Name: Un modèle à base de capsules pour l’infestation immature des stades de tiques dures sur des souris de laboratoire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Découvrez un modèle à base de capsules pour nourrir les stades immatures de tiques dures sur des souris de laboratoire. Cette méthode permet de surveiller et récupérer les Ixodes ricinus efficacement tout en réutilisant les animaux.

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Nous reconnaissons l’assistance technique d’Alain Bernier Français’Institut national de la recherche agronomique (INRAE) et d’Océane Le Bidel (ANSES). L’étude a été soutenue par le DIM One Health - Région Île-de-France (Acronyme du projet: NeuroPaTick). Les souris ont été achetées par l’ANSES. Le Dr Jeffrey L. Blair est reconnu pour avoir examiné la version antérieure du manuscrit.

Veuillez noter que ce protocole ne peut être appliqué que lorsque toutes les mesures de bien-être et de sécurité sont respectées en laboratoire. Ce protocole a reçu l’autorisation d’utiliser des souris pour l’alimentation des tiques par le Comité d’éthique des expériences animalesCometh Anses/ENVA/UPEC, Numéros de permis E 94 046 08. Pour le point d’évaluation, les animaux ont été exposés au CO2 pendant 9 min en deux phases de 4 et 5 min chacun.
1. Préparation de la capsule
<ol><li>Coller 2 mm d’épaisseur EVA-mousse et l’adhésif double mousse collante ensemble (Figure 1A).</li>
	<li>À l’aide d’un poinçon de trou en cuir de 20 mm de diamètre, couper un cercle des morceaux de mousse collés. Puis, à l’aide d’un poinçon trou de 12 mm de diamètre, couper l’intérieur pour créer le cercle de mousse double (Figure 1B). REMARQUE : L’épaisseur du cadre de la capsule doit être supérieure à 3 mm pour garantir une surface suffisante pour le processus de collage à la peau hôte (voir ci-dessous).</li>
	<li>Peler la bande de papier protectrice de la mousse double collante adhésive (figure 1C)et fixer un plastique circulaire transparent de 20 mm de diamètre (figure 1D). REMARQUE : Si vous nourrissez des larves, n’retirez pas la bande de papier protectrice de la mousse adhésive et passez directement à l’étape 2 du protocole. Collez l’anneau de mousse double, y compris la bande de papier de protection à la souris.</li>
	<li>Faire une fente ~ 1 cm dans le plastique transparent (Figure 1E).</li>
	<li>Créer au moins 10 petits trous avec une goupille entomologique (Figure 1F) pour permettre une évaporation excessive de l’humidité pendant l’expérience. REMARQUE : La capsule(figure 1G)a une hauteur totale de 4 mm (mousse EVA de 2 mm avec mousse adhésive de 2 mm) et peut être utilisée pour nourrir les nymphes et les larves de toutes les espèces de tiques dures. La taille de la capsule (figure 1H)de 20 mm de diamètre extérieur convient à la plupart des souches de souris, mais peut être modifiée si nécessaire.</li>
</ol>2. Préparation des souris avant l’infestation de tiques
NOTE: Dans cette étude, 10 à 12 semaines de souris expérimentales femelles (souche C57BL/6 et BALB/cByJ) ont été maintenues dans des cages standard avec de la nourriture et de l’eau offertes ad libitum (supports ventilés à la ligne verte à -20 Pa) à l’Agence Français pour l’alimentation, l’environnement et la santé et la sécurité au travail (ANSES) installations d’animaux accrédités à Maisons-Alfort, France. Les animaux ont été surveillés deux fois par jour par des techniciens expérimentés pour toute réaction cutanée anormale, problèmes de santé ou complications.
<ol><li>Souris anesthésiante avec isoflurane dans la chambre d’induction. Une fois anesthésié, placez la souris sur le tampon de manipulation et attachez-les à un cône de nez pour l’approvisionnement continu en isoflurane (Figure 2A). Surveiller le taux de respiration et réduire le niveau d’isoflurane pour s’assurer qu’il est inférieur à 80 respirations par minute. REMARQUE : Avant la manipulation, étiqueter la souris individuelle par une puce d’identification par tatouage ou par radiofréquence si nécessaire. Il est recommandé de garder les souris individuelles dans des cages séparées pour éviter les dommages causés par les capsules en mordant.</li>
	<li>Raser la partie antérieure de la souris de derrière les omoplates jusqu’à la zone juste derrière les oreilles (Figure 2A). REMARQUE : La surface rasée doit être supérieure à la surface de la capsule.</li>
	<li>Appliquer de la colle en latex non irritante sur l’ensemble du site de mousse EVA de la capsule préparée et attendre 1 min (figure 2B).</li>
	<li>Collez la capsule à la souris en arrière par légère pression constante de 3 min avec le doigt (s)(figure 2C),en particulier sur le côté gauche et droit de la capsule. Soulevez légèrement la capsule pour vérifier visuellement son attachement à la peau. Si des régions non attachées sont trouvées, appliquez plus de colle à l’aide d’une spatule et appuyez encore 3 minutes.</li>
</ol>3. Infestation de tiques
<ol><li>Pour l’infestation de nymphes, introduisez les nymphes individuelles dans la capsule par la coupe faite à l’étape 1.4 (Figure 2D). REMARQUE : Pour les espèces de tiques Ixodes, un maximum de 20 nymphes est recommandé par capsule.</li>
	<li>Presser légèrement la capsule de deux côtés pour permettre au plastique transparent de se plier pour faciliter l’introduction de nymphes individuelles à l’aide de forceps de dissection fine (Figure 2D). Poussez les nymphes individuelles par la coupe à l’intérieur de la capsule. Une fois à l’intérieur, tournez les forceps à 90° et retirez les forceps pour déposer les tiques à l’intérieur de la capsule.</li>
	<li>Pour les larves infestation enlever le glissement de papier de la capsule attachée (Figure 2E). Placez la seringue, contenant des larves (figure 2F),directement à l’intérieur de la capsule et déposez les tiques en poussant le piston de seringue. Tournez doucement le piston vers la peau pour enlever les larves restantes attachées. REMARQUE : Placez les larves dans une seringue de 1 mL avec l’extrémité coupée colmatée par un morceau de coton avant l’expérience.</li>
	<li>Une fois que les larves sont déposées sur la peau, fermez la capsule en attachant le plastique transparent (figure 2G).</li>
	<li>Appliquer la bande de plastique protectrice autour de la capsule (Figure 2H). REMARQUE : La bande en plastique protectrice a grandement amélioré la durabilité de la capsule pendant toute la durée de l’expérience (Figure 2I,J). Il est possible d’attacher deux capsules à une souris individuelle (Figure 2K). Dans ce cas, un minimum de 3 mm d’espace entre les capsules est nécessaire et la zone rasée doit être augmentée de manière appropriée.</li>
	<li>Retournez les souris dans la cage.</li>
</ol>4. Collection de tiques
<ol><li>Anesthésiez la souris comme à l’étape 2.1 ci-dessus.</li>
	<li>Faire une coupe en forme de croix (Figure 3A) au plastique avec un scalpel. REMARQUE : Cette coupe en forme de croix permet une collecte facile des tiques engorgées ou du détachement des tiques d’alimentation si nécessaire.</li>
	<li>Si nécessaire, reclusez la capsule en collant un patch en plastique adhésif sur le plastique transparent (diamètre de 20 mm, figure 3B). REMARQUE : Si la collecte des tiques à plusieurs points de temps est souhaitée, le même patch en plastique collant peut être utilisé. Si le protocole l’exige, on peut également euthanasier la souris, enlever la capsule et collecter/détacher les tiques (figure 3C).</li>
</ol>5. Récupération des souris
<ol><li>Gardez les souris en cage pendant une semaine supplémentaire.</li>
	<li>Laissez la capsule se détacher naturellement. NOTE: Dans ce cas, il faut environ 8-9 jours pour que les capsules tombent. Lorsque la capsule est enlevée, il est important de vérifier les réactions anormales sur la peau des souris. En cas d’irritation appliquer une lotion émollient, bien que normalement aucun traitement n’est nécessaire. Si le protocole éthique le permet, les souris récupérées (Figure 3D) peuvent être réutilisées pour une autre infestation de tiques ou différentes expériences.</li>
</ol>

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<li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Haemaphysalis+doenitzi+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions+and+its+phylogeny+based+on+mitochondrial+16S+rDNA%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA.</a> Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont rien à révéler.

L’étape la plus critique dans le protocole est le collage ferme de la capsule à la peau de la souris. Par conséquent, la colle en latex doit être appliquée homogénéirement à toute la surface eva-mousse de la capsule et une pression constante pendant 3 minutes doit être appliquée, en particulier sur le côté gauche et droit de la capsule. Nous recommandons également le placement de la capsule aussi loin vers l’avant sur le dos que possible pour éviter son enlèvement par la souris en utilisant ses pattes arrière. Dans nos e...

Les tiques sont des vecteurs importants de plusieurs agents pathogènes et représentent un risque sérieux pour la santé animale et humaine1. La mise en place d’un système d’alimentation efficace est cruciale pour étudier leur biologie, les interactions tiques-hôte-pathogènes ou l’établissement de mesures de contrôle efficaces. Actuellement, plusieurs systèmes d’alimentation artificielle, qui évitent l’utilisation d’animaux vivants sont disponibles pour les tiques2,,3,4 et ceux-ci devraient être utilisés chaque fois que les conditions expérimentales le permettent. Cependant, dans divers contextes expérimentaux, ces systèmes ne parviennent pas à imiter de manière appropriée les caractéristiques physiologiques spécifiques et l’utilisation d’animaux vivants est nécessaire pour obtenir des résultats pertinents.
Les souris de laboratoire sont couramment utilisées pour l’étude de nombreux systèmes biologiques et sont couramment utilisées comme hôtes pour nourrir les tiques5,,6,7,8,9. Les deux méthodes les plus courantes pour nourrir les tiques immatures sur les souris comprennent les infestations libres et l’utilisation de chambres de confinement attachées à la souris. Les infestations gratuites sont principalement utilisées pour les stades larvaires et les tiques engorgées peuvent tomber dans une zone où elles peuvent être récupérées. Les chambres de confinement sont généralement composées de bouchons acryliques ou en polypropylène qui sont collés au dos de la souris. La première technique est un système naturel efficace pour l’alimentation des tiques, mais ne permet pas une surveillance étroite au cours de l’expérience parce que les tiques individuelles sont dispersées dans différentes parties du corps hôte. En outre, les tiques engorgées qui tombent à une zone de récupération peuvent être contaminées par des excréments et de l’urine10,11,12,13,14 qui peuvent gravement affecter la condition physique de la tique ou ils peuvent être endommagés ou mangés par la souris s’il n’y a pas de séparation entre l’animal et la zone de récupération15. Les systèmes de chambre permettent le confinement des tiques à une zone définie, cependant, le processus de collage est laborieux et les bouchons sont souvent faiblement adhérents à la colle et donc ils se détachent souvent au cours de l’expérience16,17,18,19. Les bouchons sont également raides, inconfortables, et conduisent à des réactions cutanées, qui empêchent la réutilisation des souris et nécessite leur euthanasie après l’expérience.
Dans notre étude précédente, nous avons développé avec succès un système efficace utilisant des chambres faites de mousse d’acétate d’éthylène-vinyle (EVA) pour nourrir les tiques sur les lapins de laboratoire20. Ici, nous avons adapté ce système à un modèle de souris et proposons une méthode simple et propre pour nourrir les stades immatures de tiques dures dans des capsules fermées à base de mousse EVA. Plus précisément, notre système utilise des capsules élastiques en mousse EVA collées aux souris rasées avec séchage rapide (3 min), colle en latex non irritante. Cette technique permet une fixation ferme et durable des capsules à la souris expérimentale, ainsi qu’une infestation/collecte efficace des tiques pendant tout le cours de l’expérience. La capsule plate est faite de matériaux flexibles et n’empêche pas la manipulation de la souris à des fins de collecte de sang ou à d’autres fins. Le système convient principalement aux stades de tique nymphé, mais avec une légère modification, il peut être utilisé pour nourrir les larves ainsi. La méthode peut être complétée par une seule personne expérimentée et une formation approfondie n’est pas nécessaire.

<table><tbody><tr><td>Mousse EVA de 2 mm d’épaisseur, (basse densité)</td><td>Boutique de cosplay</td><td>EVA-45kg (950/450/2 mm)</td><td>Il peut également être commandé via Amazon (réf. n° B07BLMJDXD)</td></tr><tr><td>Manchon d’enroulement de fil électrique 31mm/1,22 pouces</td><td>Amazon</td><td>B0848S3S6T</td><td>Différents diamètres de gaines thermorétractables sont disponibles via Amazon.</td></tr><tr><td>Souris BALB/cByJ</td><td>Charles River</td><td>Code de souche 627</td><td></td></tr><tr><td>Souris C57BL/6</td><td>Charles River</td><td>Code de souche 664</td><td></td></tr><tr><td>Non toxique Latex Colle</td><td>Déchirure Réparateur</td><td>Tissu & Adhésif pour cuir</td><td>Également disponible également via Amazon (réf. n° B001RQCTUU)</td></tr><tr><td>Outil de poinçonnage Outil d’art à la main</td><td>Amazon</td><td>B07QPWNGBF</td><td>Vendu par amazon en tant qu’outils de travail du cuir 1-25mm Rond en acier Coupe-artisanat en cuir Travail pour sangle de ceinture</td></tr><tr><td>Couvertures de reliure en PVC Transparent</td><td>Amazon</td><td>B078BNLSNP</td><td>Toute feuille de PVC transparente de ticknes entre 0,150 mm et 0,180 mm convient</td></tr><tr><td>Tampon auto-adhésif Éponge Ruban de mousse double face</td><td>Amazon</td><td>B07RHDZ35J</td><td>Vendu par amazon en tant que 2 rouleaux de ruban adhésif en mousse double face, ruban de montage blanc super résistant Autocollants</td></tr><tr><td>de sceau transparent (cercles de 20 mm de diamètre)</td><td>Amazon</td><td>B01DAA6X66</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle à base de capsules pour l’infestation immature des stades de tiques dures sur des souris de laboratoire

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

Les tiques sont des parasites d’alimentation sanguine obligatoires à tous les stades de développement (à l’exception des œufs) et sont reconnues comme vecteurs de divers agents pathogènes. L’utilisation de modèles de souris dans la recherche sur les tiques est essentielle pour comprendre leurs interactions biologie et tiques-hôtes-pathogènes. Ici, nous démontrons une technique non laborieuse pour l’alimentation des stades immatures de tiques dures sur les souris de laboratoire. L’avantage de la méthode est sa simplicité, sa courte durée et sa capacité à surveiller ou à collecter des tiques à différents moments d’une expérience. En outre, la technique permet l’attachement de deux capsules individuelles sur la même souris, ce qui est bénéfique pour une variété d’expériences où deux groupes différents de tiques sont nécessaires pour se nourrir sur le même animal. La capsule non irritante et flexible est faite à partir de matériaux facilement accessibles et minimise l’inconfort des animaux expérimentaux. En outre, l’euthanasie n’est pas nécessaire, les souris récupèrent complètement après l’expérience et sont disponibles pour une réutilisation.

Nous proposons la méthode détaillée étape par étape pour nourrir les stades immatures de tiques dures dans des capsules de mousse EVA appliquées sur le dos d’une souris (figure 2). Ce protocole non laborieux convient à différents types d’expériences lorsque la surveillance et la collecte précises des tiques sont nécessaires. Les principaux avantages de cette méthode sont sa simplicité, ses matériaux facilement accessibles et rentables et sa courte durée. En outre, nous avons réussi à attache...

Dans cette étude, un système d’alimentation pour les stades nymphaux et larvaires de la tique dure a été développé à l’aide d’une capsule attachée à la souris de laboratoire. La capsule d’alimentation est faite à partir de matériaux flexibles et reste fermement attachée à la souris pendant au moins une semaine et permet une surveillance confortable de l’alimentation des tiques.

Un modèle à base de capsules pour l’infestation immature des stades de tiques dures sur des souris de laboratoire

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of ...

Notre technique convient à divers types d’expériences, mais notre modèle de souris est nécessaire pour nourrir les tiques et est nécessaire pour garder les tiques dans la zone fermée pour une collecte facile et la surveillance. L’avantage de cette méthode simple est l’efficacité, la courte durée, et la capacité de surveiller ou de recueillir des tiques à différents moments d’une expérience. Notre système est adapté pour étudier la biologie des tiques, les interactions hôte-vecteur pathogène ou d’évaluer différentes mesures de contrôle de ces arthropodes médicalement importants.Cette méthode exige la précision et l’attention aux détails car les stades immatures de tiques sont petits et les nourrir sur des souris nécessite que la capsule fermée soit fermement attachée à la souris pendant plusieurs jours. Commencez par coller ensemble une mousse EVA de deux millimètres, une mousse collante double adhésif. Utilisez un poinçon trou en cuir de 20 millimètres de diamètre pour couper un cercle des morceaux de mousse.Ensuite, utilisez un poinçon trou de 12 millimètres pour couper l’intérieur. Peler la bande de papier protectrice de la mousse collante double adhésif et fixer un cercle en plastique transparent de 20 millimètres à la mousse. Si vous nourrissez les larves, n’enlevez pas la bande de papier protectrice de la mousse adhésive et procédez directement à l’attache de la capsule.Faire une fente d’un centimètre dans le plastique transparent, puis utiliser une broche entomologique pour créer au moins 10 petits trous pour l’évaporation de l’humidité au cours de l’expérience. Après que la souris a été anesthésiée placez-la sur le tampon de manipulation et fixez un cône de nez pour l’approvisionnement continu d’isoflurane. Assurez-vous que le taux respiratoire est inférieur à 80 respirations par minute en ajustant le niveau d’isoflurane.Raser la partie antérieure de la souris derrière les omoplates jusqu’à la zone juste derrière les oreilles créant une zone rasée qui est supérieure à la surface de la capsule. Appliquez de la colle au latex non irritante sur l’ensemble du site de mousse EVA de la capsule et attendez une minute. Placez la capsule sur le dos de la souris et appliquez une pression constante pendant trois minutes, surtout sur le côté gauche et droit de la capsule.Soulevez légèrement la capsule pour vérifier visuellement son attachement à la peau. Pour assurer l’attachement ferme de la capsule appliquer une légère pression constante de trois minutes avec les doigts en particulier sur le côté gauche et droit de la capsule. Si des régions non attachées sont trouvées, appliquer plus de colle à l’aide d’une spatule et presser encore trois minutes.Si une région de non-attachement se forme pendant l’expérience, corrigez-la de la même manière. Introduire des nymphes individuelles dans la capsule par l’intermédiaire de la fente d’un centimètre. Presser légèrement la capsule de deux côtés pour permettre au plastique transparent de se plier puis pousser la nymphe à l’intérieur de la capsule.Tournez les forceps à 90 degrés et retirez-les. Pour l’infestation des larves, retirer le glissement de papier de la capsule attachée et placer la seringue avec les larves directement à l’intérieur. Déposez les tiques en poussant le piston de seringue puis tournez doucement le piston vers la peau pour enlever les larves attachées restantes.Une fois que les larves sont déposées sur la peau fermer la capsule en attachant le cercle en plastique transparent. Couper une bande de 3,5 millimètres de la bande de plastique protectrice et appliquer la bande de plastique protectrice autour de la capsule, puis retourner la souris à la cage. Pour recueillir les tiques, créer une coupe en forme de croix dans le plastique avec un scalpel et utiliser des forceps pour recueillir les tiques.Si nécessaire, refermer la capsule en collant un patch en plastique adhésif sur le plastique transparent. le même patch en plastique peut être utilisé si la collecte des tiques à plusieurs moments est nécessaire. Alternativement, la souris peut être euthanasiée et les tiques recueillies ou détachées manuellement après l’enlèvement de la capsule.Pour une récupération réussie des souris, gardez-les dans une cage pendant une semaine supplémentaire et laissez les capsules se détacher naturellement. Une fois la capsule éteinte, vérifiez les réactions anormales sur la peau. Appliquer n’importe quelle lotion émolliente en cas d’irritation.Ce protocole permet d’alimenter les tiques dures immatures dans des capsules de mousse EVA appliquées sur le dos d’une souris. L’utilisation du séchage rapide et de la colle au latex non irritante garantit que la capsule est fermement attachée dans les trois minutes et reste attachée pendant au moins sept jours. L’attachement de deux capsules permet de nourrir deux groupes différents de tiques sur le même animal.En outre, le rétablissement complet des souris après les expériences, permet de réutiliser les animaux et d’éviter l’euthanasie. Ce système a été utilisé avec succès pour nourrir les nymphes ixodes ricinus. Un taux de réussite modéré à élevé d’engorgement a été réalisé dans deux souches différentes de souris.Dans les deux souches, toutes les nymphes ont terminé l’alimentation dans les quatre à cinq jours tandis que la majorité est tombée le quatrième jour. Lorsque vous essayez ce protocole, il est important de raser une zone suffisante de la peau de la souris et d’attacher efficacement la capsule pour éviter son détachement accidentel pendant l’expérience. Outre l’étude de la biologie fondamentale des tiques, cette méthode peut être utilisée pour explorer la transmission des pathogènes de la tique à l’hôte ou de l’hôte aux tiques.En outre, la possibilité de réutiliser la souris offre une possibilité de réinfestations multiples qui peuvent être bénéfiques pour des études immunologiques ou l’étude de différentes transmissions pathogènes transmises par les tiques.

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Nous avons mis au point un système simple et versatile pour nourrir les tiques dures sur des lapins de laboratoire. Notre protocole non-laborieux utilise des matériaux facilement accessibles et peut être ajusté selon les besoins des divers paramètres expérimentaux. La méthode permet de surveillance confortable et/ou un échantillonnage des tiques pendant toute la période d’alimentation.

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