supprimé par rapport à la ligne de base après l’hypoxie, avec une récupération progressive observée pendant la période d’enregistrement post-hypoxie. Lorsque vous travaillez avec des chiots nouveau-nés, la précision est essentielle.De plus, une attention particulière doit être portée à replacer les petits avec la mère en groupes après les interventions chirurgicales. L’électroencéphalographie vidéo peut être utilisée chez les chiots néonatals en conjonction avec l’histopathologie, l’imagerie et le comportement pour examiner l’impact des crises néonatales sur la chirurgie des blessures et les résultats comportementaux.

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