Name: Auto-assemblage d’acides nucléiques peptides gamma modifiés en nanostructures complexes dans des mélanges de solvants organiques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Apprenez l'auto-assemblage de nanostructures complexes à partir d'acides nucléiques peptides gamma modifiés dans des mélanges de solvants organiques. Ce protocole adapte les techniques d'assemblage d'acides nucléiques aux environnements non aqueux.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ces travaux ont été soutenus en partie par la subvention de la National Science Foundation 1739308, la subvention carrière du FNS en 1944130 et par le numéro de subvention fa9550-18-1-0199 de l’Office of Science de la Force aérienne. γPNA séquences ont été un don généreux du Dr Tumul Srivastava de Trucode Gene Repair, Inc. Nous tenons à remercier le Dr Erik Winfree et le Dr Rizal Hariadi pour leurs conversations utiles sur le code MATLAB de la boîte à outils de conception d’ADN. Nous tenons également à remercier Joseph Suhan, Mara Sullivan et le Center for Biological Imaging pour leur aide dans la collecte de données TEM.

1. conception de séquence γPNA
<ol><li>Téléchargez la boîte à outils dna design22 développée par le Winfree Lab chez Caltech23 dans le dossier contenant des scripts de programmation pour la conception de séquences.</li>
	<li>Dans ce dossier de conception de séquence, ouvrez un langage de programmation de quatrième génération compatible avec l’extension de fichier « .m », puis ajoutez le dossier « DNAdesign » précédemment téléchargé au chemin en utilisant la commande suivante: >> addpath DNAdesign</li>
	<li>Exécutez ensuite le script suivant nommé « PNA3nanofiber.m » (voir figure supplémentaire 1)en utilisant la commande suivante: >> PNA3nanofiber</li>
	<li>Exécutez ce script pour créer des variables appelées « thisSeqs » et « thisScore ». La variable « thisSeqs » contient les séquences des oligomers conçus, et « thisScore » est le score de pénalité.</li>
	<li>Exécutez le script plusieurs fois pour obtenir le score le plus minimal. Un échantillon de 20 courses de ce genre est indiqué dans le tableau 1.</li>
	<li>Confirmez manuellement la complémentarité Watson-Crick souhaitée de chaque domaine des séquences générées pour le motif structurel SST spécifié. Les spécifications de séquence pour la structure nanofibre à 3 hélices sont indiquées dans le tableau 2.</li>
	<li>Vérifiez ce qui suit pour les séquences générées.<ol>
<li>Évitez d’utiliser quatre bases C et G consécutives.</li>
		<li>Sélectionnez manuellement des séquences spécifiques pour la fonctionnalisation terminale N avec des molécules de colorant fluorescent et de biotine pour permettre des études de microscopie fluorescente.</li>
		<li>Inclure un minimum de 3 mini-PEG gamma-modifications sur l’épine dorsale pour permettre la conformation hélioïque pré-organisée chez les oligomers mono-échoués tel que décrit par Sahu et al. 21 ans et plus
</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Préparation des brins de stock γPNA
<ol><li>Obtenez des brins de composants γPNA de séquences spécifiées à la synthèse à l’échelle de 50 nmol avec chromatographie liquide haute performance (HPLC) purification d’un fabricant commercial.</li>
	<li>Resuspendez chaque brin dans de l’eau déionisée à des concentrations de 300 μM. Conserver les brins résuspendus dans un congélateur à -20 °C jusqu’à plusieurs mois jusqu’à ce qu’ils soient nécessaires à l’expérimentation.</li>
</ol>3. Études de la courbe de fusion des sous-ensembles oligomer γPNA
<ol><li>Obtenez des plages de température de fusion pour différentes combinaisons de sous-ensembles complémentaires de 2 oligomers et de 3 oligomers en exécutant une étude de courbe de fonte dans des tampons aqueux tels que 1x phosphate tamponné salin (PBS) ou solvant organique polaire préféré comme le diméthylformamide (DMF) ou le sulfure de diméthyle (DMSO) (voir figure 2). REMARQUE: Les courbes de fusion thermique à >50% de DMF commencent à perdre la ligne de base supérieure et montrent des perturbations graves en partie en raison de l’absorption élevée de DMF à la longueur d’onde requise pour les expériences. C’est un phénomène noté dans la littérature24. Il est toutefois possible d’obtenir les courbes de fusion à 5 μM par brin dans ces conditions de solvant.<ol>
<li>Aliquot 16,7 μL du stock de 300 μM de chaque oligomer et faire le volume final à un 1000 μL soit en 1x PBS ou 100% (v / v) DMSO ou 100% (v / v) DMF effectivement obtenir 5 μM concentration finale par oligomer. Transférer ce mélange de sous-ensemble oligomer sur un chemin optique de 1 cm, cuvette à quartz.</li>
		<li>Effectuez des expériences UV-Vis à température variable dans un spectrophotomètre équipé d’un bloc de température programmable.</li>
		<li>Recueillir des points de données pour les courbes de fusion sur une plage de température de 15\u201290 °C pour les cycles de refroidissement (annealage) et de chauffage (fusion) à un taux de 0,5\u20121 °C/min. Conserver les échantillons pendant 10 min à 90 °C avant le refroidissement et à 15 °C avant le chauffage. Déterminer la température de fusion (Tm)à partir du pic du premier dérivé de la courbe de chauffage.</li>
		<li>Vérifiez que les plages de température de fusion des sous-ensembles à 2 oligomers sont supérieures à 35 °C dans tous les cas de solvant. En outre, vérifiez que les sous-ensembles correspondants de 3 oligomers qui contiennent un brin supplémentaire à leur sous-ensemble équivalent de 2 oligomers montrent une augmentation considérable de Tm en raison de la co-opérativité accrue. REMARQUE : Cela permettrait de vérifier qu’un seul pot auto-assemblage de plusieurs oligomers peut se replier en coopération dans la nanostructure désirée avec une stabilité thermique raisonnable.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Protocole d’auto-assemblage pour plusieurs oligomers γPNA distincts
REMARQUE : Pour concevoir un protocole de rampe thermique auto-assemblage pour les nanostructures γPNA, il est souhaitable d’annealing à rampe lente.
<ol><li>Dans le cas des séquences oligomer générées, anneal les échantillons pendant 22,5 h dans un cycleur thermique refroidissant de 90 à 20 °C. En règle générale, la température de fusion obtenue pour les sous-ensembles γPNA de 2 oligomères et de 3 oligomers se situe dans des fourchettes de 40\u201270 °C pour différentes conditions de solvant.</li>
	<li>Programmez le cycleur thermique comme suit : maintenez à 90 °C pendant 5 min, descendre de 90 à 70 °C à un taux constant de 0,1 °C/min, descendre de 70 à 40 °C à un taux de 0,1 °C/3 min, descendre de 40 à 20 °C à un taux de 0,1 °C/min et tenir à 4 °C (voir le tableau 3). Les échantillons peuvent être stockés à 4 °C pendant 12\u201224 h avant la caractérisation. REMARQUE : Alors que les sous-ensembles de 2 et 3 oligomers de notre système de nanofibres peuvent se former en 1x PBS, les nanofibres à l’échelle micron complète s’agrègent en 1x PBS. Par conséquent, les conditions de solvant doivent être optimisées en fonction de l’échelle et de la taille de la structure en cours de formation ainsi que du type et de la densité des modifications gamma.</li>
	<li>Pour les nanofibres à 3 hélices à l’échelle micron, préparez des échantillons de lots anneaux dans 75% DMSO: H2O (v/v), 75% DMF: H2O (v/v), 40% 1,4-Dioxane: H2O (v/v) basé sur des études d’optimisation dessolvants 15.</li>
	<li>Préparez les lots anneaux comme suit (voir le tableau 4). Tout d’abord, préparer 10 sous-stocks de μL à des concentrations de 20 μM à partir des stocks principaux de 300 μM pour chaque oligomer en aliquoting 0,67 μL du stock principal et en faisant le volume à 10 μl en utilisant de l’eau déionisée.</li>
	<li>Aliquot 1 μL des sous-stocks de 20 μM pour chaque oligomer et l’ajouter à un tube PCR de 200 μL. Cela représente un volume total de 9 μL pour 9 oligomers.</li>
	<li>Ajouter 30 μL de DMSO/DMF anhydre pour les cas de 75 % de DMSO et 75 % de DMF avec 1 μL supplémentaire d’eau déionisée pour faire un volume final de 40 μL avec chaque oligomer à 500 nM de concentrations finales. Ajouter 16 μL de 1,4 dioxane et faire le volume avec de l’eau déionisée à 40 μL pour l’état de solvant dioxane de 40%.</li>
	<li>Chargez les lots anneaux sur le cycleur thermique et anneal en utilisant le protocole mentionné à l’étape 4.2.</li>
</ol>5. Imagerie par microscopie de fluorescence de réflexion interne totale (TIRF)
<ol><li>Préparez une chambre d’humidité à partir d’une boîte de pointes de pipette vide. Remplissez la boîte d’environ 5 mL d’eau pour éviter le séchage des canaux d’écoulement de l’échantillon décrits comme suit (voir la figure 3).</li>
	<li>Préparez la chambre d’écoulement avec une glissière de microscope, 2 bandes de bande à double face, et le coverslip nitrocellulose-enduit. Pour enrober le coverslip de nitrocellulose, tremper le coverslip dans un bécher contenant 0,1% de collodion dans l’acétate d’amyle et assécher à l’air libre.<ol>
<li>Préparer la solution de nitrocellulose en faisant une dilution 20 fois à partir de collodion disponible dans le commerce 2% en acétate d’amyle avec solvant d’acétate d’isoamyle.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Préparer la solution biotinylée d’albumine bovine de sérum (Biotin-BSA) en pesant 1 mg de Biotin-BSA et en la dissolvant en 1 mL de 1x PBS. Flow 15 μL de 1 mg/mL Biotin-BSA en tampon 1x PBS en plaçant le canal d’écoulement à un angle. Incuber le canal d’écoulement pendant 2-4 min à température ambiante dans une chambre humidifiée.</li>
	<li>Préparer le tampon de lavage en dissolvant 1 mg de BSA dans 1 mL de 1x PBS. Laver l’excès de Biotin-BSA en coulant 15 μL du tampon de lavage. Pour passer la surface, incuber le canal d’écoulement pendant 2-4 minutes à température ambiante dans une chambre humidifiée.</li>
	<li>Préparer la solution streptavidine en mesurant 0,5 mg de streptavidine et 1 mg de BSA, puis en dissolvant à l’aide de 1 mL de 1x PBS. Débit 15 μL de 0,5 mg/mL de streptavidine dans 1x PBS contenant 1 mg/mL BSA. Incuber le canal d’écoulement pendant 2-4 min à température ambiante dans une chambre humidifiée. Écoulez 15 μL du tampon de lavage pour laver la Streptavidine non léchée.</li>
	<li>Débit 15 μL de lots précédemment annelés d’oligomers γPNA à 500 nM de concentration par brin dans 75% DMSO, 75% DMF ou 40% 1,4-Dioxane condition. Incuber le canal d’écoulement pendant 2-4 minutes à température ambiante dans une chambre humidifiée.</li>
	<li>Préparer 1 mM trolox dans des conditions de solvant préféré en diluant 10 fois à partir d’un stock de 10 mM de Trolox en DMSO (mesurer 2,5 mg de Trolox et dissoudre dans 1 mL de DMSO). Lavez les nanostructures non liées dans le canal d’écoulement avec 15 μL de 1 mM Trolox ayant la même composition de solvant que les nanostructures. REMARQUE: Le contenu >50% DMSO dans le canal d’écoulement produirait des perturbations mineures du signal en raison de l’indice différent de réfraction de l’état de solvant pendant TIRF qui est généralement calibré pour les angles TIRF coverslip-eau. Ceci peut être rectifié en lavant avec 1 mM trolox fait en diluant le Trolox de 10 mM 10 fois à l’aide d’eau déionisée. Cette technique fournit des images plus claires, mais n’est utile que pour évaluer si la formation s’est produite, cependant, parce qu’elle produit des micro-bulles en deux phases dans le canal d’écoulement. Par conséquent, les nanostructures peuvent être visibles à l’interface des deux phases, comme le montre la figure 4D.</li>
	<li>Transférez le canal d’écoulement vers le support de diapositives et l’image à l’aide d’un microscope à fluorescence équipé de l’imagerie TIRF à l’aide d’un objectif d’immersion d’huile de 60 x et d’une loupe de 1,5 x. Numérisez le canal d’écoulement à 60 x ou 90 x grossissement en surveillant le canal Cy3 (voir la figure 4).</li>
</ol>6. Imagerie par microscopie électronique de transmission (TEM)
<ol><li>Pesez 0,5 g d’acétate d’uranyle dans 50 mL d’eau distillée pour préparer une solution de tache d’acétate d’uranyle 1%. Filtrer la solution de tache d’acétate d’acétate d’uranyl 1% à l’aide d’un filtre de 0,2 μm attaché à une seringue. REMARQUE : Alternativement, l’acétate d’uranyl aqueux de 2% pourrait être acheté d’un fabricant commercial.</li>
	<li>Achetez des grilles en cuivre enduites de couche de support formvar disponibles dans le commerce avec une taille de 300 mailles. REMARQUE : Il est important de noter que la couche de support formvar pourrait être dissoute par des solvants comme DMSO au-delà de 2 min. Pour une incubation plus longue de l’échantillon, formvar disponible dans le commerce stabilisé avec du monoxyde de silicium sur les grilles de cuivre sont disponibles qui permettent au réseau d’être plus hydrophile que les grilles recouvertes de carbone et peuvent résister à des conditions d’échantillonnage vigoureuses et le faisceau d’électrons comme le montre la figure 5C.</li>
	<li>Pipette 4 μL d’échantillon sur la grille pendant 15 s. Utilisez un morceau de papier filtre pour évacuer l’échantillon en mettant le papier filtre en contact avec la grille sur le côté.</li>
	<li>Ajouter immédiatement 4 μL de la solution de tache sur la grille pendant 5 s.</li>
	<li>Évacuez la tache comme avant et maintenez le papier filtre contre la grille pendant 1\u20122 min pour vous assurer que la grille est sèche. Les échantillons doivent généralement être photographiés dans les 1\u20122 h après coloration. Alternativement, si la grille est assurée d’être complètement sèche, les grilles peuvent être stockées dans une boîte de stockage de grille TEM jusqu’à 3 jours avant l’imagerie.</li>
	<li>Transférer la grille sur un porte-spécimens TEM et une image à l’aide d’un microscope électronique de transmission fonctionnant à 80 kV avec grossissement allant de 10 K à 150K (voir figure 5).</li>
</ol>7. Différentes morphologies pour les hybrides γPNA-ADN basées sur le remplacement sélectif par l’ADN
<ol><li>Obtenir des oligomères d’ADN de séquences spécifiées (voir le tableau 5)auprès de fabricants commerciaux d’oligonucléotides synthétisés à l’échelle de 25 nmol à l’aide d’un desalage standard. Resuspendez ces séquences d’ADN à l’aide d’eau déionisée sans RNase à des concentrations de stock de 20 μM.</li>
	<li>Pour les remplacements contigus de brin de γPNA avec l’ADN, les séquences D3, D5 et D9 peuvent remplacer les brins p3, p5 et p9. De même, pour les remplacements de brins de croisement γPNA par de l’ADN, les séquences D1, D4 et D7 peuvent remplacer les brins p1, p4 et p7.</li>
	<li>Aliquot 1 μL des sous-stocks de 20 μM pour chaque oligomer γPNA ou ADN et l’ajouter à un tube PCR de 200 μL comme à l’étape 2.7. Ajouter 30 μL de DMSO anhydre et 1 μL d’eau déionisée sans RNase pour faire le volume final à 40 μL (voir le tableau 6).</li>
	<li>Chargez les lots anneaux sur le cycleur thermique et anneal en utilisant le protocole mentionné à l’étape 4.2.</li>
	<li>Caractériser les nanostructures hybrides γPNA-ADN à l’aide du protocole TIRF en suivant les étapes de la section 5 ou en utilisant le protocole d’imagerie TEM mentionné à la section 6 (voir la figure 6).</li>
</ol>8. Différentes morphologies pour les nanofibres γPNA en différentes concentrations de SDS
<ol><li>Préparez un stock principal de SDS de 20 % (wt/v) en mesurant 20 mg de SDS et en le dissolvant dans 100 μL d’eau déionisée.</li>
	<li>Préparez un sous-stock SDS de 6 % (wt/v) en aliquoting 3 μL du stock SDS de 20 % et en faisant le volume à 10 μL à l’aide d’eau déionisée.</li>
	<li>Anneal les oligomers γPNA en concentrations finales de 5,25 mM et 17,5 mM SDS comme suit. Aliquot 1 μL des sous-stocks de 20 μM pour chaque oligomer γPNA et l’ajouter à un tube PCR de 200 μL comme à l’étape 2.7. Ajouter 30 μL de DMSO anhydre et 1 μL de 6 % et 20 % de SDS pour faire le volume final à 40 μL pour atteindre des concentrations finales de SDS de 5,25 mM et 17,5 mM, respectivement (voir le tableau 7).</li>
	<li>Chargez les lots anneaux de différentes concentrations de SDD sur le cycleur thermique et l’anneal en utilisant le protocole mentionné à l’étape 4.2.</li>
	<li>Caractériser les nanostructures γPNA en présence de SDS à l’aide du protocole TIRF suivant les étapes de la section 5 ou en utilisant le protocole d’imagerie TEM mentionné à la section 6 (voir la figure 7).</li>
</ol>

<ol><li>Fu, T. J., Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+double-crossover+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">DNA double-crossover molecules.</a> Biochemistry. 32 (13), 3211-3220 (1993).</li>
<li>Winfree, E., Liu, F., Wenzler, L. A., Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+self-assembly+of+two-dimensional+DNA+crystals%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Design and self-assembly of two-dimensional DNA crystals.</a> Nature. 394 (6693), 539-544 (1998).</li>
<li>Shih, W., Quispe, J., Joyce, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+1.7-kilobase+single-stranded+DNA+that+folds+into+a+nanoscale+octahedron%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A 1.7-kilobase single-stranded DNA that folds into a nanoscale octahedron.</a> Nature. 427 (6975), 618-621 (2004).</li>
<li>Rothemund, P. W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Folding+DNA+to+create+nanoscale+shapes+and+patterns%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Folding DNA to create nanoscale shapes and patterns.</a> Nature. 440 (7082), 297-302 (2006).</li>
<li>He, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hierarchical+self-assembly+of+DNA+into+symmetric+supramolecular+polyhedra%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Hierarchical self-assembly of DNA into symmetric supramolecular polyhedra.</a> Nature. 452 (7184), 198-201 (2008).</li>
<li>Douglas, S. M., Dietz, H., Liedl, T., Högberg, B., Graf, F., Shih, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-assembly+of+DNA+into+nanoscale+three-dimensional+shapes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Self-assembly of DNA into nanoscale three-dimensional shapes.</a> Nature. 459 (7245), 414-418 (2009).</li>
<li>Andersen, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-assembly+of+a+nanoscale+DNA+box+with+a+controllable+lid%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Self-assembly of a nanoscale DNA box with a controllable lid.</a> Nature. 459 (7243), 73-76 (2009).</li>
<li>Dietz, H., Douglas, S. M., Shih, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Folding+DNA+into+twisted+and+curved+nanoscale+shapes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Folding DNA into twisted and curved nanoscale shapes.</a> Science. 325 (5941), 725-730 (2009).</li>
<li>Han, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+origami+with+complex+curvatures+in+three-dimensional+space%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">DNA origami with complex curvatures in three-dimensional space.</a> Science. 332 (6024), 342-346 (2011).</li>
<li>Liu, Y., Kumar, S., Taylor, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mix-and-match+nanobiosensor+design%3A+Logical+and+spa421+tial+programming+of+biosensors+using+self-assembled+DNA+nanostructures%5BTitle%5D)+AND+%22WIREs+Nanomedicne+Nanobiotechnology%22%5BJournal%5D)">Mix-and-match nanobiosensor design: Logical and spa421 tial programming of biosensors using self-assembled DNA nanostructures.</a> WIREs Nanomedicne Nanobiotechnology. 10, 1518(2018).</li>
<li>Chworos, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Building+programmable+jigsaw+puzzles+with+RNA%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Building programmable jigsaw puzzles with RNA.</a> Science. 306 (5704), 2068-2072 (2004).</li>
<li>Delebecque, C. J., Lindner, A. B., Silver, P. A., Aldaye, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+of+intracellular+reactions+with+rationally+designed+RNA+assemblies%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Organization of intracellular reactions with rationally designed RNA assemblies.</a> Science. 333 (6041), 470-474 (2011).</li>
<li>Wang, X., Lim, H. J., Son, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+denaturation+and+renaturation+of+DNA+for+DNA+hybridization%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+health+and+toxicology%22%5BJournal%5D)">Characterization of denaturation and renaturation of DNA for DNA hybridization.</a> Environmental health and toxicology. 29, 2014007(2014).</li>
<li>Bonner, G., Klibanov, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+stability+of+DNA+in+nonaqueous+solvents%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+and+Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Structural stability of DNA in nonaqueous solvents.</a> Biotechnology and Bioengineering. 68, 339(2000).</li>
<li>Kumar, S., Pearse, A., Liu, Y., Taylor, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+self-assembly+of+gamma-modified+peptide+nucleic+acids+in+organic+solvent+mixtures%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Modular self-assembly of gamma-modified peptide nucleic acids in organic solvent mixtures.</a> Nature Communications. 11 (1), 1-10 (2020).</li>
<li>Barluenga, S., Winssinger, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PNA+as+a+biosupramolecular+tag+for+programmable+assemblies+and+reactions%5BTitle%5D)+AND+%22Accounts+of+chemical+research%22%5BJournal%5D)">PNA as a biosupramolecular tag for programmable assemblies and reactions.</a> Accounts of chemical research. 48, 1319-1331 (2015).</li>
<li>Berger, O., Gazit, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+self-assembly+using+peptide+nucleic+acids%5BTitle%5D)+AND+%22Peptide+Science%22%5BJournal%5D)">Molecular self-assembly using peptide nucleic acids.</a> Peptide Science. 108, 22930(2017).</li>
<li>Rothemund, P. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+and+characterization+of+programmable+DNA+nanotubes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Design and characterization of programmable DNA nanotubes.</a> Journal of American Chemical Society. 126, 16344-16352 (2004).</li>
<li>Yin, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Programming+DNA+tube+circumferences%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Programming DNA tube circumferences.</a> Science. 321, 824-826 (2008).</li>
<li>Yang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-assembly+of+DNA+rings+from+scaffold-free+DNA+tiles%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Self-assembly of DNA rings from scaffold-free DNA tiles.</a> Nano Letters. 13, 1862-1866 (2013).</li>
<li>Sahu, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+and+characterization+of+conformationally+preorganized%2C+%28R%29-diethylene+glycol-containing+-peptide+nucleic+acids+with+superior+hybridization+properties+and+water+solubility%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Organic+Chemisty%22%5BJournal%5D)">Synthesis and characterization of conformationally preorganized, (R)-diethylene glycol-containing -peptide nucleic acids with superior hybridization properties and water solubility.</a> Journal of Organic Chemisty. 76, 5614-5627 (2011).</li>
<li>DNA Sequence Design Tools. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.dna.caltech.edu/DNA_Sequence_Design_Tools/">http://www.dna.caltech.edu/DNA_Sequence_Design_Tools/</a> (2020).</li>
<li>Dirks, R. M., Lin, M., Winfree, E., Pierce, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paradigms+for+computational+nucleic+acid+design%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">Paradigms for computational nucleic acid design.</a> Nucleic Acids Research. 32 (4), 1392-1403 (2004).</li>
<li>Sen, A., Nielsen, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+stability+of+peptide+nucleic+acid+duplexes+in+the+presence+of+organic+solvents%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">On the stability of peptide nucleic acid duplexes in the presence of organic solvents.</a> Nucleic Acids Research. 35, 3367-3374 (2007).</li>
<li>Yang, Z., Williams, D., Russell, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+protein-containing+polymers+in+organic+solvents%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+and+Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Synthesis of protein-containing polymers in organic solvents.</a> Biotechnology and Bioengineering. 45, 10-17 (1995).</li>
<li>Coin, I., Beyermann, M., Bienert, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid-phase+peptide+synthesis%3A+from+standard+procedures+to+the+synthesis+of+difficult+sequences%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Solid-phase peptide synthesis: from standard procedures to the synthesis of difficult sequences.</a> Nature Protocols. 2, 3247(2007).</li>
</ol>

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Cet article met l’accent sur l’adaptation et l’amélioration des protocoles existants de nanotechnologie de l’acide nucléique vers les mélanges de solvants organiques. Les méthodes décrites ici se concentrent sur les modifications et le dépannage dans un espace expérimental défini de certains solvants organiques aprotiques polaires. Il existe encore un potentiel inexploré pour l’adaptation d’autres protocoles établis de nanotechnologie de l’acide nucléique dans cet espace. Ceci pourrait améliorer des applications potentie...

Construction réussie de nombreuses nanostructurescomplexes 1,2,3,4, 5,6,7,8,9,10,11,12 dans des supports aqueux ou substantiellement hydratés fabriqués à partir de produits naturellement des acides nucléiques tels que l’ADN1,2, 3,4,5,6,7,8,9,10 et l’ARN11,12 aété montré dans des œuvres antérieures. Cependant, les acides nucléiques naturels subissent des changements conformationnels héliciques duplex ou ont réduit les stabilités thermiques dans les mélanges organiques desolvants 13,14.
Auparavant, notre laboratoire a signalé une méthode de construction de nanofibres à 3 hélices à l’aide d’acides nucléiques synthétiques modifiés à position gamma imitant les acides nucléiques gamma-peptides (γPNA)15 (Figure 1A). La nécessité d’un tel développement et les applications potentielles de l’acide nucléique synthétique imitent pna a été discuté dans ledomaine 16,17. Nous avons montré, grâce à une adaptation de la stratégie de tuile mono-échouée (SST) présentée pour les nanostructuresd’ADN 18,19,20, que 9 oligomers γPNA séquentiellement distincts peuvent être conçus pour former des nanofibres à 3 hélices dans certains mélanges de solvants organiques aprotiques polaires tels que le DMSO et le DMF. Les oligomers γPNA ont été commandés commercialement avec des modifications de (R)-déthylène glycol (mini-PEG) à trois positions de γ (1, 4 et 8 positions de base) le long de chaque oligomer de 12 base basé sur des méthodes publiées par Sahu et coll. 21 Ces modifications gamma provoquent la pré-organisation hélitique associée à l’affinité de liaison plus élevée et à la stabilité thermique de γPNA par rapport à l’ANP non modifié.
Cet article est une adaptation de nos travaux rapportés dans lesquels nous étudions les effets de la solution solvant et de la substitution par l’ADN sur la formation de nanostructures à base de γPNA15. L’objectif de cet article est de fournir des descriptions détaillées de la conception ainsi que des protocoles détaillés pour les méthodes adaptées aux solvants qui ont été développées pour l’auto-assemblage et la caractérisation de la nanofibre γPNA. Ainsi, nous introduisons d’abord la stratégie modulaire SST, une plate-forme générale pour la conception de nanostructures utilisant l’acide nucléique synthétique imiter PNA.
On a signalé que le terrain héliique pour les duplex PNA était de 18 bases par tour par rapport aux duplex d’ADN, qui subissent un tour par 10,5 bases (figure 1B). Par conséquent, la longueur de domaine des SSTs γPNA démontrés a été fixée à 6 bases pour accueillir un tiers d’un tour complet ou 120° de rotation pour permettre l’interaction entre trois hélices triangulaires. En outre, contrairement aux motifs SST précédents, chaque SST contient seulement 2 domaines, créant efficacement une structure en forme de ruban unidimensionnel qui s’enveloppe pour former un faisceau de trois hélices (Figure 1C). Chaque oligomer γPNA de 12 bas est modifié gamma aux positions 1, 4 et 8 afin d’assurer une répartition uniformément espacée des mini-groupes PEG à travers le motif global du SST. De plus, dans le motif, il existe deux types d’oligomers : les brins « contigus » qui existent sur une seule hélice et des brins de « croisement » à hélice(figure 1D). De plus, les oligomeurs P8 et P6 sont étiquetés avec du Cy3 fluorescent (étoile verte) et de la biotine (ovale jaune), respectivement(figure 1D),afin de permettre la détection de la formation de la structure à l’aide de microscopie par fluorescence. Au total, le motif SST est composé de 9 oligomers totaux pour permettre la formation de nanofibres à 3 hélices grâce à la complémentarité programmée de chaque domaine individuel au domaine correspondant sur un oligomer voisin (Figure 1E).

<table><tbody><tr><td>et gamma ; brins/oligomères PNA Trucode</td><td>Gene Repair Inc.</td><td></td><td>Section 2.1</td></tr><tr><td>Spectrophotomètre UV-Vis</td><td>Agilent</td><td>Varian Cary 300</td><td>Section 3.1.2</td></tr><tr><td>Cuvettes à quartz</td><td>Starna</td><td>29-Q-10</td><td>Section 3.1.1</td></tr><tr><td>Thermocycleur</td><td>Bio Rad</td><td>C1000 touch</td><td>Section 4.1</td></tr><tr><td>Tubes PCR 0,2 mL</td><td>VWR</td><td>53509-304</td><td>Section 4.5</td></tr><tr><td>Cuvette à quartz anhydre DMF</td><td>VWR</td><td>EM-DX1727-6</td><td>Section 4.6</td></tr><tr><td>DMSO anhydre</td><td>VWR</td><td>EM-MX1457-6</td><td>Section 4.6</td></tr><tr><td>1,4-dioxane anhydre</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC615121000</td><td>Section 4.6</td></tr><tr><td>Saline tamponnée au phosphate 10X (PBS)</td><td>VWR</td><td>75800-994</td><td>Section 3.1.1</td></tr><tr><td>Lames de microscope</td><td>VWR</td><td>89085-399</td><td>Section 5.2</td></tr><tr><td>Lamelles en verre</td><td>VWR</td><td>48382-126</td><td>Section 5.2</td></tr><tr><td>Collodion à 2 % dans l’acétate d’amyle</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9817</td><td>Section 5.2</td></tr><tr><td>Acétate d’isoamyle</td><td>VWR</td><td>200001-180</td><td>Section 5.2</td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine biotinylée (Biotin-BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A8549</td><td>Section 5.3</td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2153</td><td>Section 5.4</td></tr><tr><td>Streptavidine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>189730</td><td>Section 5.5</td></tr><tr><td>Trolox</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>238813</td><td>Section 5.7</td></tr><tr><td>Microscope à fluorescence à réflexion interne totale</td><td>Nikon</td><td>Nikon Ti2-E</td><td>Section 5.8</td></tr><tr><td>Microscope électronique à transmission</td><td>Joel</td><td>JEM 1011</td><td>Section 6.6</td></tr><tr><td>Pince à épiler</td><td>Dumont</td><td>0203-N5AC-PO</td><td>Section 6.3</td></tr><tr><td>Électron d’acétate d’uranyle</td><td> Microscopy Sciences</td><td>22400</td><td>Section 6.1</td></tr><tr><td>Formvar, 300 mesh, Grilles de cuivre</td><td>Ted Pella Inc.</td><td>1701-F</td><td>Section 6.2</td></tr><tr><td>Formvar-Monoxyde de silicium Type A, 300 mesh, Grilles en cuivre</td><td>Ted Pella Inc.</td><td>1829</td><td>Section 6.2</td></tr><tr><td>Oligomères/brins d’ADN</td><td>IDT</td><td></td><td>Section 7.1</td></tr><tr><td>Dodécylsulfate de sodium (SDS)</td><td>VWR</td><td>97064-860</td><td>Section 8.1</td></tr></tbody></table>

auto-assemblage d’acides nucléiques peptides gamma modifiés en nanostructures complexes dans des mélanges de solvants organiques

Self-Assembly of Gamma-Modified Peptide Nucleic Acids into Complex Nanostructures in Organic Solvent Mixtures

Les stratégies actuelles en nanotechnologie de l’ADN et de l’ARN permettent l’auto-assemblage d’une variété de nanostructures d’acide nucléique dans des médias aqueux ou considérablement hydratés. Dans cet article, nous décrivons des protocoles détaillés qui permettent la construction d’architectures nanofibres dans des mélanges de solvants organiques par l’auto-assemblage de tuiles nucléiques peptides (γPNA) particulièrement adressables, mono-échouées et gamma modifiées. Chaque tuile à brin unique (SST) est un oligomer γPNA de 12 bases composé de deux domaines modulaires concatenated de 6 bases chacune. Chaque domaine peut se lier à un domaine mutuellement complémentaire présent sur les brins voisins en utilisant la complémentarité programmée pour former des nanofibres qui peuvent atteindre des microns de longueur. Le motif SST est composé de 9 oligomers totaux pour permettre la formation de nanofibres à 3 hélices. Contrairement aux nanostructures analogues de l’ADN, qui forment des structures diamètre-monodisperse, ces systèmes γPNA forment des nanofibres qui se regroupent le long de leur largeur lors de l’auto-assemblage dans des mélanges de solvants organiques. Les protocoles d’auto-assemblage décrits ici incluent donc également un surfactant conventionnel, le sulfate de dodecyl de sodium (SDS), pour réduire les effets de regroupement.

Les protocoles discutés dans les sections ci-dessus décrivent la conception d’un motif SST adapté à partir de nanofibres d’ADN pour la génération robuste de structures nanofibres auto-assemblées utilisant plusieurs oligomers γPNA distincts. Cette section décrit l’interprétation des données obtenues à partir de la reconstitution réussie des protocoles décrits.
Suivant le protocole décrit à la section 5 pour l’imagerie TIRF d’échantillons d’oligomers γPNA annelés dans 75 % DMSO : H2O ...

Cet article fournit des protocoles pour la conception et l’auto-assemblage de nanostructures à partir d’oligomers d’acide nucléique peptidique gamma modifiés dans les mélanges de solvants organiques.

Auto-assemblage d’acides nucléiques peptides gamma modifiés en nanostructures complexes dans des mélanges de solvants organiques

Current strategies in DNA and RNA nanotechnology enable the self-assembly of a variety of nucleic acid nanostructures in aqueous or substantially hydrated ...

Ce nouveau protocole décrit l’utilisation de multiples séquences distinctes de l’acide nucléique synthétique imitent le gamma PNA pour former des nanostructures dans des mélanges spécifiques de solvants organiques. Les analyses décrites ici montrent la nécessité d’adapter les protocoles existants de nanotechnologie de l’acide nucléique aux solvants organiques où peu ou pas de protocoles ont été publiés. Les praticiens nouveaux à cette technique pourraient avoir du mal à adapter les protocoles existants développés pour les environnements riches en aqueux en environnements organiques riches en solvants en raison de la propension de l’ANP nanomatériau à s’agréger.Commencez par préparer les stocks gamma de pna. Après avoir obtenu des brins de PNA gamma purifiés de qualité HPLC auprès d’un fabricant commercial, resuspendez chaque brin dans de l’eau déionisée à 300 concentrations de micromolaires. Conservez les PNA gamma à moins 20 degrés Celsius jusqu’à plusieurs mois.Lorsqu’il est prêt à effectuer l’auto-assemblage, préparer des échantillons de lots anneaux dans 75%DMSO, 75%DMF, et 40%1, 4-dioxane. Tout d’abord, préparez 20 sous-stocks micromolaires de chaque oligomer en incitant 0,67 microlitres du stock principal et en ajoutant de l’eau déionisée pour un volume final de 10 microlitres. Ajoutez un microlitre de chaque oligomer des 20 sous-stocks micromolaires à un tube PCR de 200 microlitres, qui se chiffrera à un volume total de neuf microlitres pour neuf oligomers.Ajouter 30 microlitres de DMSO anhydre ou de DMF avec un microlitre supplémentaire d’eau déionisée pour un volume final de 40 microlitres. Pour préparer le lot de 40%1, 4-dioxane, ajouter 16 microlitres de 1, 4-dioxane et porter le volume à 40 microlitres avec de l’eau déionisée. Anneal les échantillons pendant 22,5 heures dans un cycleeur thermique de refroidissement de 90 à 20 degrés Celsius.En règle générale, les températures de fonte obtenues pour deux sous-ensembles oligomer et trois sous-ensembles gamma oligomer PNA se situent entre 40 et 70 degrés Celsius pour différentes conditions de solvant. Programmez le cycleur thermique selon les directives manuscrites. Une fois l’annealage terminé, les échantillons peuvent être conservés à quatre degrés Celsius pendant 12 à 24 heures avant la caractérisation.Faites une chambre d’humidité à partir d’une boîte vide de bouts de pipette en remplissant la boîte avec approximativement cinq millilitres d’eau. Préparez une dilution 20 fois de 2% collodion disponible dans le commerce en acétate d’amyle avec solvant d’acétate d’isoamyle pour créer la solution de nitrocellulose. Utilisez des pinces à épiler pour tremper un coverslip dans la solution de nitrocellulose et lui permettre de sécher à l’air libre, puis faire une chambre d’écoulement à partir d’une diapositive microscope, deux bandes de ruban à double face, et le coverslip enduit de nitrocellulose.Préparez la solution BSA de biotine en pesant un milligramme de biotine BSA et en la dissolvant en un millilitre de PBS. Pipette 15 microlitres de la biotine BSA dans le canal d’écoulement à un angle et l’incuber pendant deux à quatre minutes à température ambiante dans la chambre humidifiée. Soufflez 15 microlitres du tampon de lavage, qui se compose d’un milligramme de BSA dans un millilitre de PBS, dans le canal pour laver l’excès de biotine BSA, puis passer la surface en incubant le canal d’écoulement pendant deux à quatre minutes dans la chambre humidifiée.Mesurer 0,5 milligramme de streptavidine et un milligramme de BSA, puis dissoudre les deux dans un millilitre de PBS. Pipette 15 microlitres de la solution streptavidine dans le canal d’écoulement et le placer dans la chambre humidifiée pendant deux à quatre minutes et laver le canal en écoulant 15 microlitres de tampon de lavage. Ensuite, coulez 15 microlitres du lot annelé d’oligomers gamma PNA dans la chambre humidifiée, puis lavez les nanostructures non liées en écoulant 15 microlitres d’un millimolaire Trolox dans la même composition de solvant que les nanostructures.Transférez le canal d’écoulement vers le support de diapositives et imagez-le avec un microscope à fluorescence équipé de l’imagerie TIRF, d’un objectif d’immersion d’huile de 60X et d’une loupe de 1,5 X. Scannez le canal d’écoulement à un grossissement de 60 ou 90X tout en surveillant le canal Cy3. Préparez des stocks de 20 et 6% de SDS selon les instructions manuscrites, puis anneal les oligomers gamma PNA en ajoutant un microlitre de chaque oligomer de 20 micromolaires à un tube PCR de 200 microlitres.Ajoutez 30 microlitres de DMSO anhydre et un microlitre de 6%ou 20%SDS aux tubes PCR pour un volume final de 40 microlitres, ce qui se traduira par une concentration finale de SDS de 5,25 ou 17,5 millimolaires respectivement. Anneal les PNA gamma dans le thermocycleur comme précédemment décrit. Caractériser les nanostructures gamma PNA en présence de SDS à l’aide du protocole TIRF ou TEM.La formation image de TIRF des oligomers gamma de PNA annealed dans 75%DMSO a montré des architectures bien organisées tandis que l’annealing dans 75%DMF a eu comme conséquence les nanostructures spicule-formées ou aiguille-comme. L’état de 40%1, 4-dioxane a produit une décoration clairsemée des nanostructures filamenteuses. En outre, les échantillons de nanotubes gamma PNA formés dans 75%DMSO ont démontré le regroupement des nanofibres à grossissement élevé ou des résolutions nanoscopiques pendant l’imagerie TEM.L’analyse quantitative de la largeur des nanostructures a montré une largeur médiane de 16,3 nanomètres avec des valeurs maximales au-delà de 80 nanomètres. Les oligomers isosequential d’ADN qui ont remplacé les PNA gamma contigus ont formé les structures filamenteuses droites tandis que le remplacement des PNA gamma de croisement a comme conséquence des structures stellaires. Les nanostructures qui ont été remplacées par des oligomers d’ADN contigus avaient des largeurs médianes d’environ 19 nanomètres.À des concentrations élevées de SDS, les nanofibres gamma PNA adoptent également des morphologies fortement en réseau par rapport à ses concentrations critiques de micelle lorsqu’on les regarde avec l’imagerie TIRF. L’imagerie TEM indique que l’assemblage gamma de PNA en SDS de 5,25 millimolaires a les réductions les plus substantielles du regroupement structurel. Lorsque vous essayez ce protocole, il est important de se rappeler de maintenir les compositions de solvants mentionnées en raison de la propension des nanostructures à s’agréger.Ces méthodes encouragent les praticiens à rechercher d’autres avenues inexplorées de différentes compositions de solvants, surfactants et autres nanostructures d’ADN PNA.

self-assembly-gamma-modified-peptide-nucleic-acids-into-complex

Research

Recherche

JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Un simple et générale méthode manuelle synthèse peptoïde impliquant l'équipement de base et de réactifs disponibles dans le commerce est présenté, permettant peptoïdes pour être facilement synthétisée dans la plupart des laboratoires. La synthèse, la purification et la caractérisation d'une 36mer peptoïde amphiphile est décrite, ainsi que son auto-assemblage en très ordonnée nanofeuillets.

Synthèse Submonomer en phase solide de polymères et de leurs peptoïde auto-assemblage dans le hautement ordonné nanofeuillets

Ce document décrit la formation de structures à base de peptides hautement ordonnés par le processus spontané d'auto-assemblage. Le procédé utilise des peptides disponibles dans le commerce et l'équipement de laboratoire commun. Cette technique peut être appliquée à une grande variété de peptides et peut conduire à la découverte de nouveaux assemblages à base de peptides.

Formation de structures ordonnées biomoléculaires par l&#39;auto-assemblage de peptides courts

Procédé pour obtenir des nanofibres et des nanostructures complexes de protéines de matrice extracellulaire uniques ou multiples est décrite. Cette méthode utilise les interactions protéine-surface pour créer des matériaux à base de protéines sans date avec la composition accordable et de l'architecture pour une utilisation dans une variété d'applications d'ingénierie tissulaire et de la biotechnologie.

Nanofibres ECM de protéines et Utilisation de l&#39;assemblage de la surface à l&#39;initiative Nanostructures Engineered

Une technique simple, robuste et évolutive pour fonctionnaliser et s'auto-assembler macroscopiques monocouche films de nanoparticules sur des substrats ligand libre-modèle est décrit dans le présent protocole.

Une technique pour fonctionnaliser et auto-assemblage de nanoparticules macroscopiques-ligand monocouches Films sur substrats libre-modèle

La synthèse de peptide axée sur les polyamines amphiphiles (AAE) est un défi significatif en raison de la présence de plusieurs atomes d’azote aminé, qui nécessite une utilisation judicieuse de la protection des groupes afin de masquer ces fonctionnalités réactives. Dans cet article, nous décrivons une méthode facile pour la préparation de ces nouvelle classe de molécules d’auto-assemblage.

Protocole facile pour la synthèse d’auto-assemblage axée sur les polyamines peptides Amphiphiles (AAE) et des biomatériaux

Un protocole pour la synthèse d’un 1, 2-dithiolane modifiée peptide et la caractérisation des structures supramoléculaires résultant de la peptide auto-assemblage.

Synthèse et caractérisation de 1, 2-Dithiolane modifiée Peptides auto-assemblage

Ce protocole décrit une méthode efficace pour synthétiser une nanoémulsion d’un conjugué de la teneur en acide oléique acids-platinum(II) stabilisé avec un tripeptide lysine-tyrosine-phénylalanine (KYF). Les formes nanoémulsion dans des conditions douces synthétiques par auto-assemblage de la KYF et le conjugué.

Une Nanoémulsion Tripeptide-stabilisé de l’acide oléique

Un protocole est présenté pour la synthèse d’oligomères peptoïdes codés par l’information et pour l’auto-assemblage séquencé de ces peptoïdes en échelles moléculaires utilisant des amines et des aldéhydes comme paires de réactifs covalentes dynamiques et Lewis acidité de la terre rare les trigoles métalliques en tant que réactifs multirôles.

Synthèse de Peptoïdes porteurs d’informations et de leur auto-assemblage dynamique covalent dirigé par séquence

À l’interface des solvants organiques et aqueux, les protéines amphiphiliques sur mesure de type élastine s’assemblent en structures supramoléculaires complexes telles que les vésicules, les fibres et les coacervates déclenchés par des paramètres environnementaux. Les protocoles d’assemblage décrits donnent des compartiments à base de membrane protéique (PMBCs) avec des propriétés de thon, permettant l’encapsulation de diverses cargaisons.

Assemblage dirigé des protéines elastin-like en structures supramoléculaires définies et encapsulation de fret in Vitro

Ce protocole présente trois méthodes de préparation simples et rapides qui utilisent les conditions environnementales pour déclencher l’auto-assemblage des peptides en hydrogels. De plus, la caractérisation des hydrogels peptidiques est décrite, démontrant que des hydrogels peptidiques mécaniquement stables peuvent être formés dans ces conditions simples.

Préparation d’hydrogels de peptides auto-assemblés mécaniquement stables

Apprenez l'auto-assemblage de nanostructures complexes à partir d'acides nucléiques peptides gamma modifiés dans des mélanges de solvants organiques. Ce protocole adapte les techniques d'assemblage d'acides nucléiques aux environnements non aqueux.

Auto-assemblage d’acides nucléiques peptides gamma modifiés en nanostructures complexes dans des mélanges de solvants organiques (Vidéo) | JoVE Journal

Auto-assemblage d’acides nucléiques peptides gamma modifiés en nanostructures complexes dans des mélanges de solvants organiques

Explorer plus de vidéos