Name: Couplage de la capture du carbone d’une centrale électrique avec des étangs ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-08-14T16:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 17 s
Description: Découvrez la culture de microalgues avec capture du carbone industriel en utilisant un système semi-automatique contrôlé par capteur de pH. Cette méthode permet de surveiller la croissance en temps réel et de réduire les émissions de CO2 des centrales électriques.

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Ce travail a été soutenu par le projet de banc d’essai régional de matières premières algales, U.S. Department of Energy DE-EE0006269. Nous remercions également Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, le personnel de la centrale électrique UA et le personnel de la centrale électrique TEP pour toute leur aide.

1. Système de croissance: réglages d’étang de piste de course ouvert en plein air
<ol><li>Installez les bassins ouverts de l’hippodrome à proximité de la source de gaz de combustion (contenant 8 à 10 % de CO2). Assurez-vous que l’eau et l’électricité sont disponibles à l’emplacement du réacteur de l’étang et que le réacteur n’est pas à l’ombre la majeure partie de la journée (figure 1).</li>
	<li>Capter les gaz de combustion pendant le processus de postcombustion à l’aide d’un tuyau de carburant de 0,95 cm, quelques mètres avant que les gaz de combustion ne pénètrent dans la cheminée pour être rejetés dans l’atmosphère (figure 2).</li>
	<li>Retirez l’eau des gaz de combustion à l’aide d’un piège à eau de 20 L et d’un condenseur (longueur de la bobine ~ 12 m) entre la cheminée et le compresseur (Figure 2). REMARQUE: Les gaz de combustion contiennent généralement environ 9\u201213,8% d’eau28. De plus, le condenseur et le pipeline refroidissent les gaz de combustion16.</li>
	<li>Connectez les capteurs suivants à une centrale de mesure pour surveiller la croissance des algues : (1) un capteur de densité optique en temps réel29, qui mesure l’absorbance à deux longueurs d’onde – 650 et 750 nm – et peut détecter une concentration maximale de cellules algales de 1,05 g/L ; 2° un capteur d’OD; 3° les thermocouples d’air et d’étang; 4° un capteur de pH; et (5) un capteur EC. REMARQUE: De plus, les capteurs de pH et d’EC sont connectés à un émetteur. La configuration de l’unité d’enregistrement de données est illustrée à la figure 3.</li>
	<li>Assurez-vous que tous les composants du système de croissance des algues sont étalonnés et fonctionnent correctement avant l’inoculation.</li>
</ol>2. Système de contrôle du pH
<ol><li>Gérer l’injection de gaz de combustion à l’aide d’un compresseur, d’un système de vanne de régulation et du programme d’enregistreur de données, comme illustré à la Figure 2 et à la Figure 3 (Matériau supplémentaire A).</li>
	<li>Utilisez un tube pour diriger les gaz de combustion de la vanne de régulation vers le fond de l’étang de la piste à travers un diffuseur en pierre.</li>
	<li>Injectez les gaz de combustion dans le système de croissance en fonction du pH. Lorsque la valeur du pH est supérieure à 8,05, le système injectera des gaz de combustion, tandis que lorsque le pH est inférieur à 8,00, le système arrêtera l’injection de gaz de combustion en période d’absence de croissance. Le débit est mesuré en litres standard par minute (SLPM). REMARQUE: Dans la vanne de régulation, la pression des gaz de combustion d’entrée est limitée à un maximum de 50 psi.</li>
</ol>3. Sélection des algues et maintien des souches (lumière et température)
NOTE: L’algue verte Chlorella sorokiniana DOE 1412 a été isolée par Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 et sélectionnée par la National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB); sa sélection a été basée sur les études précédentes de caractérisation des souches réalisées par Huesemann et al.32,33 . Leurs recherches sur le criblage des algues, la productivité de la biomasse et la culture simulée par le climat (p. ex., la température et la lumière) dans la région du Sud-Ouest lors de l’utilisation d’étangs extérieurs ouverts ont éclairé la méthode utilisée dans ce projet.
<ol><li>Maintenir les cultures à température ambiante (25 °C) en utilisant un cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h.</li>
	<li>Maintenir l’intensité lumineuse à 200 μM/m2/s pour l’entretien de la culture cultivée sur plaques et dans de petites cultures liquides (50 mL à 500 mL).</li>
	<li>Maintenir l’intensité lumineuse pour la mise à l’échelle cultivée dans des cultures liquides de 50 mL à 500 mL à 400 μM/m2/s, et des cultures liquides de 5 L à 20 L à 600\u2012800 μM/m2/s.</li>
</ol>4. Mise à l’échelle et contrôle de la qualité
<ol><li>Préparer le milieu de culture BG11 à l’aide d’eau désionisée et des sels suivants, pour les macronutriments, en g/L : 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 Na2CO3; ajouter 1 mL/L de solution d’oligo-éléments, qui contient les micronutriments suivants en g/L : 2,86H3 BO 3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O. REMARQUE: Pour l’inoculation sur plaque et / ou le stockage à long terme, ajouter 7,5 g / L de gélose Bacto; pour l’inoculation de culture, aucun ajout de gélose n’est nécessaire. Stériliser le milieu de culture dans l’autoclave pendant 21 min à 121 °C.</li>
	<li>Versez le milieu BG11 avec gélose dans des boîtes de Petri dans une hotte à flux laminaire stérile ou une armoire de biosécurité. Une fois les plaques fermes et fraîches, pipeter 500 μL à partir d’une culture d’algues congelées en suspension et ajouter l’ampicilline (100 μg/mL); incuber les plaques d’algues dans une table agitatrice (120 tr/min) pendant 1 à 2 semaines.</li>
	<li>Utilisez une boucle stérile pour sélectionner une seule colonie d’algues dans une plaque de culture et l’inoculer dans un tube de 50 mL contenant un milieu de croissance stérile dans une armoire de biosécurité propre. Cultivez la petite culture liquide sur une table agitatrice (120 tr/min) pendant une semaine.</li>
	<li>Transférer 50 mL de culture d’algues (phase de croissance linéaire, OD750nm ≥ 1) dans une fiole de 1 L avec un milieu liquide de 500 mL. Équipez chaque flacon d’un bouchon en caoutchouc et d’un tube en acier inoxydable pour assurer l’aération. Filtrer l’air à l’aide de filtres de stérilisation à l’air de 0,2 μm. Laissez la culture grandir pendant une à deux semaines. Surveiller la densité cellulaire à l’aide d’un spectrophotomètre (OD750nm).</li>
	<li>Placer la culture liquide de 500 mL dans un carboy de 10 L contenant 8 L de milieu de culture non stérile et injecter un mélange de 5% de CO2 et 95% d’air. Ensuite, cultivez les algues dans les mêmes conditions qu’à l’étape 4.4.</li>
	<li>Surveiller les cultures sur plaques mères et liquides (aux étapes 4.2\u20124.5) une fois par semaine. Prenez une aliquote et observez-la au microscope à un grossissement de 10x et 40x pour assurer la croissance de la souche désirée. Conserver les cultures jusqu’à ce qu’elles aient été compromises ou utilisées pour des expériences. Jeter les cultures contaminées.</li>
</ol>5. Préparation de milieu concentré pour la culture en étang ouvert
<ol><li>Pour préparer la solution d’oligo-éléments, remplissez partiellement une fiole jaugée de 1 L avec de l’eau distillée (DW). Insérez une barre d’agitation magnétique et ajoutez les produits chimiques indiqués dans le tableau 1 séquentiellement. Assurez-vous que chaque ingrédient se dissout avant l’ajout du constituant suivant. Retirez l’aimant et remplissez la fiole jusqu’à la marque de volume de 1 L.</li>
	<li>Remplissez partiellement une bouteille en verre de 1 L avec DW et insérez la barre d’agitation magnétique. Placez le récipient sur le dessus d’une plaque d’agitateur magnétique et ajoutez les produits chimiques pour le volume final du réacteur, en les ajoutant séquentiellement, en veillant à ce que chacun se dissolve complètement. Le tableau 2 énumère les produits chimiques à préparer 1 L de milieu, donc multipliez toutes les valeurs par le volume final du réacteur. Remplir le flacon en verre à 1 L.</li>
</ol>6. Inoculation d’étang de piste ouverte en plein air
<ol><li>Nettoyez soigneusement le réacteur à l’aide de 30% d’eau de Javel avant chaque inoculation et après la récolte. Il est recommandé de laisser l’eau de Javel pendant la nuit. Rincez bien le réacteur pour éliminer tout l’eau de Javel.</li>
	<li>Calibrer tous les capteurs avant l’inoculation des algues selon leur procédure d’étalonnage correspondante.</li>
	<li>Diluer le milieu concentré (à l’étape 5) à l’aide de la source d’eau en remplissant l’étang de l’hippodrome jusqu’à 80%.</li>
	<li>Inoculer le réacteur à l’aide d’un carboy de 10 L rempli d’algues (phase de croissance linéaire OD750nm > 2) et l’amener à son volume final.</li>
	<li>Acclimater les microalgues en ombrageant partiellement l’étang de l’hippodrome avec des palettes en bois pendant ~ 3 jours (Figure 4), une fois la phase exponentielle passée, comme stratégie d’adaptation pour éviter la photoinhibition. NOTE: Cette période donnera également le temps aux microalgues de s’adapter au stress causé par l’injection directe de gaz de combustion.</li>
</ol>7. Expérience de croissance par lots à la centrale
<ol><li>Inspectez et enregistrez toutes les variations quotidiennes, y compris l’évaporation de l’eau, le moteur à roue à aubes, la fonctionnalité du capteur et tout ce qui sort de l’ordinaire.</li>
	<li>Vidangez et inspectez le compresseur et le piège à eau tous les jours pour éliminer tout excès d’eau afin de minimiser la corrosion, car les gaz de combustion sont très corrosifs34.</li>
	<li>Configurez l’enregistreur de données pour scanner chaque mesure de capteur toutes les 10 s et pour stocker les données moyennes toutes les 10 minutes. Ceux-ci incluent DO, pH, EC, densité optique en temps réel ainsi que la température de l’air et du réacteur.</li>
</ol>8. Échantillonnage et surveillance discrets
<ol><li>Assurez-vous que le niveau d’eau reste constant au volume final du réacteur, sinon la mesure de la densité optique sera affectée.</li>
	<li>Après avoir reconstitué l’eau dans le réacteur, prélever un échantillon de 5 mL pour les mesures de masse cellulaire par densité optique (540, 680 et 750 nm) à l’aide d’un spectrophotomètre ultraviolet-visible. Répétez le processus tous les jours.</li>
	<li>Prélever un échantillon de 500 mL trois fois par semaine pour des observations au microscope et la concentration de biomasse en fonction du poids sec sans cendres (AFDW).<ol>
<li>Effectuez des observations au microscope avec des objectifs 10x et 40x. De plus, ces grossissements au microscope sont utilisés dans le cadre du contrôle de la qualité des algues décrit à l’étape 4.6.</li>
		<li>Utiliser 400 mL de l’échantillon à l’étape 8.3 pour l’AFDW<ol>
<li>Placez chaque filtre en microfibre de verre de 0,7 μm dans un plateau en aluminium et prétraitez chaque plateau/filtre en aluminium à l’aide d’un four pendant 4 h à 540 °C.</li>
			<li>Étiquetez chaque plateau en aluminium à l’aide d’un crayon n ° 2, enregistrez son poids (A) et placez-le dans l’appareil de filtre à vide.</li>
			<li>Remuer vigoureusement l’échantillon d’algues avant de mesurer un volume à filtrer. Filtrer suffisamment d’échantillon d’algues pour obtenir une différence de poids de cendres avant / après comprise entre 8 et 16 mg. Choisissez une différence de poids à utiliser tout au long de l’expérience et gardez cette valeur constante.</li>
			<li>Placer chaque filtre contenant l’échantillon d’algues dans son plateau de feuille dans le four à 105 °C pendant au moins 12 h.</li>
			<li>Retirez le plateau/filtre en aluminium du four de séchage et placez-le dans un dessiccateur en verre pour éviter l’absorption d’eau. Enregistrez le poids de chaque plateau/filtre de feuille (B).</li>
			<li>Placez le plateau/filtre à feuille dans le four à moufle à 540 °C pendant 4 h.</li>
			<li>Éteignez le four à moufles, refroidissez les plateaux/filtres en aluminium, placez-les dans le dessiccateur et enregistrez le poids de chaque plateau/filtre en aluminium (C).</li>
			<li>Calculer l’AFDW à l’aide de l’analyse gravimétrique : % AFDW= C – A x 100 / B</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tenir 2 L d’algues avant la récolte pour l’analyse d’extraction lipidique assistée par micro-ondes (MAE) à l’aide de solvants.<ol>
<li>Centrifuger l’échantillon d’algues à une force centrifuge relative (RFC) de 4 400 x g pendant 15 min. Prenez la pastille d’algues et séchez-la au four à 80 °C pendant au moins 24 h.</li>
		<li>Broyer l’échantillon d’algues et peser la poudre d’algues (la biomasse recommandée varie de 0,3 g à 0,5 g).</li>
		<li>Ajouter la poudre d’algues (biomasse d’algues sèches) dans les récipients Xpress du système de réaction accélérée par micro-ondes (MARS), ajouter 10 mL de solution de solvant chloroforme:méthanol (2:1, v/v) sous le capot, fermer les récipients et laisser reposer toute la nuit.</li>
		<li>Placez les récipients dans la machine MARS à l’aide du capteur de solvant pendant 60 min à 70 °C et 800 W de puissance.</li>
		<li>Sortez les vaisseaux du MARS et laissez-les refroidir sous le capot.</li>
		<li>Utilisez un entonnoir et de la laine de verre pour séparer la partie liquide qui contient du chloroforme, du méthanol et des lipides en transférant chaque échantillon liquide dans un tube à essai en verre pré-pesé et en conservant les solides (biomasse exempte de lipides) pour d’autres analyses.</li>
		<li>Apportez les tubes à essai contenant les lipides à l’évaporateur d’azote, retirez-les une fois le liquide évaporé, puis laissez les tubes pendant la nuit sous le capot pour assurer une sécheresse complète.</li>
		<li>Calculer la teneur en lipides (en poids) à l’aide d’une analyse gravimétrique: Teneur en lipides (en poids) = Biomasse sèche des lipides x 100/ Masse d’algues sèches</li>
	</ol>
</li>
</ol>9. Récolte d’algues et rotation des cultures
<ol><li>Récoltez 75% du volume total de culture d’algues lorsque la culture est proche d’atteindre la phase stationnaire. Prenez 2\u20125 L de culture pour effectuer des analyses de productivité de la biomasse en laboratoire. Traiter et convertir le reste des algues en produits algales souhaités.</li>
	<li>Repoussez l’étang ouvert de l’hippodrome en utilisant les 25% d’algues restantes comme inoculum. Ajouter de l’eau jusqu’à 80 % du volume total du réacteur, ajouter le milieu concentré, puis terminer le remplissage jusqu’au volume final du réacteur si nécessaire.</li>
	<li>Cultivez la souche d’algues appropriée en fonction de la saison, en fonction des conditions de température et d’intensité lumineuse.</li>
</ol>10. Gestion des données
<ol><li>Enregistrez les données dans l’enregistreur de données et collectez-les pour analyse comme à l’étape 7.3.</li>
	<li>Envisagez d’enregistrer les données brutes et analysées dans le lecteur de partage RAD (Regional Algal Feedstock Testbed). Les collaborateurs du projet RAFT apportent leurs données pour simuler et modéliser la productivité des algues et valider la culture en plein air.</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans cette étude, nous démontrons qu’il est possible de coupler de manière synergique le captage du carbone des gaz de combustion et la culture de microalgues dans un climat chaud semi-aride. Le protocole expérimental pour le système d’étang de piste semi-automatisé intègre une technologie de pointe pour surveiller en temps réel les paramètres pertinents qui sont en corrélation avec la croissance des algues lors de l’utilisation de gaz de combustion comme source de carbone. Le protocole proposé vise à réduire l’incertitu...

Le réchauffement climatique est l’un des problèmes environnementaux les plus importants auxquels le monde est confronté aujourd’hui1. Des études suggèrent que la cause principale est l’augmentation des émissions de gaz à effet de serre (GES), principalement du CO2, dans l’atmosphère en raison des activités humaines 2,3,4,5,6,7. Aux États-Unis, la plus grande densité d’émissions de CO2 provient principalement de la combustion de combustibles fossiles dans le secteur de l’énergie, en particulier des centrales de production d’électricité 3,7,8,9. Ainsi, les technologies de captage et d’utilisation du carbone (CCU) sont devenues l’une des principales stratégies pour réduire les émissions de GES 2,7,10. Il s’agit notamment de systèmes biologiques qui utilisent la lumière du soleil pour convertir le CO2 et l’eau via la photosynthèse, en présence de nutriments, en biomasse. L’utilisation de microalgues a été proposée en raison du taux de croissance rapide, de la capacité élevée de fixation du CO2 et de la capacité de production élevée. De plus, les microalgues ont un large potentiel de bioénergie parce que la biomasse peut être convertie en produits d’intérêt, tels que les biocarburants qui peuvent remplacer les combustibles fossiles 7,9,10,11,12.
Les microalgues peuvent se développer et réaliser une conversion biologique dans une variété de systèmes de culture ou de réacteurs, y compris les étangs de piste ouverts et les photobioréacteurs fermés 13,14,15,16,17,18,19. Les chercheurs ont étudié les avantages et les limites qui déterminent le succès du bioprocessus dans les deux systèmes de culture, dans des conditions intérieures ou extérieures 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Les étangs ouverts sont les systèmes de culture les plus courants pour le captage et l’utilisation du carbone dans les situations où les gaz de combustion peuvent être distribués directement à partir de la cheminée. Ce type de système de culture est relativement peu coûteux, facile à mettre à l’échelle, a de faibles coûts énergétiques et a de faibles besoins en énergie pour le mélange. De plus, ces systèmes peuvent facilement être colocalisés avec la centrale électrique pour rendre le processus CCU plus efficace. Cependant, certains inconvénients doivent être pris en compte, tels que la limitation du transfert de masse de gaz / liquide CO2. Bien qu’il y ait des limites, les étangs de piste ouverts ont été proposés comme le système le plus approprié pour la production extérieurede biocarburants à microalgues 5,9,11,16,20.
Dans cet article, nous détaillons une méthode de culture de microalgues dans des étangs ouverts qui combine la capture du carbone des gaz de combustion d’une centrale électrique au gaz naturel. La méthode consiste en un système semi-automatisé qui contrôle l’injection de gaz de combustion en fonction du pH de culture; le système surveille et enregistre l’état de la culture de Chlorella sorokiniana en temps réel à l’aide de capteurs de densité optique, d’oxygène dissous (OD), d’électroconductivité (EC) et de température de l’air et de l’étang. Les données sur la biomasse algale et l’injection de gaz de combustion sont collectées par un enregistreur de données toutes les 10 minutes à l’installation électrique de Tucson. Le maintien de la souche d’algues, la mise à l’échelle, les mesures de contrôle de la qualité et la caractérisation de la biomasse (par exemple, corrélation entre la densité optique, g / L et la teneur en lipides) sont effectués dans un laboratoire de l’Université de l’Arizona. Un protocole précédent décrivait une méthode d’optimisation des paramètres des gaz de combustion afin de favoriser la croissance des microalgues dans les photobioréacteurs par simulation informatique26. Le protocole présenté ici est unique en ce sens qu’il utilise des étangs ouverts et est conçu pour être mis en œuvre sur place dans une centrale au gaz naturel afin d’utiliser directement les gaz de combustion produits. De plus, les mesures de densité optique en temps réel font partie du protocole. Le système tel que décrit est optimisé pour un climat semi-aride chaud (Köppen BSh), qui présente de faibles précipitations, une variabilité significative des précipitations d’une année à l’autre, une faible humidité relative, des taux d’évaporation élevés, un ciel dégagé et un rayonnement solaire intense27.

<table><tbody><tr><td>Moteur à vitesse réglable (système de roue à aubes)</td><td>Leeson</td><td>174307</td><td>Lesson 174307.00, type : SCR Voltage ; Ampères :10</td></tr><tr><td>Bateaux de poids en aluminium</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-732-102</td><td>Fisherbrand Plats de pesée en aluminium</td></tr><tr><td>Fer ammonium (III) (NH ?) ? [Fe(C ?H ? O ?) ?]</td><td>Fisher Scientific</td><td>1185 - 57 - 5</td><td>Préparation du milieu. Citrate de fer d’ammonium(III)</td></tr><tr><td>Phosphate d’ammonium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7722-76-1</td><td>Ce produit chimique est utilisé pour le milieu optimisé</td></tr><tr><td>Ampicilline sel sodique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A9518-5G</td><td>Ce produit chimique est utilisé pour éviter la contamination par les algues</td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>Amerex Instrument Inc</td><td></td><td>Hirayama HA300MII</td></tr><tr><td>Bacto agar</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP1423500</td><td>Fisher BioReagents Eau de Javel gélose granulée</td></tr><tr><td></td><td>Eau de Javel germicide Clorox</td><td></td><td></td>, concentré clorox</tr><tr><td>Acide borique (H3BO3)</td><td>Fisher Scientific</td><td>10043-35-3</td><td>Oligo-éléments : Acide borique</td></tr><tr><td>Chlorure de calcium dihydraté (CaCl2*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10035-04-8</td><td>Préparation du milieu. Chlorure de calcium dihydraté</td></tr><tr><td>Carboys (20 L)</td><td>Nalgene - Thermo Fisher Scientific</td><td>2250-0050PK</td><td>Carboy en polypropylène avec</td></tr><tr><td>poignées Centrifugeuse</td><td>Beckman Coulter, Inc</td><td></td><td>J2-21</td></tr><tr><td>Chloroforme</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-66-3</td><td>Ce produit chimique est utilisé pour l’extraction des lipides</td></tr><tr><td>Citraplex 20 % Iron</td><td>Loveland Products</td><td>SDS No. 1000595582 -17-LPI</td><td>https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info</td></tr><tr><td>Hexahydrate de nitrate de cobalt (II) (Co(NO3)2*6H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10026-22-9</td><td>Oligo-éléments : Hexahydrate de nitrate de cobalt (II)</td></tr><tr><td>Compresseur</td><td>Makita</td><td>MAC700</td><td>Cet équipement est utilisé pour le système d’injection de CO2</td></tr><tr><td>Vanne de régulation</td><td>Sierra Instruments</td><td>SmartTrak 100</td><td>Cet article doit être personnalisé pour votre application. Dans notre cas, il a été utilisé un mélange de 5 % de CO2 et 95 % d’air.</td></tr><tr><td>Sulfate de cuivre (II) pentahydraté (CuSO4*5H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758-99-8</td><td>Oligo-éléments : Sulfate de cuivre (II) pentahydraté</td></tr><tr><td>Enregistreur de données : Unité Campbell CR3000</td><td>Scientific Campbell</td><td>CR3000</td><td>Cet équipement est utilisé pour contrôler l’ensemble du système, la conduite et l’enregistrement</td></tr><tr><td>des données Dissolvde Oxygen Solution</td><td>Campbell Scientific</td><td>14055</td><td>Solution d’électrolyte d’oxygène dissous DO6002 - Lot No. 211085</td></tr><tr><td>Sonde à oxygène dissous</td><td>Sensorex</td> <td>?</td><td>Capteur d’oxygène dissous DO6400/T avec communication numérique</td></tr><tr><td>Solution d’étalonnage d’électroconductivité</td><td>Ricca Chemical Company</td><td>2245 - 32 ( R2245000-1A )</td><td>Étalon de conductivité, 5000 uS/cm à 25C (2620 ppm TDS sous forme de NaCl)</td></tr><tr><td>Sonde d’électroconductivité</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI3003/D</td><td>Sonde de conductivité à flux continu - Capteur NTC, connecteur DIN, câble de 3m</td></tr><tr><td>Acide éthylènediaminetétraacétique sel disodique dihydraté (Na2EDTA*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>6381-92-6</td><td>Milieu Préparation : Acide éthylènediaminetétraacétique sel disodique dihydraté</td></tr><tr><td>Filtres</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-874-48</td><td>Whatman Filtres en microfibre de verre sans liant</td></tr><tr><td>Flacons</td><td>Fisher scientific</td><td>09-552-40</td><td>Pyrex Fernbach Flasks</td></tr><tr><td>Furnace</td><td>Hogentogler</td><td>Modèle : F6020C-80</td><td>Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Four à moufle</td></tr><tr><td>Dessiccateur en</td> <td>verreVWR International LLC</td><td>75871-430</td><td>Type 150, 140 mm de diamètre</td></tr><tr><td>Entonnoir en verre</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB6005865</td><td>Fisherbrand Entonnoirs réutilisables en verre à longue tige</td></tr><tr><td>Hotte à flux laminaire</td><td>Fisher Hamilton Safeair</td><td></td><td>Fisher Hamilton Hotte hume Stainless Safeair Sulfate</td></tr> de <tr><td>magnésium heptahydraté (MgSO4*7H2O)</td><td>Fisher Scientific</td><td>10034 - 99 - 8</td><td>Moyenne Préparation : Magnésium sulfate heptahydraté</td></tr><tr><td>Méthanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>67-56-1</td><td>Solvant d’extraction de lipides</td></tr><tr><td>Micro bulles Diffuseur Pentair</td><td>Aquatic Eco-Systems</td><td>1PMBD075</td><td>Cet équipement est utilisé pour le système d’injection de CO2</td></tr><tr><td>Microalgues : Chlorella Sorokiniana</td><td>NAABB</td><td>DOE 1412</td><td></td></tr><tr><td>Microoscope</td><td></td><td></td><td>Carl Zeiss 4291097</td></tr><tr><td>Assistant micro-ondes extraction</td><td>MARS, CEM Corportation</td><td></td><td>CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Système de réaction accéléré par micro-ondes. Modèle : 907601</td></tr><tr><td>MnCl2 * 4H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>13446-34-9</td><td>Chlorure de manganèse (II) tétrahydraté</td></tr><tr><td>Mortiers</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB961B</td><td>Fisherbrand porcelein</td></tr><tr><td>Évaporateur d’azote</td><td>Organomation</td><td></td><td>N-EVAP 112 Évaporateur d’azote (système de chauffage OA-SYS)</td></tr><tr><td>Four</td><td>VWR International LLC</td><td>89511-410</td><td>Four à air forcé</td></tr><tr><td>Roue</td><td></td><td></td><td>à aubes Hélice à axe horizontal à 8 pales. Cela fait généralement partie du réacteur à roue à aubes.</td></tr><tr><td>Moteur à roue à aubes</td><td>Leeson</td><td>M1135042.00</td><td>Leeson, Modèle : CM34025Nz10C ; 1/4 CV ; Volts 90 ; FR 34 ; 62 tours.</td></tr><tr><td>Pilons</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB961M</td><td>Fisherbrand Peseaux porcelein</td></tr><tr><td>Transmetteur de pH et EC</td><td>Hanna Instruments HI98143</td><td></td><td>Hanna Instruments HI98143-04 Transmetteur de pH et EC avec isolé galvanique 0-4V.</td></tr><tr><td>Solutions d’étalonnage du pH</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-643-003</td><td>Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles Sonde</td></tr><tr><td>de pH</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI1006-2005</td><td>Hanna Instruments HI1006-2005 Électrode de pH en téflon avec broche correspondante 5m.</td></tr><tr><td>Embouts Pippete</td><td>Fisher Scientific</td><td>1111-2821</td><td>1000 ul TipOne embout bleu gradué en claquettes</td></tr><tr><td>Pippetter</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-690-032</td><td>Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes :</td></tr><tr><td>Monocanal Cuvettes en plastique</td><td>Fisher scientific</td><td>14377017</td><td>BrandTech BRAND Cuvettes en plastique</td></tr><tr><td>Plaques</td><td>Fisher scientific</td><td>08-757-100D</td><td>Boîtes de Pétri bactériologiques Corning Falcon avec couvercle</td></tr><tr><td>Potasse</td><td></td><td></td><td>Ce produit chimique est utilisé pour la préparation du milieu optimisé. Il a été acheté dans une entreprise locale d’engrais</td></tr><tr><td>Phosphate de potassium dibasique (K2HPO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7758 -11 - 4</td><td>Moyen Préparation : Phosphate de potassium dibasique</td></tr><tr><td>Pyrex Bouteilles de stockage de supports réutilisables</td><td>Fisher scientific</td><td>06-414-2A</td><td>Bouteilles de 1 L et 2 L - PYREX GL45 Bouchons à vis avec joints d’étanchéité Raceway</td></tr><tr><td>Pond</td><td></td><td></td><td>Un équipement similaire peut être acheté à https://microbioengineering.com/products</td></tr><tr><td>Capteur de densité optique en temps réel</td><td>Université de l’Arizona</td><td></td><td>Cet équipement a été conçu et construit par un membre du groupe</td></tr><tr><td>RS232 Câble</td><td>Sabrent</td><td></td><td>Sabrent USB 2.0 vers série (9 broches) DB-9 RS-232 Converter Cable, Chipset prolifique, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 et supérieur] 2.5 pieds (CB-DB9P)</td></tr><tr><td>Shaker Table</td><td></td><td></td><td>Agitation des algues 150 tr/min</td></tr><tr><td>Carbonate de sodium (Na2CO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>497-19-8</td><td>Carbonate de sodium</td></tr><tr><td>Molybdate de sodium dihydraté (Na2MoO4*2H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>10102-40-6</td><td>Milieu Préparation : Molybdate de sodium dihydraté</td></tr><tr><td>Nitrate de sodium (NaNO3)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7631-99-4</td><td>Milieu Préparation : Nitrate de sodium</td></tr><tr><td>Spectophotomètre</td><td>Fisher Scientific Société</td><td>14-385-400</td><td>Thermo Fisher Scientific - Spectrophotomètre 10S UV-VIS GENESTYS cylindrique Support de cellule à long trajet ; détecteur de référence interne, lampe flash au xénon ; photodiode double silicium ; 240V, 50 à 60Hz sélectionné automatiquement.</td></tr><tr><td>Tubes à essai</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-961-27</td><td>Fisherbrand Tubes jetables en verre borosilicaté avec extrémité lisse (10 ml)</td></tr><tr><td>Thermocouples type K</td><td>Omega</td><td>KMQXL-125G-6</td><td></td></tr><tr><td>Urea</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>2067-80-3</td><td>Urée</td></tr><tr><td>Système de filtration sous vide</td><td>Fisher Scientific</td><td>XX1514700</td><td>MilliporePorte-filtre sous vide en verreSigma, 47 mm. Le système comprend : Fixation de flacon en verre rodé, support de filtre en verre fritté grossier et flacon</td></tr><tr><td>Pompe à vide Moteur</td> à courant alternatif électrique <td>Grainger</td><td></td><td>Marathon Protégé thermiquement G588DX - MOD 5KH36KNA510X. PV 1/4. RPM 1725/1425</td></tr><tr><td>Sulfate de zinc heptahydraté (ZnSO4*7H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>7446-20-0</td><td>Sulfate de zinc heptahydraté</td></tr></tbody></table>

couplage de la capture du carbone d’une centrale électrique avec des étangs ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues

Coupling Carbon Capture from a Power Plant with Semi-automated Open Raceway Ponds for Microalgae Cultivation

Aux États-Unis, 35 % des émissions totales de dioxyde de carbone (CO2) proviennent de l’industrie de l’énergie électrique, dont 30 % représentent la production d’électricité au gaz naturel. Les microalgues peuvent biofixer le CO2 10 à 15 fois plus rapidement que les plantes et convertir la biomasse algale en produits d’intérêt, tels que les biocarburants. Ainsi, cette étude présente un protocole qui démontre les synergies potentielles de la culture de microalgues avec une centrale au gaz naturel située dans le sud-ouest des États-Unis dans un climat chaud semi-aride. Des technologies de pointe sont utilisées pour améliorer le captage et l’utilisation du carbone via l’espèce d’algue verte Chlorella sorokiniana, qui peut être transformée en biocarburant. Nous décrivons un protocole impliquant un étang de course ouvert semi-automatisé et discutons des résultats de ses performances lorsqu’il a été testé à la centrale électrique de Tucson, à Tucson, en Arizona. Les gaz de combustion ont été utilisés comme principale source de carbone pour contrôler le pH, et Chlorella sorokiniana a été cultivée. Un milieu optimisé a été utilisé pour cultiver les algues. La quantité de CO2 ajoutée au système en fonction du temps a été étroitement surveillée. En outre, d’autres facteurs physicochimiques affectant le taux de croissance des algues, la productivité de la biomasse et la fixation du carbone ont été surveillés, notamment la densité optique, l’oxygène dissous (OD), l’électroconductivité (EC) et les températures de l’air et des étangs. Les résultats indiquent qu’un rendement en microalgues allant jusqu’à 0,385 g/L de poids sec sans cendres est atteignable, avec une teneur en lipides de 24%. Tirer parti des possibilités de synergie entre les émetteurs de CO2 et les producteurs d’algues peut fournir les ressources nécessaires pour accroître le captage du carbone tout en soutenant la production durable de biocarburants et de bioproduits d’algues.

Les résultats expérimentaux antérieurs de notre laboratoire indiquent que la culture de microalgues à l’aide d’un étang de course ouvert semi-automatisé peut être couplée à des processus de capture du carbone. Pour mieux comprendre la synergie entre ces deux processus (Figure 2), nous avons développé un protocole et l’avons adapté à la culture de l’espèce d’algue verte Chlorella sorokiniana dans des conditions extérieures dans un climat semi-aride chaud. Les gaz de combustion du gaz...

Un protocole est décrit pour utiliser le dioxyde de carbone dans les gaz de combustion des centrales électriques au gaz naturel pour cultiver des microalgues dans des étangs ouverts. L’injection de gaz de combustion est contrôlée à l’aide d’un capteur de pH et la croissance des microalgues est surveillée avec des mesures en temps réel de la densité optique.

Couplage de la capture du carbone d’une centrale électrique avec des étangs ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues

In the United States, 35% of the total carbon dioxide (CO2) emissions come from the electrical power industry, of which 30% represent natural gas ...

Ce système de culture semi-automatique contrôlé par un capteur de pH peut capturer directement les gaz de combustion des plans d’alimentation pour la culture des microalgues et peut surveiller la croissance des microalgues avec des mesures en temps réel. Le système de réacteur permet la capture et l’utilisation directes du carbone des gaz de combustion industriels pour faire pousser des microalgues dans des systèmes de canalisations semi-automatisées à bassin ouvert sur site. Le système peut être utilisé pour cultiver d’autres espèces d’algues et pour capturer le carbone de n’importe quelle centrale électrique.Pour mettre en place un bassin de canalisation ouvert, fixez un tuyau de carburant de 0,95 centimètre pour capturer les gaz de combustion pendant le processus de post-combustion, quelques mètres avant que les gaz de combustion n’entrent dans la cheminée pour être rejetés dans l’atmosphère. Placez un piège à eau de 20 litres et un condenseur d’environ 12 mètres entre la cheminée et le compresseur pour évacuer l’eau des gaz de combustion. Pour surveiller la croissance des algues, connectez un capteur de densité optique en temps réel qui mesure l’absorbance à 650 et 750 nanomètres, un capteur d’oxygène dissous, des thermocouples d’air et de bassin, un capteur de pH et un capteur d’électroconductivité à un enregistreur de données.Pour mettre en place un système de contrôle du pH, connectez un compresseur et un système de vanne de régulation au programme d’enregistrement de données pour gérer l’injection de gaz de combustion et utilisez un tube pour diriger les gaz de combustion de la vanne de régulation à travers un diffuseur de pierre jusqu’au fond du bassin de canalisation, puis réglez le système pour injecter des gaz de combustion lorsque la valeur du pH était supérieure à 8,05 et pour arrêter l’injection de gaz de combustion lorsque le pH est inférieur à huit. Pour mettre en place un système de culture d’algues, réglez la salle de culture à 25 degrés Celsius dans un cycle de lumière de 12 heures et d’obscurité de 12 heures, et utilisez des sels d’eau désionisés et des macro et micronutriments pour préparer le milieu de culture BG-11. À l’aide d’une boucle stérile, sélectionnez une seule colonie d’algues dans la plaque de culture et inoculez les algues dans un tube de 50 millilitres contenant un milieu de croissance stérile dans une enceinte de biosécurité propre.Cultivez la petite culture liquide sur une table vibrante à 120 tours par minute pendant une semaine. À la fin de l’incubation, transférez tout le volume de culture d’algues dans 500 millilitres de culture liquide dans une fiole d’un litre et fermez la fiole à l’aide d’un bouchon en caoutchouc muni d’un tube en acier inoxydable pour assurer l’aération. Filtrez l’air avec des filtres de stérilisation de l’air de 0,20 micron et laissez la culture se développer pendant encore une à deux semaines à l’aide d’un spectrophotomètre pour surveiller quotidiennement la densité cellulaire.À la fin de la période de culture, ajoutez 500 millilitres de culture d’algues liquides à huit litres de milieu de culture non stérile dans une tourie de 10 litres et injectez un mélange de 5 % de dioxyde de carbone et de 95 % d’air dans la tourie. Surveillez la plaque mère et les cultures liquides au microscope optique aux grossissements de 10 et 40X une fois par semaine pour assurer la croissance de la souche d’intérêt. Pour inoculer un bassin de canalisation extérieur ouvert avec des algues, nettoyez d’abord soigneusement le réacteur pendant la nuit avec 30 % d’eau de Javel.Rincez le réacteur le lendemain matin jusqu’à ce que tout l’eau de Javel ait été éliminée et calibrez tous les capteurs selon leurs procédures d’étalonnage correspondantes. Remplissez le bassin du raceway jusqu’à 80 % avec de l’eau pour diluer le milieu concentré et inoculez le bassin avec la tourie de 10 litres de culture d’algues. Amenez l’étang à son volume final, puis ombragez partiellement l’étang du raceway avec des palettes en bois pendant environ trois jours comme stratégie d’adaptation pour éviter la photoinhibition afin de permettre aux microalgues de s’acclimater au système de culture.Pour effectuer une expérience de croissance par lots, inspectez et enregistrez toutes les variations quotidiennes, y compris l’évaporation de l’eau, le fonctionnement du moteur de la roue à aubes et du capteur, ou tout autre élément inhabituel. Vidangez et inspectez quotidiennement le compresseur et le siphon d’eau pour permettre l’évacuation de tout excès d’eau et pour minimiser la corrosion des gaz de combustion. Configurez l’enregistreur de données pour qu’il scanne chaque mesure de capteur toutes les 10 secondes et pour stocker les données moyennes du capteur et de température de l’air et du réacteur toutes les 10 minutes.Assurez-vous que le niveau d’eau reste constant au volume final du réacteur pour ne pas affecter la mesure de la densité optique. Après avoir rempli l’eau du réacteur, prélever un échantillon de biomasse d’algues à l’aide d’une bouteille de 250 millilitres. Mesurez la densité optique dans le spectrophotomètre.Vérifiez la qualité de la culture d’algues trois fois par semaine par microscopie optique. Lorsqu’une culture est sur le point d’atteindre la phase stationnaire, récoltez 75 % du volume total de la culture d’algues et utilisez deux à cinq litres de suspension de culture pour effectuer une analyse de la productivité de la biomasse en laboratoire, puis traitez et convertissez le reste des algues en produits d’algues souhaités. Ici, une comparaison entre le capteur et les mesures de laboratoire peut être observée.Les deux élevages montrent des tendances similaires, les données augmentant en fonction du temps. Les valeurs de densité optique augmentent pendant la journée, mais diminuent la nuit pendant la respiration, indiquant un changement dans la productivité de la biomasse, de sorte que l’intégration d’un capteur de densité optique en temps réel permet de prendre des décisions de gestion efficaces sur l’ensemble du système de production d’algues. Dans cette analyse, des gaz de combustion ont été injectés à partir d’environ 8h00.à 18h00 mais n’a pas été injecté entre 18h00 et 8h00.Ce cycle jour/nuit reflète l’exposition à la lumière du jour et le manque de lumière pendant la nuit, et par conséquent, l’activation de la photosynthèse ou de la photorespiration respectivement. Comme l’illustre cette figure, à mesure que le taux de croissance des algues augmente, il faut plus de gaz de combustion, ce qui confirme que le système d’injection par impulsions de gaz de combustion est efficace pour faciliter la capture et l’utilisation du carbone grâce à la culture de microalgues. D’autres paramètres physico-chimiques peuvent également être utilisés pour établir une corrélation entre les paramètres et la croissance et la productivité des algues.Il est important de s’assurer que le système de pH est correctement configuré et que tous les capteurs sont calibrés avant d’inoculer les bassins de raceway avec des microalgues. D’autres méthodes qui peuvent être mises en œuvre avec le bassin de raceway tout en produisant de la biomasse de microalgues comprennent l’extraction de lipides, de glucides ou de pigments, les mesures de poids sec sans cendres et le suivi de la qualité de la PCR.

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Les gaz de combustion des centrales est une source de CO 2 pas cher pour la croissance des algues. Nous avons construit "gaz de combustion à des algues de culture" prototype systèmes et décrit comment redimensionner le processus de culture des algues. Nous avons démontré l'utilisation d'un modèle bio-réaction de transfert de masse afin de simuler et de concevoir le fonctionnement optimal du gaz de fumée pour la croissance de la Chlorella sp. en algues photobioréacteurs.

Optimiser les réglages des gaz de combustion pour la promotion de la croissance des microalgues en photobioréacteurs via des simulations informatiques

L’intégration de la culture de microalgues avec les gaz de combustion industriels introduira finalement des métaux lourds et d’autres composés inorganiques dans le milieu de croissance. Cette étude présente une procédure utilisée pour déterminer le devenir final et l’impact des métaux lourds et des contaminants inorganiques sur la croissance de Nannochloropsis salina cultivé dans des photobioréacteurs.

Quantification des métaux lourds et d&#39;autres contaminants inorganiques sur la productivité des microalgues

Une méthode expérimentale est présentée pour comparer les performances de la petite (100 L) et de grande taille (1000 L) échelle des réacteurs conçus pour les algues d'assainissement de la décharge des eaux usées. Les caractéristiques du système, y compris la surface au rapport de volume, temps de rétention, la densité de la biomasse, et les concentrations d'alimentation des eaux usées, peuvent être ajustées en fonction de l'application.

Comparaison de l&#39;échelle dans un système de réacteur photosynthétique pour algales assainissement des eaux usées

Cet article décrit le processus d'assemblage et le fonctionnement d'un bioréacteur photosynthétique à l'échelle du banc qui peut être utilisé, en conjonction avec d'autres méthodes, pour estimer les paramètres de croissance cinétique pertinents. Ce système surveille en permanence le pH, la lumière et la température en utilisant des capteurs, une unité d'acquisition et de contrôle de données et un logiciel d'acquisition de données open source.

Construction et mise en place d&#39;un bioréacteur photosynthétique Algal à échelle de banc avec surveillance de la température, de la lumière et du pH pour les tests de croissance cinétique

Nous présentons ici un protocole visant à construire le laboratoire bulle colonne photobioréacteurs et utilisez-les pour la culture micro-algues. Il fournit également une méthode pour déterminer le taux de croissance de la culture et de la teneur en lipides neutres.

Culture de microalgues vertes en bulle colonne photobioréacteurs et un dosage des lipides neutres

La culture halenique à l'échelle du banc facilite la caractérisation microalgale et l'optimisation de la productivité avant l'intensification des processus ultérieurs. Les photobioréacteurs fournissent le contrôle nécessaire pour des expériences microalgal fiables et reproductibles et peuvent être adaptés pour cultiver en toute sécurité des microalgues avec les gaz corrosifs (CO2, SO2, NO2) à partir d'émissions de combustion municipales ou industrielles.

Culture de microalgues et quantification de la biomasse dans un photobioréacteur à l'échelle du banc avec des gaz de flue corrosif

Cette publication décrit la conception de photobioréacteurs de laboratoire (PBR) avec des régimes lumineux personnalisables. La croissance des cyanobactéries ou des microalgues, utilisant le bicarbonate comme source de carbone, est surveillée en permanence en mesurant la production volumétrique d’oxygène. Ces PBR facilitent des comparaisons rapides et répliquées de la croissance en laboratoire avec peu d’intervention de l’utilisateur pendant les expériences.

Fonctionnement de photobioréacteurs de laboratoire avec mesures de croissance en ligne et régimes de lumière personnalisables

La pollution de l’air a un impact sur la qualité de vie de tous les organismes. Nous décrivons ici l’utilisation de la biotechnologie des microalgues pour le traitement du biogaz (élimination simultanée du dioxyde de carbone et du sulfure d’hydrogène) et la production de biométhane par le biais de bassins d’algues semi-industriels ouverts à haut débit et l’analyse ultérieure de l’efficacité du traitement, du pH, de l’oxygène dissous et de la croissance des microalgues.

Purification du biogaz par l’utilisation d’un système microalgue-bactérien dans des étangs semi-industriels à haute teneur en algues

Nous avons développé une méthodologie pour effectuer des croisements dans viridis Setaria viridis (S.). Le procédé consiste à tailler la panicule préalable à un traitement à l'eau chaude pour tuer pollen viable. Croix sont effectuées suivant un régime de croissance bien maîtrisée et aboutissent généralement à la reprise de 1 à 7 pollinisation croisée semences / s par panicule.

Méthodes pour effectuer des croix dans<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Un nouveau système modèle pour les graminées

Procédé pour la détermination de la teneur en acides gras et de la composition en micro-algues sur la base de la rupture mécanique des cellules, le solvant d'extraction à base de lipide, de transestérification, et la quantification et l'identification des acides gras par chromatographie en phase gazeuse est décrit. Un étalon interne tripentadecanoin est utilisé pour compenser les pertes possibles lors de l'extraction et de transestérification incomplète.

Analyse de la teneur en acide gras et de la composition en microalgues

Découvrez la culture de microalgues avec capture du carbone industriel en utilisant un système semi-automatique contrôlé par capteur de pH. Cette méthode permet de surveiller la croissance en temps réel et de réduire les émissions de CO2 des centrales électriques.

Couplage de la capture du carbone d’une centrale électrique avec des étangs ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues (Vidéo) | JoVE Journal

Couplage de la capture du carbone d’une centrale électrique avec des étangs ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues

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